Name: Caractérisation des cellules immunitaires dans les tissus adipeux humains à l’aide de cytométrie en flux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Découvrez une méthode de cytométrie en flux pour isoler et caractériser les populations de cellules immunitaires du tissu adipeux humain. Cette technique permet d'analyser quantitativement et qualitativement les sous-populations immunitaires dans la fraction stromale vasculaire.

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Nous tenons à remercier J. van de RGAÉ et M. Vroomen (Université de Maastricht, Pays-Bas) pour leur soutien technique. En outre, nous tenons à remercier Verboven K., D. Hansen, J. SoFrano, et E. Blaak pour fournir les biopsies de sang et les tissus utilisés pour mettre en place ce protocole et les expériences ultérieures.

Viscérale et sous-cutanée à échantillons proviennent de sujets inclus dans l’étude de l’éthique médicale de l’hôpital du Comité Jessa, Hasselt et Université de Hasselt (Belgique), conformément à la déclaration d’Helsinki a approuvé.
1. préparation des réactifs
<ol><li>Solution de collagènase<ol>
<li>Dissoudre 1 g de collagénase I dans 10 mL de phosphate solution saline tamponnée (PBS, sans calcium et magnésium) pour faire une solution stock de 100 mg/mL. Préparer 200 µL d’extraits et de conserver à-20 ° C.</li>
		<li>Dissoudre 1 g de collagénase XI dans 10 mL de PBS pour faire une solution stock de 100 mg/mL. Préparer 200 µL d’extraits et de conserver à-20 ° C.</li>
		<li>Dissoudre 10 mg de DNase I dans 10 mL de PBS pour faire une solution stock de 10 mg/mL. Préparer 180 µL d’extraits et de conserver à-20 ° C.</li>
		<li>Ajouter 100 µL collagénase I (100 mg/mL), 100 µL collagénase XI (100 mg/mL) et 90 µL DNase I (10 mg/mL) à 10 mL de DMEM Ham F12. Solution de collagènase faire frais pour chaque isolement.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tampon de lyse des érythrocytes<ol>
<li>Dissoudre 0,84 g NH4Cl dans 100 mL d’eau ultrapure.</li>
		<li>Régler le pH à 7,4 avant utilisation. Stocker dans un flacon en verre à 4 ° C.</li>
		<li>Placer le tampon de lyse des érythrocytes sur la glace avant utilisation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tampon de FACS<ol>
<li>Dissoudre 0,5 g d’albumine sérique bovine (BSA) dans 100 mL de PBS pour obtenir 0,5 % BSA PBS.</li>
		<li>Dissoudre 65 mg de NaN3 en 100 mL 0,5 % BSA PBS pour obtenir 10 mM NaN3 0,5 % BSA PBS. Conserver la solution dans un flacon en verre à 4 ° C.</li>
		<li>Tampon de FACS de place sur la glace avant utilisation. ATTENTION : NaN3 est hautement toxique. Travailler sous une hotte et porter des lunettes de sécurité et gants de protection lorsque vous maniez NaN3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bloc d’IgG humaine<ol>
<li>Dissoudre 10 mg d’IgG humaines dans 10 mL de PBS pour obtenir 1 mg/mL. Préparer 100 µL d’extraits et de conserver à-20 ° C.</li>
		<li>Déposer le bloc IgG humain sur la glace avant utilisation.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. isolement de SVF d’AT
<ol><li>Couper 1 g d’à biopsie en petits morceaux (± 2 mm2) avec un bistouri et transférer dans un tube à centrifuger de 50 mL (p. ex., tube Falcon). Ajouter 10 mL de solution de collagènase à chaque échantillon. Remarque : Fermez le couvercle du tube complètement et retourner le couvercle ¼ de tour.</li>
	<li>Incuber pendant 60 min à 37 ° C dans un bain d’eau en agitant doucement (60 cycles/min).</li>
	<li>Filtrer la suspension qui en résulte avec un filtre de 200 µM et recueillir l’échantillon dans un tube à centrifuger de 50 mL nouveau. Ajouter 7 mL de PBS sur le dessus du filtre pour rincer le filtre et obtenir toutes les cellules.</li>
	<li>Centrifuger l’échantillon à 280 x g pendant 5 min à 4 ° C.</li>
	<li>Enlever une fraction en adipocytes flottant de pipetage. Le culot cellulaire est le SVF. Remarque : Retirez la fraction d’adipocytes pour obtenir SVF. Évitez d’immerger la pointe entière dans l’échantillon parce que cela va supprimer seulement le PBS et pas les adipocytes flottants.</li>
	<li>Resuspendre le SVF dans 5 mL de PBS à supprimer la collagénase, filtrer la suspension avec un filtre de 70 µM, rincer le filtre avec 5 mL de PBS et centrifuger l’échantillon à 280 x g pendant 5 min à 4 ° C.</li>
	<li>Retirez le surnageant et Resuspendre le culot dans 3 mL de tampon de lyse des érythrocytes.</li>
	<li>Incuber pendant 5 min sur la glace. Ajouter 7 mL de PBS après incubation.</li>
	<li>Centrifuger l’échantillon à 280 x g pendant 5 min à 4 ° C.</li>
</ol>3. coloration de SVF pour analyse en cytométrie en flux
<ol><li>Dissoudre le culot cellulaire en 90 µL de tampon de FACS 4 ° C et ajouter 10 µL de bloc d’IgG humaine 1 mg/mL. Diviser la suspension cellulaire dans les 2 puits d’une plaque bien 96 v-forme. Placer la plaque sur la glace et laisser le bloc IgG humain à incuber pendant 15 min.</li>
	<li>Ajouter 100 µL de tampon de FACS à chaque échantillon pour laver et centrifuger la plaque pendant 5 min avec 280 x g à 4 ° C. Retirez le surnageant en inclinant la plaque de tête en bas dans un mouvement lisse sans taper la plaque. Remarque : Veillez à supprimer n’importe quel liquide restant du haut de la plaque avec un mouchoir en papier, tout en gardant la plaque à l’envers.</li>
	<li>Préparer des cocktails anticorps macrophage et sous-ensembles DC (panneau 1 de FACS) et de sous-ensembles de cellules B et T (panneau de FACS 2) tel que décrit dans le tableau 1 et tableau 2. Les volumes décrits dans le tableau 1 et tableau 2 sont sélectionnés après avoir optimisé les concentrations d’anticorps et sont suffisants pour une TVA ou échantillon de sAT. Remarque : Dans le panneau de FACS 1, utiliser les marqueurs CD303 et CD141 pour confirmer que CD11C+ CD11Bfaible de cellules sont DCs. Toutefois, il est recommandé d’exclure ces marqueurs dans le panneau pour inclure une coloration de vivre/morts. Les deux panneau de FACS 1 et 2 peut être associé à la viabilité LIVE/DEAD Fixable Red Dead Cell Stain Kit coloration quand excluant CD303 dans Panneau 1 comme le canal PE sera inutilisée. Effectuer la viabilité coloration selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Resuspendre le culot dans 29,5 anticorps µL cocktail de panneau de FACS 1 et 23 µL anticorps cocktail pour panneau de FACS 2. Incuber 30 min à l’obscurité sur la glace.</li>
	<li>Ajouter 150 µL de tampon de FACS dans chaque puits et Resuspendre le culot cellulaire pour effectuer un second lavage. Centrifuger la plaque pendant 5 min à 280 x g et 4 ° C. Retirez le surnageant en inclinant la plaque à l’envers.</li>
	<li>Ajouter 150 µL de solution de formaldéhyde 1 % dans chaque puits pour fixer les cellules. Transférer la suspension cellulaire de chaque puits au tube de FACS correspondant en pipettant également, avec une pipette de P200. Stocker les FACS tubes à 4 ° C dans le noir jusqu'à 7 jours. Remarque : Mesure directe est également possible. Ajouter 150 µL de tampon de FACS dans chaque puits au lieu de 1 % de formaldéhyde, les cellules de transfert en pipettant également, avec une pipette de P200 pour les tubes correspondants de FACS et d’analyser les cellules. ATTENTION : Le formaldéhyde est très toxique. Préparer des solutions de formaldéhyde tout en travaillant dans une hotte aspirante pour éviter toute inhalation et porter des gants et des lunettes de protection.</li>
</ol>4. analyse en cytométrie en flux
<ol><li>Avant la première mesure, utilisez un contrôle négatif non coloré pour définir le forward scatter (FSC) et la diffusion latérale (SSC). Régler les tensions de la cytomètre de flux selon les instructions du fabricant afin que toutes les populations d’intérêt sont visibles dans le graphique FSC et SSC et peut faire une distinction entre les débris et des cellules vivantes.</li>
	<li>Effectuer une analyse de la rémunération multicolore avec perles de capture des anticorps suivant le protocole du fabricant.</li>
	<li>Préparer la fluorescence moins un contrôles (FMO) en faisant le mélange d’anticorps mais exclure un anticorps du mélange. Procéder ainsi pour chaque anticorps, créant 8 anticorps mélanges pour panneau de FACS 1 et 6 mélanges d’anticorps pour panneau de FACS 2. Ces mélanges d’anticorps FMO sont utilisés pour colorer les SVF comme décrit précédemment dans le présent protocole.</li>
	<li>Mesurer tous les contrôles de la FMO et définir la stratégie de blocage basée sur les contrôles de la FMO. Utilisez les commandes de la FMO à détecter de possible auto-fluorescence des cellules. Remarque : En supprimant un anticorps du mélange, n’importe quel niveau de fluorescence détectée dans ce canal est un signal de fond/auto-fluorescente. Donc, en comparant la FMO différent contrôle résultats des FACS, portes peuvent être tirées sur des populations spécifiques, veiller à ce que les soufflets sont basées sur les cellules positives et pas basés sur l’auto-fluorescence.</li>
	<li>Tubes vortex les FACS à 800 tr/min avant de les placer dans le cytomètre en flux et commencer la mesure. NOTE : Un minimum de 50 000 événements dans la porte direct est recommandé pour assurer que suffisamment de cellules est mesurés à partir de chaque sous-population.</li>
</ol>

