Name: Létude des processus dynamiques de Nano-objets de taille dans le liquide en utilisant la transmission de microscopie électronique à balayage (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 29 s
Description: Découvrez la microscopie électronique en transmission à balayage en phase liquide pour observer les nanoparticules d'or dans l'eau. Cette méthode permet d'étudier les processus dynamiques à l'échelle nanométrique.

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Nous remercions E. Arzt pour son soutien à travers l’INM. La recherche a été en partie soutenue par le Concours Leibniz 2014.

<ol><li>Ring, E. A., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+system+for+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Microfluidic system for transmission electron microscopy.</a> Microsc. Microanal. 16, 622-629 (2010).</li>
<li>Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opportunities+and+challenges+in+liquid+cell+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Opportunities and challenges in liquid cell electron microscopy.</a> Science. 350, 9881-9889 (2015).</li>
<li>de Jonge, N., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+of+specimens+in+liquid%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy of specimens in liquid.</a> Nat. Nanotechnol. 6, 695-704 (2011).</li>
<li>Zheng, H., Smith, R. K., Jun, Y. W., Kisielowski, C., Dahmen, U., Alivisatos, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+single+colloidal+platinum+nanocrystal+growth+trajectories%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Observation of single colloidal platinum nanocrystal growth trajectories.</a> Science. 324, 1309-1312 (2009).</li>
<li>Evans, J. E., Jungjohann, K. L., Browning, N. D., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+growth+of+nanoparticles+from+solution+with+in+situ+liquid+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Controlled growth of nanoparticles from solution with in situ liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 11, 2809-2813 (2011).</li>
<li>Alloyeau, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unravelling+kinetic+and+thermodynamic+effects+on+the+growth+of+gold+nanoplates+by+liquid+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Unravelling kinetic and thermodynamic effects on the growth of gold nanoplates by liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 15, 2574-2581 (2015).</li>
<li>Smeets, P. J., Cho, K. R., Kempen, R. G., Sommerdijk, N. A., De Yoreo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+carbonate+nucleation+driven+by+ion+binding+in+a+biomimetic+matrix+revealed+by+in+situ+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Calcium carbonate nucleation driven by ion binding in a biomimetic matrix revealed by in situ electron microscopy.</a> Nat. Mater. 14, 394-399 (2015).</li>
<li>Peckys, D. B., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+Scanning+Transmission+Electron+Microscopy%3A+Imaging+Protein+Complexes+in+their+Native+Environment+in+Whole+Eukaryotic+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Liquid Scanning Transmission Electron Microscopy: Imaging Protein Complexes in their Native Environment in Whole Eukaryotic Cells.</a> Microsc. Microanal. 20, 346-365 (2014).</li>
<li>de Jonge, N., Peckys, D. B., Kremers, G. J., Piston, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+of+whole+cells+in+liquid+with+nanometer+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy of whole cells in liquid with nanometer resolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 2159-2164 (2009).</li>
<li>Evans, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+macromolecular+complexes+with+in+situ+liquid+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Micron%22%5BJournal%5D)">Visualizing macromolecular complexes with in situ liquid scanning transmission electron microscopy.</a> Micron. 43, 1085-1090 (2012).</li>
<li>Dukes, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+microchip+design+and+application+for+in+situ+transmission+electron+microscopy+of+macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Improved microchip design and application for in situ transmission electron microscopy of macromolecules.</a> Microsc. Microanal. 20, 338-345 (2014).</li>
<li>Ring, E. A., Peckys, D. B., Dukes, M. J., Baudoin, J. P., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicon+nitride+windows+for+electron+microscopy+of+whole+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Silicon nitride windows for electron microscopy of whole cells.</a> J. Microsc. 243, 273-283 (2011).</li>
<li>de Jonge, N., Pfaff, M., Peckys, D. B. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/278397751_Practical_Aspects_of_Transmission_Electron_Microscopy_in_Liquid">Practical aspects of transmission electron microscopy in liquid.</a> Adv. Imag. Electr. Phys. 186, 1-37 (2014).</li>
<li>Verch, A., Pfaff, M., De Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exceptionally+slow+movement+of+gold+nanoparticles+at+a+solid%3Aliquid+interface+investigated+by+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Exceptionally slow movement of gold nanoparticles at a solid:liquid interface investigated by scanning transmission electron microscopy.</a> Langmuir. 31, 6956-6964 (2015).</li>
<li>Schneider, N. M., Norton, M. M., Mendel, B. J., Grogan, J. M., Ross, F. M., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jp507400n">Electron-water interactions and implications for liquid cell electron microscopy.</a> J. Phys. Chem. C. 118, 22373-22382 (2014).</li>
<li>Hermannsdoerfer, J., de Jonge, N., Verch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+beam+induced+chemistry+of+gold+nanoparticles+in+saline+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Comm%22%5BJournal%5D)">Electron beam induced chemistry of gold nanoparticles in saline solution.</a> Chem. Comm. 51, 16393-16396 (2015).</li>
<li>Schuh, T., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S163107051300203X">Liquid scanning transmission electron microscopy: Nanoscale imaging in micrometers-thick liquids.</a> C. R. Phys. 15, 214-223 (2014).</li>
