Name: Haute densité électroencéphalographie Acquisition dans un modèle Rongeur Utilisation de faible coût et Open-source Ressources (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Apprenez à construire et implanter un montage EEG transcranien haute densité chez la souris avec cette méthode peu coûteuse et reproductible. Idéal pour étudier les réseaux neuronaux en neurosciences.

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Ce travail a été soutenu par la subvention de formation en recherche encadrée (ARM) de la Fondation pour l’enseignement et la recherche en anesthésie, par les subventions GM107117 (MBK) et GM088156 (MBK) des National Institutes of Health, et par le Département d’anesthésiologie et de soins intensifs de la Perelman School of Medicine de l’Université de Pennsylvanie.

<ol><li>Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. -S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+electroencephalography+in+freely+moving+mic%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">High resolution electroencephalography in freely moving mic.</a> J. Neurophysiol. 104 (3), 1825-1834 (2010).</li>
<li>Lee, M., Kim, D., Shin, H., Sung, H., Choi, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-density+EEG+Recordings+of+the+Freely+Moving+Mice+using+Polyimide-based+Microelectrode%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode.</a> J Vis Exp. (47), e2-e5 (2011).</li>
<li>Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A. M., Kiss, J. Z., Michel, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+for+studying+large-scale+neuronal+networks+using+EEG+mapping+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques.</a> Neuroimage. 42 (2), 591-602 (2008).</li>
<li>Sabourin, M. E., Cutcomb, S. D., Crawford, H. J., Pribram, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+correlates+of+hypnotic+susceptibility+and+hypnotic+trance%3A+spectral+analysis+and+coherence%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Psychophysiol%22%5BJournal%5D)">EEG correlates of hypnotic susceptibility and hypnotic trance: spectral analysis and coherence.</a> Int J Psychophysiol. 10 (2), 125-142 (1990).</li>
<li>Miller, E. K., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All+My+Circuits%3A+Using+Multiple+Electrodes+to+Understand+Functioning+Neural+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">All My Circuits: Using Multiple Electrodes to Understand Functioning Neural Networks.</a> Neuron. 60 (3), 483-488 (2008).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+Neurotechnologies+for+Chronic+Neural+Interfaces%3A+New+Horizons+and+Clinical+Opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced Neurotechnologies for Chronic Neural Interfaces: New Horizons and Clinical Opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li>
<li>Logothetis, N. K., Kayser, C., Oeltermann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Measurement+of+Cortical+Impedance+Spectrum+in+Monkeys%3A+Implications+for+Signal+Propagation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In Vivo Measurement of Cortical Impedance Spectrum in Monkeys: Implications for Signal Propagation.</a> Neuron. 55 (5), 809-823 (2007).</li>
<li>Michel, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+source+imaging+of+human+brain+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Rev%22%5BJournal%5D)">Electric source imaging of human brain functions.</a> Brain Res Rev. 36 (2-3), 108-118 (2001).</li>
<li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex%3A+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiol Rev. 65 (1), 37-100 (1985).</li>
<li>Cook, I. A., O'Hara, R., Uijtdehaage, S. H. J., Mandelkern, M., Leuchter, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+accuracy+of+topographic+EEG+mapping+for+determining+local+brain+function%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Assessing the accuracy of topographic EEG mapping for determining local brain function.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 107 (6), 408-414 (1998).</li>
<li>Teplan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamentals+of+EEG+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Meas+Sci+Rev%22%5BJournal%5D)">Fundamentals of EEG measurement.</a> Meas Sci Rev. 2, 1-11 (2002).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. a, Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-+EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents- EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Kahana, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Cognitive+Correlates+of+Human+Brain+Oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The Cognitive Correlates of Human Brain Oscillations.</a> J Neurosci. 26 (6), 1669-1672 (2006).</li>
<li>Olejniczak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiologic+basis+of+the+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Neurophysiologic basis of the EEG.</a> J Clin Neurophysiol. 23 (3), 186-189 (2006).</li>
<li>Thut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulating+Brain+Oscillations+to+Drive+Brain+Function%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Modulating Brain Oscillations to Drive Brain Function.</a> PLoS Biol. 12 (12), 1-4 (2014).</li>
<li>Buzsáki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+Oscillations+in+Cortical+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuronal Oscillations in Cortical Networks.</a> Science. 304, 1926-1929 (2004).</li>
<li>Crick, F., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+neurobiological+theory+of+consciousness%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Towards a neurobiological theory of consciousness.</a> Semin Neurosci. 2, 263-275 (1990).</li>
<li>Murakami, S., Okada, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+principal+neocortical+neurons+to+magnetoencephalography+and+electroencephalography+signals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Contributions of principal neocortical neurons to magnetoencephalography and electroencephalography signals.</a> J Physiol. 575 (3), 925-936 (2006).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+Mouse+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates.+3rd+ed%22">The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 3rd ed</a>. , Elsevier. New York. (2007).</li>
