Name: Optimisation du modèle murin d’occlusion veineuse rétinienne pour limiter la variabilité (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Apprenez un protocole optimisé d'occlusion veineuse rétinienne chez la souris utilisant le rose bengale et un laser. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes de lésions vasculaires et du développement de l'œdème en temps réel sans intervention chirurgicale.

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<div>Ce travail a été soutenu par le National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (NSF-GRFP) DGE - 1644869 (au CCO), le National Eye Institute (NEI) 5T32EY013933 (à l’AMP) et le National Institute on Aging (NIA) R21AG063012 (à CMT).</div>

Ce protocole suit la déclaration de l’Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) pour l’utilisation des animaux dans la recherche en ophtalmologie et en vision. Les expériences sur les rongeurs ont été approuvées et surveillées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université Columbia.
NOTE: Toutes les expériences ont utilisé des souris mâles âgées de deux mois qui pesaient environ 20 g.
1. Préparation et administration de tamoxifène pour l’ablation génétique inductible de gènes floxed
REMARQUE: Le diamètre du vaisseau rétinien peut être affecté par le poids de l’animal. Assurez-vous que tous les animaux utilisés pour une expérience ont des poids similaires.
<ol><li>Diluer le tamoxifène dans de l’huile de maïs à une concentration de 20 mg/mL. REMARQUE: Le tamoxifène est toxique et sensible à la lumière. Protéger de la lumière, par exemple avec du papier d’aluminium.</li>
	<li>Vortex la solution pendant quelques secondes.</li>
	<li>Laisser au four à 55 °C pendant 15 min. REMARQUE: Assurez-vous que le tamoxifène s’est complètement dissous. Un vortex supplémentaire peut être nécessaire.</li>
	<li>Conservez la solution à 4 °C jusqu’à 1 semaine.</li>
	<li>Utilisez une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 26 G pour injection de tamoxifène. Nettoyez la zone d’injection avec de l’éthanol à 70%.  Administrer 2 mg de tamoxifène (100 μL de 20 mg/mL) par voie intrapéritonéale (IP) une fois par jour pendant le temps établi selon la lignée Cre inductible spécifique.</li>
	<li>Prévoyez deux jours de repos pour les animaux avant de commencer les expériences.</li>
</ol>2. Préparation des réactifs pour la photocoagulation au laser
<ol><li>Rose bengale REMARQUE: Rose bengal est sensible à la lumière. Conserver dans l’obscurité jusqu’à utilisation et préparer frais pour de meilleurs résultats.<ol><li>Préparez le rose bengal en le diluant à 5 mg/mL dans une solution saline stérile et filtrez-le à travers un filtre à seringue de 0,2 μm.</li>
		<li>Préparez une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 26 G avec du rose Bengal.</li>
	</ol></li>
	<li>Kétamine/xylazine<ol><li>Diluer la kétamine et la xylazine dans une solution saline stérile en conséquence pour les concentrations suivantes: kétamine (80-100 mg/kg) et xylazine (5-10 mg/kg).</li>
	</ol></li>
	<li>Carprofène<ol><li>Diluer le carprofène à 1 mg/mL dans une solution saline stérile.</li>
		<li>Préparez une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 26 G contenant du carprofène.</li>
	</ol></li>
	<li>Solution saline stérile<ol><li>Préparez une seringue de 5 mL munie d’une aiguille de 26 G avec une solution saline stérile.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Configuration laser
<ol><li>Manipulez délicatement le câble à fibre optique et connectez-le au boîtier de commande laser et à l’adaptateur laser du microscope imageur rétinien.</li>
