Name: Méthodes dextraction des endosymbionts de la mouche blanche Bemisia tabaci (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-19T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
Description: Apprenez à extraire les endosymbiontes de Bemisia tabaci par dissection et filtration pour l'entomologie. Cette méthode permet d'isoler des bactéries pour le séquençage et l'étude des interactions insecte-microbe.

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L&#39;appui financier de cette étude a été fourni par le Programme national de recherche et de développement clés (2016YFC1200601) et la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31390421).

1. Élevage de la mouche blanche et identification des espèces Cryptiques <ol><li> Maintenir les espèces de mouches blanches sur le coton Gossypium hirsutum (Malvaceae) (cv. Zhe-Mian 1973) dans des cages dans des conditions standard de 27 ± 1 ° C, 70 ± 10% d&#39;humidité et 14 h de lumière: 10 h de régime sombre. </li><li> Recueillir une mouche blanche adulte individuelle et homogénéiser dans 30 μL de tampon de lyse (10 mM Tris, pH 8,4, 50 mM KCl, 0,45% [wt / vol] Tween-20, 0,2% [wt / vol] de gélatine, 0,45% [vol / Vol] Nonidet P 40, 60 g / mL de protéinase K). </li><li> Incuber l&#39;homogénat à 65 ° C pendant 1 h puis 100 ° C pendant 10 min. NOTE: Le temps d&#39;incubation à 65 ° C peut être augmenté si nécessaire. Le temps d&#39;incubation à 100 ° C doit être contrôlé de manière critique pour inactiver suffisamment la protéinase K et éviter les dommages causés par l&#39;ADN. </li><li> Effectuer la réaction en chaîne de la polymérase (PCR) en utilisant l&#39;ADN de la mouche blanche (acquise dans la section 1.3) à base d&#39;amorces mitochondriales de la cytochrome oxydase I. COI-F: 5&#39;-TTGATTTTTTGGTCATCCAGAAGT-3 &#39; COI-R: 5&#39;-TAATATGGCAGATTAGTGCATTGGA-3 &#39; <ol><li> Effectuer les réactions de PCR dans un volume final de 25 μL contenant 1 U de Taq DNA polymerase, 2,5 μL de tampon 10x, 0,2 mM de dNTP, 0,2 mM de chaque amorce et 2 μL d&#39;ADN de la mouche blanche. </li><li> Utiliser les conditions de procédure de PCR suivantes: dénaturation initiale 95 ° C pendant 3 minutes suivie de 35 cycles de 95 ° C pendant 45 s (dénaturation), 50 ° C pendant 45 s (recuit) et 72 ° C pendant 1 min (extension) et 10 minutes supplémentaires à 72 ° C pour une extension supplémentaire. </li></ol></li><li> Nettoyez le produit amplifié par PCR en utilisant un kit d&#39;extraction de gel d&#39;ADN avec le protocole recommandé. </li><li> Séquence des échantillons d&#39;ADN purifiés avec un système de séquençage d&#39;échantillons d&#39;ADN suivant les instructions du fabricant. </li><li> Analyser les séquences en utilisant l&#39;outil de recherche d&#39;alignement local de base (BLAST) pour identifier les espèces cryptiques de la mouche blanche et éviter la contamination d&#39;autres spécimensEs. </li></ol> 2. Endosymbiont Identification et Localisation <ol><li> Effectuer la PCR sur l&#39;ADN de la mouche blanche (acquise à l&#39;étape 1.3) pour amplifier les gènes spécifiques de chaque endosymbiont dans la mouche blanche (la recette PCR est décrite dans la section 1.4, et les procédures de PCR et les amorces sont listées dans le tableau 1 ). </li><li> Soumettre l&#39;échantillon amplifié à l&#39;électrophorèse sur gel d&#39;agarose conformément au protocole 20 précédemment publié (gel d&#39;agarose à 1%, Tris-acétate-EDTA comme tampon courant, tension 5 V / cm) pour identifier le gène spécifique de chaque bactérie. </li><li> Récupérer et séquencer chaque bande pour déterminer les espèces bactériennes au sein de la mouche blanche (voir les sections 1.5-1.7). </li><li> Effectuer des hybridations in situ fluorescence (FISH) sur les mouches blanches pour identifier la localisation des endosymbionts selon le protocole précédemment publié 19 . REMARQUE: Augmenter la concentration des sondes fluorescentes si nécessaire. </li></oL&gt; 3. Microscopie électronique