Summary
يصف هذا المنشور تصميم المفاعلات الحيوية الضوئية المختبرية (PBRs) مع أنظمة ضوئية قابلة للتخصيص. يتم مراقبة نمو البكتيريا الزرقاء أو الطحالب الدقيقة ، باستخدام البيكربونات كمصدر للكربون ، بشكل مستمر عن طريق قياس إنتاج الأكسجين الحجمي. تسهل هذه PBRs مقارنات النمو المختبري السريعة والمكررة مع تدخل المستخدم القليل أثناء التجارب.
Abstract
يمكن أن تكون الدراسة المختبرية للطحالب الدقيقة صعبة تجريبيا. بالإضافة إلى متطلبات زراعة الكائنات الحية الدقيقة غير الضوئية ، تتطلب الضوئية أيضا الإضاءة. بشكل روتيني ، يسعى الباحثون إلى توفير إمدادات إضاءة مخصصة ، أي تغيير شدة الضوء والوقت الذي يتم تسليمه خلاله. هذه المرونة صعبة مع الأضواء القياسية على الطاولة. عادة ، تتطلب دراسات الزراعة أيضا مقارنات النمو بين العلاجات التجريبية. في كثير من الأحيان ، يتم تقييم النمو على مدى فترة طويلة ، على سبيل المثال ، عدة مرات في اليوم على مدى تجربة مدتها أسبوع. يمكن أن تستغرق القياسات اليدوية وقتا طويلا وتفتقر إلى دقة البيانات. لذلك ، فإن المفاعلات الحيوية الضوئية (PBRs) مع مراقبة النمو التلقائي وإمدادات الضوء القابلة للتخصيص مفيدة للتجارب المكررة مع علاجات متعددة. يقدم العمل الحالي تصميم وبناء وتشغيل PBRs المختبرية. يتم الحصول على المواد بسهولة وغير مكلفة نسبيا. يمكن تكرار التصميم بمهارة معتدلة. كل هيكل له بصمة ~ 40 سم2 ويستضيف ثلاث زجاجات زجاجية سعة 1 لتر للتكرار الثلاثي. ترتكز الزجاجات على منصات تحتوي على آلات تحريك مغناطيسية ويتم ترتيبها عموديا داخل أنبوب بولي فينيل كلوريد (PVC) بارتفاع 1 متر وقطر 15 سم. تصطف المقصورة الداخلية للأنبوب مع الثنائيات الباعثة للضوء (LEDs). تنتج مصابيح LED هذه كثافة ضوء مستمرة من 0-2400 ميكرومول فوتونات m-2 s-1 من الإشعاع النشط ضوئيا (PAR). يقوم المستخدمون بتصميم برنامج إضاءة مخصص. يمكن ضبط شدة الضوء كل ثانية أو الاحتفاظ بها ثابتة لفترات أطول. يخرج الأكسجين الناتج من عملية التمثيل الضوئي من كل زجاجة عبر مستشعر غاز حجمي أحادي الاتجاه. يستخدم البرنامج لتسجيل بيانات مستشعر الغاز. يمكن ربط كمية الأكسجين المنتجة بنمو الكتلة الحيوية. إذا كانت عينات الكتلة الحيوية مطلوبة ، فيمكن استخدام حقنة لاستخراج الثقافة. هذه الطريقة مناسبة للطحالب الدقيقة المزروعة بالبيكربونات كمصدر للكربونات. تعد تقارير PBR هذه ذات قيمة للمختبر الذي يتطلب تجارب مكررة ، ومرونة نظام الضوء ، وبيانات نمو مستمرة عالية الدقة.
Introduction
الطحالب الدقيقة والبكتيريا الزرقاء ، التي تسمى مجتمعة الطحالب الدقيقة للبساطة ، يتم الدفاع عنها لإمكاناتها في التكنولوجيا الحيوية المستدامة. إنها مرشحة جذابة بسبب نموها السريع ، وقدرتها على الزراعة في الأراضي غير الصالحة للزراعة ، واستخدامها لأشعة الشمس لدفع تحويل ثاني أكسيد الكربون إلى الكتلة الحيوية1،2،3. يمكن تحويل الكتلة الحيوية للطحالب الدقيقة إلى منتجات مثل الطاقة الحيوية في شكل نفط أو غاز ، وأصباغ غذائية ومكملات غذائية ، ومواد مثل البوليمرات الحيوية1،4،5،6،7. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدامها لمعالجة مياه الصرف الصحي أو معالجة المسطحات المائية عن طريق استهلاك العناصر الغذائية الزائدة 8,9. بالنظر إلى ذلك ، فإن أبحاث الطحالب الدقيقة منتشرة على نطاق واسع وراسخة. ينمو هذا المجال مع إعادة نظر المجتمع في كثافة الكربون والاستدامة البيئية لنهج التصنيع وتوليد الطاقة الحالية.
ثلاثة متطلبات أساسية للدراسات المختبرية للطحالب الدقيقة هي وعاء الاستزراع ، ومصدر الضوء ، وطريقة لقياس النمو. يصف مصطلح المفاعل الحيوي الضوئي (PBR) الإعداد الذي تضيء فيه أوعية الاستزراع10. عادة ما تهدف دراسات الطحالب الدقيقة إلى مقارنة النمو بين علاجين أو أكثر ، على سبيل المثال ، وسائط النمو المختلفة أو أنظمة الضوء أو الأنواع 11،12،13. ومن أجل الأهمية الإحصائية، ينبغي تكرار كل حالة، مثل العلاج والسيطرة. إذا تم تشغيل التحكم والعلاج في وقت واحد ، فهذا يعني أنه يجب مراقبة العديد من PBRs وأخذ عينات منها طوال مدة التجربة. التحدي مع تشغيل PBRs متعددة هو ذو شقين. أولا ، يعد توفير شدة ضوء موحدة لكل PBR أمرا ضروريا للتكرار ولكنه قد يكون صعبا. تتأثر كمية الضوء الساقطة على سطح السفينة ببعدها عن مصدر الضوء ، والتظليل من السفن المجاورة ، وتقلبات ضوء الخلفية14. ثانيا، يجب اختيار طريقة لتحديد النمو بدقة.
يقاس النمو عادة بعدد الخلايا والكثافة البصرية (OD) ومحتوى الكلوروفيل A وكثافة الوزن الجاف (DW) وكثافة الوزن الجاف الخالي من الرماد (AFDW)15. تعد أعداد الخلايا ومحتوى الكلوروفيل A وطرق قياس الجاذبية عمليات يدوية تنتج نقاط بيانات منفصلة. يمكن قياس OD بشكل مستمر وغير جراحي باستخدام مقياس الطيف الضوئي ، شريطة معايرته جيدا مقابل طريقة أخرى مثل كثافة AFDW15. ومع ذلك، يمكن أن تكون قياسات OD ومحتوى الكلوروفيل A غير موثوق بها لأن النتائج تختلف في ظل ظروف الاستزراع المختلفة، على سبيل المثال، بين الأنواع وطوال دورة النمو15,16. بالنسبة للكلوروفيل A ، يمكن أن تؤثر طريقة الاستخراج أيضا على إنتاجية الصباغ17. محتوى الكلوروفيل A مفيد بشكل خاص في تتبع نمو الطحالب الدقيقة داخل المجتمعات الميكروبية التي تحتوي أيضا على كائنات غير ضوئية17,18. عند اختيار طريقة لتحديد النمو ، من الضروري النظر في مورفولوجيا التعليق. عندما تتكتل الكائنات الحية ولا يتم خلطها بشكل جيد ، لا يمكن الحصول على OD وعدد الخلايا15. طريقة واحدة ليست مناسبة لجميع التطبيقات التجريبية - يجب على الباحثين تحديد الطرق العملية وذات الصلة بأهدافهم التجريبية.
