Name: Microscopie épiscopique à haute résolution (HREM) - Protocoles simples et robustes pour le traitement et la visualisation des matières organiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Apprenez la microscopie épiscopique à haute résolution (HREM) pour la visualisation 3D de tissus biologiques. Cette méthode permet d'analyser des embryons et des biopsies avec une qualité d'image proche de l'histologie.

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Les auteurs remercient Tim Mohun pour ses contributions inestimables dans le développement de HREM et Petra Heffeter pour la fourniture d&#39;échantillons.

Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux directives éthiques de l&#39;Université médicale de Vienne. 1. Préparation de l&#39;échantillon <ol><li> Préparation des embryons et des tissus embryonnaires (jusqu&#39;à 5 x 5 x 5 mm 3 ) <ol><li> Fixer les embryons ou les parties des embryons dans 4% de PFA / PBS ou de fixateur de Bouin à 4 ° C pendant au moins 16 à 24 h sous un basculement constant. REMARQUE: On peut utiliser des embryons de plusieurs espèces et de diverses étapes de développement, comme le poisson zèbre 48 h, le poussin et la caille de 19 h, ainsi que des embryons prénataux de souris, qui ont été utilisés ici (voir Résultats représentatifs ). Les échantillons ont été récoltés et transférés dans du PBS à température ambiante pour la mise en scène avant leur mise en fixation. Si nécessaire, couper les éprouvettes avec des microcisres ou des scalpels avant la fixation pour s&#39;adapter aux moules d&#39;encastrement. </li><li> Retirer le fixateur et laver le tissu embryonnaire dans du PBS à 4 ° C sous un balancement constantG pendant 24 h (2-3 changements). </li><li> Déshydratez les échantillons dans 70%, 80%, 90%, 96% d&#39;éthanol à 4 ° C pendant 2 à 3 h chacun. Placer les tubes contenant les échantillons sur un rotateur. REMARQUE: pour les petits échantillons (&lt;2 x 2 x 2 mm 3 ), le temps pendant lequel un échantillon repose dans chaque éthanol peut être réduit à 60 min. Pour les gros échantillons (&gt; 5 x 5 x 5 mm 3 ), il peut être prolongé jusqu&#39;à 4 h. </li><li> Effectuez les étapes d&#39;infiltration suivantes sous une hotte portant des gants de protection. <ol><li> Préparer la solution d&#39;infiltration en ajoutant 1,25 g de peroxyde de benzoyle (catalyseur plastifié) et 0,4 g d&#39;éosine à 100 ml de solution A (pour plus de détails, voir Tableau des matériaux ). Mettez ceci dans un bécher sur une plaque d&#39;agitation magnétique à 4 ° C jusqu&#39;à ce que l&#39;éosine et le catalyseur soient complètement dissous (2 à 3 h). </li><li> Placez les échantillons pendant 12 à 24 h dans la solution d&#39;infiltration. Gardez-le à 4 ° C sous un basculement continu ou une rotation. Remplacer la solution d&#39;infiltration avec une solution fraîche après 3 et 12H. REMARQUE: Étendre le temps d&#39;infiltration à 48 h pour les grands embryons (&gt; 1 cm de couronne / longueur de croupe). </li></ol></li></ol></li><li> Préparation des échantillons de tissus adultes (jusqu&#39;à 5 x 5 x 7 mm 3 ) <ol><li> Fixer les tissus dans 2% de PFA / PBS contenant 4% d&#39;acide carbolique à 4 ° C pendant au moins 3 jours. REMARQUE: L&#39;échantillon de tissu provenant de la peau, du foie, du pancréas, des reins, de la thyroïde, du cœur, du muscle strié, du cerveau, des nerfs et des modèles de tumeur de plusieurs humains néonatals et adultes, des rongeurs, des porcs, des mouches des fruits et des poissons zèbres peut être résolu dans cette solution Puis traité pour l&#39;imagerie HREM (nous démontrons la fixation des échantillons, voir les résultats représentatifs ). Exciser les échantillons de tissus avec des scalpels, des ciseaux ou des punaises de biopsie et les transférer directement en fixateur. Pour la fixation de l&#39;utilisation du tissu nerveux, 4% de PFA / PBS. </li><li> Retirez le fixateur et lavez le tissu sous l&#39;eau courante du robinet pendant 3-6 h. </li><li> Déshydratez les échantillons par la suiteEn 70%, 80%, 90%, 96% d&#39;éthanol, mélangé avec 0,4 g d&#39;éosine par 100 mL (2 à 3 h chacun). Conservez les solutions avec des échantillons à 4 ° C sous un basculement constant ou sur un rotateur. REMARQUE: pour les petits échantillons (&lt;2 x 2 x 2 mm 3 ), le temps pendant lequel un échantillon repose dans chaque éthanol peut être réduit à 60 min. Pour les gros échantillons (&gt; 5 x 5 x 5 mm 3 ), il peut être prolongé jusqu&#39;à 4-8 h. </li><li> Effectuez toutes les étapes d&#39;infiltration suivantes sous une hotte munie de gants de protection. <ol><li> Préparez la solution d&#39;infiltration en ajoutant 1,25 g de peroxyde de benzoyle (catalyseur plastifié) et 0,4 g d&#39;éosine à 100 ml de solution A (pour plus de détails, voir Tableau des matériaux ). Incorporer un bécher sur une plaque d&#39;agitation magnétique à 4 ° C jusqu&#39;à ce que l&#39;éosine et le catalyseur soient complètement dissous (2 à 3 h). </li><li> Placez les échantillons dans la solution d&#39;infiltration pendant 24 à 36 h. Gardez-le à 4 ° C sous un basculement continu ou une rotation. Remplacer la solution d&#39;infiltration avec une solution fraîche après 3 et12 h. REMARQUE: pour les gros échantillons (&gt; 5 x 5 x 5 mm 3 ), prolonger le temps d&#39;infiltration à 48 h. </li></ol></li></ol></li><li> Préparation d&#39;autres matières organiques REMARQUE: Coupez les substituts de la peau et le papier à la taille souhaitée avec des ciseaux ordinaires. Aucune fixation n&#39;est nécessaire. <ol><li> Étapes de fixation, de lavage et de déshydratation du saut. </li><li> Effectuez toutes les étapes d&#39;infiltration suivantes sous une hotte munie de gants de protection. <ol><li> Préparez la solution d&#39;infiltration en ajoutant 1,25 g de peroxyde de benzoyle (catalyseur plastifié) et 0,4 g d&#39;éosine à 100 ml de solution A (pour plus de détails, voir Tableau des matériaux ). Incorporer un bécher à 4 ° C sur une plaque d&#39;agitation magnétique jusqu&#39;à ce que l&#39;éosine et le catalyseur soient complètement dissous (2 à 3 h). </li><li> Placez les échantillons dans la solution d&#39;infiltration pendant 3 à 12 h. Gardez-le à 4 ° C sous un basculement continu ou une rotation. Remplacer la solution d&#39;infiltration avec une solution fraîche après 1 et 2 - 4 h. </li></ol> &lt;/ Li&gt; </ol></li></ol> 2. Incorporation REMARQUE: Effectuez toutes les étapes sous une hotte avec des gants de protection. <ol><li> Préparez une solution d&#39;infiltration fraîche telle que décrite ci-dessus (étape 1.1.4.1). Ajouter 4 mL de solution B (pour plus de détails, voir le tableau des matériaux ) à une solution d&#39;infiltration de 100 mL pour préparer la solution d&#39;encastrement. REMARQUE: si une orientation précise de l&#39;échantillon dans les moules