Name: Élaboration dun modèle de coiffage pulpaire direct pour lévaluation des pulpaire Wound Healing et Formation reconstructrice Dentin chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Apprenez le coiffage pulpaire direct chez la souris pour étudier la cicatrisation pulpaire et la formation de dentine réparatrice. Cette méthode permet d'évaluer les réponses biologiques aux matériaux dentaires in vivo.

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Cette étude a été soutenue par R01DE023348 (RHK) à partir de NIDCR / NIH et la Subvention Faculté de recherche (RHK) du Conseil de la recherche du Sénat académique de la Division de Los Angeles de l&#39;Université de Californie.

Les souris ont été achetées auprès de Jackson Laboratory et conservés dans un vivarium exempt d&#39;agents pathogènes dans la Division UCLA de médecine de laboratoire animale (DLAM). Les expériences ont été effectuées selon les directives institutionnelles approuvées du Comité de la recherche animale du chancelier (ARC N ° 2016-037). 1. Souris Anesthésie <ol><li> Utilisez huit semaines vieille souris C57 / BL6 femelles (n = 3). </li><li> Anesthésier les souris en utilisant de la kétamine (80 à 120 mg / kg de poids de souris) / xylazine solution (5 mg / kg de poids de souris) et à administrer par voie intraperitoneale (ip) à une dose de 10 ml / kg. </li><li> Préparer la kétamine (80-120 mg / kg) / xylazine (5 mg / kg) des solutions et les administrer par voie intrapéritonéale (ip) à une dose de 10 ml / kg. </li><li> Vérifiez que les souris sont complètement anesthésiés en effectuant une pincée d&#39;orteil. </li></ol> 2. Procédure de coiffage pulpaire <ol><li> Placer le porte-embouchure dans la bouche de la souris. </li><li> Fixer le porte-bouche sur la table telle que la luiannonce est orientée vers le haut. </li><li> Placer le microscope (10X) au-dessus de la bouche de sorte que la première molaire du maxillaire est entièrement visible. </li><li> Utilisation du ¼ de tour bur dans une pièce à main haute vitesse à 200 000 rpm, retirer la partie de l&#39;émail de la dent dans le milieu jusqu&#39;à ce que la pâte est visible à travers la dentine transparente. Ne pas exposer la pulpe avec le bur. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un endodontique K-fichier # 15 (diamètre de 150 um), perforent par la dentine et d&#39;exposer la pulpe. NOTE: Des précautions particulières doivent être prises pour que les débris de dentine ne soit pas poussé dans la pâte. Ceci peut être évité en faisant tourner le K-file trimestrielle, puis en tirant le K-déposer sur. </li><li> Mélanger MTA avec H 2 O stérile conformément aux instructions du fabricant. Livrer et placez le MTA sur la pulpe exposée à la pointe de l&#39;explorateur. Utilisez le côté arrière du point de papier (fine) pour emballer le MTA dans la pulpe exposée en tapotant doucement. Le côté le plus épais du point de papier est plat et permet doncpour la bonne condensation du MTA dans la pulpe exposée. </li><li> Graver la dent pendant 15 s en plaçant l&#39;agent d&#39;attaque d&#39;acide phosphorique à 35%, où elle couvre juste la dent. Prendre des précautions particulières afin de limiter le placement de l&#39;agent d&#39;attaque, car il peut irriter les tissus gingivaux. Remarque: le réactif d&#39;attaque est dans une seringue et est utilisée pour rendre rugueuse la surface des dents de telle sorte que les adhésifs dentaires peuvent circuler pour médier la liaison micromécanique sur la dent. Parce qu&#39;ils sont visqueux, il peut être autonome en appliquant de petites quantités directement sur la dent. </li><li> Utilisez aspiration négative sous pression pour enlever le décapant. Utilisez une boulette de coton qui est légèrement imbibé d&#39;H 2 O pour éliminer les résidus de la gravure. Répétez cette étape jusqu&#39;à ce que la gravure est complètement retiré de la dent. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un dépoussiéreur à air comprimé, sécher délicatement la dent. </li><li> Appliquer les adhésifs dentaires à l&#39;aide de l&#39;arrière du point de papier. </li><li> Faire la couche adhésive mince en utilisant l&#39;air comprimé pendant 3 s. </li><li> Cure les adhésifs dentaires pour 20 s à l&#39;aide de l&#39;unité de durcissement-lumière. </li><li> Placer le composite fluide en petites quantités sur la dent qui a été coiffé avec MTA. Utilisez la pointe de l&#39;explorateur à couler le composite dans les rainures des dents. </li><li> Cure le composite pendant 30 s en utilisant une unité de photopolymérisation à polymériser. Vérifiez que le composite est complètement guéri et en utilisant l&#39;explorateur dur. </li></ol> 3. Post-op Soins <ol><li> Administrer le carprofène (5 mg / kg) par voie sous- cutanée (sc) immédiatement après la procédure de pâte de coiffage. </li><li> Placez la souris sur un coussin chauffant à faible puissance pour garder les animaux au chaud avant qu&#39;ils ne se réveillent. </li><li> Retour les souris au vivarium pour le logement. </li></ol> 4. Tissue Procurement <ol><li> Après 5 - 6 semaines euthanasier les souris par dislocation cervicale sous une condition d&#39;anesthésie avec l&#39;isoflurane. </li><li> Retirez délicatement le maxillaire hors de la base du crâne et le mettre dans un tube de 50 ml. Fixer le entire maxillaires qui contient à la fois de la dent de la pâte à coiffe et la dent non coiffé controlatérale dans 4% de paraformaldehyde dans du PBS, pH 7,4, à 4 ° C pendant une nuit, puis la stocker dans une solution d&#39;éthanol à 70%. NOTE: Le paraformaldéhyde est toxique et cancérigène. L&#39;utilisation appropriée paraformaldéhyde doit être surveillé comme indiqué dans les procédures d&#39;utilisation normalisées (SOP). </li><li> Balayez les maxillaires de souris à l&#39;aide de l&#39;analyse μCT. Pour sécuriser les maxillaires lors de la numérisation, envelopper les échantillons avec de la gaze imbibée d&#39;éthanol à 70% et les placer dans le tube de culture de cellules de 15 ml. </li></ol> 5. μCT Numérisation <ol><li> Préparer les échantillons pour la numérisation μCT. En bref, envelopper les échantillons avec de la gaze imbibée d&#39;éthanol à 70% et les fixer dans 15 ml de culture cellulaire tube conique générique. Monter le tube sur la scène de balayage μCT, comme indiqué dans les instructions du fabricant. </li><li> Réglez la source de rayons X à un courant de 145 uA, une tension de 55 kV, et un temps d&#39;exposition de 200 ms. </li><li> Effectuer l&#39;acquisition d&#39;image avec le scanner μCT à une résolution de 20 um et avec un Al filtre de 0,5 mm. </li><li> Reconstruire l&#39;image et le visualiser 11. </li><li> Une fois l&#39;analyse de μCT est terminé, commencer décalcification avec 5% d&#39;EDTA et 4% de saccharose dans du PBS (pH 7,4) pendant 2 semaines. </li></ol> 6. Traitement des tissus et Coloration <ol><li> Incluez les tissus décalcifiés dans la paraffine. Avant l&#39;intégration, de l&#39;assiette du maxillaire en faisant une coupe sagittale immédiatement antérieure à la première molaire. Bien que l&#39;insertion, la position de cette surface vers le bas, de telle sorte que la section longitudinale de la première molaire est la surface de coupe. </li><li> Utilisation du microtome, préparer 5 lames um d&#39;épaisseur. Les zones de pâte de coiffage coïncident généralement avec la racine distopalatal (DP), qui peut être utilisé comme point de repère. Déterminer la zone précise d&#39;intérêt en examinant l&#39;histologie au microscope optique et en comparant les images μCT. </li><li> Pour coloration H &amp; E, Deparaffinize et réhydrater les lames avec du xylène (2 fois) et de l&#39;éthanol dilué en série (EtOH 100% 2 x, 95% de EtOH 2x et 70% de EtOH 1 x). </li><li> Rincer les lames avec de l&#39;eau courante du robinet. </li><li> Colorer avec une solution hématoxyline pendant 2,5 minutes et rincer à l&#39;eau du robinet. </li><li> Plonger les lames dans 95% d&#39;éthanol pendant 1 min. </li><li> Colorer avec une solution éosine pendant 1 min et rincer à l&#39;eau du robinet. </li><li> Déshydrater avec de l&#39;éthanol dilué en série (70% de EtOH 1x, 2x EtOH à 95% et 100% de EtOH 3x) et du xylene (3 x). </li><li> Monter les lames avec une solution de montage. </li></ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

