Name: Une méthode de montage polyvalent pour limagerie à long terme du développement Zebrafish (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Apprenez une méthode de montage polyvalente pour l'imagerie à long terme des embryons de zèbre. Cette technique permet l'observation du développement postérieur tout en préservant la morphogenèse normale.

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Estelle Hirsinger : Financement de base de l’Institut Pasteur et de l’Agence Nationale de la Recherche (ANR-10-BLAN-121801 DEVPROCESS). Estelle Hirsinger est du Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS). Benjamin Steventon a été financé par l’Agence Nationale de la Recherche (ANR- 10-BLAN-121801 DEVPROCESS), puis une bourse Roux (Institut Pasteur) puis une bourse AFM-Téléthon (numéro 16829). Il est maintenant soutenu par une bourse Sir Henry Dale du Wellcome Trust et de la Royal Society.

1. Préparation des solutions et Pulled Verre aiguille <ol><li> Faire une solution 25x stock de Tricaine (3-amino ester éthylique de l&#39;acide benzoïque, également appelé le 3-aminobenzoate) à 4 mg / ml dans 20 mM Tris pH 8,8 et apporter cette solution est à pH 7. aliquote de 4 ml et conserver à -20 ° C. NOTE: L&#39;anesthésie Tricaine agit de préférence sur les canaux sodiques voltage-dépendants neuronaux bloquant ainsi des contractions musculaires et le mouvement 6. </li><li> Préparer une solution de travail de tricaïne à une concentration finale de 0,17 mg / ml dans du milieu d&#39;embryon E3. 7 NOTE: Faire la Tricaine solution de travail extemporanée que le pH de cette solution dérive. </li><li> On dissout le bas point de fusion d&#39;agarose à une concentration finale de 1,5% en E3 milieu d&#39;embryons dans un tube de 50 ml en chauffant la solution dans un four micro-ondes. Laissez cette solution équilibrer à 42-45 ° C soit dans un bain d&#39;eau ou de paillasse incubateur. Si la préparation de grands plats pour verticallumière feuille d&#39;imagerie (étape 4), faire un 25 ml supplémentaires de 1% fusion norme agarose dans un milieu d&#39;embryon E3. </li><li> Utilisez verre borosilicate avec des capillaires à incandescence avec des dimensions de 1,20 mm OD, ID 0.69 mm, longueur 10 mm. </li><li> Si capillaires sont tirés sur le type de chauffage à filament aiguille extracteur décrit dans le tableau des équipements et réactifs, utilisez les paramètres suivants: Chaleur 600, Pull 120, Velocity 50, Temps 225, pression 500. Avec une paire de pinces acérées, pause l&#39;aiguille juste après le point où il fléchit pour créer une aiguille propre et nette pour orienter les embryons et enlever l&#39;excès d&#39;agarose. Un micro-scalpel peut également être utilisé pour éliminer l&#39;excès d&#39;agarose. </li></ol> 2. Incorporation des Embryons Inverted ou Microscopie Upright <ol><li> Soulever les embryons jusqu&#39;au stade approprié dans le milieu de l&#39;embryon E3. 7 </li><li> Au stade nécessaire, les embryons dechorionate avec une paire de pinces acérées sous une dissection binoculaireMicroscope tion. </li><li> Incuber les embryons dechorionated pendant au moins 5 minutes dans la solution de travail Tricaine. </li><li> Une fois la solution d&#39;agarose fondu est refroidi à 45 ° C, en utilisant une pipette Pasteur en verre pour transférer l&#39;embryon dechorionated directement dans le tube de 50 ml avec un transfert minimal de milieu E3. </li><li> Retirer l&#39;embryon avec environ 1 ml de milieu de montage et d&#39;ajouter env. 100 ul de milieu de montage en même temps que l&#39;embryon au cercle central d&#39;une boîte de pétri de 35 mm à fond de verre de 10 mm avec un micropuits. </li><li> Le moyen de montage se couche, l&#39;embryon se déplacer vers le bord du cercle d&#39;agarose avec la queue dirigée vers l&#39; extérieur (figure 1A). Utiliser l&#39;aiguille capillaire pour maintenir l&#39;embryon dans l&#39;orientation latérale souhaitée jusqu&#39;à ce que le gel est complètement réglée. Pour l&#39;image du développement du corps postérieur, prendre soin d&#39;orienter l&#39;embryon dans le plus latéral une orientation possible. Par conséquent, de maintenir l&#39;embryon dans cette position par adjustmen soigneusesct l&#39;aiguille capillaire. NOTE: Les embryons multiples peuvent être ajoutés à la boîte de montage à ce point, si nécessaire. Si tel est le cas, transférer le faible point de fusion d&#39;agarose dans le premier plat et ajouter les embryons au centre de la goutte d&#39;agarose. Ensuite, appuyez sur les embryons vers les bords de l&#39;anneau de verre et d&#39;orienter dans la position souhaitée. Jusqu&#39;à six embryons peuvent être montés de cette façon avant l&#39;agarose se solidifie. </li></ol> 3. Retrait de l&#39;excédent Agarose autour du corps Postérieur NOTE: Cette section décrit la procédure par laquelle l&#39;agarose est retiré de la région entourant le corps postérieur. Dans le cas d&#39;allongement du corps postérieur, il est important de faire en sorte que la queue peut grossissement normalement. En enlevant l&#39;agarose après que l&#39;embryon a été