Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

Olivier Simard; Fr&#233;d&#233;ric Leduc; Genevi&#232;ve Acteau; M&#233;lina Arguin; Marie-Chantal Gr&#233;goire; Marc-Andr&#233; Brazeau; Isabelle Marois; Martin V. Richter; Guylain Boissonneault

doi:10.3791/53379

-Étape spécifique de tri Spermatides souris par cytométrie en flux

JoVE Journal
Developmental Biology

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JoVE Journal Developmental Biology

Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

-Étape spécifique de tri Spermatides souris par cytométrie en flux

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06:31 min

December 31, 2015

DOI: 10.3791/53379-v

Olivier Simard*¹, Frédéric Leduc*¹, Geneviève Acteau¹, Mélina Arguin¹, Marie-Chantal Grégoire¹, Marc-André Brazeau¹, Isabelle Marois², Martin V. Richter², Guylain Boissonneault¹

¹Department of Biochemistry,Université de Sherbrooke, ²Department of Medicine,Université de Sherbrooke

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This article describes a flow cytometry sorting strategy for mouse spermatids, enabling the separation into four distinct populations. The method enhances the molecular study of spermiogenesis and minimizes cross-contamination.

Key Study Components

Area of Science

Neuroscience
Reproductive Biology
Cell Biology

Background

Mouse spermatids undergo various stages during spermiogenesis.
Understanding these stages is crucial for reproductive biology.
Chromatin remodeling impacts genomic integrity during spermatid development.
Current methods may not provide sufficient purity in cell populations.

Purpose of Study

To develop a method for sorting mouse spermatids into pure populations.
To facilitate molecular studies of spermiogenesis.
To investigate the effects of chromatin modeling on genomic integrity.

Methods Used

Flow cytometry for sorting spermatids.
DNA staining for selection parameters.
Sorting based on size and granulosity.
Preparation of tubes with heat-inactivated FBS for cell sorting.

Main Results

Successful separation of spermatids into four distinct populations.
High purity of sorted cells with minimal cross-contamination.
Enhanced understanding of spermiogenesis stages.
Potential for further research into chromatin remodeling effects.

Conclusions

The developed sorting strategy is effective for studying spermatids.
This method can advance research in reproductive biology.
Future studies can leverage this technique to explore genomic integrity.

Frequently Asked Questions

What are the main populations of spermatids sorted in this study?

The study sorts spermatids into round, early elongating, late elongating, and elongated populations.

How does this method improve upon previous techniques?

It provides higher purity of cell populations without cross-contamination.

What is the significance of chromatin remodeling in spermatids?

Chromatin remodeling affects genomic integrity, which is crucial for successful reproduction.

What parameters are used for sorting spermatids?

DNA staining, size, and granulosity are used as selection parameters.

Can this method be applied to other cell types?

While this study focuses on spermatids, the technique may be adaptable to other cell types in future research.

What are the next steps for research using this method?

Future studies can explore the molecular mechanisms of spermiogenesis and the effects of chromatin remodeling.

Nous décrivons une stratégie de tri pour les spermatides de souris à l’aide de la cytométrie en flux. Les spermatides sont classées en quatre populations très pures : rondes (étapes 1 à 9 de la spermiogenèse), allongées précoces (étapes 10 à 12 de la spermiogenèse), allongées tardives (étapes 13 et 14 de la spermiogenèse) et spermatides allongées (étapes 15 et 16 de la spermogenèse). La coloration de l’ADN, la taille et la granulosité sont utilisées comme paramètres de sélection.

L’objectif global de cette procédure est de séparer les spermatides de souris en quatre populations distinctes, permettant l’étude moléculaire de la spermiogenèse. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la reproduction miroir, telles que l’impact de la modélisation chromatique sur l’intégrité génomique. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet de séparer les spermatozoïdes en population de cellules pures sans contamination croisée.

Nous avons d’abord eu l’idée de cette méthode lorsque nous avons observé d’importantes variations de l’intensité de la coloration DN lors du remodelage de la chromatine dans les paramètres haplologiques la veille du tri cellulaire. Ajoutez un à deux millilitres de FBS inactivé par la chaleur à des tubes coniques en polypropylène de cinq millilitres à fond rond et à des tubes coniques en polypropylène de 15 et 50 millilitres. Ensuite, enduisez lentement les tubes par inversion pendant la nuit à quatre degrés Celsius sur un rotateur le lendemain.

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