AFDW هي طريقة موثوقة تمكن من مقارنات النمو بين ظروف الاستزراع المختلفة ، ولا سيما بين الأنواع ووسائل الإعلام الاستزراعية15،19،20. لحساب AFDW ، يتم تركيز عينة من زراعة الطحالب الدقيقة أولا ، إما عن طريق الترشيح أو الطرد المركزي ، وتجفيفها. في هذه المرحلة ، يمكن تحديد DW. عادة ، تحتوي عينة DW على ما لا يقل عن 8-10٪ من المواد غير العضوية مثل الأملاح والجسيمات15. DW تتبع اتجاهات النمو ولكن يمكن أن تكون منحرفة إذا اختلفت مساهمة المواد غير العضوية. لتحديد كثافة AFDW ، يتم حرق الكتلة الحيوية الجافة في درجة حرارة عالية. هذا يتبخر الجزء العضوي أو المفيد مع ترك الرماد (غير العضوي) وراءه19. لحساب AFDW ، يتم طرح وزن جزء الرماد من وزن كسر DW. عادة ، في معلقات الطحالب الدقيقة ، يتراوح AFDW من 0.1-3 جم / لتر 12،21،22. كميات صغيرة من المعلقات المخففة تنتج القليل من الكتلة الحيوية الجافة ، <10 ملغ. بعد الاحتراق ، قد يزن الرماد 1 ملغ فقط. لذلك ، اعتمادا على كثافة الثقافة ، تتطلب هذه الطريقة كميات تتراوح بين 5-100 مل ومقاييس تحليلية دقيقة إلى 0.1 ملغ 12،15،19،22. عادة ما تكون PBRs المختبرية صغيرة ، بضعة لترات على الأكثر ، وبالتالي فإن كل عينة سائلة تستنفد حجم الثقافة. علاوة على ذلك ، فإن طريقة AFDW يدوية وتستغرق 2-3 أيام. بالنسبة للتجارب المكررة والمتكررة ، يفضل إجراء عملية آلية ومستمرة.
بالنسبة للطحالب الدقيقة التي تستخدم البيكربونات كمصدر للكربون ، يمكن قياس مقياسين إضافيين للنمو بشكل مستمر. يستهلك التمثيل الضوئي البيكربونات وينتج الأكسجين. استهلاك البيكربونات يؤدي إلى ارتفاع درجة الحموضة المتوسطة23. يمكن لمسبار الأس الهيدروجيني المغمور قياس هذا التغيير. يزيد إنتاج الأكسجين الضوئي من تركيز الأكسجين المذاب (DO) في الوسط حتى يصبح الوسط مشبعا. ما وراء التشبع ، يوجد الأكسجين كفقاعات. يتم قياس إنتاج الأكسجين من خلال العديد من التقنيات المختلفة: تقوم المجسات بقياس تركيز DO ، وتقوم أجهزة قياس الضغط على مساحة الرأس ، ويقيس كروماتوغرافيا الغاز تكوين مساحة الرأس ، وتسجل أجهزة الاستشعار الحجمية تدفق الغاز إلى الخارج24،25،26،27. عندما يتم استخدام الأكسجين كوكيل للنمو ، يجب أن تكون أوعية الاستزراع مغلقة بالكامل أو تسمح فقط بتدفق الغاز. بالنسبة لقياسات الأس الهيدروجيني والأكسجين ، يجب توفير الكربون في شكل بيكربونات ، وليس عن طريق تجنيب ثاني أكسيد الكربون2. يقلل تجنيب ثاني أكسيد الكربون2 من درجة الحموضة المتوسطة23 ، وكغاز ، يمكن أن يزعج قياسات الأكسجين. إحدى مزايا الرقم الهيدروجيني والأكسجين على الكثافة البصرية هي أن الطريقة لا تتعرض للخطر إذا شكلت الطحالب الدقيقة كتلا. على الرغم من أنه غير مباشر ، إلا أن كل من الرقم الهيدروجيني والأكسجين فعالان في مقارنة النمو بين العلاجات.
تتراوح PBRs المستخدمة اليوم في التعقيد. قد تستخدم المختبرات قوارير بسيطة على الطاولة أو نماذج أولية مخصصة أو منتجات متاحة تجاريا. بالنسبة للمجموعات البحثية التي تسعى إلى الترقية من القوارير ، قد تكون تكلفة PBRs التجارية أو المهارة التقنية وتصنيع الأجزاء المطلوبة لبناء العديد من النماذج الأولية عائقا. تهدف هذه المخطوطة إلى وصف التصميم والبناء والتشغيل خطوة بخطوة ل PBRs المختبرية التي تسد هذه الفجوة. تحتوي أجهزة PBR هذه على نظام إضاءة قابل للتخصيص وتراقب النمو باستمرار عن طريق تسجيل إنتاج الأكسجين الحجمي. يضم هذا التصميم ثلاثة أوعية استزراعية للتكرار الثلاثي ويمكن بناؤه بمهارة معتدلة ومواد يسهل الوصول إليها. يعد PBR هذا إضافة قيمة إلى مختبر يتطلع إلى توسيع قدرته على أبحاث الطحالب الدقيقة دون الاستثمار في منتجات تقنية للغاية أو باهظة الثمن. عند اختيار الحصول على أو بناء PBR ، يجب على الباحثين النظر في مدى ملاءمة التصميم لظروفهم الثقافية ووضعهم المالي وأسئلة البحث.
Protocol
1. بناء جناح PBR
- باستخدام منشارا محمولا باليد ، اقطع خمسة أطوال 380 مم وطولين 200 مم من الفولاذ المشقوق بزاوية. اربط مع البراغي وأقواس الزاوية الكبيرة لصنع قاعدة الحامل (الشكل 1A). الغراء على قبعات نهاية السلامة.
- قم بتوصيل طولين رأسيين غير مقطوعين (1220 مم) من الفولاذ المشقوق بزاوية بالقاعدة. آمن بالبراغي وفتحات الزاوية المعدنية (الشكل 1B). الغراء على قبعات نهاية السلامة.
- قطع أربعة أطوال مسطحة 65 مم من الفولاذ المشقوق. قم بتثبيتها بزوايا 90 درجة على الدعامات الرأسية - قم بتوصيل اثنين بكل دعامة ، أحدهما على بعد 130 مم من القاعدة (الشكل 1C) وواحد على بعد 60 مم لأسفل من الأعلى.
- اربط الدعامات الرأسية عبر الجزء العلوي بطول أفقي يبلغ 140 مم من الفولاذ المشقوق المسطح (العارضة المتقاطعة) مثبت بمسامير في الجزء الخلفي من الإطار (الشكل 2A).
2. بناء غرفة الضوء
- قطع أنبوب أبيض من البولي فينيل كلوريد (PVC) قطره 153 مم بطول 1070 مم. قطع الأنبوب إلى نصفين بالطول باستخدام منشار النطاق. رمل جميع الحواف.
- مساحة متساوية ومركز أربع قنوات بالوعة حرارية من الألومنيوم عموديا جنبا إلى جنب مع الجزء الداخلي من الأنبوب. لا تقم بتوصيل القنوات على بعد 20 مم من حافة قطع الأنبوب. باستخدام مسامير صغيرة ، قم بتأمين القنوات في مكانها في أعلى وأسفل (الشكل 2B).
- قم بربط نصف الأنبوب إلى الحامل باستخدام الدعامات الأفقية المصممة في الخطوة 1.3.
- ضع المفاعل لأسفل وأعد توحيد أنصاف الأنابيب عن طريق تسجيلها معا. توسيط مفصل البيانو على طول خط قطع واحد. تتبع ثقوب المفصلة وحفر الأنبوب وفقا لذلك. استخدم مسدس برشام ومسامير متوسطة الطول لربط المفصلة بالأنبوب.
- استخدم سلك بنجي صغير (انظر جدول المواد) لإبقاء الأنبوب مغلقا (الشكل 1C).
- استشر كهربائيا لتوصيل مصابيح LED بالأسلاك وقم بتثبيت المكونات الأربعة التالية: برنامج تشغيل LED ووحدة فك التشفير الرقمية متعددة الإرسال (DMX) ووحدة التحكم في الإضاءة DMX وصندوق التبديل (انظر جدول المواد). قم بإصلاح جميع المكونات في الجزء الخلفي من PBR وفقا للشكل 2A.
3. بناء منصات الزجاجات
- قم بقص أشكال المنصة (الشكل 3A) من البلاستيك الصلب ، على سبيل المثال ، البولي إيثيلين عالي الكثافة (HDPE) (انظر جدول المواد) ، باستخدام طحن التحكم العددي بالكمبيوتر (CNC). اصنع ثلاثة من كل شكل.
ملاحظة: يوصى بقطع الطبقات العلوية والسفلية الاحتياطية. - قم بلصق الطبقة السفلية والعليا معا. ضع علامة على خمسة ثقوب صغيرة، قطرها 6 مم، وحفرها من خلال كلا الشكلين (الشكل 3A). باستخدام مثقاب أكبر ، قم بتوسيع سطح هذه الثقوب بعناية بحيث يمكن راحة رؤوس الترباس (الشكل 3B).
- لكل من المنصات الثلاث ، قم بتثبيت اثنين من الأقواس الزاوية الصغيرة في النصف الخلفي من الأنبوب.
ملاحظة: يجب أن تكون المسافة بين الجزء العلوي من الأقواس 350 ملم. - توسيط كل طبقة سفلية فوق أقواسها. حدد موقع ثقوب الحفر من أسفل الأقواس. حفر اثنين من ثقوب قطرها 6 مم. باستخدام مثقاب أكبر ، قم بتوسيع سطح الثقوب بعناية بحيث يمكن راحة البراغي.
