Name: Un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de Ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation Laser assistée par matrice (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Découvrez une méthode optimisée de préparation d'échantillons pour la spectrométrie de masse MALDI afin d'améliorer l'intensité des signaux ioniques des glucides. Ce protocole reforme les structures cristallines pendant le séchage.

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1. échantillon plaque préconditionnement
<ol><li>
Nettoyage de la plaque d’échantillon
	<ol>
<li>Porter des gants en nitrile pour éviter toute contamination de la plaque d’échantillon pendant le nettoyage.</li>
		<li>Lavez la plaque échantillon 100,0 ml d’une solution détergente (1,0 mg/mL).</li>
		<li>Lavez la plaque de l’échantillon avec de l’eau distillée-eau désionisée (DDW).</li>
		<li>Rincer la surface de la plaque échantillon avec 30,0 mL de MeOH.</li>
		<li>Mettre la plaque de l’échantillon dans un bécher de 600 mL et le remplir avec DDW jusqu'à ce que la plaque d’échantillon est complètement immergée dans l’eau.</li>
		<li>Placer le bécher dans un ultrasonique baignoire (voir Table des matières) et laisser agir la plaque échantillon pendant 15 min (200 W, 40 kHz).</li>
		<li>Sortez la plaque de l’échantillon et de souffler les gouttes d’eau à l’aide d’azote sous pression.</li>
		<li>Gisement de 0.2 µL de MeOH sur la plaque d’échantillon pour vérifier si MeOH se propage à d’autres endroits. Remarque : Si MeOH fusionne avec d’autres taches, répétez les étapes 1.1.3-1.1.5 ; Si ce n’est pas le cas, passez à l’étape suivante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Régulation de la température de la chambre de séchage
	<ol>
<li>Utiliser une chambre de séchage dans des conditions stables pour sécher les gouttelettes, comme décrit plus haut11,12,13. En particulier, utilisez la procédure détaillée décrite aux points 2.1 à 2.5 d’UO, Y.-M. et al. 12de 2016. Brièvement :<ol>
<li>Purger la chambre de séchage en azote de la température ambiante à un débit constant de maintenir un environnement de faible humidité relative.</li>
			<li>Garder l’échantillon plaque température constante à ordinaire - (25 ° C) ou des conditions de séchage rapide (50 ° C), régulée par un bloc de cuivre température contrôlée dans la chambre de séchage.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation des solutions de matrice et l’analyte
	<ol>
<li>
Préparation des solutions de matrice
		<ol>
<li>Dissoudre le DHB dans 50 % d’acétonitrile (ACN) : 50 % DDW pour préparer une solution 0,1 M.</li>
		</ol>
</li>
		<li>
Préparation d’analytes de glucides
		<ol>
<li>Dissoudre le SLeA à DDW pour préparer une solution de M-4 10.</li>
			<li>Dissoudre la MH dans DDW pour préparer une solution de 10-4 M.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. dépôts et recristallisation de l’échantillon
Remarque : Les procédures optimisées pour l’analyse de petites quantités d’échantillons réguliers sont décrites ici. Veiller à ce que la température de la plaque d’échantillon est stabilisée à la température désirée avant de déposer les solutions. Si l’échantillon s’étend sur une grande surface pour couvrir les autres points de l’échantillon au cours de la recristallisation, préparer un nouvel échantillon ou répétez l’étape 1.1.
<ol><li>
Pour l’analyse d’une petite quantité (0,1 µL) de l’échantillon Remarque : les étapes suivantes ont été élaborées pour minimiser la consommation de l’échantillon et le temps. Elle est destinée à l’analyse quantitative des échantillons réels avec une quantité limitée ou IMS rapide pour l’analyse de la quantification.<ol>
<li>Prémélanger 0,25 µL de solution DHB et 0,25 µL de SLeA ou solution MH dans un tube de microcentrifuge.</li>
		<li>Vortex solution mixte à l’aide d’un agitateur Vortex pour 3 s.</li>
		<li>Tournez en bas la solution mélangée dans une mini centrifugeuse pendant 2 s (2000 x g).</li>
		<li>Utiliser une pipette pour faire ressortir 0.1 µL de la solution prémélangée et de déposer immédiatement sur la plaque de l’échantillon. Remarque : Lors du dépôt d’une petite quantité d’échantillon, Ne pas conserver la solution prémélangée dans l’embout de la pipette pour plus de 10 s.</li>