<li>Lein, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+atlas+of+gene+expression+in+the+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain.</a> Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).</li>
<li>Allen Mouse Brain Atlas. , Allen Institute for Brain Science. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://mouse.brain-map.org">http://mouse.brain-map.org</a> (2015).</li>
<li>Berger, R. D., Akselrodv, S., Gordon, D., Cohen, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Efficient+Algorithm+for+Spectral+Analysis+of+Heart+Rate+Variability%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">An Efficient Algorithm for Spectral Analysis of Heart Rate Variability.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 33 (9), 900-904 (1986).</li>
<li>Pan, J., Tompkins, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Real-Time+QRS+Detection+Algorithm%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A Real-Time QRS Detection Algorithm.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 32 (3), 230-236 (1985).</li>
<li>Moody, G. B., Mark, R. G., Zoccola, A., Mantero, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+Respiratory+Signals+from+Multi-lead+ECGs%5BTitle%5D)+AND+%22Comput+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Derivation of Respiratory Signals from Multi-lead ECGs.</a> Comput Cardiol. 12, 113-116 (1985).</li>
<li>Thongpang, S., Richner, T. J., Brodnick, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Micro-Electrocorticography+Platform+and+Deployment+Strategies+for+Chronic+BCI+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+EEG+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A Micro-Electrocorticography Platform and Deployment Strategies for Chronic BCI Applications.</a> Clin EEG Neurosci. 42 (4), 259-265 (2011).</li>
<li>Laird, H. E. I., Hermansen, J. E., Huxtable, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+electrode-cannula+unit+for+intracerebral+electrical+stimulation%2C+EEG+recording+and+drug+administration+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacolgy+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">An electrode-cannula unit for intracerebral electrical stimulation, EEG recording and drug administration in small animals.</a> Pharmacolgy Biochem Behav. 10 (2), 429-431 (1979).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La construction à faible coût et des mesures chirurgicales nécessaires pour atteindre correctement un 26 canal, à haute densité EEG montage dans une souris est décrite. épidurale contact d&#39;électrode est critique pour l&#39;acquisition de signaux d&#39;EEG de qualité dans ce système. Deux étapes dans l&#39;adresse de protocole cette question: pin rognage pour correspondre le contour du cerveau, et têtière implantation avant le renforcement acrylique. Il est important de ne pas couper une broche trop courte au cours de la phase de construction. Lors de l&#39;implantation des frontispices, il est impératif de vérifier le placement de la broche avant le renforcement acrylique final. Une façon de confirmer le contact de l&#39;électrode appropriée est au moyen de tests d&#39;impédance. Ostensiblement, impédances de 5-10 kQ suggèrent le placement épidural approprié. 26 &#160; Les mesures d&#39;impédance démontrent la durabilité des frontispices, en tant que valeurs d&#39;impédance d&#39;électrodes sont stables dans ce 5-10 gamme kQ pendant au moins 4 mois après l&#39;implantation. L&#39;autreétape essentielle consiste à aligner les broches EMG avec les deux plus postérieur rangées de l&#39;EEG brique 2 x 7. Cela est essentiel pour la connexion de l&#39;adaptateur, comme EMG désaligné et les broches EEG se traduira par une incapacité à se connecter l&#39;adaptateur ou broches d&#39;adaptateur courbées. Un avantage majeur de ce système d&#39;acquisition est la facilité de modification de la forme du réseau d&#39;électrodes afin d&#39;optimiser les besoins expérimentaux variés. agencements d&#39;électrodes sur mesure qui sont parfaitement adaptés pour des expériences spécifiques peuvent être facilement créés. Personnalisation pour des expériences spécifiques pourrait combiner EEG avec une canule pour l&#39; administration de médicaments dirigée pour pharmacologique combinée, électroencéphalographie, et des études comportementales. 27 Coiffes, adaptateurs, et les interventions chirurgicales sont facilement adaptés à un grand nombre d&#39;études en suivant les méthodes décrites dans le protocole ci - dessus . Un deuxième avantage majeur de ce système d&#39;acquisition est son faible coût. À l&#39;heure actuelle, ce système d&#39;acquisition peutfiche 128 canaux d&#39;entrée sur jusqu&#39;à 4 câbles séparés, permettant des enregistrements simultanés de 4 souris ou si on le souhaite, les rats ayant une plus forte grilles de densité. Une telle expansion ne nécessiterait des câbles et des adaptateurs supplémentaires. Cette approche à l&#39;acquisition EEG haute densité aborde les inconvénients des autres à haute densité méthodes d&#39;acquisition EEG chez la souris. Le système décrit dans ce travail est haut la main construit avec des matériaux simples et utilise ouvert le matériel source et un logiciel qui est peu coûteux et stable, permet des mesures répétées dans le même animal au fil des mois, permet la libre circulation au cours d&#39;une expérience, et ne nécessite pas de souris pour être anesthésié pour l&#39;enregistrement. Limitations de ce système est qu&#39;il n&#39;a été validé à ce jour chez les souris qui pèsent 20 g ou plus, et sont âgés de plus de 12 semaines. souris plus petites ou plus jeunes peuvent avoir des difficultés avec l&#39;implantation de têtière. Une limitation secondaire de cette méthode est l&#39;incapacité de contrôler précisément la profondeur de l&#39;électrode après headpfabrication IECE. Toutefois, cette même limitation concerne des électrodes vis EEG traditionnelles