complètement compris par l&#39;agarose, l&#39;embryon est laissée enfermée par la région de la tête et approximativement la moitié de la vésicule ombilicale. <ol><li> Une fois que la goutte d&#39;agarose a fixé, inonder le petri dish avec la solution de travail Tricaine. </li><li> Sous un microscope binoculaire de dissection avec une base de lumière transmise, régler la position du miroir et de l&#39;angle de la lumière incidente de sorte que le fort contraste permet les coupes dans l&#39;agarose à voir clairement à travers l&#39;opération. </li><li> Pour effectuer couper 1 (Figure 1), utiliser l&#39;aiguille capillaire ou le micro-scalpel pour couper la mi-agarose le long du jaune, d&#39;une position juste derrière le champ de coeur formant à la position du somite 5 (5 e somite antérieure). </li><li> Commencez la coupe initiale adjacente au cœur formant comme indiqué, et la façon complète à travers l&#39;agarose au verre. </li><li> Gardez le capillaire ou micro-scalpel au plus profond de l&#39;agarose, et lentement vu monter et descendre tout en commençant à faire une longue coupure sur l&#39;embryon comme le montre la figure 1. Coupez aussi près de l&#39;embryon que possible sans perforer l&#39;embryon ou le jaune. </li><li> Ensuite, faire des coupes 2 et 3 (figure 1 </strong&gt;), À partir de la position contre l&#39;embryon et avec la coupe tout le chemin vers le bas pour le verre à fond plat. Faire couper 2, de sorte qu&#39;il est tangent aux 5 premiers somites, ce qui permet une pleine dorsalward déploiement du corps postérieur. Faire réduire de 3 à un angle de 90 ° avec la surface de jaune et à partir du Heartfield. REMARQUE: Couper l&#39;agarose jusqu&#39;à ce que le bord du cercle de verre (comme représenté sur la figure 1) , les aides à éliminer l&#39;agarose comme un bloc complet (étape 3.6). Cependant, ce ne sont pas nécessaires. </li><li> À partir de l&#39;intersection des coupes 1 et 3, faire une coupe en diagonale lente vers la fin de la coupe 2 tout en soulevant lentement vers le haut afin de déloger le carré d&#39;agarose entourant le corps postérieur. Remarques: Dans certains cas, ce sera publié dans un seul bloc et l&#39;opération est terminée en une seule fois. Dans d&#39;autres, il peut prendre plusieurs tentatives pour dé-lodge tous les agarose entourant l&#39;embryon. </li><li> Avec une paire de pinces acérées, enlever le b délogémèches de l&#39;agarose à partir du milieu de l&#39;embryon. Pour faciliter ce processus, déplacer les pièces d&#39;agarose sur le côté du plat et d&#39;utiliser la paroi de la boîte de Pétri comme support tout en soulevant les morceaux d&#39;agarose. </li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55210/55210fig1.jpg" /> Figure 1: Diagrammes de montage Set-ups. (A) Le diagramme montre la position de l&#39;embryon monté à l&#39; intérieur de l&#39;anneau de verre centre d&#39;une boîte de Petri. Sur la droite est un zoom de l&#39;embryon avec chaque coupe successive à travers l&#39;entourant agarose représenté avec des lignes rouges dottted. (B) Les embryons montés sont schématisés en vue latérale affichant la facilité d&#39;accès pour les deux objectifs inversés et verticaux. (C) Un digram similaire montrant comment les embryons peuvent être montés pour l&#39; imagerie de nappe de lumière vertical set-ups. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55210/55210fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cl</a>beurk ici pour voir une version plus grande de cette figure. <ol start="9"><li> Si des contractions musculaires ne sont pas complètement bloquée à ce moment, ajouter quelques gouttes de Tricaine de la solution mère de 4 mg / ml, pH 7. </li></ol> 4. Montage d&#39;embryons pour Light-feuille Vertical Microscopie NOTE: Ceci est une variante de la méthode décrite ci-dessus qui permet l&#39;accès des objectifs multiples pour l&#39;imagerie d&#39;échantillons par SPIM verticalement orientée. L&#39;idée derrière cette variation est de lever l&#39;échantillon légèrement supérieur au fond du plat, pour permettre un accès facile des deux objectifs d&#39;imagerie. <ol><li> Avant de goûter le montage, le manteau une boîte de Pétri en plastique de 100 mm avec 1% d&#39;agarose en milieu E3 à une hauteur de 5 mm et permet de définir. </li><li> Déposer une goutte de 1 ml bas point de fusion d&#39;agarose au centre du plat et laisser reposer. </li><li> Intégrer dans les embryons bas point de fusion d&#39;agarose comme dans l&#39;article 2. Cependant, cette fois, supprimer l&#39;embryon du tube de 50 mld&#39;agarose avec une baisse plus faible de solution (0,5 ml) et placer cette petite goutte sur le dessus du 1 ml déposer dans le centre du plat. </li><li> Utiliser l&#39;aiguille capillaire pour placer l&#39;embryon dans le centre de la goutte et de maintenir son orientation correcte jusqu&#39;à ce que le gel est réglée. </li><li> Inonder le plat avec la solution de travail Tricaine et éliminer l&#39;excès d&#39;agarose comme dans la section 3, mais sans couper à travers le coussin de 1% d&#39;agarose standard. </li></ol>