<li>Jensen, E., Burrows, A., Molhave, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithic+chip+system+with+a+microfluidic+channel+for+in+situ+electron+microscopy+of+liquids%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Monolithic chip system with a microfluidic channel for in situ electron microscopy of liquids.</a> Microsc. Microanal. 20, 445-451 (2014).</li>
<li>Creemer, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://ieeexplore.ieee.org/document/5428851/">A MEMS reactor for atomic-scale microscopy of nanomaterials under industrially relevant conditions.</a> J. Microelectromech. Syst. 19, 254-264 (2010).</li>
<li>Williamson, M. J., Tromp, R. M., Vereecken, P. M., Hull, R., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+microscopy+of+nanoscale+cluster+growth+at+the+solid-liquid+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Dynamic microscopy of nanoscale cluster growth at the solid-liquid interface.</a> Nat. Mater. 2, 532-536 (2003).</li>
<li>Thiberge, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+electron+microscopy+of+cells+and+tissues+under+fully+hydrated+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Scanning electron microscopy of cells and tissues under fully hydrated conditions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 101, 3346(2004).</li>
<li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+motion+of+DNA-Au+nanoconjugates+in+graphene+liquid+cell+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">3D motion of DNA-Au nanoconjugates in graphene liquid cell electron microscopy.</a> Nano Lett. 13, 4556-4561 (2013).</li>
<li>Yuk, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+EM+of+colloidal+nanocrystal+growth+using+graphene+liquid+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">High-resolution EM of colloidal nanocrystal growth using graphene liquid cells.</a> Science. 336, 61-64 (2012).</li>
<li>Reimer, L., Kohl, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aReimer%2C+L+%22Transmission+electron+microscopy%3A+physics+of+image+formation%22">Transmission electron microscopy: physics of image formation</a>. , Springer. (2008).</li>
<li>Abellan, P., Woehl, T. J., Parent, L. R., Browning, N. D., Evans, J. E., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+influencing+quantitative+liquid+%28scanning%29+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Commun%22%5BJournal%5D)">Factors influencing quantitative liquid (scanning) transmission electron microscopy.</a> Chem. Commun. 50, 4873-4880 (2014).</li>
<li>Woehl, T. J., Jungjohann, K. L., Evans, J. E., Arslan, I., Ristenpart, W. D., Browning, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+procedures+to+mitigate+electron+beam+induced+artifacts+during+in+situ+fluid+imaging+of+nanomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Experimental procedures to mitigate electron beam induced artifacts during in situ fluid imaging of nanomaterials.</a> Ultramicroscopy. 127, 53-63 (2013).</li>
<li>Hohmann-Marriott, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+3D+cellular+imaging+by+axial+scanning+transmission+electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nanoscale 3D cellular imaging by axial scanning transmission electron tomography.</a> Nat. Methods. 6, 729-731 (2009).</li>
<li>Unocic, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+electrochemical+measurements+using+in+situ+ec-S%2FTEM+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Quantitative electrochemical measurements using in situ ec-S/TEM devices.</a> Microsc. Microanal. 20, 452-461 (2014).</li>
<li>Kourkoutis, L. F., Plitzko, J. M., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev-matsci-070511-155004">Electron Microscopy of Biological Materials at the Nanometer Scale.</a> Annu. Rev. Mater. Res. 42, 33-58 (2012).</li>
<li>Chao, W., Harteneck, B. D., Liddle, J. A., Anderson, E. H., Attwood, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+X-ray+microscopy+at+a+spatial+resolution+better+than+15+nm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Soft X-ray microscopy at a spatial resolution better than 15 nm.</a> Nature. 435, 1210-1213 (2005).</li>
<li>Larabell, C. A., Nugent, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+cellular+architecture+with+X-rays%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Struct+Biol%22%5BJournal%5D)">Imaging cellular architecture with X-rays.</a> Curr Opin Struct Biol. 20, 623-631 (2010).</li>
<li>Muller, D. J., Helenius, J., Alsteens, D., Dufrene, Y. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+probing+surfaces+of+living+cells+to+molecular+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Force probing surfaces of living cells to molecular resolution.</a> Nat. Chem. Biol. 5, 383-390 (2009).</li>
<li>Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((atomic+force+microscopy+of+biological+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdiscip.+Rev.+Nanomed.+Nanobiotechnol%22%5BJournal%5D)">atomic force microscopy of biological samples.</a> Wiley Interdiscip. Rev. Nanomed. Nanobiotechnol. 2, 618-634 (2010).</li>
<li>Fleming, A. J., Kenton, B. J., Leang, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bridging+the+gap+between+conventional+and+video-speed+scanning+probe+microscopes%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Bridging the gap between conventional and video-speed scanning probe microscopes.</a> Ultramicroscopy. 110, 1205-1214 (2010).</li>