d&#39;encastrement est nécessaire et pour permettre l&#39;encastrement de plusieurs échantillons en parallèle, ralentir la polymérisation de la solution mère en mettant le bécher dans un bain de glace. </li><li> Utilisez des plateaux de moulage (pour plus de détails, voir Table des matériaux ) avec des moules ayant un volume de routine de 6 x 8 x 5 mm 3 ou 13 x 19 x 5 mm 3 , ou des moules personnalisés avec des volumes jusqu&#39;à 8 x 10 x 15 mm 3 ( figure 2 ). </li><li> Remplissez les moules avec une solution d&#39;encastrement et transférez l&#39;échantillon dans le moule en utilisantune cuillère. Pendant le transfert, s&#39;assurer que l&#39;échantillon est entièrement recouvert d&#39;une solution d&#39;encastrement pour éviter le piégeage d&#39;air. REMARQUE: ceci peut être effectué à température ambiante, si démarré immédiatement après la collecte des échantillons et la solution d&#39;incorporation du réfrigérateur. <ol><li> Orientez l&#39;échantillon dans le moule en utilisant des aiguilles ou des pinces. </li><li> Dès que la solution d&#39;encastrement commence à devenir visqueuse, placez un support de bloc (voir la Table des matériaux ) sur le dessus du moule et ajoutez une solution d&#39;encastrement à travers le trou central du support de bloc jusqu&#39;à ce que la base du support de bloc soit recouverte de 1 à 2 Mm de solution d&#39;encastrement. </li><li> Sceller le plateau de moulage en le recouvrant avec de la paraffine liquide et attendre jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit durci. Alternativement, placez un deuxième plateau de moulage à l&#39;envers sur le plateau de moulage avec des échantillons et scellez-le avec du ruban adhésif à l&#39;air. </li></ol></li><li> Permettre aux blocs de terminer la polymérisation en stockant les plateaux de moulage scellés pour 1 -2 jours à température ambiante. </li><li> Pour le traitement post-polymérisation, placez les plateaux de moulage avec les blocs polymérisés dans un four de laboratoire standard et faites cuire à une température de 70 à 80 ° C pendant au moins 1 à 2 jours jusqu&#39;à ce qu&#39;ils deviennent de couleur rouge foncé. Recueillir les plateaux du four et retirer les blocs du moule. REMARQUE: La cuisson peut se faire dans des conditions environnementales normales. Le plateau de moulage de revêtement, qui assure une étanchéité à l&#39;air dans la première phase après l&#39;encastrement, peut être retiré pour permettre de vérifier la couleur de la résine après 10 h. Immédiatement après la cuisson, la résine est douce et les blocs peuvent être facilement retirés du plateau de moulage. Dans les 2 à 3 heures, ils sont durs et peuvent être conservés à température ambiante pendant plusieurs mois. </li></ol> 3. Génération de données REMARQUE: Le prototype HREM 18 , 25 utilisé ici comprend les éléments suivants: (i) Microtome rotatif avec un support de blocQui s&#39;arrête après chaque coupe à son point de virage supérieur. (Ii) Couteau à microtome standard, non jetable, métal dur, profil D (pour plus de détails, voir Tableau des matériaux ). (Iii) Tête de microscope à fluorescence avec revolver objectif et un cube de filtre GFP (excitation 470/40; filtre d&#39;émission 525/50) dans son axe optique. L&#39;axe optique est disposé perpendiculairement à la surface fraîchement découpée d&#39;un bloc monté sur le microtome et est maintenu par un dispositif qui permet des mouvements ascendants et descendants. (Iv) table transversale motorisée portant le microtome. La table peut être déplacée dans la direction de l&#39;axe optique et latéralement. (V) Caméra vidéo numérique attachée au microscope à cristaux liquides. (Vi) Source de lumière monochrome (470 nm). (Vii) Ordinateur connecté à la caméra, avec logiciel de génération de données (pour plus de détails, voir Table des matières ). <ol><li> Procédure <ol><li> Indiquez la région d&#39;intérêt. <ol><li> Utiliser un laboratoire standardGht source (voir Table of Materials ) pour diriger la lumière blanche obliquement sur la surface du bloc. </li><li> Identifiez les contours du matériau embarqué en projetant la surface du bloc. Indiquez la région d&#39;intérêt et le dernier champ de vision sur la surface du bloc en utilisant un stylo ou une lame de rasoir. REMARQUE: cette étape est obligatoire pour définir l&#39;étendue du champ de vision avant la section. </li></ol></li><li> Définissez le champ de vision. <ol><li> Monter le bloc de résine avec un échantillon sur le microtome. </li><li> Déplacez le support de bloc à sa position d&#39;arrêt (point de virage supérieur de l&#39;excursion du porte-bloc). </li><li> Démarrez l&#39;appareil photo numérique et le logiciel de génération de données, et obtenez une image en direct. </li><li> Choisissez un objectif, avec un grossissement approprié pour couvrir la région d&#39;intérêt indiquée sur la surface du bloc. REMARQUE: les objectifs avec des agrandissements 2.5X, 5X, 10X, 20X et des ouvertures numériques entre 0.07 et 0.40 sont couramment utilisés. </li&gt; <li> Déplacez l&#39;optique vers le haut et vers le bas et le microtome latéralement en utilisant la table transversale motorisée jusqu&#39;à ce que la région d&#39;intérêt correspond au champ de vision affiché sur l&#39;écran de l&#39;ordinateur. </li></ol></li><li> Concentrer. <ol><li> Effectuez une coupe manuelle étape par étape jusqu&#39;à ce que les premières structures de l&#39;échantillon deviennent visibles. </li><li> Disposez la surface du bloc dans le plan de focalisation de l&#39;optique, en déplaçant le microtome dans la direction de l&#39;axe optique. </li><li> Choisissez l&#39;épaisseur de la section; Des épaisseurs de section de 0,5 à 5 μm sont recommandées. </li></ol></li></ol></li><li> Production et traitement de données <ol><li> Démarrez la routine du logiciel qui organise la section et la capture d&#39;image. Suivez les instructions documentées du logiciel de capture d&#39;image. </li><li> Arrêtez la routine du logiciel et placez une diapositive de mise à l&#39;échelle devant la surface du bloc dès que l&#39;échantillon est complètement sectionné. </li><li> Capturez une image de manière interactive pour un étalonnage ultérieurTion. REMARQUE: ceci doit être fait chaque fois qu&#39;un objectif est utilisé dans une configuration nouvellement organisée. </li><li> Convertissez la série d&#39;images en images à l&#39;échelle de gris de 8 bits au format jpg. </li><li> Chargez des séries d&#39;images dans un logiciel de visualisation 3D et ajustez les contrastes. REMARQUE: la conversion d&#39;image et la visualisation 3D peuvent être effectuées avec différents progiciels standard disponibles dans le commerce ou en libre-service, en suivant les instructions du logiciel concerné. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