- طبقات الترباس السفلية إلى الأقواس الخاصة بهم (الشكل 3B - C).
- قطع خمس عشرة قطعة من 12 مم طويلة 6.35 مم خارج القطر (OD) أنابيب صلبة. ساندويتش خمس قطع من الأنبوب الصلب بين كل طبقة علوية وسفلية. اربط الطبقات والأنابيب مع مسامير ضيقة طويلة وفقا للشكل 3B-D.
- حفر حفرة كبيرة في الأنابيب البلاستيكية خلف كل منصة. أدخل كل مقلب مغناطيسي دقيق في منصته. قم بربط الكابل الكهربائي لكل مقلب من خلال هذه الثقوب المقطوعة حديثا (الشكل 3C-E). قم بتوصيل كل جهاز تحريك بوحدة التحكم الخاصة به بالإضافة إلى مأخذ طاقة.
- ضع زجاجة سعة 1 لتر على كل منصة. أضف مسامير العين في الأنبوب الخلفي على مستوى عنق الزجاجة. لف سلك بنجي صغير حول كل عنق زجاجة لإضافة الاستقرار (الشكل 4A).
ملاحظة: طوال البروتوكول ، ستكون منصات ترميز الألوان والزجاجات وأجهزة التقليب المغناطيسي وجميع الكابلات وأجهزة الاستشعار المرتبطة بها مفيدة.
4. بناء منافذ أخذ العينات السائلة (اختياري)
- قطع ثلاثة أطوال 60 مم من أنابيب OD الصلبة 6.35 مم. باستخدام مثقاب 5 مم ، قم بحفر ثقوب من خلال كل سدادة مطاطية. ادفع أطوال الأنبوب الصلب عبر السدادة.
- قطع ثلاثة أطوال 60 مم من أنابيب OD الصلبة 3.18 مم. قم بتوصيلها بمخفض مستقيم بالأنبوب البارز على الجانب السفلي من كل سدادة.
- أدخل صمام إيقاف أحادي الاتجاه (على سبيل المثال، المنفذ 1 = Luer للإناث، المنفذ 2 = Luer انزلاق الذكور) في الأنبوب البارز على كل سطح سدادة (الشكل 4A).
- قطع ثلاثة أطوال 30 مم من أنابيب OD مرنة 3.18 مم. أدخل تركيبات Luer (على سبيل المثال ، Luer الذكور إلى القضيب الشوكي و Luer الإناث إلى خرطوم الخرطوم) على كلا الطرفين.
- قم بتوصيل القطع المصنوعة في الخطوة 4.4 بصمامات التوقف على سطح كل سدادة مطاطية (الشكل 4A).
ملاحظة: يمكن أن تؤدي العديد من مجموعات التوقفات وتجهيزات Luer إلى نفس النتيجة. يجب أن يسمح التصميم بسحب السائل أو إدخاله عبر حقنة.
5. توصيل أجهزة استشعار الغاز الحجمي
- قم بإعداد مستشعرات الغاز وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
ملاحظة: يتضمن ذلك بشكل أساسي ملء أجهزة استشعار الغاز بسائل التعبئة (الشكل 4B). - لجعل خطوط الغاز ، قم بقطع ثلاثة أطوال 1000 مم من أنابيب OD مرنة 3.18 مم.
- حفر ثلاثة ثقوب قطرها 4 مم في الأنابيب البلاستيكية الخلفية. ضع الثقوب بجوار المفصلة عند ارتفاع عنق الزجاجة. خيوط خطوط الغاز من خلال هذه الثقوب (الشكل 4A).
- إلى نهاية خط الغاز داخل أنبوب PVC ، أضف تركيب Luer (على سبيل المثال ، قضيب خرطوم إلى Luer ذكر) وقم بتوصيل صمام stopcock أحادي الاتجاه (على سبيل المثال ، المنفذ 1 = Luer الإناث ، المنفذ 2 = Luer الذكور).
ملاحظة: لا يلزم وجود صمام إلا عند تركيب منافذ أخذ العينات السائلة أيضا. - انضم إلى الطرف الآخر من خط الغاز إلى منفذ مدخل مستشعر الغاز باستخدام مخفض مستقيم. قم بتأمين هذا الاتصال بربطة سحاب.
- قم بتوصيل جميع مستشعرات الغاز بوحدة الإدخال الرقمية (DIM) باستخدام كبلات قابس المقبس ووحدة DIM بكمبيوتر قريب.
- قم بتثبيت برنامج الحصول على البيانات (راجع جدول المواد) على نظام تشغيل Windows وقم بتوصيل دونجل مفتاح الترخيص. أضف ملفات معايرة المستشعر إلى دليل معايرة البرنامج.
6. برمجة نظام الضوء
- باستخدام مفتاح التشغيل/الإيقاف الخلفي، قم بتشغيل PBR وقم بتوصيل وحدة التحكم في الإضاءة DMX بجهاز كمبيوتر عبر كبل micro-USB.
- قم بتنزيل أدوات ترقية المتجر (SUT) وبرنامج التحكم LED (انظر جدول المواد). قم بتسجيل وحدة التحكم في الإضاءة DMX عبر الإنترنت.
- افتح برنامج التحكم LED وحدد انقر هنا للعمل مع واجهة USB-DMX: SUSHI-RB-RJ.
- ضمن علامة التبويب إعداد في المربع ScanLibrary ، حدد المجلد عام وقناة واحدة. قم بتغيير إعدادات ScanLibrary إلى DMX universe 1 وعدد التركيبات إلى 4 ورقم الفهرس إلى 1. في الزاوية العلوية اليسرى، قم بتغيير المربع المنسدل إلى طريقة عرض القائمة. أخيرا ، انقر فوق التصحيح (الشكل التكميلي 1).
ملاحظة: في عالم DMX، يختبر مربع واحد عنصر تحكم كل شريط LED عن طريق تحريك أزرار باهتة أو إدخال قيمة رقمية في مربع النص. - قم بعمل منحنى قياسي يربط إعداد الضوء الرقمي في برنامج التحكم في الإضاءة بكثافة الضوء التي تحدث في وسط أنبوب PVC (الشكل 5). قم بقياس شدة الضوء الداخلي باستخدام مسبار كروي صغير (انظر جدول المواد) معلق في وسط أنبوب PVC.
- تقدم إلى علامة التبويب المحرر . لإنشاء برنامج إضاءة مخصص، قم بإنشاء مشهد جديد وابدأ في إضافة الخطوات. ارجع إلى الجدول التكميلي 1 للحصول على مثال على البرنامج النهاري 16: 8 ساعة. اضبط المشهد على الحلقة.
ملاحظة: تقسم الخطوات المشاهد إلى كتل زمنية، يمكن ضبط كل منها على شدة ضوء مختلفة. تتراوح الخطوات من 1 ثانية إلى 43 دقيقة. هنا ، خطوات 30 دقيقة هي الأكثر ملاءمة. يمكن تحميل مشاهد متعددة على جهاز تحكم واحد في الإضاءة DMX. - قم بإنشاء مشهد مساعد إضافي يمكن التعرف عليه على الفور ، على سبيل المثال ، اثنان من مصابيح LED الأربعة قيد التشغيل.
ملاحظة: يمكن تدوير المشاهد يدويا باستخدام الزر الموجود على جانب وحدة التحكم في الإضاءة DMX. إذا بدأ برنامج الضوء المطلوب أثناء الليل ، فسيكون من المستحيل التمييز بين ما إذا كان برنامج الضوء قد بدأ بالفعل. يعمل مشهد المساعد كمؤشر على أن وحدة التحكم في الإضاءة DMX تعمل بشكل صحيح. - احفظ المشاهد وتقدم إلى علامة التبويب " مستقل ". اكتب ذاكرة وحدة التحكم في الإضاءة DMX وافصل الجهاز عن الكمبيوتر.
- قم بتوصيل وحدة التحكم في الإضاءة DMX بمصدر الطاقة الخاص بها باستخدام USB صغير.
- قبل البدء في التجربة، اختبر برنامج الضوء عن طريق تسجيل شدة الضوء الداخلية لمدة 24 ساعة. إذا كانت درجة حرارة السائل ذات أهمية ، فقم بتسجيل ذلك في وقت واحد باستخدام مسبار درجة حرارة مغمور (الشكل 6).
7. بدء تجربة
- تعقيم الوسائط والزجاجات وقضبان التحريك والسدادات المطاطية ومنافذ أخذ العينات وأغطية المسمار ذات الفتحة المترابطة والأنابيب.