	<li>Allumez le boîtier de lampe du microscope imageur rétinien.</li>
	<li>Allumez l’ordinateur et ouvrez le programme d’imagerie.</li>
	<li>Ajustez la balance des blancs en utilisant un morceau de papier blanc et en le plaçant devant l’oculaire de la souris et en cliquant sur Ajuster dans le programme d’imagerie.</li>
	<li>Allumez le boîtier de commande laser en tournant la clé et en suivant les instructions sur l’écran du boîtier de commande laser. REMARQUE: Le laser utilisé dans cette expérience est de classe 3B et peut causer des lésions oculaires. Portez des lunettes de protection lorsque vous utilisez le laser.</li>
	<li>Vérifiez la puissance laser de base.<ol><li>Utilisez un capteur de puissance laser.</li>
		<li>Ajustez l’écran du boîtier de commande laser aux paramètres suivants : 50 mW et 2 000 ms.</li>
		<li>Allumez le laser et placez le capteur de puissance devant l’oculaire. REMARQUE: Assurez-vous que la lumière du microscope est éteinte lors du test de la puissance laser de base.</li>
		<li>Appuyez sur la pédale de pédale pour activer le laser.</li>
		<li>Visez une puissance de 13 à 15 mW. REMARQUE: La lecture de puissance laser déterminera le taux de réussite des occlusions veineuses rétiniennes. Si la lecture de puissance laser est trop faible, des ajustements peuvent être apportés à la puissance et à la durée d’exposition au laser. Voir le tableau 1 pour les recommandations.</li>
	</ol></li>
	<li>Ajustez la puissance du laser expérimental en configurant l’écran du boîtier de commande laser pour les paramètres suivants : 100 mW, 1 000 ms.</li>
	<li>Éteignez le laser. REMARQUE: Pour des raisons de sécurité et pour éviter la surchauffe, il est préférable de garder le laser éteint entre les souris.</li>
</ol>4. Injection de rose bengal dans la veine de la queue de souris
<ol><li>Versez 300 mL d’eau dans un bécher de 500 mL.</li>
	<li>Réchauffer le bécher dans un four à micro-ondes pendant 1 min.</li>
	<li>Mettez de la gaze dans l’eau chaude du bécher.</li>
	<li>Mettez la souris dans un dispositif de retenue.</li>
	<li>Appuyez doucement sur la gaze dans la queue de la souris et recherchez les veines dilatées. Désinfectez le site d’injection à l’aide d’une lingette imbibée d’alcool après la dilatation de l’eau tiède.</li>
	<li>Insérez l’aiguille dans le site d’injection et tirez sur la seringue pour vous assurer que vous êtes dans la veine. Ensuite, injectez la veine de la queue de la souris, en administrant la quantité correcte en fonction du poids de l’animal (37,5 mg / kg). Appliquez une pression sur le site d’injection pour éviter les hématomes ou les saignements. Effacez le site.</li>
	<li>Libérez la souris de la retenue et remettez-la dans la cage.</li>
	<li>Laisser circuler 8 min pour que le rose bengal circule avant l’injection d’anesthésiques. REMARQUE: Cela fournira un total de 10 minutes entre l’injection de rose bengale et l’irradiation laser.</li>
</ol>5. Occlusion des veines principales
<ol><li>Allumez la plate-forme de la souris chauffée.</li>
	<li>Ajouter une goutte de phényléphrine et de tropicamide dans chaque œil.</li>
	<li>Injecter 150 μL d’anesthésiques, de kétamine (80-100 mg/kg) et de xylazine (5-10 mg/kg) IP. REMARQUE: Au cours de cette procédure, la souris a reçu deux injections IP. Par conséquent, les côtés ont été alternés. L’injection IP pour l’anesthésie a été administrée dans le quadrant abdominal inférieur droit, et la solution saline a été injectée dans le quadrant abdominal inférieur gauche. Il est recommandé de tirer sur la seringue avant l’injection pour s’assurer que l’aiguille est dans l’abdomen et non dans les organes.</li>
