Name: Prélèvement du sperme de qualité différentielle en utilisant la Centrifugation en Gradient de densité (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 28 s
Description: Apprenez la centrifugation en gradient de densité pour séparer le sperme par qualité en physiologie de la fertilité. Cette technique permet d'obtenir trois couches distinctes pour l'analyse biomoléculaire.

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Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de l’Université de Georgie.
1. laver à l’aide de Centrifugation traditionnel
<ol><li>Préparer la solution de tampon phosphate (PBS). Ajouter 8,0 g de NaCl, 0,2 g de KCl, 1,44 g de Na2HPO4 et 0,24 g de KH2PO4 à 800 mL d’eau distillée (dH2O). Ajuster le pH à 7,4 avec 0,1 N HCl et porter la solution à 1 L avec dH2O.</li>
	<li>Préparer le tampon de la motilité. Ajouter 6,5 g de NaCl, 4,5 g de glucose, 0,444 g de CaCl2 et 11,5 g de N - tris-[hydroxyméthyl] acide méthyl-2-amino-ethanesulfonic (TES) à 800 mL de dH2O. ajuster le pH à 7.4 à l’aide de 1 NaOH M et porter la solution à 1 L avec dH2O.</li>
	<li>Pipetter 0,5 mL de sperme dans un tube en polypropylène microcentrifugeuse. Ajouter 1,0 mL de PBS et mélanger doucement.</li>
	<li>Centrifuger à 1 500 g pendant 10 min à température ambiante (RT) et éliminer le surnageant. Resuspendre le culot de sperme avec du PBS à 1,5 mL.</li>
	<li>Centrifuger à 1 500 x g pendant 10 min à RT. remettre en suspension le sperme à pellets avec motilité jusqu'à 0,5 mL de tampon.</li>
</ol>2. effectuer la technique PDGC
Remarque : Effectuez toutes les étapes du PDGC à la température ambiante.
<ol><li>Faites 3,0 mL de solutions Percoll 1,08 g/mL et 1,07 g/mL à deux tubes séparés.<ol>
<li>Dans un tube à essai propre, ajoutez 1,712 mL du 1,13 g/mL original Percoll à 0,3 mL de solution de NaCl à 1,5 M. Ajouter 0,988 mL de dH2O et mélanger par retournement doux à porter 3,0 mL d’un 1,08 g/mL solution de densité.</li>
		<li>Dans un tube à essai propre, ajoutez 1,482 mL du 1,13 g/mL original Percoll à 0,3 mL de solution de NaCl à 1,5 M. Ajouter 1,218 mL de dH2O et mélanger par retournement doux à porter 3,0 mL d’un 1,07 g/mL solution de densité.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dans un tube à essai propre, diluer 1,0 mL de l’échantillon de sperme 1:2 avec 2,0 mL de PBS. Mélanger doucement de pipetage.</li>
	<li>Pipeter 3,0 mL de la solution de densité 1,07 g/mL dans un tube conique stérile de 15 mL. Soigneusement Pipeter 3,0 mL de la solution de densité de 1,08 g/mL sous la solution de densité 1,07 g/mL. Veiller à ce que les deux couches ne se mélangent pas. Une longue durée (9 pouces) pipette Pasteur peut simplifier cette étape.</li>
	<li>Pipeter 3,0 mL de l’échantillon de sperme dilué par dessus le PDG. Pour s’assurer que l’échantillon de sperme ne se mélange pas avec le PDG, basculer doucement le tube conique contenant le PDG à un angle de 45°. Pipette de l’échantillon le long de la paroi du tube et laisser s’écouler dans le tube et le PDG.</li>
	<li>Préparer un tube vide pour correspondre à la masse de la PDG avec échantillon superposée. Centrifuger les deux tubes à 1500 x g pour 20 min. attention à maintenir le gradient discontinu tout en transférant les tubes à l’audience à l’équilibre, puis à la centrifugeuse. Remarque : N’utilisez pas le frein à la fin de la centrifugation.
</li>
	<li>Observez les résultats. Veiller à ce que les trois couches distinctes de sperme ont formé dans le tube, comme on le voit à la Figure 1.</li>
	<li>Aspirer les couches isolées de sperme avec une pipette. Recueillir la couche supérieure de sperme tout d’abord, le milieu couche deuxième et dernière le culot dur au fond du tube. Transférer chacun d’un polypropylène propre et stériletubes de microcentrifuge.
</li>
	<li>Diluer chaque échantillon à 1,5 mL avec du PBS. Centrifuger à 1500 x g pendant 10 min.</li>