ملاحظة: جميع المكونات المستخدمة في هذا التصميم قابلة للتعقيم باستثناء الصمامات وتجهيزات Luer - هناك بدائل قابلة للتعقيم من الشركات المصنعة الأخرى. - افتح برنامج الحصول على البيانات واملأ صفحة التكوين (الشكل التكميلي 2). قم بتعيين ملفات المعايرة إلى أجهزة الاستشعار الخاصة بها.
- ضمن اسم ملف الدليل حدد مجلد رقم منفذ DIM المقابل. انقر فوق المجلد الحالي وكرر لجميع المنافذ.
- انقر فوق موافق للانتقال إلى صفحة التسجيل.
- املأ الزجاجات بالحجم المطلوب بوسط زراعة (الجداول التكميلية 2,3).
ملاحظة: ستحمل كل زجاجة من هذه الزجاجات 1.1 لتر كحد أقصى مع مساحة رأس صغيرة (~ 80 مل ، بما في ذلك خط الغاز). - قم بالطرد المركزي لمزرعة المخزون في ثلاثة أنابيب متوازنة سعة 50 مل لمدة 15 دقيقة عند 4500 × g لإنتاج ثلاث كريات. أضف حبيبة واحدة إلى كل زجاجة - اغسلها في كريات مع ماصة مصلية ووسط طازج.
ملاحظة: تعرف كثافة الاستزراع في اليوم 0 أيضا باسم تركيز الكتلة الحيوية الأولي (IBC). لقياس IBC في gAFDW. L-1 ، قد يتم طرد مركزي أنبوب إضافي سعة 50 مل في الخطوة 7.6. يمكن بعد ذلك تجفيف الكريات الناتجة وحرقها15,19. من المحتمل أن تتطلب الخطوة 7.6 تعديلا استنادا إلى الأهداف الفردية للمستخدمين وتجاربهم. - قم بإسقاط جهاز تحريك مغناطيسي ، 25 × 8 مم ، في كل زجاجة.
- قم بإغلاق كل فتحة زجاجة بسدادة مطاطية وغطاء لولبي ذو فتحة خيطية (الشكل 4A). إذا تم تركيب منافذ اختيارية لأخذ العينات، فأغلق الصمامات.
- حدد موقع نهاية كل خط غاز داخل أنبوب PVC (المدمج في الخطوة 5.4) وقم بتوصيل إبرة بمنفذ Luer الذكري للصمام.
- قم بتوصيل كل زجاجة بمستشعر الغاز الخاص بها عن طريق ثقب كل سدادة مطاطية بالإبرة المقابلة.
- قم بتشغيل كل مستشعر غاز على حدة عن طريق تحديد مربع الاختيار على الجانب الأيسر من الشاشة ، والنقر فوق ابدأ ، وإدخال اسم ملف. انقر فوق موافق وكرر ذلك لجميع أجهزة الاستشعار (الشكل التكميلي 3).
ملاحظة: أثناء تسجيل الدخول، لا تقم بإنهاء إطار الحصول على البيانات. قم بتعيين إعدادات الطاقة والسكون الخاصة بالكمبيوتر بحيث لا يتم تشغيلها مطلقا وقم بتأجيل تحديثات الكمبيوتر طوال مدة التجربة. - قم بتشغيل PBR وتأكد من توصيل وحدة التحكم في الإضاءة DMX بمصدر طاقة. سيبدأ المشهد الأول المبرمج تلقائيا. راجع الخطوة 6.7 للتأكد من أن وحدة التحكم في الإضاءة DMX تعمل بشكل صحيح.
8. زجاجة أخذ العينات (اختياري)
- قم بإعداد 500 مل إضافية من الوسط الطازج قبل البدء في التجربة (الجدول التكميلي 2).
ملاحظة: إذا بدأ برنامج إضاءة 24 ساعة مع دورة نهارية 16:8 ساعة في الساعة 9 صباحا ، فإن أوقات أخذ العينات قبل الغسق والفجر ستقع في الساعة 8 صباحا و 4 مساء (الجدول التكميلي 1). هنا ، يشير الفجر والغسق إلى خطوات مدتها 30 دقيقة تنقل الأضواء من ON إلى OFF والعكس صحيح. - أغلق الصمام على خط الغاز.
- قم بتوصيل حقنة (10 مل) بصمام منفذ أخذ العينات (الشكل 4A).
- افتح صمام منفذ أخذ العينات واسحب 8 مل من الثقافة.
ملاحظة: يوصى باستخدام ما بين 5-10 مل. تؤدي إزالة السائل إلى توليد فراغ في مساحة الرأس ، مما يجعل من الصعب استخراج أحجام >10 مل. - أغلق صمام منفذ أخذ العينات وافصل المحقنة.
- قم بتوصيل حقنة تحتوي على 8 مل من الوسط الطازج (من الخطوة 8.1) بصمام منفذ أخذ العينات.
- افتح صمام منفذ أخذ العينات وحقن الوسط الطازج.
ملاحظة: يؤدي استبدال حجم الاستزراع الذي تم أخذ العينات منه بوسط جديد إلى الحفاظ على حجم وضغط متساويين في مساحة الرأس وطرد خط منفذ أخذ العينات. - أغلق صمام منفذ أخذ العينات قبل فصل المحقنة.
- كرر الخطوات من 8.2 إلى 8.8 في كل وقت أخذ عينات.
9. إنهاء تجربة
- حدد جميع مربعات اختيار المنفذ النشط في نافذة الحصول على البيانات وانقر فوق إيقاف.
- لتصدير البيانات، حدد ملف وبيانات دون اتصال. حدد كافة ملفات السجل ذات الصلة. تصدير البيانات إلى برنامج جداول البيانات وحفظها.
- لكل زجاجة، قم بتحويل الحجم الإجمالي للأكسجين المقاس بالمل إلى مولات باستخدام قانون الغاز المثالي. توقع وزن الكتلة الحيوية المزروعة (gAFDW) إذا تم توليد 1.05 مول من O2 لكل مول من الكتلة الحيوية المنتجة. خذ الوزن المولي للكتلة الحيوية على أنه 24.6 جم مول-1.
- تنظيم بيانات معدل التدفق يدويا. استخدم وحدات مل / ساعة ومتوسط متحرك من 3 نقاط.
Representative Results
هنا معدل تدفق الأكسجين هو مقياس لمعدل التمثيل الضوئي للثقافة. معدلات أعلى من التمثيل الضوئي ، وبالتالي تثبيت الكربون ، تترجم إلى معدلات نمو أعلى. وهذا يعني أنه يمكن للمستخدم مقارنة معدلات تدفق الأكسجين بين العلاجات المختلفة وأيام التشغيل كوكيل للنمو. باختصار ، يعمل مستشعر الغاز عن طريق محاصرة وإطلاق فقاعات الغاز في خلية قياس مزدوجة الغرفة (الشكل 4B). تنتقل فقاعات الغاز من المدخل الموجود في قاعدة المستشعر عبر سائل التعبئة. تتراكم الفقاعات في غرفة واحدة من خلية القياس إلى حجم ~ 3.2 مل. بمجرد الوصول إلى هذه العتبة ، يتم إرسال نصائح خلية القياس. هذا يطلق الغاز ويعيد تعيين النظام. يتم تسجيل كل نصيحة بواسطة برنامج الحصول على البيانات.
في بيانات المثال ، تمت مقارنة معدل نمو ثلاثة علاجات ذات كثافة ضوء نهارية متفاوتة وتركيزات الكتلة الحيوية الأولية (IBCs). تم اختيار هذه العلاجات بشكل تعسفي لأغراض توضيحية. كانت (A) فوتونات 300 ميكرومول m-2 s-1 و 0.03 g AFDW L-1 ، (B) فوتونات 600 ميكرومول m-2 s-1 و 0.13 g AFDW L-1 ، و (C)فوتونات 600 μmol m-2 s-1 و 0.40 gAFDW L-1. تم قياس هذه الإشعاعات باستخدام مسبار كروي في وسط أنبوب PVC قبل وضع الزجاجات على المنصات. يؤثر عمق الثقافة وكثافتها على توهين الضوء. وبالتالي فإن شدة الضوء الفعلية التي تعاني منها الطحالب الدقيقة يمكن أن تختلف عن تلك المبلغ عنها. تم إجراء كل علاج في ثلاثة أضعاف - في غضون PBR واحد يحتوي على ثلاث زجاجات.