<ol><li>McNelis, J. C., Olefsky, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophages%2C+immunity%2C+and+metabolic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Macrophages, immunity, and metabolic disease.</a> Immunity. 41 (1), 36-48 (2014).</li>
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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêt.

Ces méthodes décrivent comment isoler le SVF de TVA et assis et quantifier les quantités relatives des cellules immunitaires dans ces tissus. En outre, les méthodes indiquent comment déterminer l’expression de marqueurs sur les types spécifiques de cellules.
Cytométrie en flux des cellules immunitaires de tissus est une technique puissante pour phénotype l’État immunologique des tissus. La quantification des cellules immunitaires tissulaires peut avoir de nombreuses applications. Comme décrit dans les résultats, il est possible de comparer la présence de cellules immunitaires spécifiques entre les groupes de patients (p. ex., maigre ou obèse). En outre, en effectuant aussi cytométrie en flux sur le sang des patients mêmes, les associations entre cellules circulantes et les cellules des tissus peuvent être étudiées. Avec cette application, nous avons pu déterminer qu’un sous-ensemble spécifique des monocytes circulants est associé par CD11C pro-inflammatoires+ de macrophages de tissu adipeux16.
Ajustements au protocole décrit accroîtra ses demandes de nombreux anticorps fluorescents disponibles font de cytométrie en flux très polyvalent. Avec différents anticorps se distingués presque tous les types de cellules et l’expression de plusieurs marqueurs peut être détectée. En outre, il est possible de colorer les marqueurs dans les cellules de perméabiliser la membrane cellulaire pour autoriser la liaison intracellulaire des anticorps fluorescents. Ces caractéristiques permettent la distinction des populations très diverses macrophage au-delà les sous-types de macrophage M1 et M2 trop simplifiées. Outre mesure de l’expression du marqueur de surface, les protéines (c.-à-d., cytokines) peuvent être colorés intracellulairement fournissant des informations sur la fonctionnalité de macrophages. En outre, marqueurs de prolifération comme Ki67 servent à quantifier le taux de prolifération. Tel que décrit, distinction entre macrophages et DCs reposait sur les niveaux de l’IFM de marqueurs de DC. Un marqueur de macrophage générales, telles que CD68 peut être incorporé dans le panneau de macrophages (FACS panneau 1). Toutefois, CD68 doit être teinté intracellulairement nécessitant une perméabilisation de la membrane cellulaire qui n’est pas préférable et étendrait le protocole. Autres marqueurs de macrophages sont des marqueurs de sous-ensemble comme CD163 et CD206 ou CD11c, intégré dans le panneau de macrophage présenté ici.
Nos panneaux de FACS, un marqueur pour distinguer les cellules vivantes et mortes n’a pas été inclus, qui serait préférable car elle permet une exclusion plus précise des cellules mortes que l’utilisation du FSC et SSC. Fréquemment utilisés est l’ADN coloration viabilité colorants iodure de propidium (PI) ou 4', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) ainsi que l’amine libre réagissant colorants tels que le LIVE/DEAD Fixable Dead Cell Stain Kit, qui est disponible en colorant de différentes couleurs. Cependant, PI et DAPI ne peuvent servir pour la fixation des cellules. Comme décrit dans le protocole, la coloration de la viabilité LIVE/DEAD Fixable Red Dead Cell peut être intégrée dans les deux panneaux sans affecter la FACS globale stratégie de blocage.
En outre, les données sont exprimées en pourcentage de cellules vivantes, ce qui signifie que toutes les données sont relatives. Seulement en participant à une exacte, connu nombre de cellules dans le cytomètre en flux, serait-il possible de déterminer le nombre exact de chaque type de cellule. Un nombre approximatif de cellules pourrait être calculé après avoir compté les cellules de la fraction SVF à l’aide d’une chambre de comptage. Toutefois, ce numéro devra être ajustée pour la quantité de tissu biopsie utilisé pour isoler le SVF, mais cela a des limites lorsque l'on compare les maigres d’obèses au. Une masse semblable d’obèse AT consiste moins adipocytes car ils sont remplis de lipides et ont augmenté considérablement. Cela pourrait conduire à une sous-estimation du nombre de cellules immunitaires si présenté comme nombre de cellules immunitaires par gramme d’à ou par les adipocytes.
Dans les études chez l’homme, l’inclusion des patients se faite généralement sur une longue période de temps à faire de la normalisation des procédures expérimentales de grande importance. Pour la comparaison des données de cytométrie de flux entre les patients, il y a plusieurs options. Comme décrit dans le présent protocole, les cellules peuvent être fixés avant la mesure permettant l’analyse de plusieurs échantillons le jour même. Ceci peut être aussi réalisé en gelant le SVF avant leur coloration, qui permet à la procédure de marquage égal entre tous les échantillons, mais la viabilité de cellules peut-être être touchée. Enfin, également employée dans cette étude, sont des perles fluorescentes pour installer des niveaux de rémunération, et cytomètre suivi perles servaient toutes les deux semaines à normaliser les mesures quotidiennes du cytomètre. Cette dernière option est la plus efficace lors de la mesure des échantillons provenant d’une étude s’étendant sur une longue période de temps.
Un facteur limitant pour la cytométrie en flux est en général l’utilisation de la fluorescence. Le nombre d’étiquettes fluorescentes peuvent être mesurées simultanément est limité en raison du chevauchement des spectres d’émission. Cependant, avec développement de panneau de FACS smart et l’utilisation de plusieurs cocktails d’anticorps par TVA ou échantillon sAT, ce problème peut être surmonté comme décrit dans le présent protocole. Un aspect important du développement de panneau de FACS est FMO contrôles. En utilisant les anticorps du panneau sauf un, des niveaux d’autofluorescence potentiels peuvent être appréciés lorsque l'on compare la FMO avec le panneau plein. Cela permet un blocage précis des populations et ces procédures doivent être effectuées lorsque vous configurez un nouveau panneau de FACS. En outre, les nouvelles générations d’appareils FACS peuvent détecter jusqu'à 50 paramètres permettant la détection simultanée de nombreuses caractéristiques par cellule. Une autre question liée à l’aspect de la fluorescence est l’autofluorescence des cellules, notamment les macrophages. Après l’excitation des cellules avec le laser de FACS (principalement avec 488 nm longueur d’onde d’excitation), ces cellules émettent un signal fluorescent (principalement < 640 nm) que peut chevauchement avec les spectres d’émission de l’anticorps étiquettes17,18. Pour expliquer cela, cellules incolores doivent être mesurés afin de déterminer l’autofluorescence dans chaque canal. Sachant cela, il faut choisir fluorochromes qui affichent une puissance du signal qui dépasse le signal auto-fluorescente. Ce signal de fond auto-fluorescente devrait tenir compte lorsqu’il détermine la stratégie de blocage des populations. Donc, par application du présent protocole et de la conception des panneaux intelligente FACS, il est possible d’en sous-types de profondeur phénotype macrophage. Nouveau AT distincte macrophages et leurs fonctions peuvent être caractérisées.