	<li>Pincez l’animal pour déterminer la profondeur de l’anesthésie et attendez qu’il ne réponde plus.</li>
	<li>Ajouter une goutte de chlorhydrate de proparacaïne par œil (analgésique).</li>
	<li>Ajouter la pommade gel aux deux yeux.</li>
	<li>Injecter 150 μL de carprofène par voie sous-cutanée entre les oreilles.</li>
	<li>Accueillez la souris sur la plate-forme.</li>
	<li>Ajustez la plate-forme jusqu’à ce que la vue du fond d’œil rétinien soit claire et nette.</li>
	<li>Comptez les veines rétiniennes et prenez une image du fond d’œil. REMARQUE: Les veines rétiniennes sont plus foncées et plus larges que les artères. Les veines et les artères alternent; Cependant, il peut parfois y avoir une artère ramifiée près du nerf optique et, par conséquent, deux artères adjacentes.</li>
	<li>Allumez le laser et visez une veine rétinienne à environ 375 μm du disque optique.</li>
	<li>Irradiez le récipient en appuyant sur la pédale et en déplaçant légèrement le faisceau laser jusqu’à 100 μm. Répétez cette étape trois fois et déplacez le faisceau laser après chaque impulsion afin que l’irradiation ne soit pas focalisée en un seul endroit.</li>
	<li>Répéter l’irradiation sur d’autres vaisseaux principaux pour obtenir 2-3 occlusions.</li>
</ol>6. Établir le nombre de veines obstruées au jour 0
<ol><li>Éteignez la lampe après avoir irradié les récipients et attendez 10 min. REMARQUE: L’exposition à la lumière peut causer des dommages rétiniens et une inflammation; Éteignez la lampe pendant le temps d’attente pour minimiser l’exposition7.</li>
	<li>Rallumez la lampe et comptez le nombre de veines obstruées.</li>
	<li>Prenez une image du fond d’œil.</li>
</ol>7. Suivi
<ol><li>Injecter 1 mL de solution saline IP stérile. REMARQUE: Voir les détails de l’injection IP dans la section 5, étape 3.</li>
	<li>Ajouter des gouttes ophtalmiques lubrifiantes aux deux yeux.</li>
	<li>Ajouter la pommade gel aux deux yeux.</li>
	<li>Observez la souris pendant qu’elle se remet de l’anesthésie et ne la remettez pas dans la cage avec les autres animaux avant d’être complètement rétablie. Le carprofène (5 mg / kg) peut être administré quotidiennement jusqu’à 2 jours après l’intervention. Si elle est appliquée aux humains, la douleur n’est pas un symptôme de l’OVR. REMARQUE : Ne laissez pas les animaux sans surveillance jusqu’à ce qu’ils se rétablissent complètement de l’anesthésie.</li>
</ol>8. Évaluation de l’œdème rétinien par tomographie par cohérence optique (TCO)
REMARQUE : Cette étape peut être effectuée au moment d’intérêt de l’investigateur. Le pic d’œdème rétinien pour une souris C57BL / 6J est de 1 jour après la procédure RVO. Ce point temporel peut varier en fonction de l’arrière-plan de la souris.
<ol><li>Allumez le boîtier lumineux du microscope imageur rétinien, l’appareil OCT et la plate-forme de souris chauffée.</li>
	<li>Le lendemain de l’occlusion, suivez les étapes 5.2 à 5.7 pour préparer l’animal.</li>
	<li>Ouvrez les logiciels d’imagerie et d’OPO.</li>
	<li>Dans le programme de l’OPO, réglez le nudge à 5.</li>
	<li>Prendre OCT à 75 μm distal de la brûlure ou 4 clics.</li>
	<li>Prenez des images OCT à quatre quadrants de la rétine.</li>
	<li>Analysez les images de l’OPO à l’aide d’un logiciel de traçage.</li>
	<li>Comparez l’épaisseur rétinienne des mesures pré-irradiées à 1 jour après la RVO ou au moment d’intérêt. REMARQUE: Lors de l’analyse des données, prenez en considération le nombre de veines irradiées, car cela peut influencer le développement de l’œdème rétinien. Les animaux sont ensuite euthanasiés par l’administration d’anesthésique suivie d’une chirurgie de non-survie par perfusion.</li>
</ol>