<ol><li>Graeden, E., Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+Imaging+of+the+Zebrafish+Embryonic+Brain+by+Confocal+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy.</a> J Vis Exp. (26), e1-e2 (2009).</li>
<li>Delaune, E. A., François, P., Shih, N. P., Amacher, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-Cell-Resolution+Imaging+of+the+Impact+of+Notch+Signaling+and+Mitosis+on+Segmentation+Clock+Dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Single-Cell-Resolution Imaging of the Impact of Notch Signaling and Mitosis on Segmentation Clock Dynamics.</a> Dev Cell. 23 (5), 995-1005 (2012).</li>
<li>Lawton, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulated+tissue+fluidity+steers+zebrafish+body+elongation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Regulated tissue fluidity steers zebrafish body elongation.</a> Development. 140 (3), 573-582 (2013).</li>
<li>Dray, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-Fibronectin+Interactions+Propel+Vertebrate+Trunk+Elongation+via+Tissue+Mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell-Fibronectin Interactions Propel Vertebrate Trunk Elongation via Tissue Mechanics.</a> Curr Biol. 23 (14), 1335-1341 (2013).</li>
<li>Steventon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Species+tailoured+contribution+of+volumetric+growth+and+tissue+convergence+to+posterior+body+elongation+in+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Species tailoured contribution of volumetric growth and tissue convergence to posterior body elongation in vertebrates.</a> Development. 143, 1732-1741 (2016).</li>
<li>Attili, S., Hughes, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetic+Tricaine+Acts+Preferentially+on+Neural+Voltage-Gated+Sodium+Channels+and+Fails+to+Block+Directly+Evoked+Muscle+Contraction%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Anaesthetic Tricaine Acts Preferentially on Neural Voltage-Gated Sodium Channels and Fails to Block Directly Evoked Muscle Contraction.</a> PLoS ONE. 9 (8), 103751-103756 (2014).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="https://zfin.org/zf_info/zfbook/zfbk.html">The Zebrafish Book, 5th Edition; A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio)</a>. , University of Oregon Press. Eugene. Paperback (2007).</li>
<li>Schröter, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+zebrafish+somitogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Dynamics of zebrafish somitogenesis.</a> Dev Dyn. 237 (3), 545-553 (2008).</li>
<li>Megason, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+toto+imaging+of+embryogenesis+with+confocal+time-lapse+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+%28Clifton%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">In toto imaging of embryogenesis with confocal time-lapse microscopy.</a> Methods Mol Biol (Clifton, N.J.). 546, Chapter 19 317-332 (2009).</li>
<li>Sugiyama, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illuminating+cell-cycle+progression+in+the+developing+zebrafish+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Illuminating cell-cycle progression in the developing zebrafish embryo.</a> PNAS. 106 (49), 20812-20817 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette technique de montage permet embryons à conserver encore pendant le transfert au microscope et plus des expériences d&#39;imagerie time-lapse à long terme visant à la suite postérieure allongement du corps à des échelles de longueur multiples. En outre, il est souple en ce qu&#39;elle permet d&#39;imagerie sur la microscopie en position verticale et inversée set-up, et une suggestion est faite pour savoir comment cela peut être adapté en outre pour SPIM orienté verticalement. Une étape ...