<li>Sulchek, T., Hsieh, R., Adams, J. D., Minne, S. C., Quate, C. F., Adderton, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+atomic+force+microscopy+in+liquid%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Sci.+Instr%22%5BJournal%5D)">High-speed atomic force microscopy in liquid.</a> Rev. Sci. Instr. 71, 2097-2099 (2000).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit permet de STEM AuNPs dans un liquide, y compris l&#39;observation des processus dynamiques. L&#39;ensemble du support est une technique facile à apprendre. Cependant, plusieurs aspects doivent être pris en considération lorsque l&#39;on travaille avec le liquide support de TEM d&#39;écoulement. Par exemple, les bords brisés de la puce électronique en Si de grosses particules ou les joints toriques peut entraîner une fuite de la cellule liquide. D&#39;autre part, les grosses particules (&gt; 200 nm, par exemple, de la poussière ou Si les débris) sur la membrane de SiN peut se traduire par une augmentation de l&#39; épaisseur de la cellule liquide, ce qui conduit à un faible contraste d&#39;imagerie ou à une faible résolution spatiale et peut même causer fenêtres SiN à briser. Fait important, les résidus de sel ou d&#39;autres produits chimiques peuvent influer sur les résultats des expériences d&#39;une manière indésirable. Par conséquent, il est essentiel que les différentes étapes de préparation de l&#39;échantillon et l&#39;ensemble de support sont réalisées avec soin et dans un environnement propre et sans poussière. L&#39;épaisseur de la CE liquidell détermine la résolution possible, ainsi que le contraste des images obtenues 17. Cette épaisseur peut être ajustée par l&#39;intermédiaire d&#39;écarteurs situés sur l&#39;une des deux puces de silicium. En fonction des dimensions de l&#39;échantillon, des épaisseurs différentes de la cellule de liquide peuvent être réalisés. Pour l&#39;étude des AuNPs, il est possible d&#39;utiliser de petites entretoises (200-500 nm), tandis que les cellules eucaryotes entières ont besoin de grandes pièces d&#39;écartement allant jusqu&#39;à 5 pm. L&#39;épaisseur de la cellule liquide est en outre influencée par le bombement des fenêtres SiN de la membrane résultant de la différence de pression entre le liquide et la cellule vide environnant. Cet effet devient plus prononcé avec de plus grandes fenêtres SiN membranaires. Ainsi, afin de minimiser l&#39;épaisseur de la cellule liquide, il est recommandé d&#39;utiliser de petites fenêtres à membrane de SiN. Dans le cas où il est difficile de trouver un chevauchement entre deux petites fenêtres, ils peuvent être assemblés dans une configuration croisée en utilisant une puce de base différente. D&#39;autres configurations largely empêcher bombé et se composent d&#39;une puce 18 ou membrane monolithiques fenêtres soutenues par des piliers 19, mais ces inconvénients d&#39;exposition concernant le chargement des échantillons. L&#39;un des aspects les plus difficiles de la technologie actuelle est le manque de contrôle précis sur l&#39;épaisseur du liquide. Souvent, le liquide est beaucoup plus épaisse que ce qui est attendu à partir des dimensions d&#39;espacement utilisées, comme l&#39;a montré ici. Plusieurs groupes ont utilisé des chambres fermées liquides 4, 20, 21, 22; ces systèmes présentent des avantages en ce qui concerne la résolution spatiale, l&#39;épaisseur du liquide peut être diminuée en induisant une bulle dans le liquide. Alternativement, les fenêtres SiN peuvent être contraints à l&#39;effondrement, conduisant à une couche liquide mince. Troisièmement, l&#39;enceinte des autres fenêtres plus minces existe (par exemple, le graphène) 23, entraînant également des liquides beaucoup plus mincesque ce qui est possible avec le système décrit dans ce protocole. Cependant, il est impossible d&#39;écoulement de liquide dans ces systèmes. Comme pour toute technique de microscopie à haute résolution, un certain nombre d&#39;aspects expérimentaux doivent être considérés. L&#39;aspect le plus important est l&#39;interaction du faisceau d&#39;électrons avec le liquide ou l&#39;échantillon. En plus de dégâts d&#39;irradiation, ce qui limite la résolution spatiale atteignable pour de nombreux échantillons solides 24, les échantillons liquides sont également influencées par un faisceau d&#39; électrons généré par les produits de radiolyse 15, 25. Étant donné que ces produits peuvent influer sur l&#39;expérience, l&#39; interprétation des données et de conception expérimentale sont essentiels 26. Les réglages du microscope doivent être choisis en fonction des objectifs d&#39;une étude particulière. STEM ADF est plus puissant pour les nanoparticules d&#39;imagerie d&#39;un numéro atomique élevé (Z) dans des épaisseurs plus importantes de la cellule liquide, while TEM donne un meilleur contraste sur les matériaux à faible Z et est généralement plus rapide , mais nécessite des couches plus minces liquides 3. Au lieu d&#39;utiliser le détecteur ADF, le (BF) détecteur lumineux champ est parfois utilisé pour l&#39; image de la cellule liquide, depuis BF STEM est avantageux pour l&#39; imagerie des matériaux à faible Z en couches épaisses 27. Avec l&#39;augmentation de l&#39;épaisseur de la cellule liquide, plus de courant est nécessaire. Cependant, ceci augmente également la concentration des produits de radiolyse et augmente les dégâts d&#39;irradiation. Il convient également de noter que l&#39;inversion du contraste est observé dans le détecteur ADF pour des liquides très épais (&gt; 10 pm) pour l&#39;eau. Les conditions ont été modifiées de liquide entre nos expériences en retirant le support du microscope et en échangeant l&#39;échantillon et le liquide. En plus de modifier la concentration en sel, il est facilement possible de changer d&#39; autres propriétés du liquide en faisant circuler dans des liquides différents (par exemple, on peututiliser des solutions tampons pour établir un pH spécifique 16 ou peut introduire des solutions organiques ou d&#39; autres additifs). Il est également possible de changer le liquide tandis que le support est encore inséré dans le microscope, en faisant circuler les liquides à travers le système microfluidique. Cependant, dans ce cas, il est inconnu au moment où pointer le liquide à l&#39;échantillon change. Il est également intéressant de noter que les micropuces de support des électrodes sont disponibles, des expériences de électrochimie à l&#39; échelle nanométrique peuvent être effectuées 28. Les objets de l&#39;étude ne sont pas limités à AuNPs dans l&#39;eau, mais une grande variété de spécimens peuvent être étudiés en utilisant le protocole décrit ci-dessus, y compris la silice, l&#39;oxyde de titane, et des polymères. Si les mouvements des objets sont trop rapides pour capturer dans une image dans l&#39;acquisition, la viscosité peut être réduite par un ordre de grandeur en utilisant