<ol><li>Song, P., Xu, Y., Zha, M., Zhang, Y., Rudan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+epidemiology+of+retinal+vein+occlusion%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis+of+prevalence%2C+incidence%2C+and+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Global+Health%22%5BJournal%5D)">Global epidemiology of retinal vein occlusion: a systematic review and meta-analysis of prevalence, incidence, and risk factors.</a> Journal of Global Health. 9 (1), 010427(2019).</li>
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</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Le modèle de RVO chez la souris offre un moyen de mieux comprendre la pathologie de la RVO et de tester des traitements potentiels. Bien que le modèle RVO de souris soit largement utilisé sur le terrain, il est nécessaire de disposer d’un protocole détaillé actuel du modèle qui traite de sa variabilité et décrit l’optimisation du modèle. Ici, nous fournissons un guide avec des exemples d’expérience sur ce qui peut être modifié pour obtenir les résultats les plus cohérents dans une cohorte d’animaux de laboratoire et four...

L’occlusion veineuse rétinienne (OVR) est une maladie vasculaire rétinienne courante qui a touché environ 28 millions de personnes dans le monde en 20151. L’OCV entraîne un déclin et une perte de vision chez les adultes et les personnes âgées en âge de travailler, ce qui représente une maladie menaçant la vue qui devrait augmenter au cours de la décennie proche. Certaines des pathologies distinctes de la RVO comprennent les lésions hypoxiques-ischémiques, l’œdème rétinien, l’inflammation et la perte neuronale2. Actuellement, la première ligne de traitement pour ce trouble est par l’administration d’inhibiteurs du facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF). Bien que le traitement anti-VEGF ait contribué à améliorer l’œdème rétinien, de nombreux patients sont encore confrontés à un déclin de la vision3. Pour mieux comprendre la physiopathologie de cette maladie et tester de nouvelles lignes de traitement potentielles, il est nécessaire de constituer un protocole modèle de souris RVO fonctionnel et détaillé pour différentes souches de souris.
Des modèles de souris ont été développés en mettant en œuvre le même dispositif laser utilisé chez les patients humains, associé à un système d’imagerie adapté à la taille correcte pour une souris. Ce modèle murin de RVO a été signalé pour la première fois en 2007 4 et établi par Ebneter et al. 4,5. Finalement, le modèle a été optimisé par Fuma et al. pour reproduire les principales manifestations cliniques de la RVO telles que l’œdèmerétinien 6. Depuis que le modèle a été rapporté pour la première fois, de nombreuses études l’ont utilisé en utilisant l’administration d’un colorant photosensibilisant suivie d’une photocoagulation des principales veines rétiniennes avec un laser. Cependant, la quantité et le type de colorant administré, la puissance laser et le temps d’exposition varient considérablement d’une étude à l’autre qui ont utilisé cette méthode. Ces différences peuvent souvent entraîner une variabilité accrue du modèle, ce qui le rend difficile à reproduire. À ce jour, il n’existe aucune étude publiée avec des détails spécifiques sur les pistes potentielles d’optimisation.
Ce rapport présente une méthodologie détaillée du modèle murin RVO dans la souche C57BL/6J et une souche de caspase-9 endothéliale inductible par le tamoxifène (iEC Casp9KO) avec un fond C57BL/6J et pertinente pour la pathologie RVO comme souche de référence pour une souris génétiquement modifiée. Une étude antérieure avait montré que l’activation non apoptotique de la caspase-9 endothéliale provoque un œdème rétinien et favorise la mort neuronale8. L’expérience d’utilisation de cette souche a permis de déterminer et de donner un aperçu des modifications potentielles pour adapter le modèle murin RVO, qui peut être applicable à d’autres souches génétiquement modifiées.

<table><tbody><tr><td>Carprofène</td><td>Rimadyl</td><td>NADA #141-199</td><td>conserver à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>Huile de maïs</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8267</td><td></td></tr><tr><td>Câble de raccordement à fibre</td><td>Thor Labs</td><td>M14L02</td><td></td></tr><tr><td>GenTeal</td><td>Alcon</td><td>00658 06401</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de kétamine</td><td>Henry Schein</td><td>NDC : 11695-0702-1</td><td></td></tr><tr><td>Lasercheck</td><td>Coherent</td><td>1098293</td><td></td></tr><tr><td>Phényléphrine</td><td>Akorn</td><td>NDCL174478-201-15</td><td></td></tr><tr><td>Phoneix Micron IV avec méridien,&nbsp ; StreamPix, et modules OCT</td><td>Phoenix Technology Group</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de proparacaïne</td><td>Akorn</td><td>NDC : 17478-263-12</td><td>maintenir à 4 &deg ; C</td></tr><tr><td>Refresh</td><td>Allergan</td><td>94170</td><td></td></tr><tr><td>Rose Bengal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330000-5G</td><td></td></tr><tr><td>Tamoxifène</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T5648-5G</td> sensible <td>à la lumière</td></tr><tr><td>Tropicamide</td><td>Akorn</td><td>NDC : 174478-102-12</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Akorn</td><td>NDCL 59399-110-20</td><td></td></tr></tbody></table>