		<li>Attendez que l’échantillon se dessécher. Les durées de séchage typiques sont énumérées au tableau 1.</li>
		<li>Utiliser une pipette pour déposer 0.2 µL de MeOH droite sur la place de l’échantillon séché. Obtenez l’échantillon humide et sécher immédiatement. Remarque : S’assurer que la procédure de dépôt est terminée en 3 s pour éviter les pertes par évaporation importante de MeOH.</li>
		<li>Examiner l’échantillon à l’aide d’un microscope. Si les morphologies de cristal ne sont pas comme prévu (voir Figure 1 , par exemple des résultats souhaités), répétez les étapes 2.1.1-2.1.6 de préparer un nouvel échantillon.</li>
		<li>Porter des gants en nitrile et retirer avec précaution la plaque d’échantillon de la chambre de séchage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Pour l’analyse d’une quantité régulière (1 µL) de l’échantillon Remarque : Les étapes suivantes sont mis au point pour maximiser l’homogénéité des échantillons de glucides avec quantité d’échantillon utilisée généralement MALDI. Le processus est destiné à la routine et des analyses quantitatives. Le processus de recristallisation redistribue les échantillons et matrices uniformément de grandes surfaces.<ol>
<li>Prémélanger 2,5 µL de solution DHB et 2,5 µL SLeA ou solution MH dans un tube de microcentrifuge.</li>
		<li>Vortex la solution prémélangée avec un Vortex pendant 5 s.</li>
		<li>Tournez en bas la solution mélangée dans une mini centrifugeuse pendant 2 s (2000 x g).</li>
		<li>Utiliser une pipette pour faire ressortir 1,0 µL de la solution prémélangée et de déposer immédiatement sur la plaque de l’échantillon. Remarque : ne sont pas utilisation restant prémélangée solution à nouveau après le dépôt des échantillons.</li>
		<li>Attendez que l’échantillon se dessécher. Les durées de séchage typiques sont énumérées au tableau 1.</li>
		<li>Utiliser une pipette pour déposer 1,5 µL de MeOH droite sur la place de l’échantillon séché. Obtenez l’échantillon humide et sécher immédiatement. Remarque : En cas de température de la plaque échantillon élevée (50 ° C), l’étape de recristallisation devrait être faite à moins de 5 s pour minimiser l’évaporation de MeOH dans la pointe de pipette.</li>
		<li>Examiner l’échantillon à l’aide d’un microscope. Si les morphologies de cristal ne sont pas comme prévu (voir Figure 1 , par exemple des résultats souhaités), répétez les étapes 2.2.1-2.2.6 de préparer un nouvel échantillon.</li>
		<li>Porter des gants en nitrile et retirer avec précaution la plaque d’échantillon de la chambre de séchage.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. données de spectrométrie de masse Acquisition et analyse
Remarque : L’analyse est réalisée à l’aide d’un spectromètre commercial de masse de temps de vol (Table des matières) équipé d’une source d’ions MALDI. L’appareil est utilisé par le logiciel de contrôle spécifique (Table des matières) avec extraction pré-optimisée retard et laser de l’énergie. Les spectres sont enregistrés en mode linéaire avec une gamme de masses de m/z = 0 – 1500. La plaque d’échantillon potentielle est ± 25 keV et chaque spectre est en moyenne 10 tirs lasers. Utilisateurs doivent effectuer l’optimisation de l’instrument et l’analyse de l’échantillon à l’aide de logiciels compatibles et suivez les instructions du fabricant de l’instrument.
<ol><li>Ouvrez le logiciel de contrôle d’instrument (voir Table des matières).</li>
	<li>Insérer la plaque d’échantillon dans le spectromètre de masse.</li>
	<li>Sélectionnez la méthode d’acquisition de données pré-optimisée dans le logiciel.</li>
	<li>S’inscrire à la région de l’ensemble de l’échantillon d’IMS en utilisant le logiciel d’imagerie (voir Table des matières). Remarque : Sautez cette étape si ce n’est faire IMS.</li>
	<li>Commencer d’acquisition de données en mode batch du logiciel de contrôle.</li>
	<li>Tracer les images d’ion en utilisant le logiciel d’imagerie, après que l’acquisition de données est terminée.</li>
	<li>Analyser les spectres de masse à l’aide de logiciels d’analyse (voir Table des matières) si les données sont enregistrées sans une image d’ion.</li>
</ol>

