Summary
Denne publikasjonen beskriver utformingen av laboratoriefotobioreaktorer (PBR) med tilpassbare lysregimer. Veksten av cyanobakterier eller mikroalger, ved bruk av bikarbonat som karbonkilde, overvåkes kontinuerlig ved å måle volumetrisk oksygenproduksjon. Disse PBR-ene muliggjør raske, replikerte laboratorievekstsammenligninger med liten brukerintervensjon under eksperimenter.
Abstract
Laboratorieundersøkelsen av mikroalger kan være eksperimentelt utfordrende. I tillegg til dyrkingskravene til ikke-fotosyntetiske mikroorganismer, krever fototrofer også belysning. Rutinemessig søker forskere å gi tilpassede lysforsyninger, dvs. variere lysintensiteten og tiden den leveres over. Slik fleksibilitet er vanskelig med standard stasjonære lys. Vanligvis krever dyrkingsstudier også vekstsammenligninger mellom eksperimentelle behandlinger. Ofte vurderes veksten over en lengre varighet, for eksempel flere ganger om dagen i løpet av en ukes prøveperiode. Manuelle målinger kan være tidkrevende og mangle dataoppløsning. Derfor er fotobioreaktorer (PBR) med automatisk vekstovervåking og tilpassbar lysforsyning nyttig for replikerte eksperimenter med flere behandlinger. Det nåværende arbeidet presenterer design, konstruksjon og drift av laboratorie PBRs. Materialene er lett hentet og relativt billig. Designet kan dupliseres med moderat ferdighet. Hver struktur har et fotavtrykk på ~ 40 cm2 og er vert for tre 1 L glassflasker for tre eksemplarisk replikering. Flasker hviler på plattformer som inneholder magnetiske omrørere og er arrangert vertikalt i et 1 m høyt og 15 cm diameter polyvinylklorid (PVC) rør. Rørinteriøret er foret med lysemitterende dioder (LED). Disse lysdiodene produserer kontinuerlige lysintensiteter fra 0-2400 μmol fotoner m-2 s-1 av fotosyntetisk aktiv stråling (PAR). Brukere utformer et tilpasset belysningsprogram. Lysintensiteten kan justeres hvert sekund eller holdes konstant i lengre varighet. Oksygen produsert fra fotosyntese går ut av hver flaske via en enveis volumetrisk gassensor. Programvare brukes til å registrere gassensordata. Mengden oksygen som produseres kan korreleres med biomassevekst. Hvis biomasseprøver er nødvendig, kan en sprøyte brukes til å trekke ut kultur. Metoden er egnet for mikroalger dyrket med bikarbonat som karbonkilde. Disse PBR-ene er verdifulle for et laboratorium som krever replikerte eksperimenter, lett regimefleksibilitet og kontinuerlige vekstdata med høy oppløsning.
Introduction
Mikroalger og cyanobakterier, kollektivt kalt mikroalger for enkelhet, er forkjempet for sitt potensial i bærekraftig bioteknologi. De er attraktive kandidater på grunn av deres raske vekst, evne til å bli dyrket på ikke-dyrkbar jord, og for deres bruk av sollys for å drive konvertering av karbondioksid til biomasse 1,2,3. Mikroalgalbiomasse kan omdannes til produkter som bioenergi i form av olje eller gass, matfargestoffer og kosttilskudd, og materialer som biopolymerer 1,4,5,6,7. I tillegg kan de brukes til å behandle avløpsvann eller avhjelpe vannforekomster ved å konsumere overflødig næringsstoffer 8,9. Gitt dette er mikroalgalforskning utbredt og etablert. Feltet vokser etter hvert som samfunnet revurderer karbonintensiteten og miljømessig bærekraft i dagens produksjons- og energiproduksjonsmetoder.
Tre grunnleggende krav til laboratoriebaserte mikroalgestudier er et kulturfartøy, lyskilde og metode for å kvantifisere vekst. Begrepet fotobioreaktor (PBR) beskriver et oppsett der kulturfartøy er opplyst10. Vanligvis tar studier av mikroalger sikte på å sammenligne vekst mellom to eller flere behandlinger, for eksempel forskjellige vekstmedier, lysregimer eller art 11,12,13. For statistisk relevans bør hver tilstand, f.eks. behandling og kontroll, replikeres. Hvis kontroll og behandling kjøres samtidig, betyr dette at mange PBR må overvåkes og samples i løpet av et eksperiment. Utfordringen med å drifte flere PBR-er er todelt. For det første er det viktig å levere en jevn lysintensitet til hver PBR for reproduserbarhet, men det kan være vanskelig. Mengden lyshendelse på fartøyets overflate påvirkes av avstanden fra lyskilden, skyggelegging fra tilstøtende fartøy og bakgrunnslysfluktuasjoner14. For det andre må en metode for nøyaktig kvantifisering av vekst velges.