HREM est une méthode microscopique hautement robuste, idéale pour visualiser un large éventail de matériaux organiques utilisés dans la biomédecine et l&#39;industrie 18 , 21 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31 , 32 , 33 , 34 , 35 , 36 , 37 , 38 , 39 , 40 . Il peut être utilisé comme une modalité d&#39;imagerie exclusive, actuellement utilisée par le programme Mécanismes de troubles du développement (DMDD) 41 , 42 <suP&gt;, 43 , 44 , ou comme une partie intégrante des pipelines d&#39;imagerie multimodale 45 . Un appareil de génération de données HREM entièrement opérationnel peut être assemblé à partir de composants de laboratoire classiques et comprend un microtome motorisé, un microscope, une table transversale motorisée et un ordinateur avec un logiciel approprié 25 . Il est essentiel d&#39;utiliser un microtome équipé d&#39;un support de bloc qui s&#39;arrête de manière reproductible après chaque section à une position définie et des cubes de filtre GFP à l&#39;intérieur de la voie optique. Cependant, des solutions tout compris entièrement fonctionnelles peuvent être achetées auprès d&#39;entreprises telles que Indigo Scientific. HREM fait face aux mêmes limites que toutes les techniques histologiques, sauf qu&#39;aucun artefact n&#39;est introduit pendant la section ou le montage en coupe. Cependant, il existe des limites qui résultent de la nécessité de tacher les spécimens avant la section etDes caractéristiques du matériau d&#39;encastrement. La pénétration de l&#39;éosine dans l&#39;ensemble de l&#39;échantillon est requise pour obtenir suffisamment de contrastes tissulaires; Un matériau très dense, des tissus adipeux et des substances anorganiques entrave efficacement la pénétration de l&#39;éosine et cela entraîne des tissus non colorés au centre des objets. L&#39;utilisation de fixateurs spéciaux aide à tacher les spécimens de peau, mais il n&#39;existe toujours aucune méthode appropriée pour résoudre complètement le problème. Une autre limitation est que les résines qui bloquent plus de 2 cm ont tendance à se casser pendant la section. Cela peut être partiellement évité en coupant séparément les spécimens et les pièces de traitement. Le positionnement correct de petits échantillons ou d&#39;échantillons avec des surfaces irrégulières dans les moules lors de l&#39;encastrement est souvent problématique. Couvrir les échantillons avec de l&#39;agarose et traiter les blocs d&#39;agarose comme décrit dans le protocole règle habituellement ce problème 19 . Une approche alternative, qui contribue également à la rupture des blocs pendant la SectiOn doit enlever le bloc déjà durci de son support et l&#39;intégrer à nouveau, en suivant la procédure d&#39;encastrement décrite. Un ensemble de données HREM typique comprend 500 à 3 000 images simples. Sa résolution numérique est déterminée par la distance entre les images successives ( c&#39;est-à - dire par épaisseur de section), la caractéristique de la cible de caméra et les propriétés de l&#39;optique utilisée. Nous avons utilisé des épaisseurs de section comprises entre 1 μm et 5 μm et avons obtenu de bons résultats, bien que les protocoles présentés n&#39;éliminent pas complètement le brillant des artefacts 20 , 46 . Ces artefacts sont causés par des tissus intensément colorés situés à l&#39;intérieur du bloc, ce qui entraîne un flou des informations sur les tissus sur les surfaces des blocs. Les caméras avaient des dimensions cibles de 2 560 x 1,920 pixels 2 , 2 048 x 2,048 pixels 2 et 4,096 x 4,096 pixels 2 et étaient combinésNed avec des lentilles d&#39;objectif 1.25X, 2.5X, 5X, 10X et 20X. Il en résulte des tailles de pixels numériques comprises entre 0,18 x 0,18 μm 2 et 5,92 x 5,92 μm 2 , ce qui s&#39;est révélé suffisant pour l&#39;analyse 3D de l&#39;architecture tissulaire et des formes cellulaires, et même pour la visualisation des noyaux. Compte tenu de la résolution numérique élevée, d&#39;autres organites cellulaires devraient également être visibles. Des contrastes insuffisants dus à la coloration simple de l&#39;éosine et les propriétés optiques des objectifs réduisent considérablement la possibilité de discriminer les structures. La résolution spatiale maximale maximale des données HREM, qui prend en compte l&#39;ouverture numérique, est d&#39;environ 1 x 1 x 1 μm 3 et ne permet donc qu&#39;une discrimination efficace des structures supérieures à environ 3 x 3 x 3 μm 3 . Un problème commun à toutes les techniques d&#39;imagerie numérique est le compromis entre la taille du champ de vision, qui définit la partie du spécimen qui peut être affichéeD sur la cible de l&#39;appareil photo, et la résolution numérique de l&#39;image. Plus le champ de vision est grand, plus la résolution numérique maximale possible est inférieure à 46 . La configuration HREM utilisée ici permet la génération de données HREM avec un champ de vision entre 0,74 x 0,74 mm 2 (objectif 20X) affiché dans une résolution numérique de 0,18 x 0,18 μm 2 et 12,12 x 12,12 mm 2 (objectif 1,25X) affiché dans Une résolution numérique de 2,96 x 2,96 μm 2 . Des configurations alternatives et commerciales peuvent fournir de plus grands champs de vues, mais au prix d&#39;une résolution réelle. Néanmoins, ils fournissent d&#39;excellents résultats, comme le montrent les données affichées sur la page d&#39;accueil du programme DMDD 47 .