de transmission (TEM) <ol><li> Immerger et corriger les mouches blanches dans du tampon phosphate (0,1 M, pH 7,0) contenant 2,5% [vol / vol] glutaraldéhyde pendant 4 h. </li><li> Laver les échantillons dans du tampon phosphate (0,1 M, pH 7,0) trois fois, 15 minutes à chaque fois. </li><li> Immerger et réparer les échantillons à nouveau dans du tampon phosphate (0,1 M, pH 7,0) contenant 1% [wt / vol] OsO 4 pendant 2 h. </li><li> Déshydratez les échantillons par une série d&#39;éthanol graduée (30%, 50%, 70%, 80%, 90%, 95% et 100%), 15 minutes à chaque fois. </li><li> Transférer et immerger les échantillons dans 100% d&#39;acétone pendant 20 min. </li><li> Placez les échantillons dans un mélange de 100% d&#39;acétone et 100% de résine Spurr (1: 1) pendant 1 h à température ambiante. </li><li> Transférer les échantillons dans un mélange de 100% d&#39;acétone et 100% de résine Spur (1: 3) pendant 3 h à température ambiante. </li><li> Transférer et immerger les échantillons dans une résine 100% Spurr (incubée à 70 ° C) pendant plus de 9 h. </li><li> Sectionz les échantillons de mouche blanche en utilisant un micropour moi. </li><li> Tachez les films ultra-minces (acquis dans la section 3.9) par immersion dans de l&#39;acétate d&#39;uranyle absolu pendant 5 à 10 min, suivie d&#39;une immersion dans du citrate de plomb alcalin à 50% pendant encore 5 à 10 min. REMARQUE: Les volumes de réactifs utilisés dans la section 3.1-3.10 dépendent des échantillons. Assurez-vous que les échantillons sont immergés dans les réactifs. </li><li> Observez les échantillons sous microscopie électronique à transmission (15 000 X) pour déterminer la localisation, la forme et la taille des bactéries pour une utilisation ultérieure (voir la section 4.6). </li></ol> 4. Dissection et purification des bactéries blanches <ol><li> Ajouter 100 μL de 1x solution de PBS sur une lame de microscope. Choisissez des nymphes au 3ème ou 4ème stade des feuilles de coton et immergez-les dans la solution PBS. </li><li> Utilisez des aiguilles entomologiques fines sous un stéréomicroscope et retirez les bactériomes du corps de la mouche blanche. <ol><li> Coupez délicatement un trou d&#39;un côté de la nymphe et appuyez légèrement sur l&#39;autreCôté pour laisser sortir les bactériomes. </li></ol></li><li> Montez un microchargeur de 20 μL (avec la coupe finale pour atteindre la taille de la bactériome) sur une pipette de 0,5 à 10 μl. Extraire le bactériome individuel de la solution PBS dans le micro-chargeur. </li><li> Lavez la bactériome pour éliminer la contamination d&#39;autres mouchoirs blancs en pipetant la bactériome dans la solution PBS et en extrayant le bactériome. Répétez trois fois. </li><li> Immédiatement, pipeter la bactériome lavée dans un tube de centrifugation contenant 60 μL de solution 1x PBS. </li><li> Filtre à la seringue de la bactériome assemblée à travers une membrane filtrante de 5 μm (déterminée par des tailles de bactéries et le noyau de bactériocytes dans la mouche blanche). Répétez plusieurs fois pour déplacer complètement le liquide mélangé à travers la membrane filtrante. REMARQUE: Pour obtenir un meilleur résultat de l&#39;amplification et du séquençage, assembler plus de 100 bactériomes. Mouillez la membrane filtrante d&#39;abord en utilisant une solution 1x PBS pour diminuer la perte de bactériesLiaison à la membrane. </li></ol> 5. Amplification des génomes d&#39;endosymbionte <ol><li> Amplifier le filtrat (contenant principalement des endosymbionts de la mouche blanche) en utilisant un kit d&#39;amplification d&#39;ADN par le protocole recommandé avec une certaine modification. <ol><li> Choisissez le protocole recommandé d&#39;amplification de l&#39;ADN génomique du sang ou des cellules et préparez le tampon D2 pour une expérience ultérieure. </li><li> Ajoutez directement 1,5 μl de filtrat (voir section 4.6) au tube de centrifugation, puis 1,5 μL de Buffer D2 et bien mélanger. </li><li> Incuber sur de la glace