L’obésité est caractérisée par de bas grade AT inflammation1 et l’infiltration de cellules immunitaires pro-inflammatoires en sous-cutané et viscéral à (TVA, samedi). L’accumulation de cellules immunitaires pro-inflammatoires dans la cuve mène à l’insulinorésistance qui est le principal facteur de risque pour développer le type 2 diabète2. Les cellules immunitaires du système immunitaire inné et adaptatif sont trouvent en l’obésité, tels que les macrophages, les mastocytes, les polynucléaires neutrophiles, CD4+ et CD8+ T-cellules et cellules B3,4,5,6 ,,7. Ces cellules immunitaires, ainsi que les cellules endothéliales, les cellules du stroma, progéniteurs adipocytaires, fibroblastes et péricytes, constituent le SVF8 et sont la principale source de substances pro-inflammatoires dans les AT9.
L’état inflammatoire de la TA est couramment étudiée par techniques dont la tache occidentale10, qPCR11et immunohistochimie11. Toutefois, lorsque vous utilisez ces techniques, l’ensemble AT, adipocytes et SVF, est utilisé. Cela rend difficile de déterminer le montant et les sous-ensembles de cellules immunitaires présentes dans l’AT. Les cellules immunitaires ont divers marqueurs de cellule à définir et à classer, tels que les macrophages. Macrophages montrent une hétérogénéité significative dans les deux fonctions et cellule marqueur de surface expression12. Donc, ils sont souvent classés en deux populations de macrophage : M1 et M2. M2 macrophages sont généralement appelés macrophages activés par ailleurs12,13 et résident en l’homme maigre, métaboliquement normaux14. Toutefois, au cours de l’obésité, un switch phénotypique se produit de macrophages M2 aux macrophages M1. Classiquement, ces activé M1 macrophages expriment CD11C12 et s’accumulent autour des adipocytes morts pour former des structures ressemblant à couronne13. Il a été démontré que CD11C+ macrophages en l’entraver l’action de l’insuline et sont associés à la résistance à l’insuline dans les humains obèses15. Pour identifier les macrophages M1 et M2 dans l’AT, l’immunohistochimie est une option. Cette technique donne des informations sur l’emplacement des macrophages dans les tissus. Cependant, il limitera le nombre de marqueurs qui peuvent être utilisés dans une coloration. En outre, il est également difficile à quantifier. Par conséquent, afin d’étudier les sous-ensembles de différentes cellules immunitaires dans les cuves et dépôts sAT, nous avons développé une approche de cytométrie de flux. Cette approche nous donne la possibilité d’utiliser des marqueurs multiples par cellule avec analyse en cytométrie en un flux à définir des sous-ensembles de cellules et de compter le nombre de chaque sous-ensemble présent dans les dépôts AT.

<table><tbody><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Hettich Rotanta 460R</td><td>5660</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s Aigle modifié' s Medium (DMEM)-Ham' s F12</td><td>Gibco ThermoFisher</td><td>31330-095</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase XI de Clostridium histolyticum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C7657-1g</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase I de Clostridium histolyticum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C0130-1g</td><td></td></tr><tr><td>DNAse I de pancréas bovin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>DN25</td><td></td></tr><tr><td>NH4Cl</td><td>Merck</td><td>1.01145.0500</td><td></td></tr><tr><td>Sérum Albumine Bovine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A4503-100</td><td></td></tr><tr><td>NaN3</td><td>Merck</td><td>1.06688.0100</td><td></td></tr><tr><td>200 &micro ; Seringue M Filcons</td><td>BD Biosciences</td><td>340613</td><td></td></tr><tr><td>70 &micro ; Filtre M</td><td>Greiner Bio-one</td><td>542070</td><td></td></tr><tr><td>Fc bloc / humain IgG</td><td>Sigma Aldrich</td><td>14506</td><td></td></tr><tr><td>Formaldéhyde</td><td>Merck</td><td>1.04003.2500</td><td></td></tr><tr><td>CD11b-BV421</td><td>Biolegend</td><td>301324</td><td></td></tr><tr><td>CD19-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>555412</td><td></td></tr><tr><td>CD3-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>561807</td><td></td></tr><tr><td>CD66b-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>555724</td><td></td></tr><tr><td>CD56-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>562794</td><td></td></tr><tr><td>CD11c-APC-Cy7</td><td>Biolegend</td><td>337218</td><td></td></tr><tr><td>CD45-PE-Cy7</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>CD19-BV421</td><td>Biolegend</td><td>302234</td><td></td></tr><tr><td>CD3-V500</td><td>BD Biosciences</td><td>561416</td><td></td></tr><tr><td>CD56-APC</td><td>Biolegend</td><td>318310</td><td></td></tr><tr><td>CD4-PerCP-Cy5.5</td><td>Biolegend</td><td>300528</td><td></td></tr><tr><td>CD8-APC-H7</td><td>BD Biosciences</td><td>641400</td><td></td></tr><tr><td>CD303-PE</td><td>Biolegend</td><td>354204</td><td></td></tr><tr><td>CD141-APC</td><td>Biolegend</td><td>344106</td><td></td></tr><tr><td>FACS-Canto II</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>96 Plaque à puits en forme de V</td><td>Greiner Bio-one</td><td></td><td></td>651101</tr><tr><td>PBS PH 7.4</td><td>Gibco ThermoFisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Tube FACS 5 mL Tube à fond rond en polystyrène</td><td>Corning</td><td>352052</td><td></td></tr><tr><td>IgG à partir de sérum humain</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I4506</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Rat Ig, &kappa ;/Negative Control Compensation Particles Set</td><td>BD Biosciences</td><td>552844</td><td></td></tr><tr><td>Ensemble de particules de compensation de contrôle anti-souris Ig, &kappa ;/Negative Weight BD</td><td>Biosciences</td><td>552843</td><td></td></tr><tr><td>LIVE/DEAD Kit de coloration à cellules mortes rouges fixables</td><td>ThermoFisher</td><td>L23102</td><td></td></tr><tr><td>IKA&nbsp ;MS 3 basic</td><td>shaker Sigma Aldrich</td><td>Z645028-1EA</td><td></td></tr></tbody></table>

caractérisation des cellules immunitaires dans les tissus adipeux humains à l’aide de cytométrie en flux