L&#39;analyse structurale des matériaux organiques et anorganiques est la première étape dans la compréhension de leurs propriétés physiques et de leur fonction. La base de cette analyse est souvent l&#39;information bidimensionnelle (2D) obtenue grâce à une observation minutieuse des sections histologiques, avec une variété de méthodes d&#39;imagerie simples et sophistiquées qui extraient les détails de l&#39;architecture tissulaire, la morphologie cellulaire et la topologie, la composition moléculaire et les propriétés biomécaniques 1 , 2 , 3 . Cependant, les informations 2D ne conviennent pas pour rechercher des arrangements spatialement complexes. Par conséquent, un nombre croissant de méthodes in vivo et ex vivo qui permettent la génération de données de volume numérique ont été établies au cours des dernières décennies 4 et beaucoup d&#39;autres sont en cours de développement. Le principe méthodique de la plupart des méthodes de génération de données de volume est la génération de piles virtuellesD&#39;images numériques affichant des sections obtenues par sectionnement virtuel ou physique d&#39;un objet. Si les images de la section sont alignées correctement, cela crée un volume, qui peut être recoupé dans des plans de section virtuels, ou utilisé pour créer des modèles 3D en surface et en volume. Les techniques populaires pour visualiser les humains et les spécimens biologiques plus importants sont la tomographie par résonance magnétique (MRT), la tomodensitométrie (CT), la tomographie par émission de positons (PET) et la tomodensitométrie par émission de photons (SPECT). Les petits échantillons sont habituellement visualisés en utilisant l&#39;imagerie par résonance magnétique (μMRI), la tomographie par projection optique (OPT), la tomographie par cohérence optique (OCT), la tomographie photoacoustique (PAT), les méthodes de sectionnement histologique, la microscopie confocale et la tomographie électronique 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 <sUp&gt;, 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 . Une technique de génération de données de volume relativement nouvelle, qui produit des données numériques de petits spécimens et d&#39;échantillons de tissus histologiques, est la méthode HREM, qui a été développée en étroite collaboration avec Tim Mohun 18 , 19 . C&#39;est une simple technique basée sur le microscope, qui génère des données de volume numériques à partir de matériaux intégrés en résine qui sont sectionnés sur un microtome. Les données facilitent l&#39;analyse détaillée de l&#39;architecture des tissus et des distributions cellulaires ainsi que l&#39;analyse métrique de petites caractéristiques sur un niveau microscopique optique intermédiaire. HREM produit des piles d&#39;images numériques alignées de manière inhérente qui semblent capturées à partir d&#39;eSections histologiques colorées aux osines. Le contraste des tissus et la résolution des données par rapport au champ de vision dépassent ceux des données produites avec μCT, μMRI et OPT, mais sont inférieures à celles réalisables avec la fibre confocal, la lumière et la microscopie électronique 20 . Cependant, contrairement à ce dernier, HREM est capable de visualiser des échantillons avec des volumes relativement importants allant jusqu&#39;à 5 x 5 x 7 mm 3 en qualité histologique. Un certain nombre d&#39;études récentes fournissent des caractérisations et des comparaisons détaillées des avantages et des inconvénients des techniques d&#39;imagerie unique et, dans un souci d&#39;objectivité, nous nous référons à ceux pour plus d&#39;informations concernant leurs limites et champs d&#39;application potentiels 4 , 21 , 22 , 23 , 24 . Cette étude met l&#39;accent sur la méthode d&#39;imagerie HREM et vise à fournirDes protocoles très simples pour générer des données HREM d&#39;un large éventail de matériaux organiques, ainsi que des exemples de leur application. Le flux de travail pour créer des données HREM est simple et s&#39;applique à tous les matériaux qui peuvent être intégrés dans la résine de méthacrylate ( figure 1 ). Pourtant, il existe des différences spécifiques de tissus dans la préparation des échantillons, qui doivent être prises en considération. Nous proposons donc trois protocoles standard pour préparer différents échantillons. L&#39;intégration et les étapes de protocole de génération de données sont identiques pour toutes.