car il n&#39;y a aucun moyen de savoir précisément la pré-mortem profondeur par rapport à la surface corticale de vis. Dépannage pour cette méthode implique généralement bien blindage signal d&#39;interférence de la souris lorsque attaché afin d&#39;obtenir le signal sans bruit. tableaux EEG haute densité sont essentielles pour les analyses spatiotemporelles complexes de données EEG qui sont la nouvelle norme dans l&#39;interprétation moderne de l&#39;EEG. Bien que la distribution spatiale d&#39;un potentiel évoqué visuel est illustré, les données acquises à l&#39;aide de ce système peuvent être analysées en utilisant des techniques d&#39;imagerie de source électrique et des mesures de connectivité neuronales. Une réduction de 60% à 70% de la surface de contact entre ces broches d&#39;électrodes par rapport aux contacts à vis classiques permet plus précisément le signal de localisation, comme le montre la figure 4. En utilisant des techniques analytiques à haute densité dans des souris génétiquement modifiées, suivant Pharmacolintervention ogi, ou chez les animaux présentant une pathologie intrinsèque tels que les troubles épileptiques peuvent aider à discerner les mécanismes générant des oscillations corticales spécifiques, localiser les sources d&#39;ERPs et EPs, et de révéler les propriétés du réseau à grande échelle. Par de meilleurs systèmes humains paralléliseur, cette approche permettra d&#39;améliorer les modèles de petits animaux de la neurophysiologie humaine et neuropathologie, fournissant une traduction plus facile des découvertes faites dans des modèles de rongeurs à la pertinence scientifique et clinique chez l&#39;homme.

L&#39;activité neuronale peut être enregistrée extracellulaire avec différents niveaux de granularité de microscopiques (potentiels d&#39;action individuels) à mésoscopiques (des potentiels de champ locaux) à macroscopique (électroencéphalogramme). Ces traces encéphalogramme sont analysés de façon classique dans le domaine fréquentiel pour caractériser le comportement, neurophysiologique, ou états électrophysiologiques. Cela peut être fait avec un seul biopotentielle, 4 mais les enregistrements EEG densité clairsemées ne peut pas résoudre la composante spatiale de l&#39; activité neuronale. Analyse de l&#39; électroencéphalogramme moderne repose sur plusieurs électrodes pour produire des cartes détaillées de la distribution spatio - temporelle de l&#39; activité corticale afin de corréler cette activité avec des conditions psychologiques spécifiques et des processus physiologiques. 5-7 Deux des catégories les plus couramment utilisés d&#39;analyse nécessitant des montages EEG à haute densité sont imagerie source électrique et des mesures de connectivité réseau de neurones. 8-11 <p class="jove_content"&gt; Imagerie source électrique comprend la localisation des régions du cerveau fonctionnellement actives. la cartographie topographique du réseau d&#39;électrodes peut visualiser la densité de source de courant de l&#39;activité électrique dans le cerveau au cours de l&#39;événement lié potentiels (ERP) et des potentiels évoqués (BNPA). Source électrique localisation est couramment utilisé dans les deux études de saisie, ainsi que dans la distribution d&#39;énergie des analyses. 12-15 Depuis EEG a haute résolution temporelle, les études EEG permettre une évaluation en temps réel des ERPs et EPs ainsi que l&#39; analyse temporellement précise post hoc. 3,11 12 Associant états et des fonctions cognitives avec le jeu des oscillations observées sur l&#39;électroencéphalogramme est le but ultime des diverses mesures de connectivité de réseau neuronal. De nombreuses études ont montré la synchronisation et le verrouillage de phase d&#39;oscillations entre les différentes régions du cerveau sont associées à des états spécifiques de l&#39; éveil, l&#39; attention et l&#39; action 6,13,14,16-19. </sup&gt; Démonstration de telles associations de signaux entre les régions du cerveau nécessite des réseaux de haute densité qui permettent des évaluations de la connectivité réseau. localisation Source et réseau analyse des signaux EEG origine avec des études chez l&#39;homme, mais les enquêtes sur la base neuronale de ces signaux comportent nécessairement des modèles animaux, car ils nécessitent des techniques invasives qui sont autrement impossibles chez les humains. Afin de reproduire ces analyses dans des modèles de rongeurs, un procédé de capture des signaux EEG à haute densité dans le cerveau d&#39;un rongeur est nécessaire. Alors que d&#39;autres groupes ont construit des réseaux de microélectrodes à haute densité pour une utilisation chez les souris, ces approches sont de disponibilité limitée aux chercheurs, sans accès à des installations de nanofabrication, ne sont pas assez robustes pour des expériences répétées sur une longue période de temps, ou sont limités à utiliser dans anesthésié souris. 1-3,7 Un protocole faible alternative économique pour la construction de haute densité chronique, transcrânienne électrode array est démontré ici. L&#39;approche de l&#39;acquisition du signal décrit ici ne se limite pas à l&#39;EEG, mais comprend des signaux électromyographiques (EMG). Acquisition de signaux EMG peut être une approche complémentaire pour définir l&#39;état de comportement et est particulièrement utile pour les études sur le sommeil. Cette approche fournit un intermédiaire entre coûteux, ultra-haute densité des grilles intracrâniennes, et les numéros de plomb limitées possibles avec des électrodes à vis traditionnelles qui sont insuffisants pour les approches d&#39;analyse avancées. La conception de têtière est facilement construit et abordable pour les études à haut débit. L&#39;utilisation de ce système d&#39;acquisition conjointement avec des techniques de manipulation génétique ou pharmacologiques variées au sein des modèles de rongeurs peuvent aider à découvrir les mécanismes de génération corticale d&#39;oscillation, des divergences de comportement de véritables différences génotypiques, localisation des sources d&#39;ERPs et EPs, et de communication de réseau à grande échelle.