<ol><li>Holme, D. J., Peck, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHolme%2C+DJ+%22Analytical+Biochemistry%22">Analytical Biochemistry</a>. , 3rd edn, Addison Wesley Longman Limited. (1998).</li>
<li>Costello, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time%2C+life+...+and+mass+spectrometry+-+New+techniques+to+address+biological+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Time, life ... and mass spectrometry - New techniques to address biological questions.</a> Biophysical Chemistry. 68 (1-3), 173-188 (1997).</li>
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<li>Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivatization+of+carbohydrates+for+chromatographic%2C+electrophoretic+and+mass+spectrometric+structure+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chromatography+B%22%5BJournal%5D)">Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis.</a> Journal of Chromatography B. 793 (1), 15-36 (2003).</li>
<li>Nishikaze, T., Amano, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+thin+layer+method+for+enhanced+ion+yield+of+oligosaccharides+in+matrix-assisted+laser+desorption%2Fionization%5BTitle%5D)+AND+%22Rapid+Communications+in+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23 (23), 3787-3794 (2009).</li>
<li>Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+matrix+crystal+structure+on+ion+abundance+of+carbohydrates+by+matrix-assisted+laser+desorption%2Fionization+Fourier+transform+ion+cyclotron+resonance+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Rapid+Communications+in+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21 (5), 807-811 (2007).</li>
<li>Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+the+fast-evaporation+sample+preparation+method+for+improving+quantification+of+angiotensin+II+by+matrix-assisted+laser+desorption%2Fionization%5BTitle%5D)+AND+%22Rapid+Communications+in+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9 (12), 1164-1171 (1995).</li>
<li>Lai, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reducing+Spatial+Heterogeneity+of+MALDI+Samples+with+Marangoni+Flows+During+Sample+Preparation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (8), 1314-1321 (2016).</li>
<li>Ou, Y. -M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+Homogeneous+MALDI+Samples+for+Quantitative+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications.</a> Journal of Visualized Experiments. (116), e54409(2016).</li>
<li>Lee, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+carbohydrate+ion+yield+by+controlling+crystalline+structures+in+matrix-assisted+laser+desorption%2Fionization+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Analytica+Chimica+Acta%22%5BJournal%5D)">Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry.</a> Analytica Chimica Acta. , 49-55 (2017).</li>
<li>Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0169433296005302">Preparation of 'near' homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes.</a> Applied Surface Science. 103 (3), 231-244 (1996).</li>
<li>Sadeghi, M., Vertes, A. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0169433297006363">Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization.</a> Applied Surface Science. 127 (Supplement C), 226-234 (1998).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Hétérogénéité de l’échantillon est qu'un problème crucial en MALDI-Mme DD est le plus couramment utilisé de méthode de préparation d’échantillon, mais les cristaux qui en résultent sont très hétérogènes. Ces exemples montrent reproductibilité de mauvais signal de tir-à-coup et d’échantillon. Par conséquent, la recherche pour « sweet spots » dans les zones échantillonnées lors d’acquisition de données est une procédure commune dans les expériences de MALDI. Ces échantillons hétérogènes ne conviennent pas pour la quantific...