<table><tbody><tr><td>Le kit d’enrobage JB-4 Plus</td><td>Polysciences Europe GmbH</td><td>18570-1</td> comprend des plateaux de gobelets de moulage en polyéthylène <td>au peroxyde de benzoyle, plastifiés (catalyseur) et en solution A+B</td></tr><tr><td>, hexagonaux de 6 x 8 x 5 mm (9 cavités)</td><td>Polysciences Europe GmbH</td><td>17177A-3</td><td></td></tr><tr><td>Plateaux de gobelets de moulage en polyéthylène, 13 x 19 x 5 mm (9 cavités)</td><td>Polysciences Europe GmbH</td><td>17177C-3</td><td></td></tr><tr><td>JB-4 Supports de blocs en plastique</td><td>Polysciences Europe GmbH</td><td>15899-50</td><td></td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Waldeck GmbH & Co. KG, Division Chroma</td><td>1A-196</td><td></td></tr><tr><td>Microtec CUT 4060E</td><td></td><td></td><td>Microtome rotatif</td></tr><tr><td>Leica DM LM, microscope composé à fluorescence</td><td>Leica Mikrosysteme Handelges.m.b.H</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jeu de filtres GFP</td><td>Leica Mikrosysteme Handelges.m.b.H</td><td>11090937180000</td><td></td></tr><tr><td>Table transversale motorisée</td><td>Walter Uhl, technische Mikroskopie GmbH & CO. KG</td><td>KT5-LSMA</td><td></td></tr><tr><td>Caméra vidéo numérique SPOT-FLEX</td><td>Visitron Systems GmbH.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>precisExcite High-Power LED</td><td>Visitron Systems GmbH.</td><td></td><td>source lumineuse</td></tr><tr><td>VisiView 2.1.4</td><td>Visitron Systems GmbH.</td><td></td><td>Logiciel de capture d’images</td></tr><tr><td>Couteau en métal dur (carbure de tungstène), profil D</td><td>Leica Mikrosysteme Handelges.m.b.H</td><td></td><td></td></tr><tr><td>KL 2500 LCD</td><td>Schott AG</td><td></td><td>source lumineuse</td></tr></tbody></table>

microscopie épiscopique à haute résolution (hrem) - protocoles simples et robustes pour le traitement et la visualisation des matières organiques

High-resolution Episcopic Microscopy (HREM) - Simple and Robust Protocols for Processing and Visualizing Organic Materials

Nous fournissons des protocoles simples pour générer des données numériques de volume avec la méthode de microscopie épiscopique haute résolution (HREM). HREM est capable d&#39;imager des matériaux organiques avec des volumes jusqu&#39;à 5 x 5 x 7 mm 3 dans des résolutions numériques typiques entre 1 x 1 x 1 et 5 x 5 x 5 μm 3 . Les spécimens sont incorporés dans la résine de méthacrylate et sectionnés sur un microtome. Après chaque section, une image de la surface du bloc est capturée avec une caméra vidéo numérique qui se trouve sur le phototube connecté à la tête de microscope composée. L&#39;axe optique traverse un cube filtrant de protéine fluorescente verte (GFP) et est aligné avec une position à laquelle le bras du support de la batterie repose après chaque section. De cette façon, une série d&#39;images numériques alignées de façon inhérente, qui présente des surfaces de blocs ultérieures, est produite. Le chargement d&#39;une telle série d&#39;images dans un logiciel de visualisation tridimensionnel (3D) facilite la conversion immédiate en données de volume numériques, ce qui permet des virtualitésDans divers plans orthogonaux et obliques et la création de modèles informatiques volumineux et de surface. Nous présentons trois protocoles simples et spécifiques aux tissus pour le traitement de divers groupes de spécimens organiques, y compris les embryons de souris, de poussins, de cailles, de grenouilles et de zèbres, de biopsie humaine, de papier non revêtu et de matériel de remplacement de la peau.