Postérieur corps d&#39;allongement est un processus essentiel dans le développement embryonnaire de l&#39;embryon qui se prolonge pour former une partie importante de l&#39;axe du corps. Il est un exemple d&#39;un processus complexe par lequel morphogénétique comportements cellulaires multiples agissent de façon coordonnée pour générer la morphogenèse au niveau des tissus individuels. Ces déformations du tissu différentiel agissent alors ensemble pour produire l&#39;allongement du corps postérieur au niveau de l&#39;ensemble de la structure. Pour comprendre comment ces processus sont contrôlés et coordonnés au cours du développement, nous devons être en mesure de suivre ces processus à des échelles multiples (ie au niveau des molécules, des cellules, des populations de cellules et de tissus) et de relier cela directement à la morphogenèse de l&#39; ensemble de la structure . embryons de poisson zèbre sont idéales pour le corps imagerie postérieure allongement de leur transparence optique et de petite taille permet à l&#39;application de l&#39;imagerie de la lumière mini-invasive des approches bien adaptées à live imagerie. 1 Ceci a été mis en évidence par une série de publications récentes qui ont mis en lumière le développement du corps postérieur au niveau des molécules, 2 cellules simples, 3 et inter-tissulaires comportements, 4 ainsi qu&#39;au niveau de la population cellulaire et un organe entier. 5 Les techniques d&#39;imagerie avancées telles que confocale, la microscopie multi-photonique et la microscopie d&#39;éclairage plan sélectif (SPIM) permettent à l&#39;imagerie à long terme des processus de développement avec une diminution de l&#39;effet de la toxicité lumière et photo-blanchiment. techniques robustes pour le montage d&#39;échantillons vivants sont nécessaires pour atteindre trois objectifs: 1) un soutien suffisant pour maintenir les échantillons dans l&#39;orientation correcte pendant le transfert au microscope et lors de l&#39;acquisition, 2) la liberté de mouvement suffisante de l&#39;échantillon pour permettre l&#39;excroissance de la région postérieure du corps sans affecter son devel normaleloppement, et enfin 3) un certain degré de polyvalence de la méthode de montage pour permettre l&#39;imagerie sur diverses imagerie set-ups. Ce protocole a introduit une technique de montage pour imager le développement du poisson zèbre D. rerio. Cette technique implique des embryons de montage de telle sorte que les régions de la tête et le sac vitellin sont presque entièrement inclus dans l&#39;agarose, tout en laissant la région postérieure du corps pour allonger et se développer normalement. En tant que tel, il est également une méthode appropriée pour l&#39;imagerie à long terme d&#39;autres régions du corps en développement l&#39;agarose permet l&#39;imagerie par des techniques d&#39;imagerie de lumière standard. Ce protocole démontre montage des embryons dans une orientation latérale, mais il est également possible de monter des embryons dans des orientations altératives. Il va encore montrer comment adapter la méthode pour vertical, inversé et verticales configurations de microscopie optique à feuille.