un mélange de 50% de glycérol et 50% d&#39;eau. A partir des points ci-dessus,un certain nombre d&#39;avantages, les possibilités, et aussi des inconvénients deviennent apparents. Lorsque vous travaillez avec phase liquide STEM, les inconvénients les plus importants à considérer sont les suivants: 1) toute expérience est influencée par l&#39;interaction dynamique du faisceau d&#39;électrons avec le spécimen (l&#39;objet observé, le liquide et les membranes SiN); 2) la manipulation des échantillons est fastidieux, et il est souvent difficile d&#39;obtenir une mince couche de liquide parce que l&#39;échantillon ou les puces électroniques contiennent des particules de taille micrométrique; 3) l&#39;épaisseur du liquide diffère généralement en grande partie de l&#39;épaisseur prévue fixée par l&#39;entretoise; et 4) la résolution spatiale et le contraste dépendent fortement de l&#39;épaisseur de liquide et la différence entre la densité de changement de l&#39;objet observé et le liquide. À l&#39;heure actuelle, les méthodes suffisantes existent pour le microscope d&#39;objets dans un liquide avec une résolution spatiale du nanomètre. La microscopie électronique dans la glace amorphe est une technique puissante 29,mais les procédures expérimentales impliquées sont délicates, et non pas toutes les expériences permettent la préparation de l&#39;échantillon dans la glace, et les expériences résolues en temps sont impossibles. Microscopie 30 X-ray, 31 pourrait en principe être utilisé, mais il a une résolution spatiale limitée et ne sont pas largement disponibles dans les laboratoires. La microscopie à force atomique , dans un liquide a été établie , mais est une technique de surface seulement 32, 33, 34, 35. La microscopie optique ne présente pas une résolution spatiale suffisante. À l&#39;heure actuelle, la microscopie électronique dans le liquide semble la technique la plus puissante pour la microscopie directe des objets et des processus à l&#39;échelle nanométrique dans un liquide. TEM en phase liquide et STEM ne sont pas encore des techniques d&#39;analyse de routine, mais sont encore en développement. Le nombre de paramètres à prendre en compte est important, et il est often difficile de reproduire les résultats expérimentaux. En outre, des données quantitatives est difficile à obtenir parce que les effets visés par l&#39;enquête sont étroitement liés aux processus qui se produisent à la suite du faisceau d&#39;électrons. Le protocole décrit ici a pour but de standardiser le protocole expérimental, ce qui représente de ce fait de tous les aspects pertinents de la base de l&#39;expérience. Nous espérons que ce protocole conduira à une meilleure reproductibilité des travaux expérimentaux dans ce domaine émergent.

Conventionnel Scanning Transmission Electron Microscopy (STEM) est limitée par la gamme d'échantillons appropriés pour l'analyse, en particulier les échantillons secs et solides appropriés pour le placement dans un vide poussé. Cependant, de nombreuses questions scientifiques et technologiques concernent les matériaux et procédés en milieu liquide à l'échelle nanométrique. Les échantillons entièrement intégrés dans le liquide peuvent maintenant être étudiés avec STEM en utilisant un concept qui implique une chambre microfluidique assemblé dans le porte-échantillon pour microscopie électronique à transmission (TEM) et STEM 1. Cette nouvelle technique est devenue de plus en plus populaire, car il donne un nouvel aperçu des processus importants de divers sujets de recherche, y compris la croissance, la dissolution, et les processus d'agrégation des nanoparticules 2, 3, 4, 5, 6. Non seulement les métaux, mais aussi BioMInerals 7 et les systèmes biologiques peuvent être étudiés 8, 9, 10, 11. Le chargement de l'échantillon et l'acquisition d'image pour phase liquide STEM est différente de celle des STEM d'échantillons secs et impliquent un protocole qui nécessite une formation spécifique. Le système micro - fluidique est constitué de deux puces de silicium supportant Nitrure de Silicium Les fenêtres (SiN) de la membrane transparente pour le faisceau d'électrons à 200 keV d'énergie 12 (voir figure 1A). Les détails des dimensions et de la manipulation de ces puces peuvent être trouvées ailleurs 12, 13. L'échantillon contient habituellement des objets à l'échelle nanométrique. Dans cet article, nous avons observé des nanoparticules d'or (AuNPs). Les AuNPs sont immobilisés à la fenêtre du haut (par rapport à un faisceau d'électrons vers le bas déplacement) ou flottent dans le liquid. Résolution spatiale nanométrique en STEM est obtenue par balayage du faisceau d'électrons sur les AuNPs et collecter des électrons dispersés transmis en utilisant le Annulaire Dark Field (ADF) détecteur 9. Les deux puces sont placées dans une petite fente dans la pointe du liquide porte-TEM d'écoulement 1 (le support fonctionne à la fois STEM et TEM , mais est désigné comme le porte-TEM). Une des puces électroniques contient une pièce d'écartement de sorte qu'un compartiment de liquide est formé entre les puces électroniques. Les joints toriques sur les deux côtés des deux puces électroniques fournissent vide étanchéité du compartiment de liquide 13 (voir figure 1B). Le but de cet article est de démontrer les étapes de base de chargement de l'échantillon et l'acquisition de données afin que les utilisateurs intéressés peuvent trouver un accès facile à cette nouvelle technique émergente. Un système disponible à partir d'une entreprise spécifique est utilisé, mais le protocole est également valable pour les systèmes d'autres entreprises. La technique estplus complexe que TEM et STEM classique, et un certain nombre d'aspects pratiques doivent être considérés lors de l' utilisation d' un système de support liquide 13. Le plus important est de faire en sorte que le compartiment de liquide est correctement assemblé, fournissant ainsi une fine couche de liquide et un joint étanche au vide. Par conséquent, il est très important de travailler proprement et pour empêcher la formation de poussières lors de la préparation et de l'assemblage du liquide porteur TEM d'écoulement. En particulier, les joints