	<li>Décanter le liquide surnageant. Reconstituer pellet de sperme avec le tampon de la motilité de pipetage doux. Remarque : Autres densités peuvent servir aux besoins du chercheur. Déterminer les quantités d’ingrédients utilisés par l’équation suivante, où v0 est volume de solution de densité du stock utilisés, v est un volume final de la solution souhaitée, p est la densité de la solution finale de la densité souhaitée et p0 est la masse volumique de la densité du stock solution : <img alt="Équation de correction de vitesse, \(v_0 = v \times \frac{p - 1,0058}{p_0 - 1}\), formule scientifique." src="/files/ftp_upload/58833/58833eq1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> Toujours utiliser 0,3 mL de 1,5 M de NaCl dans la préparation des solutions de densité en fonction de la concentration de NaCl de sérum physiologique.</li>
</ol>3. détermination de la qualité du sperme
<ol><li>Calculer la concentration de sperme comme décrit plus haut22.</li>
	<li>Effectuez l’éosine-nigrosine vital coloration comme décrit précédemment12 avec les modifications suivantes :<ol>
<li>Préparer 100 µL de solution de sperme à une concentration de 1 x 108 cellules/mL.</li>
		<li>Pipetter 50 µL de solution de sperme dans un tube en polypropylène microcentrifugeuse contenant un volume égal d’éosine nigrosine tache. Incuber le mélange pendant 5 min à température ambiante.</li>
		<li>Place un 20 µL goutte de l’échantillon de sperme teinté à une extrémité d’une lame de verre et Enduire uniformément d’une manière similaire à celle utilisée pour le sang frottis. Sécher les diapositives barbouillés à température ambiante pendant 3 à 5 min.</li>
		<li>Observer le frottis au microscope. Compter le nombre de spermatozoïdes vivants (sans tache) et de spermatozoïdes morts (colorés en rose) et calculer le pourcentage de spermatozoïdes vivants.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effectuez le test de Accudenz, comme déjà validé pour le sperme de poulet, d’évaluer objectivement la mobilité de spermatozoïdes8 avec les modifications suivantes :<ol>
<li>Pipette 1,0 mL de solution de test de 6 % dans des cuvettes de polystyrène, comme illustré à la Figure 2. Incuber à 41 ° C. NOTE : 41 ° C est utilisée pour correspondre à la température interne d’une poule. La température d’incubation doit correspondre à celui de l’appareil reproducteur femelle de l’espèce étudiée.</li>
		<li>La solution de dosage préchauffé avec 100 µL de l’échantillon de sperme à une concentration de 5 x 108 cellules/mL de superposition.</li>
		<li>Place la cuvette contenant superposées échantillon de sperme dans le spectrophotomètre. Enregistrer la valeur d’absorbance à 550 nm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effectuez dosage IPVL-pénétration comme décrit précédemment11 avec les modifications suivantes :<ol>
<li>Couper un morceau (0,5 x 0,5 cm) de région de disque non germinales de IPVL intact.</li>
		<li>Ajuster la concentration du sperme à 4 x 106 cellules/mL</li>
		<li>Incuber le sperme dans un tampon de motilité avec IPVL dans un flacon en verre petit pendant 15 min à 37 ° C, comme illustré à la Figure 3.</li>
		<li>Immerger la pièce IPVL dans 3 % NaCl pour arrêter l’interaction entre l’IPVL et du sperme.</li>
		<li>Monter la pièce IPVL sur une lame de microscope et la tache avec du réactif de Schiff pendant 10 min après fixation par le formol 10 % pendant 20 s.</li>
		<li>Observer l’IPVL sous un microscope pour les spermatozoïdes réussi trous de pénétration et de compter le nombre de tous les trous visibles / 0,25 mm2 à un grossissement de 40 X.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Fécondité non seulement détermine la rentabilité de la production animale, mais agit également comme un moyen de sélection naturelle des espèces pour l’existence. La fonction ultime d’un spermatozoïde doit féconder un ovule. L’oviducte de la femelle choisit seulement ces spermatozoïdes plus forts afin d’assurer la fécondation de l’ovule23,24. Des études in vitro ont révélé également une étroite corrélation entre les caractéristiques qualitatives de sperm...