<table><tbody><tr><td>CONSOMMABLES</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plats à fond de verre</td><td>Mattek</td><td>P35-1.5-10-C</td><td>Boîte de Pétri de 35 mm, micropuits de 10 mm. N° 1.5 Capillaires en verre</td></tr><tr><td>de couverture pour aiguilles d’injection</td><td>&nbsp ; Sutter&nbsp ;</td><td>BF 120-94-10</td><td>Nous utilisons du verre orosilicate avec filament, OD 1,20 mm, ID 0,94 mm, longueur 10 cm. Cependant, les aiguilles à filament ne sont pas nécessaires et la plupart des aiguilles standard d’injection devraient fonctionner.</td></tr><tr><td>Micro-scalpel</td><td>Feather</td><td>P-715</td><td>Scalpel ophtalmique jetable Micro Feather avec manche en plastique</td></tr><tr><td>Pipettes</td><td></td><td></td> Pasteur <td>230 mm de long</td></tr><tr><td><fort>RÉACTIFS</FORT>Tricaïne</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5040</td><td></td></tr><tr><td>Agarose à bas point de fusion</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9414</td><td></td></tr><tr><td>< SOLIDE>ÉQUIPEMENT</solide></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince fine&nbsp ;</td><td>FINE SCIENCE TOOLS GMBH&nbsp ;</td><td>11252-30&nbsp ;</td><td>Dumont #5</td></tr><tr><td>Extracteur d’aiguille&nbsp ;</td><td>Sutter&nbsp ;</td><td>P97</td><td>Extracteur d’aiguille à filament chauffant</td></tr><tr><td>Microscope binoculaire de dissection</td><td>Leica</td><td>S8 Apo</td><td></td></tr></tbody></table>

une méthode de montage polyvalent pour l&#39;imagerie à long terme du développement zebrafish

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

embryons de poisson zèbre offrent un système expérimental idéal pour étudier les processus morphogénétiques complexes en raison de leur facilité d&#39;accès et de transparence optique. En particulier, l&#39;allongement du corps postérieur est un processus essentiel dans le développement embryonnaire par lequel de multiples déformations des tissus agissent ensemble pour diriger la formation d&#39;une grande partie de l&#39;axe du corps. Afin d&#39;observer ce processus en imagerie time-lapse à long terme, il est nécessaire d&#39;utiliser une technique de montage qui permet un soutien suffisant pour maintenir les échantillons dans l&#39;orientation correcte pendant le transfert au microscope et acquisition. En outre, le montage doit également assurer la liberté de mouvement suffisante pour l&#39;excroissance de la région postérieure du corps sans affecter son développement normal. Enfin, il doit y avoir un certain degré de polyvalence de la méthode de montage pour permettre l&#39;imagerie sur diverses imagerie set-ups. Ici, nous présentons une technique de montage pour l&#39;imagerie du développement du corps postérieur elongation dans le zebrafish D. rerio. Cette technique implique des embryons de telle sorte que les régions tête et jaune sac sont presque entièrement inclus dans agarose de montage, tout en laissant la région postérieure du corps pour allonger et se développer normalement. Nous allons montrer comment cela peut être adapté à la verticale, inversé et vertical microscopie optique-feuille set-ups. Bien que ce protocole met l&#39;accent sur les embryons pour l&#39;imagerie du corps postérieur de montage, il pourrait facilement être adapté pour l&#39;imagerie en direct de plusieurs aspects du développement du poisson zèbre.