toriques et les deux puces de silicium doivent être libres de toute contamination. Même de petites particules de poussière sur l'une des puces électroniques peuvent sérieusement augmenter l'épaisseur de la cellule assemblée, ce qui peut empêcher la réalisation d'une résolution spatiale utile. Un joint d'étanchéité à vide est importante de sorte qu'aucune contamination ou de détérioration seront laissés au microscope électronique après l'expérience. Ce protocole décrit la procédure de chargement et plusieurs tests nécessaires. Le fonctionnement du microscope électronique est simple, but il nécessite quelques étapes supplémentaires par rapport à la microscopie d'échantillons solides. Avec l'augmentation des épaisseurs liquides, plus d'électrons sont absorbés et dispersés par le liquide; une mesure de l'épaisseur de liquide est essentielle. Enfin, le protocole explique comment les images sont prises et comment les processus dynamiques peuvent être étudiés. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig1.jpg"> Figure 1: Cellule d'écoulement de liquide pour la numérisation microscopie électronique à transmission (STEM). (A) Représentation schématique de la cellule liquide assemblé. Deux puces de silicium avec le nitrure de silicium (SiN), les fenêtres à membrane sont disposés entre les deux joints toriques. Le liquide est enfermé entre la membrane et SiN est ainsi séparée de la dépression dans le microscope électronique. A des balayages focalisées de faisceau d'électrons sur l'échantillon. Le contraste est obtenu à partir d'électrons dispersés. Les nanoparticules d'or (AuNPs) sont immobilisées dans le liquide au niveau de la membrane SiN, mais peut aussi se déplacer dans laliquide. (B) Schéma vue latérale section transversale de la pile de deux puces avec joints toriques. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig1large.jpg" target="_blank">S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>Microscope optique binoculaire</td><td>Leica</td><td>M60 CMO</td><td></td></tr><tr><td>Mircoscope électronique à transmission à balayage avec correcteur d’aberration sphérique</td><td>JEOL</td><td>ARM200F</td><td></td></tr><tr><td>Porte-échantillon TEM à flux liquide</td><td>DENS Solutions Ocean</td> Pompe à seringue microfluidique <td>Harvard</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Scientific</td><td>PicoPlus</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur de plasma</td><td>Gatan</td><td>Solarus950</td><td></td></tr><tr><td><fort>Chemicals</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>acétone, Rotisolv&nbsp ; Plus pour HPLC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7328.2</td><td></td></tr><tr><td>Eau, chromasolv Plus pour HPLC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34877-2.5L</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol, Rotisolv HPLC grade</td><td>Carl Roth</td><td>P076.2</td><td></td></tr><tr><td>Or citrate colloïdal stabilisé, diamètre 30 nm</td><td>British-Biocell</td><td>EM. GC20</td><td></td></tr><tr><td>Materials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Base micropuces en silicium avec membranes en nitrure de silicium de 50 nm d’épaisseur et dimensions de 20 &micro ; m x 0,40 mm</td><td>DENS Solutions</td><td>pour système océanique</td><td></td></tr><tr><td>Micropuces en silicium avec membranes en nitrure de silicium de 50 nm d’épaisseur, dimensions de 20 &micro ; m x 0,40 mm et une épaisseur d’entretoise de 200 nm</td><td>Solutions DENS</td><td>pour le système</td><td></td>océanique</tr><tr><td>Tube d’œil microfluidique</td><td>Upchurch Scientific</td><td>1570</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Embouts</td><td></td><td></td><td></td> remplaçables Pince à épiler</tr> <tr><td>(corps en acier inoxydable antimagnétique et anti-acide avec embouts en PVDF (SV) ESD</td>)<td>IDEAL-TEK</td><td>2ASVR.SA</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler en acier plié revêtu de téflon (EMS SA avec « PTFE » Revêtement)</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>78322-7Te</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler en acier à bec large revêtue de téflon (revêtement EMS 2A « PTFE »)</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>78322-2ATe</td><td></td></tr><tr><td>Seringue Hamilton, 1 mL, étanche aux gaz (Modèle 1001 TLLX SYR)</td><td>Hamilton</td><td>81323</td><td></td></tr><tr><td>Tissu pour salle blanche Sontara Micropure AP (224 x 224mm)</td><td>DuPont</td><td>Sontara MicroPure</td><td></td></tr></tbody></table>

l&#39;étude des processus dynamiques de nano-objets de taille dans le liquide en utilisant la transmission de microscopie électronique à balayage

Studying Dynamic Processes of Nano-sized Objects in Liquid using Scanning Transmission Electron Microscopy

Les échantillons entièrement intégrés dans le liquide peuvent être étudiés à une résolution spatiale nanométrique avec Scanning Transmission Electron Microscopy (STEM) en utilisant une chambre microfluidique assemblé dans le porte-échantillon pour microscopie électronique à transmission (TEM) et STEM. Le système microfluidique est constitué de deux puces de silicium minces de support Nitrure de Silicium (SiN) fenêtres à membrane. Cet article décrit les étapes de base de chargement de l&#39;échantillon et l&#39;acquisition de données. Le plus important est de faire en sorte que le compartiment de liquide est correctement assemblé, fournissant ainsi une fine couche de liquide et un joint étanche au vide. Ce protocole comprend également un certain nombre de tests nécessaires pour effectuer pendant le chargement des échantillons afin d&#39;assurer un assemblage correct. Une fois l&#39;échantillon chargé dans le microscope électronique, l&#39;épaisseur du liquide doit être mesurée. Un montage incorrect peut entraîner un liquide trop épais, tandis qu&#39;un liquide trop mince peut indiquer l&#39;absence de liquide, par exemple quand une bulle est formée. Enfin, le protocoleexplique comment les images sont prises et comment les processus dynamiques peuvent être étudiés. Un échantillon contenant AuNPs est imagé à la fois dans de l&#39;eau pure et dans une solution saline.