À l&#39; heure actuelle, il existe plusieurs modèles expérimentaux disponibles pour valider les effets in vivo des matériaux dentaires, échafauds, ou des facteurs de croissance sur la différenciation odontogène des cellules souches de la pulpe dentaire (DPSC) 13. Ces modèles comprennent une transplantation autologue de ectopique DPSC dans un organe tel que la capsule rénale, ou d&#39;une transplantation sous - cutanée dans des souris immunodéprimées DPSC avec échafauds 14,15. Cependant, ce...

Les caries dentaires sont l’une des maladies bucco-dentaires les plus répandues et la principale cause d’interventions chirurgicales sur les dentitions chez presque tous les individus1,2. Le pronostic des interventions chirurgicales et des restaurations d’une dent dépend en grande partie d’une bonne réponse pulpaire et d’une cicatrisation réussie des plaies. En effet, les caries dentaires qui pénètrent profondément à travers l’émail et la dentine entraînent fréquemment l’exposition du tissu pulpaire sous-jacent qui est souvent « coiffé » avec des matériaux dentaires, tels que l’hydroxyde de calcium (Ca(OH)2) ou les ciments hydrauliques calcium-silicate (HCSC), y compris les agrégats de trioxyde minéral (MTA). Le but ultime d’une telle procédure de recouvrement pulpaire est d’accélérer la cicatrisation des plaies pulpaires en régénérant la dentine réparatrice, une barrière physique qui fonctionne comme un « sceau biologique » pour protéger le tissu pulpaire sous-jacent et augmenter l’espérance de vie de la dent et la santé bucco-dentaire globale. Cependant, le mécanisme sous-jacent de la cicatrisation pulpaire et de la formation réparatrice de la dentine n’est pas entièrement compris.
Pour mieux comprendre les mécanismes de cicatrisation des plaies pulpaires et de formation réparatrice de la dentine in vivo, plusieurs animaux ont été précédemment utilisés, notamment des singes, des chiens et des porcs3-5. Parmi eux, les rats sont fréquemment utilisés car ils sont relativement plus petits en taille par rapport aux autres animaux, mais leurs dents sont suffisamment grandes pour effectuer un coiffage direct de la pulpe sans aucune difficulté technique6-10. Ces modèles animaux sont des alternatives idéales aux études humaines pour examiner les réponses pulpaires et la formation réparatrice de la dentine. Cependant, leur utilisation est limitée aux études observationnelles au niveau cellulaire, et ils fournissent à peine des informations mécanistes lors de la formation réparatrice de la dentine au niveau moléculaire.
Les progrès techniques récents en génie génétique ont fourni des outils de recherche inestimables et indispensables - des souris qui hébergent un gène qui est soit surexprimé soit supprimé - qui jouent un rôle déterminant dans l’étude des mécanismes moléculaires des maladies humaines in vivo. Le nombre de souches différentes de souris transgéniques ou knock-out qui sont stratégiquement inductibles d’une manière spécifique à une cellule ne cesse d’augmenter dans la communauté scientifique. Par conséquent, l’examen de la cicatrisation pulpaire et de la régénération réparatrice de la dentine chez ces souris aiderait grandement à accélérer notre compréhension de ces processus au niveau moléculaire. Cependant, l’utilisation de souris est considérablement freinée, car l’exécution d’une procédure de recouvrement de la pulpe sur une dent de souris est techniquement difficile en raison de sa taille miniature. Ici, nous présentons notre méthode reproductible de coiffage pulpaire direct chez la souris pour l’évaluation de la cicatrisation pulpaire et de la formation réparatrice de dentine in vivo.