Le protocole décrit ci-dessus détaille une technique versatile pour le montage des embryons de poisson zèbre pour l&#39;imagerie laps de temps à long terme. Un exemple de ceci est représenté sur la figure 2A et d&#39; animation / vidéo Figure 1. Les embryons ont été injectés au stade 1 cellule avec l&#39;ARNm codant pour la protéine fluorescente photoconvertible kikumeGR. Au stade 15 somites, ils ont été montés comme décrit ci-dessus et imagée pendant 12...

Ici, nous présentons une méthode de montage polyvalente qui permet l’imagerie à long terme en accéléré du développement postérieur du corps d’embryons de poisson-zèbre vivants sans perturber le développement normal.

Une méthode de montage polyvalent pour l&#39;imagerie à long terme du développement Zebrafish

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

L'objectif général de cette méthode est de monter des embryons de poisson zèbre pour une imagerie en direct, permettant le développement normal de la région postérieure du corps. Cette méthode peut être adaptée à l'imagerie d'autres régions du poisson zèbre en développement. Cette technique permet de répondre à des questions fondamentales en biologie du développement, telles que la manière dont les comportements individuels des cellules conduisent à la morphogenèse au niveau des tissus entiers.L'avantage principal de cette technique est qu'elle permet une liberté de mouvement de la partie postérieure du corps tout en maintenant l'embryon dans l'orientation correcte. Pour commencer, ajoutez de l'agarose à bas point de fusion à une concentration finale de 1,5 % dans du milieu E3 dans un tube de 50 millilitres, puis dissolvez l'agarose en chauffant au micro-ondes. Laissez la solution s'équilibrer à une température de 42 à 45 degrés Celsius dans un bain-marie ou un incubateur sur banc.Après avoir tiré les aiguilles en verre conformément au protocole décrit. À l’aide d’une pince, casser l’aiguille juste après l’endroit où elle fléchit afin de créer une pointe propre et tranchante pour orienter les embryons et éliminer l’excès d’agarose. Élever les embryons jusqu’au stade approprié dans le milieu E3.Ensuite, sous un microscope stéréo, utilisez une paire de pinces fines pour déchorionner les embryons. Incubez les embryons déchorionnés pendant au moins cinq minutes dans une solution working de tricaïne. Puis, utilisez une pipette en verre de Pasteur pour transférer l'embryon déchorionné avec un minimum d'E3 directement dans le tube de 50 millilitres contenant de l'agarose à 45 degrés celsius.Retirer l'embryon avec environ un millilitre du milieu de montage contenant de l'agarose et transférer environ 100 microlitres de ce milieu contenant l'embryon au centre d'un puits microscopique de 10 millimètres situé au fond d'une boîte de Pétri de 35 millimètres à fond en verre. Pendant que le milieu de montage durcit, déplacer l'embryon vers le bord du cercle d'agarose, la queue orientée vers l'extérieur. Utiliser l'aiguille capillaire pour orienter l'embryon de façon aussi latérale que possible afin d'observer le développement de la partie postérieure du corps.Ensuite, à l’aide de la pipette capillaire, maintenir l’embryon dans l’orientation latérale souhaitée jusqu’à ce que le gel soit complètement solidifié. Une fois la goutte d’agarose solidifiée, utiliser la solution working de tricaine pour inonder la boîte de Pétri. Puis, au microscope stéréoscopique équipé d’une platine à lumière transmise, régler la position du miroir et l’angle de la lumière incidente de manière à obtenir un contraste suffisant pour distinguer clairement les incisions dans l’agarose.Pour effectuer la première incision, utilisez l’aiguille capillaire ou le micro-scalpel pour couper l’agarose par un mouvement de scie vertical, à côté et au milieu du vitellus, juste en arrière des champs cardiaques en formation jusqu’au cinquième somite antérieur, et complètement à travers l’agarose jusqu’au verre. Il est essentiel de veiller à ce que l’embryon ne soit