Le liquide porteur TEM d'écoulement a été utilisé pour étudier le comportement de AuNPs dans un liquide. AuNPs de manière stable ont été immobilisés sur la membrane SiN dans l' eau pure et ont été imagées avec une résolution nanométrique en utilisant SOUCHE phase liquide (figure 6). Excellent contraste a été obtenu sur l'or fortement diffusion. La densité de courant sur l'écran de phosphore mesurée pour un échantillon d'essai à sec était de 20 pA / cm², alors qu'il est élevé à 8 pA / cm² avec le liquide support de TEM d'écoulement inséré. En utilisant l' équation 1, t = eau 2,4 ± 0,5 pm, beaucoup plus grande que ce qui était attendu sur la base de l'épaisseur d'entretoise de 200 nm. Néanmoins, l'épaisseur est trop grande pour l'imagerie des AuNPs avec une résolution spatiale du nanomètre. L'épaisseur de liquide est plus épais que le 200 nm fixé par l'entretoise due au gonflement des membranes SiN, non-planéité des puces électroniques, et les débris se trouvant sur les puces électroniques. 16, bien que les produits de radiolyse réactifs (e - aq, H • H +, OH •) provenant de l'interaction du faisceau d'électrons avec l' eau peut oxyder atomes d'or unique, conduisant à un changement de forme de la AuNPs 15. Toutefois, lorsque le système d'écoulement de liquide a été utilisé pour introduire des ions chlorure dans une seconde expérience, la stabilité des AuNPs modifiée. Les ions chlorure sont capables de stabiliser des atomes d'or oxydé sous forme de tetrachloroaureat, AuCl 4 -. La figure 7 montre que les AuNPs dissous lentement au cours d' une série de temps lapse imagerie STEM, similaires aux résultats rapportés précédemment 16. Pour le débit de dose d'électrons utilisé, il a fallu environ 300 s pour dissoudre les 30 AuNPs nm de taille. Les mouvements de AuNPs dans wate r ont été étudiées dans une troisième expérience (figure 8). Avant l'expérience, le liquide porte-TEM d'écoulement a été nettoyé afin d'éliminer toute trace de sel. A la différence de la première expérience, une approche de préparation des échantillons de remplacement a été utilisée pour obtenir une participation plus faible des AuNPs à la membrane SiN 14. Dans cette expérience, la solution a été placée AUNP sur la puce de silicium et assemblé dans le liquide porteur TEM d'écoulement sans laisser la solution sécher. De cette façon, les AuNPs facilement détachés de la membrane SiN sur l'imagerie à la dose utilisée. Certains des AuNPs écarté du champ de vision dans les solutions en vrac, tandis que les AuNPs restants sont restés dans le champ de vision à proximité de la fenêtre SiN. Les mouvements de ces AuNPs ont été observées, et finalement ils agglomérées. Après un certain temps, ces agglomérats également détachés de la membrane SiN et déplacé hors du champ de vision et dans la solution. ntent "fo: keep-together.within-page =" 1 "&gt; <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig6.jpg"> Figure 6: Numérisation Transmission Electron Microscopy (STEM) Microscopie de AuNPs 30 nm de diamètre au sommet d'une couche d'eau pure. L'image présentée est une zone sélectionnée de l'image originale. La taille de l'image était 1.024 x 1.024 pixels, le temps de séjour de pixels est de 19 ms, la taille du pixel est de 0,73 nm, et l'agrandissement était 400,000X. La dose d'électrons est donc de 7,1 x 10 4 e - / nm². La densité de courant mesurée sur l'écran de phosphore est de 8 pA / cm2, de sorte que l'épaisseur du liquide a été calculée à équivaloir à 2,4 um. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig6large.jpg" target="_blank">S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig7.jpg"> Figure 7: Time-lapse Seriesdes micrographies SOUCHES de AuNPs à Saline. (AD) Images extraites de la série time-lapse d'images SOUCHES à 30 s d' intervalle. Les AuNPs se dissolvent progressivement dans le liquide en raison de la présence d'ions chlorure. Le temps de séjour de pixels était de 2 ms, le temps de la série de laps de temps de trame était de 1,75 s, la taille du pixel est de 0,44 nm, et l'agrandissement était 500,000X. La dose d'électrons par image était de 1,2 x 10 4 e - / nm². L'épaisseur du liquide était de 2,4 um. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig7large.jpg" target="_blank">S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig8.jpg"> Figure 8: STEM Microscopie de AuNPs Déménagement dans l' eau pure. (A) membrane SiN avec AuNPs, dont plusieurs sont choisis avec des flèches. (B) pistes de mouvementdes AuNPs sélectionnés (voir A). Certains AuNPs se éloignent du champ de vision pendant le temps de l'imagerie. Les AuNPs restants se déplacent latéralement le long de la membrane SiN et commencent à agglomérer. Après avoir atteint une taille critique de cluster, ils distribuent de la membrane et se déplacent hors du champ de view.The temps de séjour de pixels a été 1 ms, le temps de trame était de 0,52 s, la taille des pixels est de 1,8 nm, et l'agrandissement était 120,000X. La dose d'électrons par image a été de 3,5 x 10 2 e - / nm² et l'épaisseur du liquide était de 2,4 um. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig8large.jpg" target="_blank">S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

Ce protocole décrit le fonctionnement d&#39;un porte-échantillon d&#39;écoulement de liquide pour la microscopie électronique à balayage de transmission de AuNPs dans l&#39;eau, telle qu&#39;elle est utilisée pour l&#39;observation des processus dynamiques à l&#39;échelle nano.