<table><tbody><tr><td>Amplificateur 32 canaux RHD2132 headstage</td><td>Intan Technologies</td><td>C3314</td><td></td></tr><tr><td>Aquistion Board</td><td>Open Ephys</td><td>v2.2</td><td></td></tr><tr><td>100 Position Receptable Connector</td><td>Digi-Key</td><td>ED85100-ND</td><td></td></tr><tr><td>Headpiece Acetone (1 L)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>179973-1L</td><td></td></tr><tr><td>Razor Blade (paquet de 100)</td><td>McMaster Carr</td><td>3962A4</td><td></td></tr><tr><td>Pince coupante</td><td>MSC Industrial</td><td>321786</td><td></td></tr><tr><td>2 parties Epoxy</td><td>McMaster Carr</td><td>7605A18</td><td></td></tr><tr><td>Fil d’argent revêtu de PFA (25 pi)</td><td>A-M Systems</td><td>787000</td><td>EMG</td></tr><tr><td>Wire CircuitWriter Pen</td><td>MCM Electronics</td><td>200-175</td><td>Applicateur en argent pour pointes d’électrodes</td></tr><tr><td>Connecteur nano-miniature mâle à deux rangées à 36 positions</td><td>Connecteur omnétique Corporation</td><td>A79028-001</td><td>Adaptateur de tête à amplificateur</td></tr><tr><td>Conn Strip Header 2 x 50</td><td>Digi-Key</td><td>ED83100-ND</td><td>Adaptateur de tête à</td></tr> amplificateur <tr><td>Clidox Base et Acitvator</td><td>Pharmacal</td><td>95120F & 96120F</td><td>Stérilisant</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Priamal Enterprises Ltd</td><td>66794-019-10</td><td></td></tr><tr><td>Oxygène</td><td>Airgas</td><td>OX USP300</td><td></td></tr><tr><td>Régulateur de température en boucle fermée</td><td>CWE Inc.&nbsp ;</td><td>08-130000</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux courbés</td><td>FST</td><td>14085-09</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de bupivicaïne à 0,25 %</td><td>Hospira</td><td>0409-1159-02</td><td>Anesthésique local</td></tr><tr><td>méloxicam 5 mg/ml</td><td>Henry Schein</td><td>6451602845</td><td>Soulagement de la douleur/inflammation Chlorure</td></tr><tr>de<td>sodium à 0,9 %</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-20</td><td>Fluides</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Hospira</td><td>0409-0806-01</td><td>Antibactérien</td></tr><tr><td>No.11 Scapel jetable (20 pk)</td><td>Feather</td><td>2975#11</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>FST</td><td>18052-3</td><td></td></tr><tr><td>Cotons-tiges (1,000 pk)</td><td>MSC Industrial</td><td>8749574</td><td></td></tr><tr><td>0.5 mm Micro drill Bit</td><td>FST</td><td>19007-05</td><td></td></tr><tr><td>Foret stéréotaxique</td><td>Kopf</td><td>Modèle 1471</td><td></td></tr><tr><td>Courbé Pince</td><td>Roboz</td><td>RS-5136</td><td></td></tr><tr><td>Méthacrylate de méthyle</td><td>A-M Systems</td><td>525000</td><td>Ciment pour tête</td></tr><tr><td>Composé de réticulation de méthacrylate de méthyle</td><td>A-M Systems</td><td>526000</td><td></td></tr><tr><td>Hémostats incurvés</td><td>FST</td><td>13003-10</td><td>Aide à la connexion de l’adaptateur</td></tr><tr><td>RHD2000 câble d’interface SPI standard (3ft)</td><td>Intan Technologies</td><td>C3203</td><td></td></tr><tr><td>Bras en porte-à-faux</td><td>Instech</td><td>MCLA</td><td></td></tr><tr><td>Micro Spatule (12 pk)</td><td>Fischer Scientific</td><td>S50822</td><td></td></tr><tr><td>Station de soudure numérique</td><td>MCM Electronics</td><td>21-10115</td><td></td></tr><tr><td>Rosin Core Solder 60/40 Tin/Lead</td><td>MCM Electronics</td><td>21-1045</td><td></td></tr><tr><td>Color Craze Vernis à ongles avec durcisseurs (à base de nitrocellulose)</td><td>L.A. Colors</td><td>CNP508</td><td></td></tr><tr><td>Instrument stéréotaxique pour petits animaux avec console d’affichage numérique</td><td>Kopf</td><td>modèle 940</td><td></td></tr></tbody></table>

haute densité électroencéphalographie acquisition dans un modèle rongeur utilisation de faible coût et open-source ressources

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