pas endommagé lors de la coupe de l’agarose au-dessus du sac vitellin. Ensuite, réalisez la deuxième et la troisième incision, en partant du côté de l’embryon jusqu’au verre, de manière tangentielle aux cinq premiers somites, permettant ainsi le dépliement dorsal de la partie postérieure du corps.Ensuite, à partir de l'intersection des coupes une et trois, effectuez une coupe diagonale lente en direction de l'extrémité de la coupe trois, tout en relevant progressivement pour déloger le carré d'agarose entourant la partie postérieure du corps. À l’aide d’une pince fine, retirez les blocs d’agarose délogés du milieu d’embryon en utilisant la paroi de la boîte de Pétri comme support lors de l’extraction des morceaux d’agarose. Avant le montage de l’échantillon, recouvrez une boîte plastique de 100 millimètres avec un agarose à 1 % dans l’E3 sur une hauteur de cinq millimètres et laissez durcir.Ensuite, déposez une goutte d'un millilitre d'agarose à bas point de fusion au centre de la boîte et laissez-la également durcir. Incorporez les embryons dans l'agarose à bas point de fusion comme cela a été démontré précédemment dans cette vidéo. Toutefois, cette fois, retirez l'embryon du tube de 50 millilitres d'agarose à l'aide d'une plus petite goutte de solution, puis déposez cette petite goutte par-dessus la goutte d'un millilitre située au centre de la boîte.Utilisez l'aiguille capillaire pour positionner l'embryon au centre de la petite goutte et maintenir son orientation correcte jusqu'à ce que le gel soit solidifié. Enfin, inondez la boîte avec la solution de travail de tricaine et retirez l'agarose en excès. Un exemple d'embryon de poisson zèbre injecté avec un ARNm codant pour la protéine fluorescente photoconvertible kikumeGR, puis monté au stade 15 somites et soumis à une imagerie en temps-lapse pendant 12 heures est présenté dans cette vidéo animée.La partie postérieure du corps est laissée libre de se mouvoir et présente des changements morphologiques similaires à ceux observés chez les embryons autorisés à se développer librement hors de leur chorio dans des conditions de culture normales. Dans cette vidéo, les embryons ont été injectés au stade 16 cellules avec un ARNm codant pour l'histone 2B-RFP, qui marque les noyaux, et pour CAAX-GFP, qui marque les membranes cellulaires. Les images ont été acquises sur un microscope à deux photons droit équipé d'un objectif à immersion dans l'eau de 25X, à partir du stade 10 paires de somites pendant trois heures, afin de visualiser les comportements cellulaires durant la formation du bourgeon caudal.On peut observer les cellules produisant des protrusions actives et un mouvement directionnel pendant la formation normale du bourgeon caudal. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 20 minutes si elle est effectuée correctement. Lors de l'exécution de cette procédure, il est important de s'assurer que l'embryon est en position latérale pendant la prise du gel d'agarose.Sinon, la région d’intérêt sortira rapidement du champ de vision pendant l’imagerie. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une compréhension claire de la manière de monter des embryons de poisson zèbre pour l’imagerie en direct de l’allongement du corps postérieur.

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Developmental Biology

Biologie du développement

Nous décrivons ici une méthode pour le montage embryons de poissons zèbres à long terme d'imagerie, l'imagerie à deux photons et les tissus des dommages-techniques, et time-lapse imagerie confocale.

Deux photons axotomie et time-lapse imagerie confocale dans embryons de poissons zèbres vivent

Cet article décrit une méthode pour monter des embryons de poisson-zèbre vivants pour l’imagerie à long terme. Cette méthode est rentable et facile à mettre en œuvre à l’aide de boîtes de microscopie à fond de verre ordinaires pour l’imagerie au microscope inversé. Le montage est effectué en couches d’agarose à différentes concentrations.