Chez les vertébrés, les gamètes mâles subissent une intense pression sélective ; reproduction remise en forme d’un mâle est donc essentiel pour la réalisation de fécondation réussie. Les hommes de toute espèce de vertébrés donnée doivent être en mesure de produire des spermatozoïdes en grande quantité et de qualité suffisante pour répondre aux besoins de fertilisation. Cellules du sperme, avoir une tête de sperme et d’un flagelle, sont des cellules plus polarisées dans le corps. Ils sont également très hétérogènes dans la qualité du sperme (vivant et mort, morphologiquement normal et anormal et immobile, low haut et mobile mobile), qui se révèle à travers la grande variation dans efficacité reproductive des mâles. Plus la proportion de spermatozoïdes de qualité, au moins le nombre d’accouplements pour avec succès de féconder l’ovule. Toutefois, pour atteindre la fertilité, des spermatozoïdes morphologiquement normaux comptent sur propulsion forces générées par leurs flagelles pour accéder au site de fertilisation ainsi quant à pénétrer la zone pellucide1 (ZP ; dans le cas des mammifères) ou intérieure périvitellin couche2 (IPVL ; dans le cas des oiseaux et reptiles) de l’ovule après l’accouplement naturel ou l’insémination artificielle (IA). Détermination de sperme qualité est nécessaire pour une utilisation dans les techniques de procréation assistée3 (ART) et des programmes de sélection des mâles reproducteurs pour être utilisé en intelligence artificielle4. En revanche, le succès de l’ART se fonde uniquement sur l’évaluation précise de la qualité du sperme. Un certain nombre de tests de laboratoire ont été développé afin de déterminer les caractéristiques fonctionnelles du sperme. Les paramètres les plus importants sont la morphologie des spermatozoïdes, de viabilité, de mobilité, de capacitation (sperme aviaire ne nécessite pas de capacitation des5), réaction de l’acrosome (AR ; l’exocytose et libération d’une enzyme protéolytique de l’acrosome, de la tête du spermatozoïde), Sodo, sperm pénétration de la ZP ou IPVL et fertilisation6,7,8,9,10,11. Mesures de fertilité seule ne fournissent pas une évaluation précise de la capacité fécondante d’un sperme population11. Les mesures des plusieurs événements menant à la fécondation d’un ovule permettre une représentation appropriée de la performance des spermatocytes individuel7.
La méthodologie développée pour mesurer la fonction spermatique est essentiellement propres à chaque espèce. Par exemple, dans le sperme aviaire, viabilité, la mobilité et la pénétration de IPVL sont les paramètres couramment utilisés pour évaluer la qualité de sperme pour8,11,12. Le nombre de spermatozoïdes vivants dans le sperme joue un rôle crucial pour la survie des spermatozoïdes, car la présence d’un grand nombre de spermatozoïdes morts dans le sperme affecte la qualité du sperme. Cela augmente la production d’espèces réactives de l’oxygène dans le sperme et provoque des dommages oxydatifs aux spermatozoïdes vivants13. Mobilité des spermatozoïdes, la capacité de mouvement flagellaire du sperme aviaire contre la résistance à la température corporelle, est connue pour jouer un rôle direct dans fertilisation8. Il est bien établi que la mobilité est en corrélation positive avec la fertilité et est donc déterminant de fertilité8. Toutefois, un spermatozoïde mobile doit avoir aussi la capacité de subir un AR et de pénétrer l' IPVL11. Essais de pénétration IPVL prennent en compte pour chaque spermatozoïde qui participe dans le processus de fécondation11.
Dans l’application de l’ART, l’éjaculat est généralement traitée afin de maximiser la concentration du sperme de qualité et de réduire la concentration de spermatozoïdes de mauvaise qualité. Après le prélèvement du sperme, la proportion de spermatozoïdes de qualité peut être enrichie par des procédures de séparation de sperme couramment utilisés dans les pratiques de l’industrie et la recherche. Beaucoup de ces procédures ont été développées, avec des avantages respectifs et les limites, mais tous utilisent la nature hétérogène du sperme pour recueillir uniquement le sperme avec haute capacité fécondante. Ces procédures incluent des méthodes de migration des spermatozoïdes, filtration de colonne de l’adhérence et densité centrifugation en gradient (DGC)14,15,16,17,18,19 , 20. parmi les techniques disponibles, DGC s’est avéré pour être très simple, reproductible, rentable et efficace pour isoler le montant maximal du sperme de haute qualité pour une utilisation dans l’ART dans le but de maximiser les chances de fécondation14 , 15. en outre, la DGC n’est pas préjudiciable à la membrane de la cellule de sperme. En revanche, recueillent des méthodes de migration de sperme sperme seulement progressivement mobile18,19, mais la quantité de sperme recueilli est très faible, rendant inefficace dans la collecte de grandes quantités de sperme18, 20. adhérence colonne filtration est très efficace pour le filtrage très mobiles spermatozoïdes du sperme17; Toutefois, elle tend à nuire aux spermatozoïdes membranes20,21.
Dans la technique de la Guilde canadienne des réalisateurs, le substrat le plus couramment utilisé pour générer le gradient de densité est Percoll, qui est composé de particules de silice colloïdale recouvert de polyvinylpryrolidone. Centrifugation en gradient de densité Percoll (PDGC) peut être continu ou discontinu, mais un gradient discontinu est plus couramment utilisé pour l’isolement de rendement élevé de spermatozoïdes mobiles13,16,20. Dans un gradient discontinu, média de densité inférieure plane au-dessus de média de densité supérieure, créant un gradient qui augmente la densité du haut vers le bas d’un tube conique. Cela crée des limites à l’interface entre les deux milieux de densité différente. L’efficacité de PDGC est dérivée de deux facteurs : 1) la capacité propulsive de spermatozoïdes individuels et 2) la tendance des spermatozoïdes avec haute intégrité structurale a une densité accrue. Sperme avec une plus grande mobilité est mieux capables de traverser des médias de densité plus faible et de pénétrer dans un média de densité plus élevé. Sperme de mobilité plus faible est plus susceptibles d’être coincé à la limite créée par l’interface entre les médias de densité différente. Spermatozoïdes à haute intégrité structurale et de la mobilité ont tendance à avoir une densité plus élevée que les spermatozoïdes mobiles morts, anormales ou faibles. Lorsque la force centrifuge est appliquée en PDGC, cela facilite le déplacement des spermatozoïdes avec des densités différentes à leur place respective dans le gradient.
En médecine générale, après PDGC, le pellet mou de sperme avec une fécondité élevée potentielle au fond du tube conique est recueillie, et le reste est ignoré. Cependant, un avantage sous-utilisées de cette technique est sa capacité à séparer les cellules spermatiques en plusieurs groupes fondés sur les différences de qualité. À des fins de recherche, séparation des spermatozoïdes par degré de qualité utilisant la technique PDGC permet d’étudier de la qualité du sperme en ce qui concerne les différences physiologiques, de métabolomique et protéomique. Ici, nous visons à détailler comment cette technique peut être utilisée pour séparer les spermatozoïdes de qualité, mais aussi de montrer ces différences de qualité, à l’aide de l’éosine-nigrosine préétablie coloration vitale pour la viabilité, Accudenz dosage pour la mobilité et sperme-IPVL analyse d’interaction pour la pénétration.