L&#39;étude des processus dynamiques de Nano-objets de taille dans le liquide en utilisant la transmission de microscopie électronique à balayage

Samples fully embedded in liquid can be studied at a nanoscale spatial resolution with Scanning Transmission Electron Microscopy (STEM) using a ...

L’objectif général de la microscopie électronique à transmission à balayage en phase liquide est d’observer les structures et les phénomènes des nanomatériaux dans des échantillons biologiques entièrement intégrés dans une couche liquide allant jusqu’à plusieurs micromètres d’épaisseur. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la science des matériaux, telles que le comportement des nanomatériaux dans les liquides et l’étude d’échantillons biologiques dans l’environnement liquide naturel. Le principal avantage de cette technique est qu’elle fournit des informations morphologiques à l’échelle nanométrique sur des échantillons en liquide.En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront du mal car le chargement du porte-échantillon et l’acquisition d’images ne sont pas aussi simples qu’au départ avec la microscopie électronique. Pour commencer la procédure, dans une hotte à flux laminaire propre, nettoyez une lame de verre de microscopie optique avec un tissu sans fibres et de l’éthanol pur. Placez la lame sur un mouchoir en papier pour salle blanche dans une boîte de Pétri avec un couvercle.Pour manipuler les micropuces SiN, à l’aide d’une pince à épiler recouverte de carbone, saisissez la micropuce fermement mais soigneusement sur les côtés longs, en gardant la membrane SiN tournée vers le haut à tout moment. À l’aide de cette technique, placez cinq micropuces sans entretoise et cinq micropuces avec une entretoise de 200 nanomètres sur la lame de verre. Fermez la boîte de Pétri et amenez les micropuces dans une hotte.Placez les micropuces dans un bécher d’acétone de qualité HPLC avec la membrane vers le haut. Faites tourner doucement le bécher pendant deux minutes pour enlever le revêtement protecteur, en faisant attention de ne pas retourner les micropuces. Ensuite, transférez rapidement les micropuces dans un bécher d’éthanol pur.Couvrez le bécher de papier d’aluminium. Faites tourner doucement le bécher pendant deux minutes pour finir d’enlever le revêtement et amenez-le dans une boîte de Pétri fermée jusqu’à la hotte à flux laminaire. Placez les micropuces sur un mouchoir frais pour salle blanche, en prenant soin de ne pas retourner les micropuces lorsqu’elles sont libérées de la pince à épiler.Laissez sécher les micropuces pendant quelques minutes. Placez ensuite les micropuces sur la lame de verre dans la boîte de Pétri. Fermez la boîte de Pétri et apportez les micropuces à un nettoyeur plasma.Placez la lame de verre et les micropuces dans le nettoyeur plasma et exécutez un programme de nettoyage de cinq minutes pour éliminer les hydrocarbures de la membrane SiN. À l’aide d’un microscope optique, inspectez les micropuces à la recherche de membranes rompues ou de particules de saleté. Jetez les micropuces endommagées ou sales.Dans la hotte à flux laminaire, immobilisez les micropuces dans une boîte de transport propre avec une surface intérieure collante. Appliquez une gouttelette d’un microlitre d’une solution aqueuse de nanoparticules d’or stabilisée au citrate de trois molaires sur la membrane SiN de chaque micropuce sans espaceur, et laissez la solution sécher. Ensuite, appliquez un microlitre d’eau déminéralisée sur la membrane pour éliminer le sel et les tensioactifs.Après 30 secondes, utilisez du papier filtre pour tamponner soigneusement l’eau et laissez les micropuces sécher. Placez l’extrémité du support TEM à flux de liquide sous un microscope optique binoculaire. Retirez le couvercle en titane de l’extrémité du support et placez-le sur une feuille de papier d’aluminium.Installez une pompe à seringue microfluidique avec une seringue en verre d’un millilitre contenant 0,5 millilitre d’eau de qualité HPLC. Connectez la seringue au système d’écoulement et démarrez la pompe. Au fur et à mesure que l’eau est évacuée dans le système, vérifiez que les conduites ne présentent pas de fuites ou de contraintes de débit.Une fois le pompage terminé, retirez le rinçage du compartiment de la cellule liquide et séchez l’embout du support avec du papier filtre. Inspectez l’extrémité du support avec le microscope optique. Séchez la pointe avec un mouchoir en papier pour salle blanche et enlevez la poussière ou les fibres avec une pince à épiler propre recouverte de PTFE.Inspectez le couvercle de l’embout du support, le joint torique et les vis, et enlevez la poussière ou les fibres à l’aide d’une pince à épiler recouverte de PTFE. Placez le joint torique dans les groupes de supports. Placez la première vis et tournez-la plusieurs fois pour qu’elle reste.