<table><tbody><tr><td>Stéréomicroscope BM-LED</td><td>MEIJI Techno</td><td></td><td>Microscope&nbsp ;</td></tr><tr><td>Optima MCX-LED&nbsp ;</td><td>Bien Air Dental</td><td>1700588-001</td><td>Moteur électrique</td></tr><tr><td>isoflurane</td><td>Henry schein santé animale</td><td>NDC 11695-0500-2</td><td></td></tr><tr><td>1/4 fraise ronde</td><td>Brasseler</td><td>001092T0</td><td></td></tr><tr><td>Endodontique K-file</td><td>Roydent</td><td>98947</td><td></td></tr><tr><td>ProRoot MTA</td><td>Dentsply</td><td>PROROOT5W</td><td>MTA</td></tr><tr><td>Pointe de papier</td><td>Henry schein</td><td>100-3941</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-Etch</td><td>Ultradent product Inc.</td><td></td><td>Agent de gravure à l’acide phosphorique</td></tr><tr><td>OptiBond SoloPlus</td><td>Kerr</td><td>29669</td><td>Adhésifs</td></tr><tr><td>Coltolux LED</td><td>Coltene/whaledent Inc.</td><td>C7970100115</td><td>Unité de polymérisation</td></tr><tr><td>Teinte de caractérisation</td><td>Bisco</td><td>T-14012</td><td>Composite fluide</td></tr><tr><td>Skyscan</td><td>Breuker</td><td>1275</td><td>Scanner uCT</td></tr><tr><td>Microm</td><td>Thermo</td><td>HM355S</td><td>Microtome</td></tr><tr><td>Hematoxyline-1</td><td>Thermo Scientific</td><td>7221</td><td></td></tr><tr><td>Eosin-Y</td><td>Thermo Scientific</td><td>7111</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal 60</td><td>Thermo Scientific</td><td>8310-16</td><td>Solution de montage</td></tr></tbody></table>

Élaboration d&#39;un modèle de coiffage pulpaire direct pour l&#39;évaluation des pulpaire wound healing et formation reconstructrice dentin chez la souris

Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice

La pulpe dentaire est un organe vital d’une dent entièrement protégé par l’émail et la dentine. Lorsque la pulpe est exposée en raison de lésions cariogènes ou iatrogènes, elle est souvent recouverte de matériaux biocompatibles afin d’accélérer la cicatrisation des plaies pulpaires. L’objectif ultime est de régénérer la dentine réparatrice, une barrière physique qui fonctionne comme un « sceau biologique » et protège le tissu pulpaire sous-jacent. Bien que cette procédure directe de coiffage pulpaire soit utilisée depuis longtemps en dentisterie, le mécanisme moléculaire sous-jacent de la cicatrisation des plaies pulpaires et de la formation réparatrice de la dentine est encore mal compris. Pour induire une dentine réparatrice, le coiffage pulpaire a été réalisé expérimentalement chez de grands animaux, mais moins chez la souris, probablement en raison de leur petite taille et des difficultés techniques qui en découlent. Ici, nous présentons une méthode détaillée, étape par étape, pour effectuer une procédure de coiffage pulpaire chez la souris, y compris la préparation d’une cavité de type Classe I, la mise en place de matériaux de coiffage pulpaire et la procédure de restauration à l’aide d’un composite dentaire. Notre modèle de souris à capuchon pulpaire jouera un rôle déterminant dans l’étude des mécanismes moléculaires fondamentaux de la cicatrisation des plaies pulpaires dans le contexte de la dentine réparatrice in vivo en permettant l’utilisation de souris transgéniques ou knock-out qui sont largement disponibles dans la communauté des chercheurs.