هنا ، تميزت تجربة ناجحة بأنماط نهارية مكررة بشكل وثيق لإنتاج الغاز (الشكل 7A - C). خلال الساعات المضاءة (النهار) ، زاد إنتاج الغاز بشكل مطرد ، وخلال الساعات غير المضاءة (الليل) ، توقف إنتاج الغاز (الشكل 7A - C). يتم إنتاج غازين بواسطة الطحالب الدقيقة والأكسجين من التمثيل الضوئي وثاني أكسيد الكربون من التنفس28. يقتصر التمثيل الضوئي على الساعات المضيئة ، في حين أن التنفس يحدث بشكل مستمر ولكنه يكون أكثر نشاطا في الليل28. يبني التمثيل الضوئي ، في حين أن التنفس يهدم الكتلة الحيوية28. في البداية ، يكون تكوين غاز مساحة الرأس مطابقا لتكوين الغلاف الجوي. مع كل قلب لخلية القياس ، يحل O2 محل غاز الغلاف الجوي. لذلك ، نسبت قراءات مستشعر الغاز إلى إنتاج O 2 حتى لو لم يكن الغاز الصادر نقيا O2. الحد الأدنى لضغط مدخل الغاز لمستشعر الغاز منخفض للغاية ، 8-9 مللي بار ، مما يجعل ضغط مساحة رأس الزجاجة أعلى قليلا فقط من الغلاف الجوي (1.01 بار عند مستوى سطح البحر). وبالتالي ، تبدأ قراءات مستشعر الغاز بعد فترة وجيزة من مغادرة فقاعات O2 للوسط.
لا يساهم CO2 المنبعث من التنفس في قراءات مستشعر الغاز لسببين. أولا ، في الوسط القلوي ، يتفاعل CO2 مع البيكربونات ، مما يقلل من درجة الحموضة (الشكل 8). ثانيا ، إذا هرب CO 2 ، فإن سائل تعبئة مستشعر الغاز ، Silox ، يذوب فقاعات CO 2 قبل أن تتمكن من الوصول إلى خلية القياس ، مما يؤدي إلى خروج CO2 من سطح السائل29. ويدعم ذلك عدم وجود قراءات أجهزة استشعار الغاز بين عشية وضحاها. تم تسجيل تلك التي حدثت بعد فترة وجيزة من إطفاء الأنوار ، مما يشير إلى أن القراءات تمثل إطلاق الأكسجين المتبقي أثناء النهار (الشكل 7).
في الإعداد التجريبي (باستخدام بيانات درجة الحرارة والضغط المحلية) ، تتطلب مساحة الرأس 80 مل عند الضغط المحيط 340 مل من O 2 المذاب لإنشاء ضغط جزئي O2 بنسبة 99٪. هنا ، تراوح الحجم الإجمالي للأكسجين المنتج على مدار 4 أيام من 316 (SEM ± 11) مل في العلاج A إلى 902 (SEM ± 51) مل في العلاج C (الجدول 1). لذلك ، بحلول نهاية التجربة ، كانت مساحة الرأس لجميع الزجاجات تحتوي في المقام الأول على O2. زيادة تركيز مساحة الرأس O 2 ، وبالتالي انخفاض تركيز N2 ، كان من شأنه أن يؤثر على الضغط الجزئي لهذه الغازات وتشبعها. مع مساحة رأس O2 بنسبة 99٪ ، تم حساب زيادة 5x في DO. بالنسبة لثقافات 1.1 L ، ترجم هذا إلى 23 مل إضافية من DO. على العكس من ذلك ، قدر أن التحول إلى مساحة رأس N 2 1٪ كان سيؤدي إلى إبراز 15 مل من N2. هذا يعني أنه تحت مساحة رأس الأكسجين النقي تقريبا ، تم تشريد المزيد من O2 المذاب أكثر من N2. وبالتالي ، نظرا لأن المزيد من O2 يبقى في الوسط ، فإن هذا التأثير كان سيؤدي إلى تقليل طفيف في كمية الأكسجين الضوئي المنتجة.
نشأ التحدي الرئيسي لهذه الطريقة عندما أصبحت الثقافات كثيفة. مع المزيد من الكتلة الحيوية ، وبالتالي المزيد من التنفس ، زاد الطلب على O2 . ولد استهلاك O2 الليلي مساحة رأس تحت الضغط. تسبب هذا في انتقال سائل تعبئة مستشعر الغاز عبر خط الغاز. عندما استؤنف إنتاج O2 ، كان لا بد من إعادة تعبئة السائل إلى أجهزة استشعار الغاز. تسبب هذا في تأخير في القراءة الأولى لمستشعر الغاز. ومع ذلك ، في الليلة الرابعة ، تسبب حجم هذا الضغط المنخفض في وصول سائل التعبئة والتنقيط إلى اثنين من النسخ المتماثلة الثلاثة للمعالجة B ، مما أدى إلى توليد بقعة زيت سطحية. نظرا لانخفاض مستوى سائل التعبئة ، فإن أجهزة استشعار الغاز تقصر الدائرة ، وتطلق O2 غير المقاسة مباشرة إلى الغلاف الجوي. وأدى ذلك إلى جعل جمع البيانات مسطحا (الشكل 7 باء).
يمكن أن يحدث الضغط المنخفض أيضا بسبب تقلص حجم مساحة الرأس الناجم عن درجة الحرارة. ومع ذلك ، كان التأثير هنا ضئيلا. قنوات المشتت الحراري وتدفق الهواء بددت الحرارة الزائدة بشكل كاف. من بين نظامي الضوء اللذين تمت تجربتهما ، أدى التغير الأقصى في درجة الحرارة إلى تقليل حجم مساحة الرأس بنسبة 1٪ أو أقل ، أي ما يعادل إزاحة سائلة تعبئة 800 ميكرولتر في مساحة رأس 80 مل. كان الحد الأقصى لتأرجح درجة الحرارة النهارية 1.4 درجة مئوية لأنظمة فوتونات 300 ميكرومول m-2 s-1 (الشكل 6) و 3.2 درجة مئوية لأنظمة 600 ميكرومولفوتونات m-2 s-1. وكان متوسط ارتفاع درجة الحرارة أثناء النهارلنظامي الفوتونات m-2 s-1 300 و 600 ميكرومول 0.7 و 1.8 درجة مئوية على التوالي. عادت درجات حرارة الثقافة إلى خط الأساس بين عشية وضحاها (الشكل 6).
يمكن أن تكشف بيانات معدل النمو عالية الدقة عن اتجاهات قد تمر دون أن يلاحظها أحد. النظر في العلاجات B و C. وعلى الرغم من اختلاف الحاويات الوسيطة للسوائب، فقد ولد كلاهما نفس الكمية من الكتلة الأحيائية الكلية (gAFDW)، مما تسبب في تحول مماثل في درجة الحموضة المتوسطة (الجدول 1). وبالنظر إلى نقاط البداية والبيانات النهائية فقط، قد يفترض الفرد عن حق عدم وجود فرق في متوسط معدل النمو بين العلاجين (الجدول 1). ومع ذلك ، كشفت بيانات معدل تدفق الأكسجين عبر الإنترنت أن كل علاج له معدلات نمو يومية متفاوتة. وقد انعكست هذه الاختلافات أيضا في قياسات الأس الهيدروجيني مرتين يوميا (الشكل 8). في اليوم الأول ، كان معدل نمو العلاج B أقل من معدل نمو العلاج C. وبحلول اليوم الثالث، انعكس هذا مع تجاوز معدل نمو العلاج B معدل نمو العلاج C (الشكل 7B,C). وتشير بيانات معدل تدفق الأكسجين إلى أن أعلى معدل نمو حدث في اليوم الثالث في العلاج باء (الشكل 7 ب).
تم استخدام الحجم الإجمالي للأكسجين الناتج عن كل زجاجة في العلاجات الثلاثة لتقدير تغير كل منها في الكتلة الحيوية الكلية (gAFDW). تم تحقيق ذلك باستخدام معادلة عامة لتخليق الكتلة الحيوية الضوئية: CO 2 + 0.2 NH3 + 0.6 H 2 O = CH 1.8 O 0.5 N0.2 +1.05 O 2. ومن المتوقع أن تؤدي الزيادة في الضغط الجزئي O2 والارتفاع اللاحق في تشبع DO إلى التقليل الطفيف من شأن نمو الكتلة الحيوية. وينطبق هذا على خمسة من سبعة أمثلة (الجدول 2). وفي المتوسط، كان نمو الكتلة الحيوية المقدر في حدود 10٪ من نمو الكتلة الحيوية المقاسة. اختلفت بعض التقديرات بمقدار 1-3 ملغ فقط عن النمو المقاس. وهناك مثالان بالغا في تقدير النمو، أي أنه تم إنتاج كمية من الأكسجين أكثر مما يمكن أن يمثله نمو الكتلة الحيوية. يجب أن ينعكس أي O 2 يستهلكه التنفس بين عشية وضحاها في التأخر في إنتاج O2 في اليوم التالي. هنا ، تم إنهاء التجارب في نهاية الليل. وبهذه الطريقة ، فإن هدم الكتلة الحيوية بين عشية وضحاها خلال ال 8 ساعات الأخيرة من كل تجربة لا يقاس بعد. قد يسبب هذا مبالغة في تقدير نمو الكتلة الحيوية ، خاصة في الثقافات الكثيفة. على هذا النحو ، يوصى بإنهاء التجارب في نهاية الساعات المضاءة.