<table><tbody><tr><td>Accudenz</td><td>Accurate Chemical and Scientific Corporation, Westbury, NY, États-Unis</td><td>AN7050</td><td></td></tr><tr><td>Percoll&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich, Corp., St. Louis, MO, États-Unis</td><td>P7828</td><td></td></tr><tr><td>Schiff' s</td><td>réactif Sigma-Aldrich, Corp., St. Louis, MO, États-Unis</td><td>3952016</td><td></td></tr><tr><td>TES</td><td>Sigma-Aldrich, Corp., St. Louis, MO, États-Unis</td><td>T1375</td><td></td></tr><tr><td>Eosin Y</td><td>Sigma-Aldrich, Corp., St. Louis, MO, États-Unis</td><td>E4009</td><td></td></tr><tr><td>Nigrosin</td><td>Sigma-Aldrich, Corp., St. Louis, MO, États-Unis</td><td>198285</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse ST 40R.</td><td>Thermo Scientific, Waltham, MA, États-Unis</td><td>75004524</td><td></td></tr><tr><td>DU 530 Life Sciences Spectrophotomètre UV/Vis</td><td>Beckman Coulter, Brea, CA, USA</td><td></td><td>Aucun catalogue n’a été trouvé</td></tr><tr><td>Olympus IX 71 Microscope à fluorescence inversée et à contraste de phase</td><td>Olympus America Inc., PA, USA</td><td></td><td>Aucun catalogue n’a été trouvé</td></tr></tbody></table>