pendant 10 min et ajouter 1,5 μL de solution d&#39;arrêt. </li><li> Ajouter 15 μL du tampon de réaction et 1 μL de l&#39;ADN polymérase et mélanger doucement. </li><li> Incuber le mélange à 30 ° C pendant 16 h, suivi de 3 min à 65 ° C. </li></ol></li><li> Effectuer la PCR directement sur le filtrat amplifié (diluer les échantillons amplifiés si nécessaire) en utilisant des amorces spécifiques conçues pour le bacPour confirmer les espèces de bactéries (voir la section 2.1). </li><li> Effectuer la PCR pour confirmer s&#39;il existe une contamination du génome de l&#39;hôte en utilisant les amorces de bêta-Actine et EF1 de la mouche blanche selon la méthode 21 précédemment publiée (la recette de PCR est décrite dans la section 1.4). </li></ol> 6. Endosymbiont Metagenome Sequencing <ol><li> Soumettre le filtrat amplifié à un spectrophotomètre et un fluorimètre (selon les instructions du fabricant) avant le séquençage pour tester la qualité des échantillons et si les échantillons répondent aux critères de séquençage. </li><li> Suivez l&#39;amplification à un séquenceur génome selon les instructions du fabricant. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Étant donné que les endosymbiotes à l’intérieur des aleurodes ne peuvent pas être cultivés in vitro, la dissection et l’assemblage des bactériocytes sont un moyen efficace d’obtenir suffisamment de matériel génétique d’endosymbiotes. Avant la dissection, l’espèce d’aleurode et d’endosymbiote impliquée doit être explicitement confirmée. L’aleurode B. tabaci est un complexe d’espèces avec plus de 35 espèces morphologiquement indiscernables et différentes espèces cryptiques peuvent contenir différents endo...

Les bactéries formant une relation symbiotique intime avec des hôtes relatifs sont répandues dans les arthropodes 1 . Les endosymbionts ont été démontrés pour affecter les aspects des hôtes, tels que le métabolisme nutritionnel, la reproduction, les réponses aux contraintes environnementales 2 , 3 , 4 , etc. , dans presque tous les stades de développement 5 . Cependant, le mécanisme qui sous-tend les associations reste encore largement inconnu. La génomique est une priorité et une importance pour l&#39;étude des fonctions et des rôles potentiels des bactéries. Certaines informations fondamentales, c&#39;est-à-dire l&#39;état taxonomique, les gènes fonctionnels, les voies du métabolisme, les systèmes de sécrétion, peuvent être déduites des séquences génomiques, ce qui permet de faire apparaître les effets potentiels des symbioses en symbiose. Avec le développement du séquençage à haut débit, un grand nombre de génomes bactériens ont été séquencés wDes fonctions diverses ont été révélées 6 . Les endosymbionts revêtent une importance vitale dans les hémiptères, tels que les pucerons 7 , les punaises 8 , les psyllides 9 , les planthoppers marrons 10 et les cigales 11 . Par exemple, Buchnera dans les pucerons, en tant que symbiont obligé, a été démontré être impliqué dans la biosynthèse des acides aminés essentiels, ainsi que les gènes du génome du phosphore 12 . En outre, la régulation transcriptionnelle de Buchnera est également révélée 13 . Dans les psyllides, Carsonella est séquencée et classé le plus petit génome bactérien jamais trouvé 14 . Toutes ces caractéristiques des endosymbionts sont basées et déduites des séquences génomiques. Étant donné que ces endosymbionts ne peuvent pas être cultivés in vitro , plusieurs approches ont été appliquées pour isoler des bactéries adéquates pour seqUencing. Dans les pucerons, les endosymbionts sont extraits par centrifugation et filtration et soumis à d&#39;autres analyses génomiques et transcriptomiques 5 . Chez les planthoppers marrons, les endosymbionts sont séquencés avec l&#39;ensemble du génome de l&#39;insecte 10 . Whitefly B. tabaci est un complexe d&#39;espèces contenant plus de 35 espèces morphologiquement indiscernables (espèces cryptiques), dont deux espèces envahissantes ont envahi dans le monde