الشكل 1: قاعدة حامل المفاعل . (أ) أبعاد المكونات الأساسية بالملليمتر. (ب) اتجاه الزوايا المعدنية التي تؤمن الدعامتين العموديتين. (ج) يربط أحد الأطوال الفولاذية القصيرة الأربعة النصف الخلفي من أنبوب PVC بحامل المفاعل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: المكونات الكهربائية. (أ) الرؤية الخلفية ل PBR تظهر الشعاع المتقاطع العلوي وتكوين المكونات الكهربائية. (ب) المنظر الأمامي ل PBR بعد تركيب الضوء. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: تفاصيل منصة الزجاجة . (أ) أبعاد الطبقة العلوية والسفلية بالملم. (ب) رؤوس الترباس المريحة في كلتا الطبقتين. (ج) تربط الأقواس الطبقة السفلية مباشرة بالنصف الخلفي من أنبوب PVC. (د) خمس قطع قصيرة من الأنابيب الصلبة المثبتة على مسامير ضيقة تبقي الطبقات العلوية والسفلية متباعدة. (ه) عند اكتمال منصة الزجاجة ، يجب أن يكون السطح متدفقا. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: خط الغاز ومنفذ أخذ العينات الاختياري . (أ) تربط خطوط الغاز كل مساحة رأس زجاجة بأجهزة استشعار الغاز الخارجية. إذا كان منفذ أخذ العينات مطلوبا ، فيجب أن تتضمن خطوط الغاز صماما أحادي الاتجاه مباشرة أسفل مجرى الإبرة. (ب) جهاز استشعار الغاز الحجمي. يجب أن يلمس مستوى التعبئة السائل برغي التتبع. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: منحنى قياسي يربط إعدادات برنامج التحكم LED بكثافة الضوء الداخلي. تمثل كل من الدوائر البيضاء والمثلثات الرمادية PBR فرديا. لكل إعداد إضاءة ، تم تعيين جميع التركيبات الأربعة على قيمة مماثلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6: تغير درجة حرارة الثقافة لأنظمة الضوء m-2 s-1 الفوتونات 300 ميكرومول. خلال البرنامج النهاري 24 ساعة ، 16: 8 ساعة ، زادت مصابيح LED من درجة حرارة الثقافة أثناء النهار. يشير السهم الأزرق إلى الفرق بين درجة الحرارة الدنيا والقصوى. تسبب خطأ في برنامج الضوء في انخفاض درجة الحرارة قبل الغسق. تم تصحيح هذا قبل بدء التجربة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 7: إنتاج الأكسجين لثلاث حالات تجريبية فريدة. تلقى كل مفاعل مزيجا مختلفا من شدة الضوء وتركيز الكتلة الحيوية الأولي (IBC) ؛ (أ) 300 ميكرومول فوتونات m-2 s-1 و IBC 0.03 g AFDW L-1 ، (B) 600 ميكرومول فوتونات m-2 s-1 و IBC 0.13 g AFDW L-1 ، (C) 600 ميكرومولفوتونات m-2 s-1 و IBC 0.40 gAFDW L-1. تعرض الرسوم البيانية العليا إنتاج الأكسجين التراكمي (مل) ومعدل تدفق الغاز (مل / ساعة). الخطوط السوداء الصلبة والخطوط الزرقاء المتقطعة والخطوط الحمراء المنقطة هي نسخ متماثلة. كان وقت التشغيل لكل تجربة 104 ساعات ، والتي تضمنت أربع دورات كاملة 16: 8 ساعة ليلا ونهارا. يمثل التظليل البرتقالي الداكن ساعات الليل وساعات النهار البرتقالية الفاتحة. لاحظ أنه في العلاج B ، يستقر إنتاج الأكسجين في اليوم 4 لاثنين من النسخ المتماثلة الثلاثة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 8: استجابة الأس الهيدروجيني. تلقى كل مفاعل مزيجا مختلفا من شدة الضوء و IBC. (الماس الأخضر) 300 ميكرومول فوتونات m-2 s-1 و IBC 0.03 g AFDW L-1 ، (مثلثات حمراء) 600 ميكرومول فوتونات m 2 s-1 و IBC 0.13 g AFDW L-1 ، (دوائر أرجوانية) 600 ميكرومولفوتونات m-2 s-1 و IBC 0.40 gAFDW L-1 . يمثل التظليل البرتقالي الداكن ساعات الليل وساعات النهار البرتقالية الفاتحة. تمثل أشرطة الخطأ الخطأ القياسي للمتوسط. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| العلاج | شدة الضوء (فوتونات ميكرومول m-2 s-1) | IBC (gAFDW L-1) | Δ الكتلة الحيوية الكلية (gAFDW) | Δ درجة الحموضة | إجمالي الأكسجين المنتج (مل) |
| A | 300 | 0.031 | 0.289 (± 0.01) | 0.15 (± 0.01) | 316.2 (±11.4) |
| B | 600 | 0.130 | 0.674 (± 0.02) | 0.52 (± 0.27) | 834.6* |
| C | 600 | 0.400 | 0.675 (± 0.02) | 0.55 (± 0.03) | 902.2 (±50.5) |
| * واحد فقط من النسخ المتماثلة الثلاثة كان ناجحا | |||||
الجدول 1: تحول مقياس النمو من الساعة 0 إلى الساعة 104. تمثل الأقواس الخطأ المعياري للمتوسط.
| العلاج | شدة الضوء (فوتونات ميكرومول m-2 s-1) | IBC (gAFDW L-1) | قياس نمو الكتلة الحيوية (gAFDW) | توقع نمو الكتلة الحيوية (gAFDW) | التقليل من شأن (٪) |
| A | 300 | 0.031 | 0.289 | 0.288 | 0.5 |
| A | 300 | 0.031 | 0.311 | 0.270 | 13.1 |
| A | 300 | 0.031 | 0.268 | 0.247 | 7.9 |
| B | 600 | 0.13 | 0.708 | 0.705 | 0.4 |
| C | 600 | 0.4 | 0.718 | 0.796 | -10.9 |
| C | 600 | 0.4 | 0.640 | 0.830 | -29.7 |
| C | 600 | 0.4 | 0.668 | 0.659 | 1.3 |
الجدول 2: تقديرات النمو استنادا إلى إجمالي الأكسجين المقاس. تم الانتهاء من نسخة متماثلة واحدة فقط منفوتونات 300 ميكرومول m-2 s-1 و IBC = 0.13 gAFDW L-1.
الشكل التكميلي 1: لقطة شاشة من برنامج التحكم LED. يمكن التحكم في كل من تركيبات الإضاءة الأربعة بشكل مستقل عن طريق تحريك أزرار باهتة أو إدخال قيمة رقمية في مربع النص. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 2: لقطة شاشة لنافذة تكوين برنامج الحصول على البيانات. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي 3: لقطة شاشة لنافذة تسجيل برنامج الحصول على البيانات. تشير المستطيلات الخضراء الزاهية إلى مستشعرات الغاز عبر الإنترنت. يتم عرض البيانات في الوقت الحقيقي. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الملف.
الجدول التكميلي 1: مثال على نظام الضوء 24 ساعة. بالنسبة لبرنامج نهاري 16: 8 ساعة ، هناك 48 مجموعة من 30 دقيقة لكل منها. تشير العلامات النجمية إلى أوقات أخذ العينات المقترحة. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.
الجدول التكميلي 2: تكوين متوسط عالي القلوية عالي الأس الهيدروجيني. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.
الجدول التكميلي 3: حل العناصر النزرة. أضف إلى تركيز نهائي قدره 1 مل / لتر إلى الوسط الأساسي. يرجى النقر هنا لتنزيل هذا الجدول.