prélèvement du sperme de qualité différentielle en utilisant la centrifugation en gradient de densité

Sperm Collection of Differential Quality Using Density Gradient Centrifugation

Dans la reproduction sexuée, un gamète mâle ou spermatozoïde fusionne avec un gamète femelle pour parvenir à la fécondation. Toutefois, un grand nombre de spermatozoïdes avec capacité de fertilisation est requises pour interagir avec un gamète femelle pour assurer la fécondation. Par conséquent, la capacité fécondante des spermatozoïdes individuels est critique pour la reproduction réussie. Centrifugation en gradient de densité a été utilisée pendant plusieurs décennies comme une méthode reproductible, rapide, efficace et extrêmement adaptable pour recueillir seulement qualité sperme devant servir à la reproduction assistée. Les protocoles que nous décrit ci-après portent sur l’utilisation de la technique de centrifugation en gradient (PDGC) densité de Percoll discontinue pour isoler les trois populations distinctes de sperme du coq par leur qualité. Nous avons pu recueillir, faible, moyen et haute qualité sperme. Nous décrivons également les protocoles reproductibles qui entraînent déterminant potentiel de fertilité du sperme en évaluant leur viabilité, la mobilité et la pénétrabilité. Collection de spermatozoïdes par leur qualité à l’aide de la technique de PDGC serait utile à avec précision et caractériser complètement sperme avec différentielle fertilité potentielle.

La technique PDGC a été nette séparation de trois couches de sperme par degré de qualité à travers tous les paramètres. Spermatozoïdes se sépare en une couche de qualité inférieure à la solution de densité plus élevée, une couche de qualité moyenne entre le supérieur et solution de densité plus faible et une couche de faible qualité au-dessus de la solution de densité plus faible. Ces différences de qualité sont mis en évidence de différences évidentes dans la viabilité (<strong class="xf...