entier et ont causé d&#39;énormes dommages à la production agricole 15 . Il est à noter que les endosymbionts dans les espèces B. tabaci ont montré de l&#39;importance dans le développement des ravageurs 16 . À ce jour, huit endosymbionts ont été identifiés dans la mouche blanche, y compris le symbiont obligatoire , Candidatus Portiera aleyrodidarum et sept symbionts secondaires Hamiltonella , Rickettsia , Arsenophonus , Cardinium , &lt;Em&gt; Wolbachia, Fritschea et Hemipteriphilus ont défini 17 , 18 . Contrairement aux hémiptères décrits précédemment, la mouche blanche B. tabaci est un insecte extrêmement minuscule d&#39;une longueur de seulement 1 mm. La plupart des endosymbionts sont confinés aux bactériocytes 19 (cellules spécialisées contenant des symbiotes, qui forment encore une bactérie à B. tabaci ). En outre, ces endosymbionts ne peuvent pas être cultivés in vitro . La seule façon d&#39;obtenir des endosymbionts de B. tabaci consiste à disséquer la bactériométrie. Cependant, il y a des difficultés dans la dissection. Tout d&#39;abord, la bactériule fragile se lie toujours avec d&#39;autres tissus de la mouche blanche, ce qui est difficile à séparer. Deuxièmement, la petite taille de la mouche blanche limite l&#39;isolement de suffisamment de bactériome. Troisièmement, les endosymbionts se regroupent dans la bactériome, ce qui rend extrêmement compliqué l&#39;acquisition d&#39;une seule espèce de bactérie. <p clAss = &quot;jove_content&quot;&gt; Ici, nous signalons un protocole simple et peu coûteux pour isoler les endosymbionts de la mouche blanche pour le séquençage ultérieur du metagenome. Par dissection, purification et amplification, un ADN endosymbiont adéquat pourrait être obtenu et les espèces de bactéries pourraient être confirmées. Le protocole décrit peut être utilisé de manière similaire dans d&#39;autres arthropodes.

<table><tbody><tr><td>Taq ADN polymérase</td><td>Takara</td><td>R001A</td><td>y compris rTaq, 10&times ; Kit</td></tr><tr><td>d’extraction d’ADN</td> Buffer et dNTP <td>Gel Qiagen</td><td>28704</td><td></td></tr><tr><td>Système de séquençage d’échantillons d’ADN</td><td>ABI</td><td>ABI-3730XL</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Leica</td><td>EM UC7</td><td></td></tr><tr><td>Microscopie électronique à transmission</td><td>Hitachi</td><td>H-7650 TEM</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr><tr><td>20 &mu ; L microchargeur</td><td>Eppendorf</td><td>F2771951</td><td></td></tr><tr><td>Porte-filtre</td><td>Millipore</td><td>SX0001300</td><td></td></tr><tr><td>Filtre à membrane</td><td>filtrante Millipore</td><td>SMWP001300</td><td>5.0 &mu ; m SMWP</td></tr><tr><td>REPLI-g UltraFast Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>150033</td><td>Kit d’amlification de l’ADN</td></tr><tr><td>NanoDrop</td><td>Thermo Scientific</td><td>NanoDrop 2000</td><td></td></tr><tr><td>Fluorimètre</td><td>Qubit Thermo Fisher Scientific</td><td>Q33216</td><td></td></tr><tr><td>Séquenceur de génome</td><td>Illumina</td><td>Hiseq 2000</td><td></td></tr></tbody></table>

méthodes d&#39;extraction des endosymbionts de la mouche blanche<em&gt; bemisia tabaci</em

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Les symbiotes bactériens forment une relation intime avec leurs hôtes et confèrent des avantages aux hôtes dans la plupart des cas. L&#39;information génomique est essentielle pour étudier les fonctions et l&#39;évolution des symbiotes bactériens dans leur hôte. Comme la plupart des symbiotes ne peuvent pas être cultivés in vitro , les méthodes pour isoler une quantité adéquate de bactéries pour le séquençage du génome sont très importantes. Dans la mouche blanche Bemisia tabaci , un certain nombre d&#39;endosymbionts ont été identifiés et sont prévus pour être importants dans le développement et la reproduction des ravageurs par de multiples approches. Cependant, le mécanisme qui sous-tend les associations reste largement inconnu. L&#39;obstacle