techniques électroencéphalographiques avancées d&#39;analyse nécessitant une haute résolution spatiale, y compris l&#39;imagerie et les mesures de connectivité réseau source électrique, sont applicables à une diversité croissante de questions en neurosciences. L&#39;exécution de ces types d&#39;analyses dans un modèle de rongeur nécessite la densité de l&#39;électrode supérieure à électrodes à vis traditionnelles peuvent accomplir. Bien qu&#39;il existe plus forte densité montages électroencéphalographiques pour les rongeurs, ils sont d&#39; une disponibilité limitée à la plupart des chercheurs, ne sont pas assez robustes pour des expériences répétées sur une longue période de temps, ou se limitent à utiliser chez les rongeurs anesthésiés. 1-3 Un faible coût proposé procédé de construction d&#39;une structure durable et de haute comptage, transcrânienne réseau d&#39;électrodes, constitué de pièces de tête bilatéralement implantable est étudiée en tant que moyen pour effectuer des analyses de pointe électroencéphalogramme chez les souris ou les rats. Les procédures de fabrication et de têtière implantation chirurgicale nÉCESSAIRE pour produire un rapport signal à bruit, basse impédance électroencéphalographie et signaux électromyographiques sont présentés. Bien que la méthodologie est utile chez les rats et les souris, ce manuscrit se concentre sur la mise en œuvre plus difficile pour le crâne de la souris plus petite. Librement souris mobiles sont seulement attachés à des câbles via un adaptateur commun lors de l&#39;enregistrement. Une version de ce système d&#39;électrodes qui comprend 26 canaux électroencéphalographique et 4 canaux électromyographiques est décrit ci-dessous.

Exemples de données enregistrées dans une souris se déplaçant librement implanté avec un EEG têtière haute densité est représentée sur la figure 3. Formes d&#39; onde EEG individuels correspondent au schéma de canal cartographie montre la figure 2. Des exemples de cervicales et thoraciques EMG sont également affichés dans la figure 3. a noter que l&#39;enregistrement EMG thoracique contient également une activité électrique provenant incorporé dans le coeur de la souris qui devient évident quand un signal différentiel entre les deux fils d&#39;EMG du thorax (T) est calculée. Avec cet enregistrement , il est également possible de calculer la fréquence cardiaque de la souris en mesurant le temps entre les pointes de QRS électrocardiographiques. 23-24 De même, il est possible de mesurer la fréquence respiratoire de la souris en calculant la variabilité phasique de la pointe de QRS que la cavité thoracique se dilate et contrats avec chaque souffle. 25 par conséquent, permis cette installation pour l&#39; acquisition opolysomnographie murin f. De plus, la configuration permet la cartographie corticale des potentiels évoqués visuels (figure 4). Lorsqu&#39;une impulsion 10 msec de lumière est livré seulement à l&#39;œil gauche de la souris, les réponses classiques sont enregistrées dans le controlatérale (mais pas ipsilatéral) cortex visuel primaire qui sont suivies par une réponse retardée dans controlatéral cortex visuel secondaire. Le film incorporé dans la figure 4 montre le potentiel électrique variant dans le temps à travers la totalité de la surface corticale ainsi que des graphiques de l&#39; activité dans controlatérale V1 et V2. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> AP </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3.3 </td><td></td><td></td><td> 0 </td><td> 0 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td></td><td> 0,4 </td><td> 0,6 </td><td> 0,6 </td><td> 0,4 </td><td></td&gt; </tr><tr><td> 0,7 </td><td></td><td> 0,6 </td><td> 0,9 </td><td> 0,9 </td><td> 0,6 </td><td></td></tr><tr><td> -0.6 </td><td></td><td> 0,9 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 0,9 </td><td></td></tr><tr><td> -1.9 </td><td></td><td> 1 </td><td> 1.1 </td><td> 1.1 </td><td> 1 </td><td></td></tr><tr><td> -3.2 </td><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> -4.5 </td><td> 3 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 0,7 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> ML </td><td></td><td> -2.3 </td><td> -1 </td><td> 1 </td><td> 2.3 </td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 1:. Pin Parage Longueurs Cette figure montre les longueurs de rognage nécessaires, en mm, par broche pour la têtière. Longueurs pour broches rognage ont été acquises à partir d&#39;un atlas du cerveau de la souris. Un Fter broches rognage, le casque correspond au profil de la surface du cerveau. 20 broches EMG sont complètement coupés comme les fils utilisés pour enregistrer le signal EMG sont soudés sur le talon de la broche. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig1.jpg" /> Figure 1:. Headpiece Composants, intermédiaires étapes de construction et de connexion pour l&#39; enregistrement Ce chiffre indique la matière première utilisée pour créer des coiffes. A partir d&#39;une prise connecteur 100 broches, petits 2 x 7 et 2 x 1 composants sont créés. A noter que dans le composant 2 x 1, le bord initial de la 2 x 50 est intact, ce qui permet la construction headpiece uniforme et permet une adaptation pour se connecter à de nombreuses souris implantées. La Figure 1B et 1C présentent les matières premières nécessaires à la création de l&#39;adaptateur de l&#39;élément de tête à l&#39;amplificateur. 