optimisation du modèle murin d’occlusion veineuse rétinienne pour limiter la variabilité

Optimization of the Retinal Vein Occlusion Mouse Model to Limit Variability

Les modèles murins d’occlusion veineuse rétinienne (OVR) sont souvent utilisés en ophtalmologie pour étudier les lésions hypoxiques-ischémiques dans la rétine neurale. Dans ce rapport, une méthode détaillée soulignant les étapes critiques est fournie avec des recommandations d’optimisation pour atteindre des taux d’occlusion constamment réussis sur différentes souches de souris génétiquement modifiées. Le modèle murin RVO consiste principalement en l’administration intraveineuse d’un colorant photosensibilisateur suivie d’une photocoagulation au laser à l’aide d’un microscope imageur rétinien fixé à un laser guidé ophtalmique. Trois variables ont été identifiées comme déterminants de la cohérence de l’occlusion. En ajustant le temps d’attente après l’administration de rose bengal et en équilibrant la sortie laser de base et expérimentale, la variabilité entre les expériences peut être limitée et un taux de réussite plus élevé des occlusions obtenu. Cette méthode peut être utilisée pour étudier les maladies rétiniennes caractérisées par un œdème rétinien et une lésion hypoxique-ischémique. De plus, comme ce modèle induit des lésions vasculaires, il peut également être appliqué pour étudier la neurovascularisation, la mort neuronale et l’inflammation.

Le modèle murin RVO vise à obtenir avec succès des occlusions dans les veines rétiniennes, entraînant une lésion hypoxique-ischémique, une rupture de la barrière rétinienne sanguine, une mort neuronale et un œdèmerétinien 8. La figure 1 montre une chronologie des étapes pour assurer la reproductibilité, un schéma de la conception expérimentale et décrit les étapes qui peuvent être optimisées davantage en fonction des questions expérimentales. Les trois principales éta...

Ici, nous décrivons un protocole optimisé pour l’occlusion veineuse rétinienne à l’aide de rose bengale et un système de microscope d’imagerie rétinienne guidé par laser avec des recommandations pour maximiser sa reproductibilité dans les souches génétiquement modifiées.

Optimisation du modèle murin d’occlusion veineuse rétinienne pour limiter la variabilité

Mouse models of retinal vein occlusion (RVO) are often used in ophthalmology to study hypoxic-ischemic injury in the neural retina. In this report, a ...