HREM génère des séries d&#39;images numériques alignées de façon inhérente avec des contrastes similaires aux images des coupes histologiques colorées à l&#39;hématoxyline / éosine. Contrairement aux images de la section 2D, les piles d&#39;images HREM permettent une visualisation et une analyse de l&#39;architecture des tissus, de la morphologie et de la topologie d&#39;une grande variété de matériaux organiques en 3D. Le contraste élevé facilite souvent la visualisation 3D rapide et simple des modèles informatiques volumineux et des résultats de contour semi-automatique pour la génération de modèles rendus en surface. La taille des données HREM varie selon la taille de la cible de la caméra, le mode de capture d&#39;image (8, 12, 16 bits, échelle de gris, couleur) et le nombre d&#39;images de face à bloc unique. Les plus petits ensembles de données de 1000 images 8-bit.jpg en échelle de gris de 2,048 pixels x 2,048 pixels ont une taille d&#39;environ 900 Mo. Plus grands ensembles de données de 3 000 images à l&#39;échelle de gris de 8 000.jpg de 4,096 pIxel x 4,096 pixels ont des volumes d&#39;environ 20 Go. Les protocoles fournis sont simples et robustes, et au cours de la dernière décennie, ils ont été employés pour générer des données HREM de nombreux spécimens différents. La section de protocole 1.1 a été optimisée pour traiter des embryons entiers d&#39;organismes modèles biomédicaux avec une longueur de jusqu&#39;à 1 cm et des échantillons de tissu embryonnaire d&#39;une dimension allant jusqu&#39;à 5 x 5 x 5 mm 3 ; Nous avons utilisé cette méthode pour produire des données HREM d&#39;embryons des espèces suivantes: souris ( Mus musculus) , poussin ( Gallus gallus ), poisson zèbre ( Danio rerio ), cailles ( Coturnix coturnix) , grenouille africaine ( Xenopus laevis ), cheval ( Equus ferus caballus ), un insecte d&#39;amidon ( Oncopeltus fasciatus ), crocodile ( Crocodylia ) et pieuvre ( Octopus vulgaris ). Les données de toutes les espèces étaient d&#39;excellente qualité ( p . Ex. , Figure 3 ) <p clAss = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; La section de protocole 1.2 a été optimisée pour le traitement d&#39;échantillons de tissus juvéniles et adultes avec des dimensions allant jusqu&#39;à 5 x 5 x 7 mm 3 et utilisé pour visualiser des échantillons de tissu de la La peau, le foie, le pancréas, le rein, la thyroïde, le cœur, les muscles striés, le cerveau, les nerfs et les modèles de tumeurs récoltés chez les humains ( Homo sapiens ), les souris ( Mus musculus ), les rats ( Rattus norvegicus ), les porcs ( Sus scrofa domestica ) le furet ( Mustela Furo ), la mouche des fruits ( Drosophila melanogaster ) et le poisson zèbre ( Danio rerio ). Bien que les résultats soient excellents avec la plupart des spécimens ( p . Ex. , Figure 4 , Animation 1 ), les parties centrales de la peau (avec l&#39;épiderme) et les échantillons de cerveau supérieurs à 3 x 3 x 3 mm 3 sont souvent restés non colorés en raison de la pénétration insuffisante de l&#39;éosine à travers Ces tissus. Protocole sLa section 1.3 a été optimisée pour le traitement de la matière organique fibreuse et utilisée pour visualiser l&#39;architecture des fibres de papier couché, du papier non revêtu, du matériau de substitution dermique natif et du matériau de substitution dermique semé par les cellules souches. Ces échantillons ont été faciles et rapides à traiter. Les données du papier non revêtu et de la plupart des substituts de la peau étaient de bonne qualité ( Figure 5 , Animation 2 ). Des problèmes se sont produits dans le traitement du papier couché, lorsque le matériau anorganique entravait la pénétration de l&#39;éosine. Un autre problème s&#39;est produit lors du traitement des substituts de la peau sur la base de l&#39;agar car ils ont été partiellement digérés par la solution d&#39;infiltration. <img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56071/56071fig1.jpg" /> Figure 1: flux de travail. Les étapes indiquées dans les boîtes rouges nécessitent des modifications selon les caractéristiques de l&#39;échantillon. Les étapes dans les cases vertes sont celles quiSont similaires dans tous les échantillons. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/56071fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56071/56071fig2.jpg" /> Figure 2: Moules personnalisés. Les moules peuvent être adaptés en coupant un trou dans le moule d&#39;origine, en insérant l&#39;ampoule d&#39;une pipette Pasteur et en l&#39;étanchant avec des matériaux de modélisation. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/56071fig2large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56071/56071fig3.jpg" /> Figure 3: Embrayages illustrés de manière exemplaire. (A, B) embryon de souris récolté au jour embryonnaire, E = 9,5. L&#39;image de la section HREM est affichée dans (A) </Fort&gt;. Le modèle 3D représenté en volume montrant la surface est affiché en (B) . (C) Section sagittale virtuelle à travers un modèle volumétrique du cou d&#39;un embryon de souris E15.5. (D) embryon de poulet au stade de développement Hamburger Hamilton (HH) étape 18. Modèle de surface de la luminaire des composants cardiovasculaires combiné avec le rendu du volume de tous les tissus embryonnaires. Barres d&#39;échelle = 200 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/56071fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56071/56071fig4.jpg" /> Figure 4: Échantillons de tissus adultes illustrés de manière exemplaire. (A) Partie d&#39;une image de section HREM à travers un nerf humain. Inlay montre une partie de l&#39;image plus en détail. (B) Partie d&#39;une image de la section HREM à travers le foie porcin. Notez le nUclei. (C) Partie d&#39;une image en coupe HREM du tissu lymphatique humain. (D, E) Peau épaisse d&#39;un pouce humain. Modèle 3D volumineux de la totalité de la biopsie. (D) Modèles rendus en surface des artères, des veines et des nerfs devant une résection virtuelle à travers les données HREM (E) . (F) Tumeur expérimentale dans un tissu de souris adulte. Le modèle 3D converti en volume devant trois sections virtuelles à travers les données HREM. Notez les parties nécrotiques (pointes de flèche). Barres d&#39;échelle = 200 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/56071fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56071/56071fig5.jpg" /> Figure 5: matériau fibreux illustré de manière exemplaire. (A, B) Image de la section HREM de papier brun non revêtu. (B) </sTrong&gt; montre une section de (A) . Notez les fibres et leur lumière. (C) section HREM du papier couché. Notez que les fibres restent non colorées. (D) Modèle de volume de matériau substitutif dermique natif. Notez le calibre différent et la forme des fibres. Barres d&#39;échelle = 100 μm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/56071fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Film 1" src="/files/ftp_upload/56071/56071mov1.jpg" /> Animation 1: Modèle sous forme de volume de la peau épaisse d&#39;un coussin humain. La taille du bloc de tissu est d&#39;environ 4,2 x 2,7 x 2,7 mm 3 . La taille de Voxel est de 1,07 x 1,07 x 2 μm 3 . <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/animation1.mp4" target="_blank">Cliquez ici pour voir cette vidéo. (Cliquez avec le bouton droit de la souris pour télécharger.)</a> <pClass = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/56071/56071mov2.jpg" /> Animation 2: Modèle sous forme de volume du matériel de remplacement cutané natif. La taille de l&#39;échantillon est d&#39;environ 1,2 x 0,85 x 0,4 mm 3 . La taille de Voxel est de 0,54 x 0,54 x 2 μm 3 . <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56071/animation2.mp4" target="_blank">Cliquez ici pour voir cette vidéo. (Cliquez avec le bouton droit de la souris pour télécharger.)</a>

Nous fournissons des protocoles simples et robustes pour le traitement de biopsies de diverses espèces, des embryons d&#39;organismes modèles biomédicaux et des échantillons d&#39;autres tissus organiques afin de permettre la génération de données numériques de volume avec la méthode de microscopie épiscopique à haute résolution.

Microscopie épiscopique à haute résolution (HREM) - Protocoles simples et robustes pour le traitement et la visualisation des matières organiques

We provide simple protocols for generating digital volume data with the high-resolution episcopic microscopy (HREM) method. HREM is capable of imaging ...