Dans cet article, nous visons à décrire les performances de la technique de centrifugation en gradient de densité et de son application dans la recherche de la physiologie de sperme.

Prélèvement du sperme de qualité différentielle en utilisant la Centrifugation en Gradient de densité

In sexual reproduction, a male gamete or sperm cell fuses with a female gamete to bring about fertilization. However, a large number of sperm cells with ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la physiologie du sperme, telles que les déterminats chimiques de la qualité du sperme. Le principal avantage de cette technique est sa capacité à séparer de grandes quantités d’échantillon par qualité, ainsi que l’adaptabilité par rapport aux méthodes alternatives. Bien que cette méthode puisse fournir un aperçu des différences dans la qualité du sperme, elle peut également être appliquée à d’autres échantillons tels que les types de cellules mixtes ou les composants subcellulaires avec des densités différentes.Pour commencer, faire deux dilutions Percoll de 3 millilitres dans deux tubes séparés. Dans un tube à essai propre, diluer 1 millilitre d’échantillon de sperme avec 2 millilitres de PBS. Pipe doucement pour mélanger la solution.Ajouter 3 millilitres de la sollution percoll de basse densité à un tube conique stérile. Ensuite, pipette soigneusement 3 millilitres de la solution Percoll de densité plus élevée sous la solution Percoll de faible densité. Tout en inclinant le tube conique à un angle de 45 degrés, pipette 3 millilitres de l’échantillon de sperme dilué sur le dessus du gradient de densité Percoll.Après avoir préparé un tube blanc, centrifuger les deux tubes à 1500 Gs pendant 20 minutes. Assurez-vous que trois couches distinctes de sperme se sont formées dans la baignoire après centrifugation. À l’aide d’une pipette recueillir les trois couches de sperme, en commençant par la couche supérieure, suivie par la couche moyenne, et se terminant par la pastille dure au fond du tube.Transférer chacune des couches dans un tube stérile de micro centrifugeuse. Diluer chacun des échantillons de sperme avec 1,5 millilitres de PBS et centrifuger les échantillons à 1500 Gs pendant dix minutes. Enfin, versez le supernatant et reconstituez les granulés avec tampon de motilité.Dans ce protocole, la technique de centrifugation du gradient de densité Percoll, ou PDGC, a été utilisée pour séparer un échantillon de sperme en trois couches distinctes. Le sperme se sépare en une couche de haute qualité au-dessous de la solution de densité plus élevée, une couche de qualité moyenne entre les solutions de densité plus élevée et inférieure, et une couche de faible qualité au-dessus de la solution de basse densité. Ces différences dans la qualité du sperme sont démontrées par des différences dans la viabilité, la mobilité et la pénétrabilité.Tout en essayant cette procédure, il est important de se rappeler que les échantillons doivent être amenés à température ambiante. Le succès de PDGC dépend d’une préparation minutieuse du gradient ainsi que d’une collecte minutieuse des couches isolées. Après son développement, cette technique a ouvert la voie à nos recherches dans le domaine de la perdiomics de sperme pour explorer les marqueurs biologiques de la fertilité chez les espèces aviaires.

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JoVE Journal

Biology

Biologie

Une méthode efficace pour obtenir des fractions hautement purifiées viables méiotiques de la souris testicule est décrit, qui combine un cadre raffiné dissociation cellulaire protocole avec le tri de cellules fluorescentes (FACS). Cette méthode tire parti des différences dans le contenu en ADN et de la densité nucléaire de fractions distinctes méiotique.

Purification cytométrie en flux des cellules de souris méiotique

Cette vidéo décrit la technique d’isolement des cellules de leucémie lymphoïde chronique (LLC) du sang périphérique. Avec ce protocole, nous isolerons les cellules de la LLC à partir d’échantillons de sang de patients humains pour une génération efficace ultérieure de fractions nucléaires et cytoplasmiques.