Le protocole fournit un modèle pour étudier les mécanismes des lésions vasculaires et le développement ultérieur de l’œdème de manière non invasive. Le principal avantage de cette technique est que vous pouvez suivre la blessure en direct dans le temps sans intervention chirurgicale. Cela permet de tester les traitements plus efficacement.Il peut être difficile d’apprendre à effectuer correctement les veines de la queue et à accueillir correctement l’animal dans la plate-forme. Pour les deux techniques, je recommande d’être patient et de prendre les choses lentement. Pour commencer, manipulez délicatement le câble à fibre optique et connectez-le au boîtier de commande laser et à l’adaptateur laser du microscope imageur rétinien, puis allumez le boîtier de lampe du microscope imageur rétinien.Allumez l’ordinateur et ouvrez le programme d’imagerie. Placez un morceau de papier blanc devant l’oculaire du microscope et ajustez la balance des blancs en cliquant sur Ajuster dans le programme d’imagerie. Allumez le boîtier de commande laser en tournant la clé et en suivant les instructions sur l’écran du boîtier de commande laser.Pour vérifier la puissance laser de base, réglez le boîtier de commande laser sur 50 milliwatts et 2 000 millisecondes. Ensuite, allumez le laser et placez le capteur de puissance devant l’oculaire. Appuyez sur la pédale de commutation pour activer le laser, en visant une puissance de 13 à 15 milliwatts.Ensuite, à l’aide de l’écran du boîtier de commande laser, réglez la puissance du laser expérimental à 100 milliwatts et 1 000 millisecondes, puis éteignez le laser. Versez 300 millilitres d’eau dans un bécher de 500 millilitres et réchauffez le bécher dans un four à micro-ondes pendant une minute. Ensuite, placez une gaze dans l’eau chaude.Ensuite, placez une souris mâle de deux mois dans un dispositif de contention. Appuyez doucement sur la gaze chaude dans la queue de la souris et recherchez les veines dilatées. À l’aide d’une aiguille de calibre 26, injectez la quantité appropriée de rose bengal en fonction du poids de l’animal et appliquez une pression sur le site d’injection pour prévenir l’hématome ou le saignement avant d’essuyer le site.Ensuite, relâchez la souris de la retenue et ramenez-la dans la cage. Laisser circuler huit minutes au bengale rose avant l’injection d’anesthésiques. Allumez la plate-forme de la souris chauffée.Ajoutez ensuite une goutte de phényléphrine et de tropicamide dans chaque œil de la souris. Après avoir confirmé l’anesthésie, ajoutez une goutte de chlorhydrate de proparacaïne par œil, puis ajoutez une pommade oculaire aux deux yeux. Ensuite, injectez 150 microlitres de carprofène par voie sous-cutanée entre les oreilles.Ensuite, placez la souris sur la plate-forme et ajustez la plate-forme jusqu’à ce que la vue du fond d’œil rétinien soit claire et nette. Comptez les veines rétiniennes et prenez une image du fond d’œil. Ensuite, allumez le laser et visez une veine rétinienne à environ 375 micromètres du disque optique.Irradiez le récipient en appuyant sur la pédale et en déplaçant légèrement le faisceau laser jusqu’à 100 micromètres. Répétez cette étape trois fois et déplacez le faisceau laser après chaque impulsion afin que l’irradiation ne soit pas focalisée en un seul endroit. Répéter l’irradiation sur d’autres vaisseaux principaux pour obtenir deux à trois occlusions.Après avoir irradié les récipients, éteignez la lampe et attendez 10 minutes. Rallumez ensuite la lampe, comptez le nombre de veines obstruées et prenez une image du fond d’œil. Après l’acquisition de l’image et l’injection de solution saline, ajoutez des gouttes oculaires lubrifiantes et une pommade en gel sur les deux yeux.Observez la souris pendant qu’elle se remet de l’anesthésie et ne la remettez dans la cage avec d’autres animaux que lorsqu’elle est complètement rétablie. Le nombre d’occlusions obtenues immédiatement après l’irradiation au laser n’était pas différent entre les animaux qui ont été traités au laser 10 et 20 minutes après l’administration de rose bengale. Le nombre d’occlusions subies jusqu’à un jour après l’occlusion veineuse rétinienne a significativement diminué chez les animaux traités au laser 20 minutes après l’administration de rose bengal, indépendamment du génotype.Sans modifier la puissance expérimentale de 100 milliwatts, une faible puissance laser de base de 11,5 milliwatts n’a entraîné aucune occlusion. En revanche, une sortie laser de base de 13,5 milliwatts a entraîné des occlusions réussies. Quatre principaux types d’occlusions se produisent après la photocoagulation au laser: les vaisseaux complètement obstrués, les vaisseaux partiellement obstrués, les vaisseaux partiellement reperfusés et les vaisseaux entièrement perfusés.Le système vasculaire irradié des souris knockout Casp9 inductibles par les cellules endothéliales inductibles au tamoxifène a passé plus de temps dans des états partiellement reperfusés et partiellement occlus que celui des souris C57 Black 6, qui ont passé plus de temps dans des états complètement occlus. L’état d’occlusion des vaisseaux change rapidement dans les 10 premières minutes après la photocoagulation au laser et les hémorragies en forme de flamme observées 24 heures après la blessure. Différentes pathologies ophtalmiques sont survenues après une occlusion veineuse rétinienne.Le niveau d’œdème rétinien après occlusion veineuse rétinienne peut être quantifié dans les yeux blessés à l’aide d’images de tomographie par cohérence optique. L’état des couches neuronales peut également être déterminé en évaluant la désorganisation des couches internes de la rétine. Un exemple d’image de tomographie par cohérence optique avec les étiquettes correspondantes pour chaque couche est présenté ici.Il est important de mesurer la puissance laser de base. Cette lecture aura un impact considérable sur le succès des occlusions et peut être optimisée. Des méthodes supplémentaires telles que OCT, ERG et Optiger peuvent être effectuées.Cela aidera à traiter les effets des lésions neurovasculaires sur l’intégrité neuronale rétinienne et la fonction des voies visuelles. Cette technique ouvre la voie à l’interrogation des voies moléculaires à l’origine des maladies neurovasculaires et, en suivant des animaux individuels au fil du temps, fournit des données qui peuvent être plus facilement traduites en maladies humaines.