L'objectif général de cette procédure est de générer des données numériques de volume de matériaux organiques. Des exemples incluent les embryons et les tissus embryonnaires d'organismes modèles en recherche biomédicale, des fragments de tissus prélevés sur des animaux adultes et des humains, notamment des biopsies de peau ou de muscle, ainsi que des matériaux tels que le papier non enduit et les substituts de peau. La MHER aide à répondre à des questions fondamentales dans les domaines de la médecine et de la recherche biomédicale.Elle permet l'analyse et la visualisation tridimensionnelles d'organes et de tissus, par exemple d'embryons de souris génétiquement modifiés ou d'embryons de poulet manipulés. Elle permet également l'analyse de modèles de cancer ainsi que de biopsies prélevées sur des tissus humains ou animaux. Le principal avantage de la MHER est qu'elle offre un moyen simple de générer des séries d'images de qualité proche de l'histologie.Les implications de cette technique s'étendent à la recherche sur la cicatrisation des plaies à l'aide de modèles animaux, ainsi qu'au traitement et à la réparation des pathologies tissulaires chez l'humain. La procédure sera démontrée par BMR Marlene Rodler et Johannes Gunther, tous deux de l'Université médicale de Vienne, Division d'anatomie.Commencez avec des embryons ou des tissus embryonnaires fixés dont la taille ne dépasse pas 5 x 5 x 5 millimètres cubes. Éliminez le fixateur et ajoutez du PBS.Lavez à quatre degrés Celsius avec agitation constante pendant 24 heures. Ajoutez de l'éthanol à 70 % dans les tubes contenant le tissu et placez les échantillons sur un agitateur rotatif à quatre degrés Celsius. Après deux à trois heures, poursuivez la déshydratation des échantillons dans des solutions d'éthanol de concentration croissante, pendant deux à trois heures à chaque étape.Pendant que les échantillons se déshydratent, préparer la solution d'infiltration en ajoutant 0,3125 gramme de peroxyde de benzoyle et 0,1 gramme d'ESN à 25 millilitres de solution A dans un bécher. Agiter sur une plaque agitatrice magnétique à quatre degrés Celsius pendant deux à trois heures, jusqu'à dissolution complète de l'ESN et du catalyseur. Placer les échantillons dans la solution d'infiltration.Agiter ou faire tourner les échantillons pendant 12 à 24 heures à quatre degrés Celsius. Commencez par préparer la solution d'inclusion. Ajoutez un millilitre de solution B à 25 millilitres de solution d'infiltration fraîche.Après avoir préparé les plateaux de godets de moulage, remplir la cavité profonde des moules avec la solution d'inclusion. Transférer les échantillons dans les moules à l'aide d'une cuillère. S'assurer que l'échantillon est entièrement recouvert de solution d'inclusion afin d'éviter l'incorporation d'air.Orientez l'échantillon à l'intérieur du moule à l'aide d'aiguilles ou de pinces. Il est essentiel d'optimiser l'orientation de l'échantillon pendant l'inclusion et de marquer sa position précise sur la surface du bloc. Ainsi, la région d'intérêt peut être maintenue petite et l'objectif de grandissement le plus élevé possible peut être utilisé.Dès que la solution d'inclusion commence à devenir visqueuse, placez un support de bloc sur le dessus du moule et ajoutez la solution d'inclusion par le trou central du support jusqu'à ce que la solution s'élève à un ou deux millimètres au-dessus de la base du support. Scellez le plateau de moules en le recouvrant de paraffine liquide et attendez qu'il durcisse avant de déplacer. Laissez les blocs terminer leur polymérisation en conservant les plateaux de moules scellés pendant un à deux jours à température ambiante.Pour le traitement après polymérisation, placez les plateaux de moules contenant les blocs polymérisés dans un four de laboratoire standard et faites-les chauffer à 70 à 80 degrés Celsius pendant au moins un à deux jours. Retirez les blocs des moules. Ensuite, identifiez le champ de vision en dirigeant obliquement une lumière blanche vers la surface du bloc.Tracer l'ombre de l'échantillon au marqueur noir sur la surface du bloc. Monter le bloc de résine avec le champ de vision indiqué sur le microtome et déplacer le porte-bloc jusqu'à sa position d'arrêt. Démarrer la caméra numérique et le logiciel de génération de données, puis acquérir une image en direct.Choisissez un objectif avec un grossissement approprié pour couvrir la région d'intérêt. Déplacez l'objectif vers le haut et vers le bas, et le microtome latéralement, jusqu'à ce que la région d'intérêt corresponde au champ de vision affiché sur l'écran de l'ordinateur. Sectionnez le bloc jusqu'à ce que les premières structures de l'échantillon deviennent visibles.Déplacez le microtome afin d'aligner la surface du bloc dans le plan focal de l'optique. Choisissez une épaisseur de coupe comprise entre 0,5 et cinq micromètres. Ensuite, après avoir configuré le logiciel conformément aux instructions du fabricant, lancez le logiciel et commencez la capture des données.Cette image de coupe HREM montre une section sagittale d’un embryon de souris prélevé au 9,5e jour embryonnaire. Ce modèle 3D rendu en volume montre la surface de cet embryon. Cette image montre une section sagittale virtuelle à travers un modèle en volume rendu du cou d’un embryon de souris prélevé au 15,5e jour embryonnaire.Le modèle de surface met en évidence les lumières du système cardiovasculaire dans une représentation en volume de tous les tissus d'un embryon de poulet, au stade de développement Hamburger Hamilton 18. Cette image montre une coupe HREM d'un nerf humain. L'encart agrandit la section de cette image.Cette image montre une partie d'une coupe obtenue par microscopie électronique en transmission à haute résolution (HREM) du foie de porc. Cette image présente un modèle tridimensionnel en volume rendu à partir d'une biopsie prélevée sur un coussinet digital humain. Cette image montre les modèles en surface rendue des artères, des veines et des nerfs dermiques en regard d'une résection virtuelle effectuée à partir de données HREM.Cette animation montre un modèle en volume rendu de la peau épaisse du coussinet d'un pouce humain. Différents seuils permettent de visualiser diverses structures dermiques, telles que les vaisseaux sanguins, les fibres nerveuses, les glandes sudoripares et les canaux des glandes sudoripares. La microscopie optique à haute résolution (HREM) permet une visualisation rapide de l'architecture des tissus fibreux.Cette image montre un modèle en rendu volumétrique de matériau substitut dermique natif. Cette animation présente le modèle en rendu volumétrique du matériau substitut dermique. Remarquez la forme différente et le calibre des fibres.Les échantillons doivent être déshydratés, infiltrés et inclus dans une résine, de sorte que l'ensemble du protocole peut prendre plusieurs jours, mais ne comprend que deux à trois heures de travail opérationnel pour la préparation des solutions, le changement de solutions, etc. La génération des données elle-même est entièrement automatisée sur l'appareil HREM, et 1000 images peuvent être produites en deux à trois heures. Après son développement, la MHRE a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la biologie du développement pour évaluer précisément le phénotype des embryons de souris mutantes.Un exemple est le projet de décryptage des mécanismes des troubles du développement ou DMDD, dans lequel la MHRH est utilisée pour le phénotypage d'embryons de souris létaux au stade embryonnaire, avec un niveau de détail encore inconnu. Il s'est avéré que la MHRH constitue également une excellente alternative à la microscopie optique en position pour examiner l'architecture des vaisseaux sanguins, des nerfs ou des fibres dans des échantillons de tissus humains.