Ici, nous avons montré les procédures étape par étape pour effectuer le coiffage pulpaire sur souris des dents. L'un des aspects clés de coiffage pulpaire chez la souris est d'avoir l'appareil approprié. A cet égard, comportant le microscope avec un grossissement de 10X puissance est essentielle (figure 1A). Pour créer une préparation de classe I comme dans la dent, nous avons utilisé une fraise ¼ tour dans une pièce à main haute vitesse électrique à 200.000 tours par mi...

Nous décrivons une méthode étape par étape de réalisation coiffage pulpaire direct sur les souris des dents pour l&#39;évaluation de la cicatrisation pulpaire et la formation de dentine réparatrices in vivo.

Élaboration d&#39;un modèle de coiffage pulpaire direct pour l&#39;évaluation des pulpaire Wound Healing et Formation reconstructrice Dentin chez la souris

Dental pulp is a vital organ of a tooth fully protected by enamel and dentin. When the pulp is exposed due to cariogenic or iatrogenic injuries, it is ...

L’objectif global de ce protocole est de présenter la procédure de coiffage direct de la pulpe chez la souris. Cette méthode peut vous aider à répondre à des questions clés en biologie de la pulpe, telles que la cicatrisation de la pulpe ou la formation de la dentine réparatrice, lorsque vous placez des matériaux de recouvrement de la pulpe piégés sur la pulpe exposée. Le principal avantage de cette technique est que la procédure de coiffage direct de la pulpe effectuée chez l’homme peut également être effectuée chez la souris, exactement de la même manière.Les implications de cette technique s’étendent à l’amélioration des propriétés des matériaux pour sauver des dents qui sont autrement condamnées à des traitements plus invasifs, tels que le traitement de canal. Après avoir correctement anesthésié la souris pour la procédure, placez le porte-bouche dans sa bouche et fixez l’autre extrémité à la table de manière à ce que la tête soit tournée vers le haut. À l’aide d’un bon éclairage et d’un stéréoscope, observez la première molaire maxillaire.Ensuite, à l’aide de la fraise quart de rond dans une pièce à main à grande vitesse à 200 000 tr/min, retirez la région centrale de l’émail de la dent jusqu’à ce que la pulpe soit visible à travers la dentine transparente. Attention à ne pas pénétrer dans la pulpe. Ensuite, à l’aide d’un no.15 lime endodontique K, perforer la dentine et exposer la pulpe. Ne poussez aucun débris dans la pulpe ; Cela peut être évité en tournant la lime K tous les trimestres, puis en retirant la lime K. Maintenant, préparez le MTA et, à l’aide de l’explorateur, livrez-le, puis placez-le dans la zone exposée à l’aide du verso de la pointe de papier et en tapotant doucement.Ensuite, à l’aide d’une seringue chargée d’un agent de mordançage à 35 % d’acide phosphorique, couvrez la dent avec le mordançant, en évitant les tissus gingivaux, et laissez le mordançant agir pendant 15 secondes. Après 15 secondes, aspirez l’agent de mordançage de la dent et utilisez un applicateur en coton humidifié à l’eau pour essuyer tout agent de gravure restant. Aspirez et essuyez jusqu’à ce que tout l’agent de gravure soit éliminé.Ensuite, appliquez les adhésifs dentaires à l’aide du dos de la pointe du papier. Amincez la couche adhésive en la soufflant avec de l’air comprimé pendant quelques secondes. Faites ensuite durcir l’adhésif pendant 30 secondes avec la lumière appropriée.Maintenant, placez de petites quantités de composite sur la dent à l’aide de la pointe de l’explorateur pour faire couler le composite dans les rainures de la dent. Une fois appliqué, durcissez le composite pendant 30 secondes. Après avoir euthanasié la souris et retiré tout le maxillaire, placez la mâchoire dans du paraformaldéhyde à 4 % dans du PBS à pH 7,4.Gardez le tissu à 4 degrés Celsius pendant la nuit, et le lendemain matin, transférez-le dans de l’éthanol à 70 % pour le stockage jusqu’à ce qu’il puisse être traité. Pour faire une micro-tomodensitométrie du maxillaire, fixez-le d’abord