provient en partie du fait que les endosymbionts de la mouche blanche, principalement retenus dans les bactériocytes, sont difficiles à séparer des cellules hôtes. Nous rapportons ici un protocole étape par étape pour l&#39;identification, l&#39;extraction et la purification des endosymbionts de la mouche blanche B. tabaci principalement par dissectiEt la filtration. Les échantillons d&#39;endosymbiont préparés par cette méthode, bien qu&#39;étant encore un mélange de différentes espèces d&#39;endosymbiont, conviennent pour le séquençage ultérieur du génome et l&#39;analyse des rôles possibles des endosymbionts dans B. tabaci . Cette méthode peut également être utilisée pour isoler les endosymbionts d&#39;autres insectes.

Les espèces du Moyen-Orient Asie Mineur 1 (MEAM1) du complexe B. tabaci ont été retenues comme exemple ici pour la description. Le coton pour l&#39;élevage des mouches blanches et plusieurs stades de développement des mouches blanches sont représentés sur la figure 1, y compris une plante de coton, une mouche blanche adulte et les nymphes 1ème , 2ème et 4ème instar de la mouche blanche (la nymphe du 3...

Ici, nous présentons un protocole pour isoler les endosymbionts de la mouche blanche Bemisia tabaci par dissection et filtration. Après l&#39;amplification, les échantillons d&#39;ADN conviennent pour le séquençage ultérieur et l&#39;étude du mutualisme entre les endosymbionts et la mouche blanche.

Méthodes d&#39;extraction des endosymbionts de la mouche blanche<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

L'objectif général de cette expérience est d'extraire des endosymbiotes d'insectes minuscules pour des expériences ultérieures. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en entomologie et en biologie macroscopique, car la majorité des endosymbiotes ne peuvent pas être cultivés in vitro. La méthode permettant d'isoler des quantités suffisantes de bactéries pour des expériences supplémentaires est très importante.Le principal avantage de cette technique est que nous pouvons isoler facilement les endosymbiotes bactériens des aleurodes. Elle peut également être appliquée à l'isolement d'endosymbiotes provenant d'autres insectes tels que les pucerons, les cicadelles et les thrips. Pour commencer, prélevez un adulte individuel d'aleurode et homogénéisez-le dans 30 microlitres de tampon de lyse.Incuber l'homogénéat à 65 degrés Celsius pendant une heure, puis à 100 degrés Celsius pendant 10 minutes. À l'aide de l'ADN de pucerons blancs et d'amorces du gène mitochondrial codant pour la cytochrome oxydase 1, préparer des réactions de PCR de 25 microlitres en utilisant les réactifs suivants.Ensuite, exécuter les réactions de PCR en utilisant le programme indiqué ici. Puis, utiliser un kit d'extraction d'ADN sur gel en suivant le protocole recommandé pour purifier le produit de PCR. Ensuite, effectuer l'analyse de séquence conformément au protocole écrit.Pour amplifier des gènes spécifiques de chaque endosymbiote au sein du mouche blanche, réalisez une PCR sur l'ADN de mouche blanche. Conformément à un protocole publié précédemment, soumettez l'échantillon amplifié à une électrophorèse sur gel d'agarose et au séquençage afin de déterminer l'espèce bactérienne présente dans la mouche blanche et d'identifier le gène spécifique de chaque bactérie. Pour disséquer et purifier le bactériome de la mouche blanche, ajoutez 100 microlitres de solution PBS 1x sur une lame de microscope.Ensuite, prélevez des nymphes du troisième ou quatrième stade instar sur les feuilles de coton. Plongez-les ensuite dans le PBS. Sous un microscope, utilisez de fines aiguilles entomologiques pour extraire les bactériomes du corps du petit insecte blanc.Manipulez avec précaution lors de l'isolement du bactériome, car il est petit et fragile. Coupez délicatement un trou sur un côté de la nymphe et appuyez légèrement sur l'autre côté pour faire sortir les bactériomes. Ensuite, fixez un microchargeur de 