1B présente l&#39;extrémité de la pièce de têtel&#39;adaptateur similaire est coupé vers le bas pour se connecter à la têtière. On notera que cette 2 x 1 comporte encore une arête d&#39; origine de la pièce brute, assurant la connexion entre l&#39;adaptateur et l&#39;embout supérieur. La figure 1C montre l&#39;extrémité de l&#39;adaptateur qui se connecte à l&#39;amplificateur. La figure 1D illustre l&#39;enduit d&#39; époxyde de 2 x 7 et 2 x 1 composants ainsi que des fils préparés EMG pour l&#39; enregistrement du signal. Figure 1E montre un casque terminée. Figure 1F affiche un adaptateur terminée. Figure 1G montre une bonne connexion entre les frontispices et l&#39;adaptateur. Enfin, la figure 1H montre une souris implanté avec adaptateur connecté et amplificateur. La puce de l&#39; amplificateur est connecté à un câble d&#39;interface qui fonctionne à la carte d&#39;acquisition (non représenté). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <pclass = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig2.jpg" /> Figure 2:. Electrode Montage et Diadème Entièrement construite Cette figure montre le placement des électrodes par rapport au cerveau de souris. emplacements des électrodes sont basées sur les coordonnées stéréotaxiques de bregma. Coordonnées pour chaque électrode peut être trouvé à l&#39;étape 4.8 du protocole. la couleur de l&#39;électrode correspond aux régions du cerveau sous-jacentes à chaque électrode. Blanc = frontal cortex associatif (FrA), Orange = moteur primaire cortex (M1), Rose = secondaire cortex moteur (M2), vert foncé = primaire cortex somatosensoriel, région forelimb (S1FL), vert = primaire cortex somatosensoriel, zone dysgranular (S1DZ ), Green Light = cortex somatosensoriel primaire, champ de canon (S1BF), Jaune = pariétal médial cortex associatif (MPTA), bleu foncé = primaire cortex visuel (V1), bleu clair = cortex visuel secondaire, zone mediomedial (V2MM), Noir = dy rétrosplénialcortex sgranular (RSD). 20 Common Reference / RDC est représenté aussi bien. Ce système de référence minimise l&#39;artefact respiratoire dans le signal brut. Les numéros associés à chaque électrode individuelle fournissent une carte de canal pour l&#39;ensemble du réseau. Image modifiée de Allen Atlas de cerveau de souris. 21,22 Figure 2B montre un casque entièrement construit à l&#39; échelle par rapport à un sou. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig3.jpg" /> Figure 3: EEG de l&#39; échantillon et EMG Traces de l&#39;électrode Montage des formes d&#39; onde d&#39;électrodes correspondent à la cartographie du canal représenté sur la figure 1A.. EMG cervicale (C) permet de déterminer le tonus musculaire nucale (+). signaux EMG contiennent également des impulsions électriques cardiaques QRS(*). Les barres d&#39;échelle de 200 mV pour trace amplitude et 1 sec pour une durée de trace sont affichés. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/54908/54908fig4.jpg" /> Figure 4: Répartition spatiale des potentiels évoqués visuels Répartition spatiale de l&#39;application suivante potentiel évoqué d&#39;un flash de lumière unilatérale administré seulement à l&#39;oeil gauche.. diagramme supérieur représente la haute densité EEG montage avec chaque cercle représentant une électrode. Changement de couleur au fil du temps correspond aux variations de tension au fil du temps pour chaque électrode respective. Au temps = 0 msec, une impulsion 10 lumineuse msec est livré et représenté dans la figure du milieu. graphique bas illustre signifie traces potentiels évoqués pour controlatérale V1 et V2 EEG électrodes (essais n = 108 EP). pul Lumièrese produit à 0 msec. Notez que la réponse potentielle évoquée correspondante est observée dans V1 controlatéral (trace noire), suivi d&#39;un temps de latence plus réponse évoquée potentiel V2 controlatéral (trace rouge). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54908/Figure_4.mov" target="_blank">(Clic droit pour télécharger).</a>

Instructions pour la construction à faible coût et l’implantation chirurgicale d’un montage électroencéphalographique transcrânien chronique à haute densité chez la souris sont fournies. Les techniques d’enregistrement, d’extraction et de traitement du signal sont également décrites.