Centrifugation à gradient de densité : une méthode pour isoler les cellules de la LLC du sang périphérique

Procédé STA-PUT permet la séparation des différentes populations de cellules spermatiques fonction de la taille et de la densité.

Séparation des types cellulaires de la spermatogenèse Utilisation STA-PUT vitesse de sédimentation

Nous décrivons une stratégie de tri pour les spermatides de souris à l’aide de la cytométrie en flux. Les spermatides sont classées en quatre populations très pures : rondes (étapes 1 à 9 de la spermiogenèse), allongées précoces (étapes 10 à 12 de la spermiogenèse), allongées tardives (étapes 13 et 14 de la spermiogenèse) et spermatides allongées (étapes 15 et 16 de la spermogenèse). La coloration de l’ADN, la taille et la granulosité sont utilisées comme paramètres de sélection.

-Étape spécifique de tri Spermatides souris par cytométrie en flux

Ce travail décrit la standardisation d'une méthode pour obtenir des populations de cellules germinales purifiées à partir d'un tissu testiculaire de différentes espèces de mammifères. C'est un protocole simple qui combine la dissociation des testicules mécaniques, la coloration avec Hoechst-33342 et l'iodure de propidium, et le triage FACS, avec de larges applications dans des études comparatives de la biologie de la reproduction masculine.

Une approche standardisée pour la purification multispécifique des cellules germinales masculines de mammifères par dissociation mécanique des tissus et cytométrie de flux

Nous montrons l’utilisation des gradients de densité discontinu pour séparer les populations bactériennes basées sur la production de la capsule. Cette méthode est utilisée pour comparer capsule montant entre les cultures, isoler des mutants ayant un phénotype capsule spécifique ou d’identifier des régulateurs de la capsules. Décrite ici est l’optimisation et le déroulement de l’essai.

Séparation de bactéries par Capsule montant à l’aide d’un Gradient de densité discontinu

Présenté ici est un protocole pour enrichir les spermatozoïdes pachytenés, spermatides ronds, et spermatids allongeant des testicules adultes de souris utilisant un gradient discontinu de densité d'albumine de sérum bovin avec l'équipement standard de laboratoire.

Enrichissement des spermatozoïdes pachytenés et des spermatides à partir de testeurs de souris à l'aide d'équipement de laboratoire standard

Cette étude décrit une méthode permettant d’isoler et de purifier les vésicules extracellulaires bactériennes (VEB) enrichies à partir de matières fécales humaines par centrifugation à gradient de densité (DGC), identifie les caractéristiques physiques des VEB à partir de la morphologie, de la taille des particules et de la concentration, et discute des applications potentielles de l’approche DGC dans la recherche clinique et scientifique.

Isolement et purification de vésicules extracellulaires bactériennes à partir de matières fécales humaines à l’aide d’une centrifugation à gradient de densité

Ce protocole décrit une méthode de criblage de spermatozoïdes de haute qualité avec un faible indice de fragmentation de l’ADN en utilisant les caractéristiques de motilité des spermatozoïdes et la thigmotaxie. La méthode utilise un couloir de nage horizontal en forme de U, permettant aux spermatozoïdes de haute qualité d’atteindre le côté opposé à travers des gouttelettes tampons, tandis que les spermatozoïdes morts, les débris cellulaires et les impuretés sont exclus.

Technique de nage horizontale en forme de U pour la préparation de spermatozoïdes de haute qualité avec un faible indice de fragmentation de l’ADN

Électrophorèse sur gel dénaturant Dégradé (DGGE)

Apprenez la centrifugation en gradient de densité pour séparer le sperme par qualité en physiologie de la fertilité. Cette technique permet d'obtenir trois couches distinctes pour l'analyse biomoléculaire.

Prélèvement du sperme de qualité différentielle en utilisant la Centrifugation en Gradient de densité

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