20 microlitres sur une pipette de 0,5 à 10 microlitres, puis aspirez le bactériome individuel depuis le PBS dans le microchargeur.Lavez le bactériome afin d'éliminer la contamination par d'autres tissus de mouche blanche en transférant le bactériome dans du PBS à l'aide d'une pipette et en effectuant une extraction. Répétez ce lavage trois fois. Il est fortement recommandé de répéter le lavage afin d'éliminer autant que possible les contaminants.Prélvez immédiatement le bactériome lavé à l’aide d’une pipette et déposez-le dans un tube de centrifugation contenant 60 microlitres de PBS. Filtrez le bactériome à l’aide d’une seringue munie d’une membrane filtrante de cinq micromètres. Répétez la filtration plusieurs fois afin de faire passer complètement le liquide mélangé à travers la membrane.Pour amplifier le filtrat, préparez le tampon D2 à utiliser avec le protocole recommandé pour l'amplification de l'ADN génomique à partir de sang ou de cellules, avec quelques modifications. Ajoutez directement 1,5 microlitre de filtrat dans un tube de centrifugeuse, puis ajoutez 1,5 microlitre de tampon D2. Mélangez soigneusement et incubez l'échantillon sur de la glace pendant 10 minutes. Ajoutez ensuite 1,5 microlitre de solution d'arrêt.Ajouter 15 microlitres de tampon de réaction et un microlitre de polymérase ADN, puis mélanger délicatement. Incuber une heure à 30 degrés Celsius, puis à 65 degrés Celsius pendant trois minutes. Réaliser une PCR directement sur le filtrat amplifié en utilisant des amorces spécifiques conçues pour les bactéries afin de confirmer l'espèce bactérienne.Effectuez également une PCR pour confirmer la présence d'une contamination provenant du génome hôte en utilisant des amorces ciblant les gènes de la bactérie du blanc de cotonine, beta-actin et EF1, selon la méthode publiée précédemment. Enfin, réalisez un séquençage métagénomique conformément au protocole décrit. Sur cette figure, du coton utilisé pour l'élevage des mouches blanches et plusieurs stades de développement de ces dernières sont illustrés.Incluant un adulte et des nymphes des premier, deuxième et quatrième stades larvaires. L'analyse FISH des endosymbiotes Portiera et Hamiltonella au sein de la nymphe du quatrième stade de MEAM1 est présentée ici. Un recouvrement des deux bactéries est observé, et les deux sont confinées aux bactériocytes du blanc d'aleurode. Les images de microscopie électronique en transmission présentées ici montrent l'endosymbionte Portiera du mouche blanche, indiquant que Portiera pourrait perdre sa paroi cellulaire. Après séquençage et élimination des données contaminantes provenant des adaptateurs et des doublons, le génome complet de l'endosymbionte obligatoire Portiera a été obtenu, résultant en un génome circulaire de 358 232 paires de bases.En outre, un génome préliminaire de Hamiltonella a été obtenu, comprenant 138 contigs assemblés en 89 scaffolds selon les relations de paires de lectures. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 20 heures si elle est effectuée correctement. Lors de la mise en œuvre de cette procédure, il est important de veiller à préserver les échantillons de la contamination par des bactéries environnementales.Après avoir suivi cette procédure, d'autres analyses, comme la séquence d'ADN de RA et la masse du bactériome, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant l'expression génique et le métabolisme des endosymbiotes. Depuis son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans les domaines de l'entomologie et de la microbiologie pour explorer la fonction des endosymbiotes chez les insectes ou les arthropodes. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'extraire les symbiotes des bactériomes d'insectes.N'oubliez pas que le travail avec certains réactifs peut présenter des dangers, et des précautions telles que le port de gants doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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