À l’aide d’une pince à épiler incurvée propre, placez la micropuce de l’échantillon dans la poche de l’embout du support avec la membrane SiN vers le haut. À l’aide du microscope optique binoculaire, vérifiez que la micropuce est correctement installée. Placez une goutte de 0,3 microlitre d’eau filtrée pure sur la micropuce de l’échantillon.Maintenir la micropuce en place avec une pince à épiler. Ensuite, prenez une micropuce d’espacement avec une pince à épiler incurvée tenue à l’envers. Faites pivoter délicatement la pince à épiler de manière à ce que la membrane de la micropuce soit tournée vers le bas.Placez la micropuce d’espacement sur la micropuce de l’échantillon. Placez un matériau réfléchissant la lumière sous l’extrémité du support et vérifiez l’alignement de la micropuce sous le microscope optique binoculaire. À l’aide d’une pince à épiler, ajustez soigneusement les micropuces si les fenêtres SiN ne sont pas alignées.Ensuite, soulevez le couvercle de la chambre à échantillon à l’aide d’une pince à épiler. Retournez le couvercle et, sans toucher les micropuces, posez la face arrière du couvercle sur l’extrémité du support. Placez la vis restante à l’aide d’une pince à épiler et serrez les deux vis de manière itérative.Serrez soigneusement jusqu’à ce qu’ils rencontrent une résistance. Les fenêtres peuvent se casser facilement si le serrage est trop fort. Démarrez un débit de liquide de quatre microlitres par minute à travers le système et vérifiez qu’il n’y a pas de fuites dans l’embout du support.Ensuite, amenez le support à une station de pompe à vide et effectuez un contrôle d’étanchéité. Assurez-vous que la pression atteint au moins 10 puissance cinq mbar dans les cinq minutes. Placez le support dans son boîtier.Et amenez le support au microscope électronique. Configurez le microscope en mode STEM. Mesurez la densité de courant du faisceau d’électrons avec une fine pellicule de carbone recouverte de nanoparticules d’or comme échantillon de référence sans eau.Commencez l’écoulement de l’eau pure à un débit ne dépassant pas deux microlitres par minute. Insérez le support TEM de débit de liquide dans le verrou de charge à vide et commencez l’évacuation. Assurez-vous que la pression diminue normalement.Ensuite, insérez complètement le support TEM dans le microscope. Une fois que la pression est suffisamment basse, ouvrez la vanne de faisceau et insérez le détecteur ADF. Réglez le microscope en mode d’acquisition continue et déplacez la platine de l’échantillon dans les directions X et Y pour trouver la fenêtre SiN.Ajustez le contraste et la luminosité de manière à ce que les bords de la fenêtre soient clairement visibles. Déplacez la scène dans les directions X et Y de sorte qu’un coin de la fenêtre soit au centre du champ de vision. Réinitialisez ensuite l’objectif de l’objectif.Ajustez la position verticale de la platine d’échantillon pour faire la mise au point grossière sur le coin. Inclinez la platine de cinq degrés d’avant en arrière pour vérifier que l’échantillon est à la hauteur eucentrique. Centrez le coin de la fenêtre dans le champ de vision, puis enregistrez la position de la scène dans le logiciel.Déplacez la platine dans les directions X et Y jusqu’à ce que les nanoparticules d’or soient visibles. Et puis concentrez l’objectif. Notez la densité de courant et calculez l’épaisseur de la cellule liquide.Déplacez la platine dans les directions X et Y pour localiser une zone contenant au moins 20 nanoparticules d’or. Définissez les paramètres et acquérez une image. Nanoparticules d’or immobilisées sur une membrane en nitrure de silicium et imagées avec STEM en phase liquide.Dans l’eau pure, les nanoparticules d’or ont conservé leur forme tout au long de l’imagerie. Les produits de radiolyse de l’eau pourraient oxyder des atomes d’or individuels, ce qui pourrait éventuellement modifier la forme des nanoparticules. Dans une autre expérience, les ions chlorure sont introduits dans la phase liquide.Les nanoparticules d’or se sont lentement dissoutes au cours de l’expérience alors que les atomes d’or oxydés formaient du tétrachloroaureat soluble. Pour étudier les mouvements des nanoparticules d’or dans l’eau, dans l’expérience ultérieure, les nanoparticules n’ont pas été complètement immobilisées sur la membrane de l’échantillon. Les nanoparticules d’or se sont agglomérées et, lorsqu’elles ont atteint une taille critique de grappe, sont sorties du champ de vision.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux heures si elle est exécutée correctement. Plusieurs semaines de formation seront nécessaires. Lors de cette procédure, il est important de se rappeler de travailler calmement et de vérifier l’étanchéité au vide et l’épaisseur du liquide.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs en science des matériaux, en chimie et en biologie pour explorer la croissance et le mouvement des nanoparticules dans les liquides, la structure des matériaux à l’échelle nanométrique dans les environnements liquides et la fonctionnalité des protéines dans les cellules de mammifères. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de réaliser la microscopie électronique à transmission à balayage de nanoparticules d’or intégrées dans une couche d’eau, y compris le chargement correct du porte-échantillon et le réglage du microscope. N’oubliez pas que travailler avec du liquide au microscope électronique peut causer des dommages si le porte-échantillon n’est pas correctement chargé.Il est donc important de vérifier s’il y a une fuite de vide avant le chargement.

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Létude des processus dynamiques de Nano-objets de taille dans le liquide en utilisant la transmission de microscopie électronique à balayage (Vidéo) | JoVE Journal

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