Characterization of Immune Cells in Human Adipose Tissue by Using Flow Cytometry

Infiltration de cellules immunitaires dans le tissu adipeux sous-cutané et viscéral (AT) dépôts conduit à une inflammation de bas grade qui contribuent à l’apparition de complications associées à l’obésité comme le diabète de type 2. Pour quantitativement et qualitativement, étudier les sous-ensembles de cellules immunitaires chez l’homme à des dépôts, nous avons développé une approche de cytométrie de flux. La fraction stroma vasculaire (SVF), contenant les cellules immunitaires, est isolée de sous-cutané et viscéral à biopsies par digestion de collagénase. Les adipocytes sont supprimés après centrifugation. Les cellules SVF sont colorées pour plusieurs marqueurs membranaires choisie pour différencier les sous-ensembles de cellules immunitaires et analysés par cytométrie en flux. Grâce à cette approche, pro - et anti-inflammatoires, sous-ensembles macrophages, cellules dendritiques (CD), les lymphocytes B, les CD4+ et CD8+ T-cellules, et les cellules NK peuvent être détectés et quantifiées. Cette méthode donne des informations détaillées sur les cellules immunitaires en AT et le montant de chaque sous-ensemble spécifique. Puisqu’il y a de nombreux anticorps fluorescents disponibles, notre approche de cytométrie de flux peut être ajusté pour mesurer divers autres marqueurs cellulaires et intracellulaires d’intérêt.