dans une gaze imbibée d’éthanol à 70 %, puis emballez-le dans un tube de culture cellulaire de 15 millilitres. Montez ensuite le tube sur la platine de balayage micro-CT.Ensuite, réglez la source de rayons X pour qu’elle délivre un courant de 145 microampères avec 55 kilovolts de crête pendant 200 millisecondes. À l’aide d’un filtre en aluminium de 0,5 millimètre, acquérez des images avec une résolution de 20 microns. Une fois les examens terminés, commencez à détartrer le maxillaire avec 5 % d’EDTA et 4 % de saccharose dans du PBS, à un pH de 7,4.Laissez cette réaction durer deux semaines à 4 degrés Celsius. Après avoir encastré le maxillaire, faites des tranches de cinq microns d’épaisseur. Les zones de recouvrement de la pulpe coïncident généralement avec la racine palatine distale, qui peut être utilisée comme point de repère.Déterminez la zone d’intérêt précise en examinant l’histologie au microscope optique et en comparant les résultats aux micro-tomodensitogrammes. Pour la coloration H&E, retirez la paraffine et réhydratez les lames avec deux bains de xylène pendant quelques minutes chacun. Ensuite, passez-les dans une série d’éthanol dilué en série.Chaque bain ne doit être appliqué qu’une minute. Suivez la réhydratation par un rinçage. Ensuite, appliquez la solution d’hémotoxyline pendant deux minutes et demie.Retirez le colorant avec un rinçage, puis mettez les lames dans de l’éthanol à 95 % pendant une minute. Ensuite, colorez les lames avec une solution d’éosine pendant une minute, puis rincez-les. Inversez les étapes d’hydratation pour déshydrater les tissus tachés, en commençant par l’éthanol.Ensuite, traitez-les avec du xylène. Les diapositives peuvent ensuite être montées et imagées. En utilisant les procédures décrites, le recouvrement de la pulpe a été effectué sur des souris âgées de 8 semaines.Six semaines plus tard, leurs maxillaires ont été récoltés et examinés. Curieusement, la coloration H&E a révélé la formation de dentine dans toute la chambre pulpaire et les canaux radiculaires. Comparativement, la molaire non coiffée ne présentait pas la même formation de dentine.Dans la molaire coiffée, il y avait des caractéristiques de formation à la fois semblable à la dentine et à l’os, car les tubules dentinaires et les ostéocytes ont été trouvés dans la dentine réparatrice, suggérant que la pulpe lésée peut être minéralisée à la fois par les odontoblastes résidents et les ostéoblastes immigrants. L’utilisation de la coloration immunohistochimique DMP1 a confirmé l’augmentation de l’activité des cellules formant de la dentine réparatrice. Tout comme les vrais cabinets cliniques dentaires, avoir un assistant est extrêmement utile.Par exemple, avec un assistant, cette technique peut être réalisée en seulement dix minutes, une fois maîtrisée. Il est important de noter que lorsque vous exposez la pulpe, n’oubliez pas d’utiliser l’endolime et non la fraise. Et lorsque vous remettez le MTA, soyez prudent.N’oubliez pas que travailler avec des fixateurs comme le paraformaldéhyde peut être extrêmement dangereux. Des précautions telles que le port d’un équipement de protection individuelle doivent toujours être prises.

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Cette vidéo présente une technique permettant d’établir une co-culture de neurones trigéminaux et de cellules primaires de la pulpe dentaire à l’aide d’un filtre transwell. Dans cette condition physiquement séparée, les cellules mésenchymateuses obtenues à partir du tissu de la pulpe dentaire sécrètent des molécules de signalisation paracrine qui traversent les pores, favorisant la différenciation et la migration des neurones vers les cellules mésenchymateuses établissant un système de...

Etablissement d’une co-culture de cellules de pulpe dentaire et de neurones trijumeaux pour la communication croisée

Un modèle murin de la cicatrisation cutanée qui peut être utilisé pour évaluer les composés thérapeutiques dans des contextes physiologiques et physiopathologiques.