Discussion
ضمن هذا البروتوكول ، يزيد التركيز على الخطوات التالية من احتمال إنشاء بيانات قابلة للتكرار وعالية الجودة. عند بناء حامل المفاعل (الخطوة 1) ، يجب أن تكون القاعدة قوية مع دعامات رأسية متحالفة جيدا. يتميز الفولاذ المشقوق بحواف حادة ، لذا فإن إضافة أغطية السلامة أمر ضروري. يجب أن تكون أسطح منصة الزجاجة مسطحة تماما ، ويجب أن يجلس كل من التحريك المغناطيسي ورؤوس الترباس تحت سطح الطبقة العليا (الخطوات 3.2-3.6). وفقا لتعليمات الشركة المصنعة ، يجب ملء سائل تعبئة مستشعر الغاز إلى "برغي التتبع لمستوى السائل" لإجراء قياسات دقيقة للأكسجين. يجب فحص مستوى السائل هذا بانتظام لأن تبخر سائل التعبئة يمكن أن يؤدي إلى قصر خلية القياس. يجب أن تكون جميع خطوط الغاز الثلاثة المصنوعة في الخطوة 5.2 بنفس الطول ؛ هذا enures التي تتكرر لها أحجام مساحة رأس متطابقة. قبل البدء في التجربة ، ينصح باختبار نظام الضوء المبرمج عن طريق تسجيل شدة الضوء على مدار 24 ساعة (الخطوة 6.11). إذا كانت الزيادات في درجة حرارة السائل مثيرة للقلق ، فيجب أن يتضمن هذا الاختبار أيضا زجاجة مغلقة مع مسبار درجة حرارة داخلي (الخطوة 6.11). عند التسجيل ، لا تخرج من نافذة برنامج الحصول على البيانات ؛ سيؤدي ذلك إلى إنهاء تسجيل الدخول. في حالة أخذ عينات من المستزرعة، احرص على عدم إطلاق غاز مساحة الرأس عن طريق فتح الصمامات بتسلسل خاطئ (الخطوات 8.2-8.8). عند مراجعة البيانات التجريبية ، يرجى العلم بأن برنامج الحصول على البيانات يولد تلقائيا متوسطا متحركا لمعدل التدفق. هذا يضخم قيمة واحد أو اثنين من قراءات معدل التدفق التي تم إنشاؤها بين عشية وضحاها. يقوم بتنظيم سجلات مستشعر الغاز يدويا لتصحيح ذلك.
الانتكاسة الأكثر شيوعا مع هذه الطريقة هي إمكانية قصر دائرة استشعار الغاز إذا انخفض مستوى تعبئة السائل. هناك طريقتان يمكن أن يحدث هذا. أولا ، يمكن أن يقلل التبخر ببطء من مستوى السائل. ومع ذلك ، من غير المرجح أن يكون هذا على مدى تجربة قصيرة الأجل (<7 أيام)29. ثانيا ، يمكن لمعدلات التنفس العالية سحب الأكسجين إلى المحلول وتوليد مساحة رأس تحت الضغط. عندما تكون الطاقة الضوئية غير متوفرة ، تستخدم الطحالب الدقيقة التنفس الهوائي لتوفير الطاقة اللازمة لصيانة الخلايا وإصلاحها28. وبالتالي ، في الثقافات الكثيفة خلال الساعات غير المضاءة ، يمكن أن يكون استهلاك الأكسجين ، والضغط المنخفض الناتج عنه ، كبيرا. هذا يمتص تعبئة السائل من أجهزة استشعار الغاز إلى خط الغاز. تتناسب المسافة التي يقطعها سائل التعبئة مع مقدار التنفس الليلي. إذا دخل سائل التعبئة إلى الزجاجات ، فإن هذا يولد بقعة زيت على سطح السائل.
إذا كان من المتوقع ارتفاع معدلات التنفس ليلا ، فيمكن إجراء تعديلات على البروتوكول. أبسط طريقة لتجنب الضغط المنخفض هي ترك مساحات رأس الزجاجة مفتوحة بين عشية وضحاها. هذا له أيضا ميزة تخفيف مستويات DO عن طريق تقليل ضغط مساحة الرأس الجزئي ل O2. يعتقد أن تركيزات DO العالية ضارة بالنمو لأن O2 يمكن أن يعيق نشاط روبيسكو وقد يؤدي إلى الإجهاد التأكسدي30,31. ليس من غير المألوف أن تصل حالات تعليق الاستزراع إلى 4 أضعاف التشبع حتى عند ملامسة الغلاف الجوي25,32. لفتح مساحة الرأس، افصل خط الغاز عن الإبرة التي تمتد عبر السدادة المطاطية. يمكن أن تكون ساعات الليل بمثابة نافذة لتعبئة سائل تعبئة أجهزة استشعار الغاز أو التعامل مع التجارب المستمرة مع تأثير ضئيل على جمع البيانات. على سبيل المثال ، يمكن للمرء تغيير كثافة الثقافة ، أو تحديث العناصر الغذائية ، أو إضافة تعديل ، أو إدخال مسببات الأمراض. يجب إعادة إغلاق الزجاجات ، وإعادة توصيل خط مستشعر الغاز قبل إعادة تشغيل الأضواء. ستختلف قياسات الأكسجين التي تم جمعها من التجارب مع مساحات الرأس الليلية المغلقة مقابل المفتوحة.
عندما تظل الزجاجات مغلقة ، يقلل استهلاك الأكسجين الليلي من عدد مولات O2 في مساحة الرأس. هذا يتسبب في زحف سائل التعبئة إلى خط مستشعر الغاز للحفاظ على ضغط مساحة الرأس. عند تشغيل الأضواء ، يستأنف إنتاج الأكسجين. يجب دفع سائل التعبئة مرة أخرى إلى مستشعر الغاز قبل بدء قراءات معدل التدفق. وبالتالي فإن هذا التأخر يتناسب مع درجة التنفس الليلي. وبهذه الطريقة ، عندما تظل مساحة الرأس مغلقة ، تمثل قراءات O 2 صافي إنتاج O2 (إنتاج التمثيل الضوئي - استهلاك الجهاز التنفسي). على العكس من ذلك ، عندما يكون مساحة الرأس مفتوحة في الليل ، يحل غاز الغلاف الجوي محل مساحة الرأس O2 المستهلكة ، ولا يدخل أي سائل تعبئة إلى خط الغاز. والنتيجة هي أن استهلاك الجهاز التنفسي O 2 لا يتم حسابه في بيانات إنتاج O2. هذا قد يقلل من دقة تقديرات نمو الكتلة الحيوية AFDW. ومع ذلك ، لا ينبغي أن يؤثر على فائدة استخدام إنتاج O2 أثناء النهار كمقياس لمقارنة النمو بين العلاجات.
وتعاني جميع تقارير الأداء البرنامجي المختبرية من نفس القيد؛ لا يمكن للأضواء الاصطناعية تكرار الطيف الشمسي. تستخدم الطحالب الدقيقة أطوال موجية للضوء تتراوح بين 400-700 نانومتر لعملية التمثيل الضوئي. يشار إلى هذه المنطقة باسم الإشعاع النشط ضوئيا (PAR)33. يختلف ضوء الشمس والضوء الاصطناعي في مساهمتهما النسبية للأطوال الموجية داخل هذا النطاق. هذا ، إلى جانب درجات الحرارة المواتية وإمدادات الضوء المستمرة ، يعني أن بيانات النمو المختبري غالبا ما لا يمكن استقرائها بشكل موثوق للظروف الخارجية. ومع ذلك، يمكن أن تعالج تقارير الأداء الخاصة هذه أحد القيود المفروضة على إمدادات ضوء PBR المختبرية. شدة ضوء الشمس متغيرة للغاية على مدار اليوم ، حيث يولد الغطاء السحابي تقلبات عابرة في PAR. يمكن لبرنامج التحكم في الإضاءة ووحدة التحكم في الإضاءة DMX توفير شدة الضوء من 0 إلى 2400 ميكرومولفوتونات m-2 s-1 وما بعدها. يمكن تقسيم الأنظمة الخفيفة إلى زيادات فردية قصيرة تصل إلى 1 ثانية. تسمح شدة الضوء القابلة للضبط للمستخدم بمحاكاة أنماط الإضاءة الخارجية بشكل أوثق من إعدادات PBR القياسية. هنا ، تتلاشى فترات الفجر والغسق المحاكية لمدة 30 دقيقة دورات النهار والليل معا (الجدول التكميلي 1).