Haute densité électroencéphalographie Acquisition dans un modèle Rongeur Utilisation de faible coût et Open-source Ressources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

L'objectif général de cette méthodologie est de présenter un protocole alternatif peu coûteux pour la construction et l'enregistrement à l'aide d'un réseau chronique d'électrodes transcrâniennes à haute densité. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en neurosciences, telles que l'organisation à grande échelle des réseaux neuronaux, ainsi que les caractéristiques spatiales et temporelles des réponses évoquées par des stimuli sensoriels. Les principaux avantages de cette technique sont son faible coût, sa reproductibilité et sa facilité d'adaptation selon les besoins de l'expérience.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les analyses complexes de données électroencéphalographiques, son application est idéale pour les études en anesthésiologie, en épileptologie et en neurobiologie du sommeil. Pour fabriquer le casque, commencez par isoler les broches d’un bloc de broches deux par cinquante à l’aide d’une fine couche de vernis à ongles. Ensuite, à l’aide d’une pince, retirez une rangée de broches sur huit en poussant leur extrémité réceptrice à travers le bloc.Une fois que le vernis est complètement sec, retirez le revêtement des extrémités des broches à l’aide d’un petit chiffon et d’acétone. Ensuite, à l’aide d’un rasoir ou d’une pince coupante, découpez les blocs pour former des briques de broches de deux sur sept. Deux de ces briques serviront d’électrodes EEG transcrâniennes.Ensuite, à partir de chaque extrémité d'une brique deux par cinquante, préparez deux briques à broches une par deux afin d'enregistrer le signal EMG en utilisant le même procédé. Chaque brique une par deux doit conserver l'un des côtés lisses extérieurs de la brique deux par cinquante. Pour compléter les deux moitiés du réseau complet, alignez les trous et broches des briques une par deux avec la rangée de broches la plus postérieure d'une brique deux par sept.Ensuite, utilisez une résine époxy bi-composant pour fixer leurs surfaces lisses et renforcez la connexion avec davantage de résine époxy si nécessaire. Laissez les deux moitiés durcir toute la nuit. Pour fabriquer deux fils d’EMG thoracique, commencez par un fil d’argent gainé de 3 cm.Retirez 1 cm d’isolant à une extrémité et formez deux boucles sur le fil nu en l’enroulant autour d’une paire de pinces. Ensuite, retirez 25 mm d’isolant à l’autre extrémité. Préparez ensuite deux fils similaires pour l’EMG cervicale, en commençant par un fil de 1,5 cm.À partir de chaque moitié de l'embout, retirez l'épingle latérale située dans la rangée antérieure la plus éloignée, car cette épingle ne sera pas en contact avec les tissus concernés. Pour fixer les fils, coupez les broches des briques un par deux à 3 mm de leurs extrémités. Ensuite, soudez un fil d'EMG cervical sur la broche antérieure et un fil d'EMG thoracique sur la broche postérieure.Avant de poursuivre, utilisez un multimètre en mode continuité pour vous assurer que chaque broche est électriquement isolée. Connectez les sondes à différentes combinaisons de broches et, si une paire est électriquement couplée, le multimètre émettra un signal sonore. Une fois sec, courbez les fils d'EMG jusqu'à ce qu'ils soient parallèles à l'axe antéropostérieur avec un déplacement latéral minimal.Ensuite, recouvrez les soudures avec du vernis à ongles. Ajustez maintenant la longueur des broches à l’aide d’une pince coupante et d’un atlas cérébral. Identifiez la broche dont la distance ventrale par rapport au bregma sera la plus grande.Ne coupez pas cette broche, mais taillez toutes les autres broches par rapport à celle-ci. Pour terminer les embouts, recouvrez toutes les extrémités des broches d'une solution argentée à l'aide d'un stylo applicateur. Pour préparer un adaptateur, commencez par un connecteur mâle nano à deux rangées de 36 positions.Tout d'abord, raccourcir les fils du connecteur à une longueur uniforme de 2 cm. Ensuite, dénuder 2,5 mm de chaque extrémité de fil. Enfin, souder ensemble les brins du fil fin et couper l'isolant dénudé du fil étamé.Ensuite, créez un connecteur mâle-mâle correspondant pour la pièce frontale à partir d'un bloc d'entête con-strip deux par cinquante broches. Comme précédemment, préparez deux blocs deux par sept et deux blocs deux par un. À présent, soudez l'un des fils de masse du connecteur nano à la broche située à 0,6 mm en avant et à 1 mm en latéral par rapport au bregma.Cette broche sert de référence et de masse lorsqu'on utilise une puce d'amplification RHD 2132. Ensuite, soudez les fils de nano-connecteur étamés du même côté que la connexion de la broche de masse. Étant donné que chaque fil correspond à un canal spécifique, consultez un schéma de cartographie des canaux de l'étage d'amplification et attribuez les canaux en conséquence.Une fois tous les fils soudés à leur broche respective, coupez les fils inutilisés. Ensuite, utilisez un voltmètre pour vous assurer que chaque broche est électriquement isolée des autres broches. Une fois l'isolation électrique confirmée, appliquez une fine couche de vernis à ongles autour de chaque joint de soudure afin d'isoler davantage chaque broche.Ensuite, à l’aide d’une résine époxy bi-composant, renforcez l’adaptateur nano correspondant sur les réseaux de broches bilatéraux des briques