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Neurosciences

La rétine de rongeur a depuis longtemps été reconnue comme une fenêtre accessible au cerveau. Dans ce document technique que nous fournissons un protocole qui utilise le modèle de souris de la rétinopathie induite par l'oxygène d'étudier les mécanismes qui conduisent à l'échec de la régénération vasculaire dans le système nerveux central après lésion ischémique. Le système décrit peut également être mise à profit pour explorer des stratégies pour favoriser la repousse des vaisseaux sanguins...

Évaluation de la régénération vasculaire dans le SNC Utilisation de la rétine de souris

Ici, nous présentons le protocole de néovascularisation choroïdienne induite par laser (CNV) de souris, un modèle expérimental qui recrée les caractéristiques vasculaires de la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) néovasculaire. Une fois maîtrisé, il peut induire de manière fiable et efficace la CNV en tant que système modèle pour tester diverses mesures expérimentales.

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Nous démontrons une nouvelle approche à l’utilisation de tomographie à cohérence optique domaine spectral haute résolution (HR-SD-OCT) pour aider l’administration d’agents de thérapie génique dans l’espace sous-rétinienne, évaluer sa couverture areal et caractériser la vitalité des photorécepteurs.

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Nous présentons ici l’utilité de longitudinal en vivo imagerie dans le suivi des modifications morphologiques de la néovascularisation choroïdienne induite par laser chez les souris.

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La rétinopathie induite par l’oxygène (OIR) peut être utilisée pour modéliser les maladies rétiniennes ischémiques telles que la rétinopathie de la prématurité et la rétinopathie diabétique proliférative et pour servir de modèle pour des études de preuve de concept dans l’évaluation des médicaments antiangiogéniques pour les maladies néovasculaires. OIR induit une néovascularisation robuste et reproductible dans la rétine qui peut être quantifiée.

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Cet article décrit un test de coloration à la lectine bien établi et reproductible pour l’ensemble des préparations rétiniennes de monture et les protocoles requis pour la mesure quantitative des paramètres vasculaires fréquemment modifiés dans les rétinopathies prolifératives et non prolifératives.

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Nous décrivons ici une technique d’imagerie in vivo utilisant la tomographie par cohérence optique pour faciliter le diagnostic et la mesure quantitative de la rétinopathie chez la souris.

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Ici, nous présentons trois protocoles d’analyse de données pour les images d’angiographie à la fluorescéine (AF) et de tomographie par cohérence optique (OCT) dans l’étude de l’occlusion veineuse rétinienne (OVR).

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Les injections sous-rétiniennes sont une technique indispensable au développement préclinique de traitements pour les maladies des photorécepteurs et des EPR. Nous décrivons une technique d’injection sous-rétinienne transsclérale optimisée chez la souris qui améliore les taux de réussite peropératoire et minimise les lésions rétiniennes.

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