Le SVF isolé de la TVA et s’assit a été mesurée par cytométrie en flux. Mesures d’écoulement cytometry génèrent des parcelles montrant différentes populations cellulaires de marqueurs cellulaires (Figure 1 a et 1 b). Tout d’abord, en traçant le forward scatter largeur (FSC-W) et avant dispersion zone (FSC-A), cell agrégats peuvent être éliminées de l’analyse en bloquant les cellules individuelles comme basse FSC-W. Ensuite, direct des cellules sont sélectionnées, et les débris cellulaires sont exclue en bloquant les cellules de la bonne taille et la complexité à l’aide de FSC-côté A et le scatter zone (SSC-A), respectivement. Les cellules mortes sont petits et donc visible comme une population distincte avec un petit FSC.-a. Ensuite, le système immunitaires des cellules ont été sélectionnés par l’utilisation du lanceur pan-leucocyte CD45 (groupe 1 et 2, de la Figure 1 a). Pour analyser les macrophages, les autre immunitaire cellules comme les lymphocytes T (CD3), les lymphocytes B (CD19), neutrophiles (CD66b+ CD11b+), et cellules NK (CD56) ont été exclus d’une analyse plus approfondie en utilisant des anticorps distinctes ciblant ces cellules, mais avec le même fluorochrome. Nouvelle subdivision des cellules restantes reposait sur l’expression CD11b et CD11c. Il en est résulté dans les populations suivantes : CD11b+ CD11c+ macrophages, CD11b+ CD11c CD11b et macrophages– faible /- CD11c+ DCs (panneau de FACS 1, Figure 1 b). La mesure de l’intensité de fluorescence moyenne (MFI) a permis la quantification de l’expression du CD303 (plasmacytoides DC marqueur) et CD141 (marqueur de DC), sur CD11b+ CD11c+ macrophages et CD11bfaible /- CD11c+ DCs. Expression de ces deux marqueurs étaient plus élevées chez CD11bfaible /- CD11c+ cellules confirmant que CD11bfaible /- CD11c+ cellules étaient DCs (Figure 1).
Le CD45+ cellules (Figure 1 a) ont été divisés en cellules T et cellules B en utilisant le CD3 et CD19, respectivement. Les cellules T ont été subdivisées en lymphocytes T-auxiliaires (CD4+) et les cellules T cytotoxiques (CD8+). Enfin, CD3–CD19–cellules ont été tracées pour quantifier les cellules NK avec le marqueur CD56 (panneau de FACS 2, Figure 1). Le nombre de cellules dans chaque porte est quantifié et peut être utilisé pour calculer le pourcentage de ce type de cellule de toutes les cellules vivantes (tableau 3).
Le pourcentage de cellules vivantes peut être calculé pour chaque sujet, ce qui permet le calcul d’une moyenne de tous les sujets dans un groupe de par exemple maigres ou obèses hommes affichant l’abondance d’une cellule spécifique d’abri, c'est-à-direle CD11b pro-inflammatoires+ CD11c+ macrophage dans AT viscérale (Figure 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57319/57319fig1.jpg"> Figure 1. FACS gating stratégie du tissu adipeux viscéral. (A), FACS terrain de tous les événements (noir) avec intensité de largeur avant dispersion (FSC-W) et l’intensité de zone forward scatter (FSC-A) contenant une porte pour sélectionner seulement monocellules (rouge) suivies d’une parcelle de FACS basées sur FSC-A et sur les côtés en nuages de points XY zone intensité (SSC-A) contenant une grille de sélection des cellules vivantes (vert clair). Tracer ensuite avec SSC-A et de l’intensité de fluorescence CD45 contient un portail sélectionnant CD45 tous+ (immunitaire) cellules (bleu). Terrain (B), FACS de l’intensité de fluorescence CD19, CD3, CD66b et CD56 versus CD11b intensité de fluorescence et une porte en sélectionnant toutes les cellules qui sont CD19, CD3, CD66b et CD56 négatif (brun) pour davantage de division dans les populations. Nouvelle subdivision dans la parcelle suivante basée sur l’intensité de fluorescence CD11b et CD11c. Gates sont affichent contenant CD11b+ CD11c+ macrophages (vert foncé), CD11b+ CD11c macrophages– (violets) et CD11bfaible /- CD11c+ les cellules dendritiques (bleu). (C) montant de CD11b+, CD11c+, ou CD11bfaible /- CD11c+ affichant leurs niveaux d’intensité de fluorescence (axe x) CD303 CD141 et la quantification correspondante de la moyenne des cellules (axe y) intensité de la fluorescence (IFM). (D), FACS intrigue affichant le CD45 précédent+ (bleu) de la population basée sur l’intensité de fluorescence CD3 et CD19 contenant des portes en sélectionnant des T-cellules (magenta), (vert foncé) les lymphocytes B et cellules non auto-fluorescente (vert) négatifs pour les deux CD3 et CD19. L’intrigue suivant est issu des CD4 et CD8 fluorescence avec portes en sélectionnant CD4+ (vert clair) et CD8+ (magenta) T-cellules. Une stratégie de blocage identique est utilisée pour du tissu adipeux sous-cutané. Une stratégie de blocage identique est utilisée pour du tissu adipeux sous-cutané. Ce chiffre a été modifié par Wouters et al. 16 <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57319/57319fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57319/57319fig2.jpg"> Figure 2. Obèse TVA contient plus de macrophages pro-inflammatoires. Le montant de CD11b+ CD11c+ macrophages présentés comme pourcentage de toutes les cellules vivantes en TVA des hommes maigres et obèses. Toutes les données sont des moyens ± SEM ; n = 20 pour lean et n = 31 pour les obèses. p ≤ 0,01 vs maigre. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57319/57319fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Objectif</td>
			<td>Cible de définition</td>
			<td>Présenter sur</td>
			<td>Fluorochrome</td>
			<td>Quantité</td>
			<td>Clone</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11B</td>
			<td>marqueur de l’intégrine myéloïde</td>
			<td>granulocytes, monocytes/macrophages, cellules dendritiquesfaible et les cellules tueuses naturelles</td>
			<td>BV421</td>
			<td>2,5 ΜL</td>
			<td>ICRF44</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19</td>
			<td>antigène commun de lymphocytes B</td>
			<td>Développement de cellules de b de lymphocytes pro-B à blastoïdes les lymphocytes B et plasmocytes B</td>
			<td>FITC</td>
			<td>3 ΜL</td>
			<td>HIB19</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3</td>
			<td>antigène des lymphocytes T commun</td>
			<td>Les lymphocytes T, des cellules de T tueuses naturelles et des thymocytes</td>