mâle-mâle. Aucun excès de résine époxy ne doit se trouver sur les parties médiales des adaptateurs, car cela empêcherait l’insertion simultanée des embouts. Pour une durabilité accrue, appliquez de la résine époxy à la base du connecteur nano.Veillez à recouvrir toutes les jonctions de soudure avec de l'époxy. Une fois l'époxy durcie, confirmez le câblage des canaux à l'aide de mesures d'impédance. Après avoir fixé correctement la souris et défini le bregma comme origine du système de coordonnées stéréotaxiques, niveler le crâne selon l'axe médio-latéral et l'axe antéro-postérieur.Ensuite, à l’aide d’un foret microscopique de 0,5 mm de diamètre, percer des trous de trépanation espacés de 1,3 mm et situés à 1 mm de la ligne médiane, en commençant à 3,3 mm en avant du bregma et en terminant à 4,5 mm en arrière du bregma. Réaliser deux rangées bilatéralement. Puis, percer des trous de trépanation de chaque côté de la ligne médiane, espacés de 1,3 mm, en commençant à 2 mm en avant du bregma et en terminant à 4,5 mm en arrière du bregma.Maintenant, implantez les pièces crâniennes. À l’aide de pinces droites, préparez des tunnels pour les fils d’EMG destinés aux fils d’EMG thoraciques. À partir de l’arrière de la souris, créez un tunnel de 2,5 cm sous la peau et placez les fils d’EMG dans la cavité.Ensuite, manipulez le bloc EEG à l’aide de pinces courbes de manière à aligner les broches avec les trous de trépanation. Exercez une légère pression et faites légèrement osciller les broches pour les insérer dans le crâne. L’EEG sera stable une fois correctement inséré.Ensuite, ajustez les fils EMG à leurs positions finales. Une fois en place, préparez un mélange un-à-un de méthacrylate de méthyle avec son composé réticulant. Puis, recouvrez l'os du crâne exposé, les parties des électrodes à broche recouvertes de vernis à ongles, ainsi que la portion proximale des fils EMG avec du ciment. Ne couvrez pas les réceptacles femelles du serre-tête ni ne mettez de ciment dans le pelage de l'animal. Une fois que le ciment est sec, la procédure de fixation est terminée. Retirez la souris du cadre stéréotaxique et laissez-la se remettre en surveillant les signes vitaux.Deux semaines après la chirurgie, une souris complètement remise peut être fixée à un câble d'enregistrement via l'adaptateur pour l'habituation. Une fois les souris habituées, elles peuvent être utilisées dans des expériences. Après avoir connecté une souris à la carte d'acquisition à l'aide d'un adaptateur, d'un amplificateur et d'un câble d'interface standard, ouvrez le logiciel d'enregistrement Open E-Fizz.Créez ensuite une chaîne de signaux de rythme FPGA et de visualiseur LFP en faisant glisser les modules dans la chaîne de signaux. Ensuite, obtenez les valeurs d'impédance des électrodes à 30,0 kilo-échantillons par seconde. Puis sélectionnez la fréquence d'échantillonnage souhaitée pour l'enregistrement.Les filtres peuvent également être glissés dans la chaîne de signaux si désiré. Continuez en sélectionnant un chemin d'enregistrement pour les données et la fréquence d'échantillonnage souhaitée. Ensuite, cliquez sur la fenêtre du visualiseur LFP et appuyez sur le bouton de lecture.Maintenant, utilisez la méthode de dessin pour visualiser l'EEG, ajustez la vue en modifiant l'amplitude du signal, la vitesse de balayage et les paramètres de tous les filtres utilisés. Une fois tous les paramètres ajustés, commencez les enregistrements. Les données ont été recueillies à partir d'une souris libre de ses mouvements, munie d'un casque EEG à haute densité.L'enregistrement EMG thoracique contient une activité électrique intégrée, provenant du cœur. L'EMG cervical contient des informations sur le tonus musculaire. Les ondes EEG individuelles correspondent au schéma de cartographie des canaux.À l'aide de cet enregistrement, il est possible de calculer la fréquence cardiaque de la souris en mesurant le temps entre les pics QRS de l'électrocardiogramme. De même, il est possible de mesurer la fréquence respiratoire de la souris en calculant la variabilité phasique du pic QRS lorsque la cavité thoracique se dilate et se contracte à chaque respiration. Ainsi, ce dispositif permet l'acquisition d'une polysomnographie murine.Ce dispositif permet la cartographie corticale des potentiels évoqués visuels. Lorsqu'une impulsion lumineuse de dix millisecondes est délivrée uniquement à l'œil gauche, des réponses classiques sont enregistrées dans le cortex visuel primaire controlatéral, suivies d'une réponse retardée dans le cortex visuel secondaire controlatéral. Cela est facilement observable dans les potentiels électriques variables dans le temps sur toute la surface corticale des régions V1 et V2 controlatérales. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de construire des réseaux microélectrodes à haute densité pour un modèle rongeur, et d'effectuer des enregistrements à partir du réseau implanté.Une fois maîtrisées, les étapes de construction et d'implantation de cette technique peuvent être réalisées en deux heures si elles sont effectuées correctement. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de créer un bon contact électrodermique épidural sans pénétrer la dure-mère. Le rognage des broches et l'attention portée lors de l'implantation des pièces crâniennes offriront les meilleures chances d'obtenir un contact adéquat des électrodes.Bonne chance !

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