Analyse des glucides est un sujet important et difficile. Hydrates de carbone et leurs dérivés jouent un rôle important dans vivant organismes1,2,3. Ces molécules ont compliqué les structures et ont tendance à se décomposer. Beaucoup d'entre eux ne peuvent être qualifiés de manifestement en raison de difficultés dans la séparation et la détection. Bien que la spectrométrie de masse (MALDI) de désorption-ionisation laser assistée par matrice (MS) a été appliquée à l’analyse d’un large éventail de biomolécules, en raison de sa sensibilité et de résultats compréhensibles4, analysant les hydrates de carbone à l’aide de MALDI-MS continue pour être un défi majeur en raison de l’efficacité de l’ionisation faible de ces molécules5. Dérivatisation chimique est une méthode commune pour améliorer l’efficacité d’ionisation de glucides6,7, mais ces procédures sont temps et consommation d’échantillon. En outre, l’efficacité de l’ionisation des dérivés de glucides est toujours inférieure à celui des protéines. Ainsi, le développement de méthodes pour améliorer le signal de glucides en MALDI-MS sans procédures compliquées est nécessaire.
L’application de MALDI-MS à l’analyse quantitative est un autre sujet difficile. Un problème majeur de MALDI-MS est que sa sensibilité et données reproductibilité s’appuie critique sur les protocoles de préparation témoin et paramètres expérimentaux. Dans de nombreux cas, une analyse quantitative par MALDI-MS n’est pas fiable en raison des morphologies échantillon hétérogène et de la distribution de l’analyte. Un exemple bien connu est échantillons préparés avec une matrice MALDI (DHB) acide de 2, 5-dihydroxybenzoïque. Lorsque DHB est cristallisé lentement dans l’environnement ambiant, l’étendue de l’analyte incorporation dans les cristaux de la matrice est imprévisible, parce que les échantillons qui en résulte montrent morphologies irrégulières. Ces échantillons se composent normalement de gros cristaux aciculaires et fines. Lorsque DHB est préparée à l’aide d’un solvant volatil ou une plaque de prélèvement chauffée, un procédé de séchage rapide entraîne des cristaux bien plus homogènes et mieux les résultats quantitatifs8,9,10. Cette technique est appelée « recristallisation » des échantillons MALDI. L’amélioration est attribuée à la meilleure incorporation d’analytes en cristaux de matrice fine durant le processus de cristallisation rapide. Nous avons aussi démontré que l’environnement de préparation d’échantillon de réglage réduit l’hétérogénéité du signal de glucides et une amélioration des résultats quantitatifs11,12. Les conclusions de ces travaux suggèrent que la morphologie de l’échantillon est un facteur critique dans la détermination de la qualité du signal de glucides. Élaborer une stratégie générale pour l’analyse de tous les jours, il faut une exemple efficace de la méthode de la réforme fournissant des glucides améliorée sensibilité.
Nous avons examiné systématiquement la corrélation entre la sensibilité échantillon de morphologie et hydrates de carbone en MALDI-MS dans un récent rapport13. Les résultats obtenus à l’aide de plusieurs glucides importants et matrices spectacle que la meilleure mise en valeur de signal est remplie de recristalliser séché échantillons MALDI. La morphologie des échantillons préparés selon la méthode conventionnelle sèche de gouttelette (DD) est réformée par recristallisation rapide avec du méthanol (MeOH). Les protocoles de préparation d’échantillon détaillé sont illustrés ici. Le protocole se compose de trois étapes principales, y compris l’échantillon plaque préconditionnement, le dépôt de l’échantillon et recristallisation et analyse par spectrométrie de masse. Les hydrates de carbone utilisés incluent sialyl-lewis un (SLeA) et maltoheptaose (MH). DHB est utilisé comme une matrice de modèle. Les résultats montrent que l’intensité du signal de glucides et la distribution spatiale amélioraient nettement après recristallisation. Une telle méthode peut être appliquée à des échantillons avec autres matrices populaires, y compris 2,4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) et α- cyano-4-hydroxycinnamique. Cette méthode est une approche générale qui peut être facilement intégrée dans la routine de laboratoire pour l’analyse des glucides.