			<td>FITC</td>
			<td>3 ΜL</td>
			<td>UCHT1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD66B</td>
			<td>membre de l’antigène carcino-embryonnaire (CEA)-comme la famille de glycoprotéines</td>
			<td>granulocytes</td>
			<td>FITC</td>
			<td>5 ΜL</td>
			<td>G10F5</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD56</td>
			<td>protéine d’adhésion fortement glycosylée</td>
			<td>les cellules NK et les cellules de T de tueur naturels</td>
			<td>FITC</td>
			<td>5 ΜL</td>
			<td>B159</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD303</td>
			<td>tapez la glycoprotéine transmembranaire II</td>
			<td>cellules dendritiques plasmacytoides</td>
			<td>PE</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>201 A</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD141</td>
			<td>thrombomoduline</td>
			<td>monocytes/macrophagesfaible, sous-population de cellules dendritiques</td>
			<td>APC</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>M80</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11C</td>
			<td>J’ai tapez glycoprotéine transmembranaire ; intégrine αx</td>
			<td>sous-ensemble de cellules B et T, granulocytes, monocytes/macrophages, cellules tueuses naturelles, les cellules dendritiques</td>
			<td>APC-Cy7</td>
			<td>0,5 ΜL</td>
			<td>Bu15</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>antigène leucocytaire commun</td>
			<td>tous les leucocytes humains, y compris les lymphocytes, les monocytes, les granulocytes, les éosinophiles et les thymocytes</td>
			<td>PE-Cy7</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>HI30</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tampon de FACS</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>7,5 µl</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1. Cocktail d’anticorps FACS panel 1 à identifier les sous-ensembles de macrophages et cellules dendritiques populations. Quantité d’anticorps décrit est pour l’analyse d’un échantillon.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Objectif</td>
			<td>Cible de définition</td>
			<td>Présenter sur</td>
			<td>Fluorochrome</td>
			<td>Quantité</td>
			<td>Clone</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19</td>
			<td>antigène commun de lymphocytes B</td>
			<td>Développement de cellules de b de lymphocytes pro-B à blastoïdes les lymphocytes B et plasmocytes B</td>
			<td>BV421</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>HIB19</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3</td>
			<td>antigène des lymphocytes T commun</td>
			<td>Les lymphocytes T, des cellules de T tueuses naturelles et des thymocytes</td>
			<td>V500</td>
			<td>3 ΜL</td>
			<td>UCHT1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD56</td>
			<td>protéine d’adhésion fortement glycosylée</td>
			<td>les cellules NK et les cellules de T de tueur naturels</td>
			<td>APC</td>
			<td>5 ΜL</td>
			<td>HCD56</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD4</td>
			<td>Superfamille des IG, glycoprotéine transmembranaire de type I</td>
			<td>T helper cell, thymocytes, monocytes/macrophages, cellules de T tueuses naturelles II de type</td>
			<td>PerCP-Cy5.5</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>L’ARMÉE PATRIOTIQUE RWANDAISE-T4</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD8</td>
			<td>Sous-unité α d’un complexe bimoléculaire disulfure liés</td>
			<td>les cellules T cytotoxiques, thymocytes, sous-ensemble de cellules tueuses naturelles</td>
			<td>APC-H7</td>
			<td>2 ΜL</td>
			<td>SK1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>antigène leucocytaire commun</td>
			<td>tous les leucocytes humains, y compris les lymphocytes, les monocytes, les granulocytes, les éosinophiles et les thymocytes</td>
			<td>PE-Cy7</td>
			<td>1 ΜL</td>
			<td>HI30</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tampon de FACS</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>10 µl</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>Le tableau 2. Cocktail d’anticorps FACS panneau 2à identifier les populations de cellules T et B. Quantité d’anticorps décrit est pour l’analyse d’un échantillon.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Panneau de macrophage</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Nom de la porte</td>
			<td># Cellules</td>
			<td>% de vivants</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cellules individuelles</td>
			<td>183054</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>vivre</td>
			<td>10477</td>
			<td>100</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>4100</td>
			<td>39.13</td>
		</tr>
<tr>
<td>benne basculante–
</td>
			<td>771</td>
			<td>7.36</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11c CD11B– +
</td>
			<td>430</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11c+ CD11B+
</td>
			<td>104</td>
			<td>0.99</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11c+ CD11Bfaible /-
</td>
			<td>15</td>
			<td>0,14</td>
		</tr>
<tr>
<td>Panneau de NK-cellules lymphocytes T, lymphocytes B,</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Nom de la porte</td>
			<td>#Cells</td>
			<td>% de vivants</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cellules individuelles</td>
			<td>34616</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Vivre</td>
			<td>3728</td>
			<td>100</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45+
</td>
			<td>1589</td>
			<td>42,62</td>
		</tr>
<tr>
<td>NK-cellules</td>
			<td>29</td>
			<td>0,78</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3+
</td>
			<td>953</td>
			<td>25.56</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD4+
</td>
			<td>601</td>
			<td>16.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD8+
</td>
			<td>328</td>
			<td>8.8</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19+
</td>
			<td>20</td>
			<td>0,54</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 3. Abondance des cellules immunitaires de différents types cellulaires en cuve. Nombre de cellules dans chaque porte et le pourcentage des types de cellules différents basés sur le montant total des cellules vivantes.