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JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Dans de nombreuses situations cliniques et biologiques, il est avantageux d'étudier les processus cellulaires à mesure qu'ils évoluent dans leur microenvironnement natale. Nous décrivons ici le montage et l'utilisation d'un faible coût par fibre optique de microscope qui peut fournir l'imagerie en temps réel dans la culture cellulaire, les études animales et des études cliniques sur le patient.

Haute résolution à fibre optique pour les Microendoscopy In situ Cellular Imaging

Les emplacements en trois dimensions des objets faiblement diffusion peuvent être identifiés de manière unique à l'aide en ligne numérique microscopie holographique (SMIH), ce qui implique une modification mineure à un microscope standard. Notre logiciel utilise une heuristique d'imagerie simple, couplé avec Rayleigh-Sommerfeld rétro-propagation pour obtenir la position en trois dimensions et la géométrie d'un objet de phase microscopique.

Numérique Inline Holographic Microscopy (SMIH) de faiblement diffusant Sujets

Nous décrivons comment mettre en œuvre photoactivée microscopie localisation (PALM) à base des études de vésicules dans fixes, des neurones en culture. Les éléments clés de notre protocole comprennent l'étiquetage des vésicules avec des chimères photoconvertible, la collecte des images brutes faiblement échantillonnées avec un système de microscopie de super-résolution, et de traitement des images brutes afin de produire une image de super-résolution.

Super-résolution d&#39;imagerie de neurones vésicules à cœur dense

Nous décrivons un protocole détaillé utilisant la microscopie épiscopique à haute résolution pour acquérir des images tridimensionnelles (3D) d’embryons de souris. Ce protocole amélioré utilise une méthode modifiée de préparation des tissus pour améliorer la pénétration du colorant fluorescent, permettant ainsi l’analyse morphométrique d’échantillons de petite et de grande taille.

Acquisition rapide des Images 3D Utilisation de haute résolution épiscopique Microscopie

La microscopie holographique numérique (DHM) est une technique volumétrique qui permet aux échantillons d’imagerie 50-100 X plus épais que la microscopie fond clair à une résolution comparable, avec mise au point effectuée post-traitement. Ici DHM est utilisé pour l’identification, comptage et suivi des microorganismes à très faible densité et par rapport aux mesures de la densité optique, teneur en germes et dénombrement direct.

Quantification des microorganismes à des Concentrations faibles en utilisant la microscopie holographique numérique (DHM)

Ce protocole cible les cellules dans le tissu pour l’imagerie à l’échelle nanométrique de résolution à l’aide d’un microscope électronique à balayage (SEM). Un grand nombre de coupes sériées de matériel biologique enrobées dans la résine est imagé tout d’abord dans un microscope photonique à identifier la cible, puis de façon hiérarchique dans le SEM.

Imagerie multimodale de hiérarchique de coupes sériées, pour trouver les cibles cellulaires spécifiques au sein de grands Volumes

Une instruction détaillée est décrit comment construire un très inclinée a balayé le microscope de tuile (HIST) et son utilisation pour l’imagerie de la molécule unique.

Un Guide pour construire un très inclinée a balayé la tuile Microscope pour l’imagerie de molécule unique champ de vision étendu

Nous présentons un protocole pour étudier la distribution des mitochondries et du réticulum endoplasmique dans les cellules entières après modification génétique utilisant la lumière corrélative et la microscopie électronique de volume comprenant la peroxidase d'ascorbate 2 et la coloration de peroxidase de raifort, sectionnement en série des cellules avec et sans le gène cible dans la même section, et imagerie en série par microscopie électronique.

Imagerie des mitochondries et du réticulum endoplasmique par microscopie corrélative de lumière et d'électron de volume

L’imagerie électronique par diffusion Raman stimulée par pré-résonance (epr-SRS) de colorants Raman de type arc-en-ciel est une nouvelle plate-forme pour l’imagerie de protéines à base d’épitopes hautement multiplexées. Ici, nous présentons un guide pratique comprenant la préparation des anticorps, la coloration des échantillons de tissus, l’assemblage du microscope SRS et l’imagerie tissulaire epr-SRS.

Imagerie tissulaire hautement multiplexée avec des colorants Raman

Cet article compare directement la résolution, la sensibilité et les contrastes d’imagerie de la diffusion Raman stimulée (SRS) et de la diffusion Raman anti-Stokes cohérente (CARS) intégrées dans la même plate-forme de microscope. Les résultats montrent que CARS a une meilleure résolution spatiale, SRS donne de meilleurs contrastes et une meilleure résolution spectrale, et les deux méthodes ont une sensibilité similaire.

Comparaison directe de la diffusion Raman stimulée hyperspectrale et de la microscopie à diffusion Raman anti-Stokes cohérente pour l’imagerie chimique

Nous présentons un protocole détaillé pour la microscopie corrélative à la lumière et à la lumière électronique post-intégration d’Epon en utilisant une protéine fluorescente appelée mScarlet. Cette méthode permet de maintenir simultanément la fluorescence et l’ultrastructure. Cette technique se prête à une grande variété d’applications biologiques.

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Apprenez la microscopie épiscopique à haute résolution (HREM) pour la visualisation 3D de tissus biologiques. Cette méthode permet d'analyser des embryons et des biopsies avec une qualité d'image proche de l'histologie.

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