<table><tbody><tr><td><fort>Réactif</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Détergent en poudre</td><td>Alconox</td><td>242985</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Merck</td><td>106009</td><td></td></tr><tr><td>Acétonitrile</td><td>Merck</td><td>100003</td><td></td></tr><tr><td>Acide 2,5-dihydroxybenzoïque (DHB)</td><td>Alfa Aesar</td><td>A11459</td><td></td></tr><tr><td>sialyl-lewis A (SLeA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1782</td><td></td></tr><tr><td>Maltoheptaose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7753</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette</td><td>Mettler Toledo</td><td>17005091</td><td></td></tr><tr><td>Tube de microcentrifugation</td><td>Axygen</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Milli-Q système de purification d’eau</td><td>Millipore</td><td>ZMQS6VFT1</td><td></td></tr><tr><td>Gants en nitrile non poudrés</td><td>Microflex</td><td>SU-690</td><td></td></tr><tr><td>600 mL Bécher</td><td>Duran</td><td>2110648</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons</td><td>Delta</td><td>DC300H</td><td></td></tr><tr><td>Hygromètre</td><td>Wisewind</td><td>5330</td><td></td></tr><tr><td>Débitmètre d’azote gazeux</td><td>Dwyer</td><td>RMA-6-SSV</td><td></td></tr><tr><td>Thermocouples de type K</td><td>Digitron</td><td>311-1670</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur vortex</td><td>Scientific Industries</td><td>&nbsp ; SI-0236</td><td></td></tr><tr><td>Mini centrifugeuse</td><td>Select BioProducts</td><td>Force Mini&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>Rainin</td><td>pipet-lite XLS</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Olympus</td><td>SZX16</td><td></td></tr><tr><td>Chambre de séchage à température contrôlable</td><td>Ce laboratoire</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spectromètre de masse Ultraflex II TOF/TOF Bruker</td><td>Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MTP 384 Plaque cible en acier poli BC</td><td>Bruker Daltonics</td><td>8280781</td><td></td></tr><tr><td>Flexcontrol Version 3.4</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td>Logiciel de contrôle</td></tr><tr><td>Fleximaging Version 2.1</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td>Logiciel d’imagerie</td></tr><tr><td>Flexanalysis Version 3.4</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td>Logiciel d’analyse</td></tr></tbody></table>

un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation laser assistée par matrice

An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry

Préparation de l’échantillon est un processus critique dans l’analyse de spectrométrie de masse (MS) des glucides. Bien que la désorption /-ionisation laser assistée par matrice (MALDI) MS est la méthode de choix dans l’analyse de glucides, reproductibilité de signaux et de données poor ion d’échantillons d’hydrates de carbone continuent d’être graves problèmes. Pour une analyse quantitative des hydrates de carbone, un protocole d’analyse efficace offrant la qualité des données supérieure est nécessaire. Cette vidéo montre des protocoles de préparation d’échantillon pour améliorer l’intensité du signal et de minimiser les variations de données des hydrates de carbone en MALDI-MS. Après séchage et cristallisation des gouttelettes de l’échantillon, la morphologie des cristaux est réformée par le méthanol avant l’analyse par spectrométrie de masse. L’augmentation de signal de glucides est examinée avec la spectrométrie de masse d’imagerie MALDI (IMS). Les résultats expérimentaux montrent que réforme de cristal ajuste les structures cristallines et redistribue les analytes d’hydrates de carbone. En comparaison avec la méthode de préparation sèche de gouttelette dans classiques MALDI-MS, réforme morphologies de cristal de glucides avec méthanol montre nettement meilleure intensité du signal, distribution d’imagerie ion et la stabilité des données. Étant donné que les protocoles démontrés ci-après n’impliquent pas de modifications dans la composition de l’échantillon, ils sont généralement applicables aux divers hydrates de carbone et les matrices.

Images de SEM représentatives de SLeA mélangé à DHB préparé en utilisant DD et méthodes de recristallisation sont indiquées à la Figure 1. Une morphologie typique de DHB tel qu’établi par la méthode DD est gros cristaux aciculaires à la jante et les fines structures cristallines dans le Centre des taches de l’échantillon. Les longueurs typiques de ces cristaux aciculaires sont ~ 100 µm. Après recristallisation de MeOH, l’échantillon a une plus gran...

Un protocole afin de renforcer les signaux ion glucides en spectrométrie de masse MALDI par réformer des structures cristallines au cours du processus de préparation d’échantillon est démontré.

Un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de Ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation Laser assistée par matrice

Sample preparation is a critical process in mass spectrometry (MS) analysis of carbohydrates. Although matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) ...

Une procédure simple de préparation d’échantillons a été mise au point pour améliorer la méthode conventionnelle de spectrométrie de masse par désorption et ionisation laser assistée par matrice en reformant la morphologie simple pendant le processus de séchage. L’avantage de cette technique est que l’intensité du signal des échantillons de glucides préparés par cette méthode optimisée peut être efficacement améliorée. En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront du mal car l’étape de dépressurisation du méthanol est très cruciale et doit être effectuée en une seule fois.Toute hésitation diminuera la qualité des données. Pour commencer, tout en portant des gants en nitrile, utilisez 100 millilitres de solution détergente pour laver à la main la plaque d’échantillon. Utilisez de l’eau distillée-désionisée, ou DD, pour laver la plaque à la main.Ensuite, avec 30 millilitres de méthanol, rincez sa surface. Insérez la plaque d’échantillon dans un bécher de 600 millilitres et remplissez-la d’eau DD jusqu’à ce que la plaque soit complètement immergée. Placez ensuite le bécher dans un bain à ultrasons et sonicez la plaque pendant 15 minutes.Retirez la plaque d’écha

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Cette vidéo montre la préparation d'un ultra-mince de matrice / analyte couche pour analyser des peptides et des protéines par Matrix-Assisted Laser Désorption Ionisation Mass Spectrometry (MALDI-MS).