Cet article décrit une méthode pour analyser le contenu de la cellule immunitaire du tissu adipeux par l’isolement de cellules immunitaires dans le tissu adipeux et l’analyse ultérieure à l’aide de cytométrie en flux.

Caractérisation des cellules immunitaires dans les tissus adipeux humains à l’aide de cytométrie en flux

Infiltration of immune cells in the subcutaneous and visceral adipose tissue (AT) deposits leads to a low-grade inflammation contributing to the ...

L’objectif global de cette procédure est d’utiliser la cytométrie en flux pour isoler la fraction vasculaire stromale du tissu adipeux humain pour le phénotypage des différentes populations de cellules immunitaires présentes dans le tissu adipeux. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche métabolique, telles que quelles cellules immunitaires s’accumulent dans le tissu adipeux des personnes obèses et dans quelle mesure. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet de mesurer simultanément plusieurs marqueurs sur les cellules immunitaires et d’identifier et de quantifier ces cellules immunitaires dans le tissu adipeux.Bien que cette technique puisse fournir des informations cruciales sur l’inflammation du tissu adipeux, elle peut également être appliquée à d’autres organes et tissus. En général, les personnes novices dans cette technique seront principalement confrontées à la contamination des cellules vasculaires stromales et à la perte de cellules pendant la procédure de coloration. Deux de mes candidats au doctorat, Suzan Wetzels et Mitchell Bijnen, exécuteront le protocole.Commencez par utiliser un scalpel pour émincer un gramme de biopsie du tissu adipeux en morceaux d’environ deux millimètres carrés. Transférez les morceaux dans un tube à centrifuger de 50 millilitres et ajoutez 10 millilitres de solution de collagénase aux échantillons. Incuber les fragments de tissu pendant 60 minutes dans un bain-marie à 37 degrés Celsius à 60 cycles par minute.Suivi d’une filtration à travers une crépine de 200 micromètres dans un nouveau tube conique de 50 millilitres. Rincez le filtre avec sept millilitres de PBS avant la centrifugation. Ensuite, à l’aide d’une pipette, vous pouvez retirer le surnageant sans immerger toute la pointe de la pipette dans la solution.La pastille doit être clairement visible et éliminer presque tout le surnageant pour éviter la contamination de la fraction vasculaire stromale par des cellules adipeuses. Nous suspendons la pastille de cellules vasculaires stromales avec cinq millilitres de PBS frais et filtrons la fraction vasculaire stromale à travers une crépine de 70 micromètres dans un nouveau tube. Après la centrifugation, nous suspendons la pastille de fraction vasculaire stromale lavée dans trois millilitres de tampon de lyse érythrocytaire pendant cinq minutes sur de la glace.Ensuite, arrêtez la lyse avec sept millilitres de PBS et granulez les cellules par centrifugation. Pour colorer la fraction vasculaire stromale pour l’analyse cytométrique en flux, remettez la pastille en suspension dans 90 microlitres de tri cellulaire activé par fluorescence à quatre degrés Celsius, ou tampon FACS, et bloquez la coloration non spécifique avec dix microlitres d’IgG humaines. Répartissez la suspension cellulaire entre deux puits d’une plaque à fond en V de 96 puits et placez les cellules sur de la glace pendant 15 minutes.À la fin de l’incubation, lavez chaque échantillon avec 100 microlitres de tampon FACS, en retournant la plaque d’un seul mouvement fluide sans tapoter pour jeter les surnageants à la fin de la centrifugation. Assurez-vous que vous pouvez clairement voir le granulé au bas de la plaque avant de le retourner pour éviter la perte de vos cellules pendant la procédure. Remettre en suspension la première pastille dans 29,5 microlitres de cocktail d’anticorps pour le premier panel FACS et la deuxième pastille dans 23 microlitres de cocktail d’anticorps pour le deuxième panel FACS.Après 30 minutes sur la glace dans l’obscurité, lavez les cellules avec 150 microlitres de tampon FACS par puits et fixez les granules de cellules dans 150 microlitres de solution de formaldéhyde à un pour cent. Transférez les suspensions cellulaires de chaque puits dans les tubes FACS correspondants appropriés et placez les échantillons sur de la glace. Avant l’analyse, chargez une commande négative non colorée sur le cytomètre en flux pour régler les paramètres de diffusion vers l’avant et de diffusion latérale.Ajustez ensuite les tensions du cytomètre en flux selon les instructions du fabricant jusqu’à ce que toutes les populations d’intérêt soient visibles dans les graphiques de diffusion directe et latérale, et qu’une distinction puisse être faite entre les débris et les cellules vivantes. Lorsque tous les paramètres ont été réglés, vortex le premier échantillon expérimental à 800 tr/min pour remettre complètement les cellules en suspension et charger l’échantillon sur le cytomètre. Lisez un minimum de 50 000 événements dans la porte en direct, puis vortex et chargez le deuxième échantillon pour l’analyse comme nous venons de le démontrer.Pour permettre l’analyse des populations de macrophages du tissu adipeux dans cette expérience représentative, d’autres cellules immunitaires, telles que les cellules T, les cellules B, les neutrophiles et les cellules tueuses naturelles, ont été exclues pour révéler la présence de macrophages CD11b + CD11c + macrophages CD 11C et de cellules dendritiques CD11B + CD11C. La quantification de l’intensité de fluorescence principale de ces cellules a révélé l’expression des cellules dendritiques cytoïdes plasmatiques et des marqueurs de cellules dendritiques génériques sur les cellules CD11B+CD11C+ et CD11Blow-CD11C+, avec une expression plus élevée des deux marqueurs observée sur les cellules CD11Blow-CD11C+, confirmant que les cellules CD11Blow-CD11C+ étaient en fait des cellules dendritiques. Le déclenchement des cellules CD45 positives a révélé des populations de lymphocytes T CD19 positifs et CD3 positifs, ces derniers pouvant être subdivisés en sous-ensembles de lymphocytes T CD3+CD4+T auxiliaires, CD3+CD8+cytotoxiques et CD3-CD56+cellules tueuses naturelles.Le pourcentage de cellules immunitaires viables a ensuite été calculé pour chaque sujet, révélant une augmentation significative du pourcentage de macrophages CD11B+CD11C+11C+pro-inflammatoires dans le tissu adipeux viscéral des sujets masculins adultes obèses. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en quatre heures si elle est exécutée correctement. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de garder les tampons et les fractions cellulaires sur de la glace, et lors du marquage des cellules avec des anticorps, il est très important de les garder dans l’obscurité.Après son développement, cette technique a permis aux chercheurs dans le domaine de la recherche métabolique d’explorer les altérations des cellules immunitaires dans le tissu adipeux de l’homme. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’isoler les cellules immunitaires du tissu adipeux et d’effectuer une cytométrie en flux sur ces cellules. Gardez à l’esprit que vous travaillez avec des matières et des substances humaines potentiellement infectieuses, telles que le formaldéhyde, qui peuvent être dangereuses.Prenez toujours des précautions en portant des gants et des lunettes de sécurité.