Montage de gélose en couches : préparation d’embryons de poisson-zèbre vivants pour l’imagerie à long terme avec un microscope inversé

Cette vidéo décrit étape par étape les instructions sur le montage d’embryons de poisson-zèbre vivants sur une plaque à 6 puits à l’aide d’agarose à bas point de fusion. Il permet également d’acquérir des images d’embryons vivants et de les analyser à l’aide d’un logiciel.

Le montage de gélose : une méthode de base pour monter des embryons de poisson-zèbre vivants pour l’imagerie à long terme

Le développement de poisson zèbre peut être suivie au fil des jours avec la microscopie nappe de lumière lorsque les embryons sont incorporés dans des tubes de polymères optiquement transparents à faible concentration d'agarose.

Multicouche de montage pour à long terme Fiche microscopie optique de poisson zèbre

L’imagerie du comportement dynamique des organites et d’autres structures subcellulaires in vivo peut faire la lumière sur leur fonction dans des conditions physiologiques et pathologiques. Ici, nous présentons des méthodes de marquage génétique de deux organites, les centrosomes et les mitochondries, et d’imagerie de leur dynamique dans des embryons de poisson-zèbre vivants à l’aide de la microscopie à grand champ et confocale.

Imagerie Structures subcellulaires dans le Embryo Living Zebrafish

Ce manuscrit décrit le zWEDGI (poisson-zèbre Wounding et dispositif de piégeage pour la croissance et de l’imagerie), qui est un dispositif compartimenté destiné à orienter et à empêcher les larves de poisson zèbre. La conception permet la transection de la queue et à long terme collection d’images de microscopie de fluorescence à haute résolution de la cicatrisation et de régénération.

À long terme direct Imaging Device pour meilleure Manipulation expérimentale des larves de poisson zèbre

Cet article décrit une méthode pour monter les embryons fragiles de poisson zèbre pour la microscopie confocale de time-lapse prolongée. Cette méthode à faible coût est facile à exécuter en utilisant des plats de microscopie à fond de verre réguliers pour l'imagerie sur n'importe quel microscope inversé. Le montage est effectué en couches d'agarose à différentes concentrations.

Une méthode de montage en couches pour la microscopie confocale de temps-lapse prolongée des embryons entiers de poisson zèbre

Ce protocole décrit une approche pour l’étiquetage in toto et l’imagerie multidimensionnelle du développement oculaire précoce du poisson-zèbre. Nous décrivons l’étiquetage, l’intégration et l’imagerie quadridimensionnelle (4D) à l’aide de la microscopie confocale à balayage laser, ainsi que les considérations relatives à l’optimisation de l’acquisition d’ensembles de données pour disséquer les mécanismes de morphogenèse optique en coupe.

Imagerie en 4 dimensions de la morphogenèse de la coupe optique du poisson-zèbre

Ce protocole utilise l’imagerie par feuille de lumière pour étudier la fonction contractile cardiaque chez les larves de poisson-zèbre et mieux comprendre la mécanique cardiaque grâce au suivi cellulaire et à l’analyse interactive.

Imagerie 4D de la contraction cardiaque du poisson-zèbre

Une stratégie de préparation d’échantillons pour l’imagerie d’embryons précoces de poisson-zèbre dans un chorion intact à l’aide d’un microscope à feuillet de lumière est décrite. Il analyse les différentes orientations que les embryons acquièrent à l’intérieur du chorion aux stades épibolique et bourgeonnaire à 70 % et détaille les stratégies d’imagerie pour obtenir une résolution à l’échelle cellulaire dans tout l’embryon à l’aide du système de feuillet lumineux.

Stratégies d’imagerie et de montage par microscopie à feuillet de lumière pour les embryons précoces de poisson-zèbre

Apprenez une méthode de montage polyvalente pour l'imagerie à long terme des embryons de zèbre. Cette technique permet l'observation du développement postérieur tout en préservant la morphogenèse normale.

Une méthode de montage polyvalent pour l'imagerie à long terme du développement Zebrafish

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