Préparation des échantillons MALDI: la méthode de la couche ultra mince

Mesure précise de la masse représente une étape importante lors de l'enquête de protéines. Laser assistée par matrice de désorption / ionisation (MALDI) la spectrométrie de masse (MS) peut être utilisée pour cette détermination et son principal avantage est la tolérance aux sels, des détergents et des contaminants. Ici, nous illustrons une approche accessible pour l'analyse des protéines de plus de 100 kDa par MALDI-MS.

Soutenue par une matrice désorption / ionisation laser temps de vol (MALDI-TOF) spectrométrie de masse Analyse des protéines intactes de plus de 100 kDa

Dithranol (DT; la 1,8-dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) a été précédemment rapporté comme une matrice MALDI pour l'imagerie des tissus de petites molécules, des protocoles pour l'utilisation de DT pour l'imagerie MALDI des lipides endogènes sur l' surface des coupes de tissus par ions positifs MALDI-MS sur un ultra-résolution quadripolaire FTICR instrument sont fournies ici.

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Un protocole pour réduire les hétérogénéités spatiales des signaux d'ions en spectrométrie de masse MALDI en régulant la température du substrat au cours des processus de séchage de l'échantillon est démontrée.

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Ce protocole décrit une méthode fiable et reproductible pour la préparation axée sur la sublimation du formol fixé tissu destiné à la spectrométrie de masse d’imagerie.

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Un protocole pour le temps d’ionisation laser assistée par matrice désorption de la caractérisation des polymères synthétiques de spectrométrie de masse (MALDI-TOF MS) est décrit notamment l’optimisation de la préparation de l’échantillon, spectrale acquisition et analyse des données de vol.

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La spectrométrie de mobilité ionique (IMS) est un complément intéressant à la spectrométrie de masse pour la caractérisation des biomolécules, notamment parce qu’elle est sensible à l’isomérisme. Ce protocole décrit une expérience IMS en tandem (IMS/IMS), qui permet l’isolement d’une molécule et la génération des profils de mobilité de ses fragments.

Utilisation d’un spectromètre de mobilité ionique cyclique pour les expériences de mobilité ionique en tandem

Une nouvelle méthode de préparation d’échantillons est démontrée pour l’analyse de macrocolonies bactériennes à base d’agar par spectrométrie de masse par imagerie par désorption/ionisation laser assistée par matrice.

Étude de la coopération microbienne par imagerie par spectrométrie de masse Analyse de colonies bactériennes cultivées sur gélose et dans les tissus pendant l’infection

Ce protocole visait à décrire des directives détaillées sur la préparation de sections d’échantillons de graines dures à faible teneur en eau pour l’analyse MALDI-IMS, en maintenant la distribution et l’abondance d’origine des analytes et en fournissant un signal de haute qualité et une résolution spatiale.

Préparation de graines de palmier dur pour l’analyse par spectrométrie de masse par désorption/ionisation laser assistée par matrice

Ce protocole fournit des instructions détaillées et des exemples pour la préparation des échantillons, l’acquisition et l’analyse des données afin de caractériser des polymères synthétiques avec une dispersion et des groupes terminaux variables à l’aide de la spectrométrie de masse à temps de vol par désorption/ionisation laser assistée par matrice.

Méthode MALDI-ToF MS pour la caractérisation de polymères synthétiques à dispersion et groupes finaux variables

Découvrez une méthode optimisée de préparation d'échantillons pour la spectrométrie de masse MALDI afin d'améliorer l'intensité des signaux ioniques des glucides. Ce protocole reforme les structures cristallines pendant le séchage.

Un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de Ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation Laser assistée par matrice (Vidéo) | JoVE Journal

Un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de Ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation Laser assistée par matrice

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