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Nous présentons ici un protocole pour caractériser les sous-ensembles de monocyte par cytométrie en flux de sang. Cela inclut décrivant comment les sous-ensembles de la porte et évaluer leur expression de marqueurs de surface et donne un exemple de l’évaluation de l’expression des marqueurs de M2 (anti-inflammatoire) et de M1 (inflammatoire).

Caractérisation des sous-ensembles de Monocyte humain de sang Flow Cytometry analyse

On décrit un modèle d’animal de rongeur simple et fiable pour la stéatohépatite non alcoolisée (NASH), obtenu par le logement non-SPF des animaux et l’administration d’un régime spécifique riche en graisses. Nous décrivons l’identification des sous-ensembles de cellules immunitaires hépatiques et adipeuses pour récapituler les conditions immunologiques humaines en exposant les souris aux germes de l’environnement.

Un modèle avancé de murine pour la stéatohépatite non alcoolisée en association avec le diabète de type 2

Ici, nous présentons la micro-fragmentation sans enzyme s'adipeux humain à l'aide d'un dispositif système fermé. Cette nouvelle méthode permet l'obtention de grappes de tissus adipeux sous-millimétriques adaptées à la transplantation in vivo, à la culture in vitro et à l'isolement et à la caractérisation des cellules.

Micro-fragmentation humaine des tissus adipeux pour le phénotypage cellulaire et la caractérisation du secretome

Ce protocole décrit l’approche technique permettant d’isoler des sous-populations de cellules stromales adipogènes et fibro-inflammatoires à partir de dépôts de tissu adipeux blanc (WAT) intra-abdominal murin par tri cellulaire activé par fluorescence ou séparation immunomagnétique des billes.

Isolement de sous-populations de cellules stromales adipogènes et fibro-inflammatoires à partir de dépôts adipeux intra-abdominaux murins

L’isolement de cellules à partir d’implants disséqués et leur caractérisation par cytométrie en flux peuvent contribuer de manière significative à la compréhension du schéma de réponse immunitaire contre les implants. Cet article décrit une méthode précise pour l’isolement de cellules d’implants disséqués et leur coloration pour l’analyse par cytométrie en flux.

Cytométrie en flux à haute dimensionnalité pour l’analyse de la fonction immunitaire de tissus implantaires disséqués

Ce protocole fournit une méthode efficace de digestion de la collagénase pour isoler des adipocytes viables et des cellules stromales de fraction vasculaire-SVF de la graisse viscérale humaine en un seul processus, y compris une méthodologie pour obtenir un ARN de haute qualité à partir d’adipocytes et la phénotypification des macrophages SVF par coloration de plusieurs marqueurs membranaires pour analyse par cytométrie en flux.

Isolement d’adipocytes viables et d’une fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux viscéral humain adapté à l’analyse de l’ARN et au phénotypage des macrophages

Dans cette étude, nous présentons un protocole efficace et reproductible pour isoler les populations immunitaires du système respiratoire murin. Nous fournissons également une méthode pour l’identification de toutes les cellules immunitaires innées et adaptatives qui résident dans les poumons de souris saines, en utilisant un panel de cytométrie en flux à base de 9 couleurs.

Analyse cytométrique en flux pour l’identification des cellules immunitaires innées et adaptatives du poumon murin

Ici, nous décrivons un protocole pour isoler, cultiver et phénotyper des cellules endothéliales microvasculaires à partir de tissu adipeux sous-cutané humain (hSATMVECs). De plus, nous décrivons un modèle expérimental de diaphonie hSATMVEC-adipocyte.

Étude de la diaphonie entre les cellules endothéliales adipeuses adipeuses et les adipocytes dans le tissu adipeux sous-cutané humain

Découvrez une méthode de cytométrie en flux pour isoler et caractériser les populations de cellules immunitaires du tissu adipeux humain. Cette technique permet d'analyser quantitativement et qualitativement les sous-populations immunitaires dans la fraction stromale vasculaire.

Caractérisation des cellules immunitaires dans les tissus adipeux humains à l’aide de cytométrie en flux

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