Modèle murin de la cicatrisation

Ici, nous présentons un protocole pour induire localement la parodontite apical chez les souris. Nous montrons comment percer un trou dans la dent de la souris et exposer sa pulpe, afin de provoquer une inflammation locale. Des méthodes d'analyse pour étudier la nature de cette inflammation, telles que le micro-CT et l'histologie, sont également démontrées.

Induire la parodontite apicale chez les souris

Ici, deux modèles murins de guérison de blessure sont décrits, l’un conçu pour évaluer les réponses cellulaires et de guérison de blessure de cytokine et l’autre pour quantifier le taux de fermeture de blessure. Ces méthodes peuvent être utilisées avec des modèles complexes de maladies telles que le diabète pour déterminer les mécanismes de divers aspects de la mauvaise cicatrisation des plaies.

Évaluation de la guérison aigue des plaies à l’aide de l’implantation d’éponge d’alcool polyvinyl subcutanée et des modèles excisionaux de blessure de peau de queue.

Ce protocole montre étape par étape les détails de la façon d’extraire la première molaire mandibulaire chez la souris. Il fournit une méthode alternative pour les chercheurs qui se concentrent sur la guérison et la régénération des os de la mâchoire.

L’établissement d’un modèle de guérison par voie d’extraction molaire mandibulaire murine

Cet article présente un protocole simplifié pour établir un modèle de pulpite chez la souris à l’aide d’un bâillon buccal innovant, suivi d’une analyse histologique ultérieure.

Etablissement d’un modèle d’exposition à la pulpe murine avec un nouveau bâillon pour la recherche sur la pulpite

Cette étude présente deux techniques expérimentales cruciales : la construction d’un modèle de plaie murine pour évaluer la fermeture de la plaie et la préparation de suspensions unicellulaires à partir de peau murine pour préserver la viabilité cellulaire.

Modèles de plaies chez la souris et préparation de suspensions de cellules uniques

La microdureté est une propriété mécanique et un paramètre informatif pour l’évaluation de la physiopathologie des tissus durs. Ici, nous démontrons un protocole standardisé (préparation d’échantillons, polissage, surface plane et sites d’indentation) pour l’analyse de la microdureté dans les dents et l’os alvéolaire dans des modèles de maladies bucco-dentaires de rongeurs, à savoir la fluorose dentaire et la résorption osseuse parodontale induite par la ligature.

Mesures de microdureté sur les dents et l’os alvéolaire dans des modèles de maladies bucco-dentaires chez les rongeurs

Les plaies représentent un défi de santé mondial. Cette étude a mis au point un photomaton standardisé utilisant la planimétrie numérique pour minimiser la variabilité des mesures des plaies. Le suivi des plaies chez la souris pendant 14 jours a révélé une augmentation initiale de la surface et du périmètre de la plaie, suivie d’une fermeture progressive. Cette méthodologie peut aider à évaluer la cinétique de fermeture des plaies dans des modèles précliniques.

Planimétrie numérique pour l’évaluation de la cinétique de fermeture des plaies dans un modèle murin

Pour étudier l’allotransplantation combinée d’organe solide et de composite vascularisé, nous décrivons un nouveau modèle hétérotopique de paroi thoracique, de thymus et de transplantation cardiaque en bloc chez la souris en utilisant une technique de brassard cervical sans suture.

A Novel Microsurgical Modèle pour Heterotopic, en bloc de la paroi thoracique, Thymus, et Transplantation cardiaque chez la souris

Apprenez le coiffage pulpaire direct chez la souris pour étudier la cicatrisation pulpaire et la formation de dentine réparatrice. Cette méthode permet d'évaluer les réponses biologiques aux matériaux dentaires in vivo.

Élaboration dun modèle de coiffage pulpaire direct pour lévaluation des pulpaire Wound Healing et Formation reconstructrice Dentin chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal

Élaboration d'un modèle de coiffage pulpaire direct pour l'évaluation des pulpaire Wound Healing et Formation reconstructrice Dentin chez la souris

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