على الرغم من أن كثافة AFDW أصبحت المقياس القياسي للنمو ، إلا أن هذه الطريقة يمكن أن تتطلب كميات كبيرة من الثقافة ، وفترة معالجة تتراوح بين 2 و 3 أيام ، وتولد نقطة بيانات واحدة في كل مرة. علاوة على ذلك ، إذا أصبحت الظروف غير مواتية وماتت الخلايا ، فإن كثافة AFDW لا تميز بين خلايا التمثيل الضوئي النشطة وتلك التي تتحلل. يعمل تحديد معدل إنتاج الأكسجين الضوئي كوكيل نمو بديل. يمكن لتصميم PBR هذا تسجيل إنتاج الأكسجين بشكل مستمر مع القليل من تدخل المستخدم مع الحفاظ على حجم الثقافة. يمكن تحسين دقة البيانات عن طريق اختيار مستشعر غاز بحجم خلية قياس أقل ، على سبيل المثال ، 1 مل. علاوة على ذلك ، إذا كانت الثقافات مختلطة جيدا ، فقد يقرر المستخدمون تثبيت مقياس الطيف الضوئي لقراءات الكثافة البصرية المستمرة. إذا كان التحكم في درجة حرارة الوسط مطلوبا ، فيمكن إضافة مبرد إعادة التدوير. وتعد تقارير الأداء هذه إضافة قيمة إلى مختبر يتطلع إلى توسيع قدراته البحثية في مجال الطحالب الدقيقة دون استثمار مالي كبير. وهي مناسبة بشكل خاص لأولئك الذين يعملون مع القلوية العالية ، وارتفاع درجة الحموضة الأنواع مثل سبيرولينا. توفر تقارير الأداء البرنامجي هذه مرونة خفيفة في النظام وهي صالحة لمقارنات النمو المختبري السريعة والمكررة.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
تم دعم هذه الدراسة من قبل مجلس أبحاث العلوم الطبيعية والهندسة (NSERC) ، والمؤسسة الكندية للابتكار (CFI) ، وصندوق كندا الأول للتميز البحثي (CFREF) ، وألبرتا إنوفيتيس ، ومؤسسة السير جون موناش العامة ، وحكومة ألبرتا ، وجامعة كالجاري. نتقدم بالشكر إلى مارك تونين على العمل الكهربائي وويليام ريتشاردسون على حسابات الذوبان.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
| Bungee cords, small Quantity: 5 |
- | - | To secure bottles |
| Computer - desktop/laptop Quantity: 1 |
- | - | - |
| Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
| Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
| DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
| DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
| Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
| Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
| Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
| Hardware - end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
| Hardware - eye hooks Quantity: 6 |
- | - | To secure bottles |
| Hardware - metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
- | - | Larger brackets to construct metal stand |
| Hardware - metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
- | - | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
| Hardware - metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
| Hardware - piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
- | - | Connects two halves of PVC pipe |
| Hardware - rivets Quantity: 40 |
- | - | To attach piano hinge to PVC tubing |
| Hardware - set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
- | - | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
| Hardware - set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
- | - | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
| LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
| LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
| Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
| Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
| Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
| Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
- | - | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
| Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
- | - | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
| Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
| Rubber stoppers - GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
| Screw caps - with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
| Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
| Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
| Software - Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
| Software - Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
| Software - Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
| Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
| Switch box Quantity: 1 |
- | - | Turns power on/off to reactor |
| Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
- | - | Optional if you wish to extract culture |
| Tube adaptor fittings, plastic - Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
| Tube adaptor fittings, plastic - variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
| Tube adaptor fittings, plastic - variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
| Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
| Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
| Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
| Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
| Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |
References
- Benemann, J. R. Opportunities and challenges in algae biofuels production. A position paper in line with Algae World. , (2008).
- Laurens, L. M. L. State of technology review - algae bioenergy. An IEA bioenergy inter-task strategic project. IEA Bioenergy. , (2017).
- Robertson, D. E., et al. A new dawn for industrial photosynthesis. Photosynthesis Research. 107, 269-277 (2011).
- Troschl, C., Meixner, K., Drosg, B. Cyanobacterial PHA production-review of recent advances and a summary of three years' working experience running a pilot plant. Bioengineering. 4 (2), (2017).
- Rizwan, M., Mujtaba, G., Memon, S. A., Lee, K., Rashid, N. Exploring the potential of microalgae for new biotechnology applications and beyond: a review. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 92, 394-404 (2018).
- Niesa, F., et al. Characterization of Phormidium lacuna strains from the North Sea and the Mediterranean Sea for biotechnological applications. Process Biochemistry. 59, 194-206 (2017).
- Laurens, L. M. L., Chen-Glasser, M., McMillan, J. D. A perspective on renewable bioenergy from photosynthetic algae as feedstock for biofuels and bioproducts. Algal Research. 24, 261-264 (2017).
- Barreiro-Vescovo, S., Barbera, E., Bertucco, A., Sforza, E. Integration of microalgae cultivation in a biogas production process from organic municipal solid waste: From laboratory to pilot scale. ChemEngineering. 4 (2), 26 (2020).
- Zurano, A. S., et al. Year-long assessment of a pilot-scale thin-layer reactor for microalgae wastewater treatment. Variation in the microalgae-bacteria consortium and the impact of environmental conditions. Algal Research. 50, (2020).
- Deprá, M. C., Severo, I. A., Dias, R. R., Zepka, L. Q., Jacob-Lopes, E. Photobioreactor design for microalgae culture. Microalgae. , Elsevier. 35-61 (2021).
- Osburn, F. S., Wagner, N. D., Scott, J. T. Biological stoichiometry and growth dynamics of a diazotrophic cyanobacteria in nitrogen sufficient and deficient conditions. Harmful Algae. 103, (2021).
- Eustance, E., Badvipour, S., Wray, J. T., Sommerfeld, M. R. Biomass productivity of two Scenedesmus strains cultivated semi-continuously in outdoor raceway ponds and flat-panel photobioreactors. Journal of Applied Phycology. 28 (3), 1471-1483 (2016).
- Qiang, H., Richmond, A., Zarmi, Y. Combined effects of light intensity, light-path and culture density on output rate of spirulina platensis (cyanobacteria). European Journal of Phycology. 33 (2), 165-171 (1998).
- Ooms, M. D., Dinh, C. T., Sargent, E. H., Sinton, D. Photon management for augmented photosynthesis. Nature Communications. 7, 1-13 (2016).
- Moheimani, N. R., Borowitzka, M. A., Isdepsky, A., Sing, S. F. Standard methods for measuring growth of algae and their composition. Algae for biofuels and energy. , Springer. Dordrecht. 265-284 (2013).
- Griffiths, M. J., Garcin, C., van Hille, R. P., Harrison, S. T. L. Interference by pigment in the estimation of microalgal biomass concentration by optical density. Journal of Microbiological Methods. 85 (2), 119-123 (2011).
- Schumann, R., Häubner, N., Klausch, S., Karsten, U. Chlorophyll extraction methods for the quantification of green microalgae colonizing building facades. International Biodeterioration and Biodegradation. 55 (3), 213-222 (2005).
- Pinckney, J. L., Richardson, T. L., Millie, D. F., Paerl, H. W. Application of photopigment biomarkers for quantifying microalgal community composition and in situ growth rates. Organic Geochemistry. 32 (4), 585-595 (2001).
- Van Wychen, S., Laurens, L. M. L. Determination of total solids and ash in algal biomass: laboratory analytical procedure (LAP). National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2015).
- Davis, R., Laurens, L. Algal biomass production via open pond algae farm cultivation: 2019 state of technology and future research. National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2020).
- Borovkov, A. B., Gudvilovich, I. N., Avsiyan, A. L. Scale-up of Dunaliella salina cultivation: from strain selection to open ponds. Journal of Applied Phycology. 32 (3), 1545-1558 (2020).
- Davies, F. K., et al. Microbiota associated with the large-scale outdoor cultivation of the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Algal Research. 58, (2021).
- Ataeian, M., et al. Direct capture and conversion of CO2 from air by growing a cyanobacterial consortium at pH up to 11.2. Biotechnology and Bioengineering. 116 (7), 1604-1611 (2019).
- Fu, F., et al. Sustained photosynthesis and oxygen generation of microalgae-embedded silk fibroin hydrogels. ACS Biomaterials Science & Engineering. , (2021).
- Rearte, T. A., et al. Photosynthetic performance of Chlorella vulgaris R117 mass culture is moderated by diurnal oxygen gradients in an outdoor thin layer cascade. Algal Research. 54, (2021).
- Poughon, L., et al. Limnospira indica PCC8005 growth in photobioreactor: model and simulation of the ISS and ground experiments. Life Sciences in Space Research. 25, 53-65 (2020).
- Yen, U. C., Huang, T. C., Yen, T. C. Observation of the circadian photosynthetic rhythm in cyanobacteria with a dissolved-oxygen meter. Plant Science. 166 (4), 949-952 (2004).
- Vermaas, W. F.
- Ritter, MilliGascounter Type MGC-1 Operation Instructions V 3.4. , (2017).
- Sousa, C., De Winter, L., Janssen, M., Vermuë, M. H., Wijffels, R. H. Growth of the microalgae Neochloris oleoabundans at high partial oxygen pressures and sub-saturating light intensity. Bioresource Technology. 104, 565-570 (2012).
- Latifi, A., Ruiz, M., Zhang, C. C.
- Morillas-España, A., Lafarga, T., Gómez-Serrano, C., Acién-Fernández, F. G., González-López, C. V. Year-long production of Scenedesmus almeriensis in pilot-scale raceway and thin-layer cascade photobioreactors. Algal Research. 51, (2020).
- Melis, A. Solar energy conversion efficiencies in photosynthesis: minimizing the chlorophyll antennae to maximize efficiency. Plant Science. 177 (4), 272-280 (2009).