Vekst måles vanligvis ved celletall, optisk tetthet (OD), klorofyll A-innhold, tørrvekt (DW) tetthet og askefri tørrvekt (AFDW) tetthet15. Celletall, klorofyll A-innhold og gravimetriske metoder er manuelle prosesser som produserer diskrete datapunkter. OD kan måles kontinuerlig og ikke-invasivt med et spektrofotometer, forutsatt at det er godt kalibrert mot en annen metode som AFDW tetthet15. OD-målinger og klorofyll A-innhold kan imidlertid være upålitelige ettersom resultatene varierer under forskjellige kulturforhold, for eksempel mellom arter og gjennom vekstsyklusen15,16. For klorofyll A kan ekstraksjonsmetoden også påvirkepigmentutbyttet 17. Klorofyll Et innhold er spesielt nyttig for å spore veksten av mikroalger i mikrobielle samfunn som også inneholder ikke-fotosyntetiske organismer17,18. Når du velger en metode for å bestemme veksten, er det viktig å vurdere suspensjonens morfologi. Når organismer klumper seg og ikke er godt blandet, er OD og celletall ikke mulig15. En enkelt metode er ikke egnet for alle eksperimentelle applikasjoner - forskere må bestemme hvilke metoder som er praktiske og relevante for deres eksperimentelle mål.
AFDW er en pålitelig metode som muliggjør vekstsammenligninger mellom ulike kulturforhold, spesielt mellom arter og kulturmedier 15,19,20. For å beregne AFDW blir en prøve av mikroalgalkultur først konsentrert, enten ved filtrering eller sentrifugering, og tørket. På dette stadiet kan DW bestemmes. Vanligvis inneholder DW-prøven minst 8-10% askeorganisk materiale som salter og partikler15. DW sporer veksttrender, men kan bli skjev hvis bidraget fra uorganiske varierer. For å bestemme AFDW-tetthet forbrennes tørr biomasse ved høy temperatur; dette fordamper den organiske eller nyttige delen mens du etterlater aske (uorganiske) bak19. For å beregne AFDW trekkes vekten av askefraksjonen fra DW-brøken. Vanligvis, i mikroalgal suspensjoner, varierer AFDW fra 0,1-3 g / L 12,21,22. Små mengder fortynnede suspensjoner gir lite tørr biomasse, <10 mg. Etter forbrenning kan aske bare veie 1 mg. Derfor, avhengig av kulturtettheten, krever denne metoden volumer mellom 5-100 ml og analytiske skalaer nøyaktig til 0,1 mg 12,15,19,22. Laboratorie PBR er vanligvis små, maksimalt et par liter, og derfor tømmer hver væskeprøve kulturvolumet. Videre er AFDW-metoden manuell og tar 2-3 dager. For replikerte og repeterende eksperimenter er en automatisert og kontinuerlig prosess å foretrekke.
For mikroalger som bruker bikarbonat som karbonkilde, kan ytterligere to vekstmålinger måles kontinuerlig. Fotosyntese forbruker bikarbonat og produserer oksygen. Bikarbonatforbruket driver opp middels pH23. En nedsenket pH-sonde kan måle denne endringen. Fotosyntetisk oksygenproduksjon øker mediets konsentrasjon av oppløst oksygen (DO) til mediet er mettet. Utover metning eksisterer oksygen som bobler. Oksygenproduksjon måles ved hjelp av mange forskjellige teknikker: sonder måler DO-konsentrasjon, manometriske enheter vurderer headspace-trykk, gasskromatografi måler headspace-sammensetning, og volumetriske sensorer registrerer gassutstrømning 24,25,26,27. Når oksygen brukes som vekstproxy, må kulturbeholdere være helt forseglet eller bare tillate gassutstrømning. For pH- og oksygenmålinger må karbon tilføres i form av bikarbonat, ikke ved CO2-sparging. CO2-sparging reduserer medium pH23 og kan som gass forstyrre oksygenmålinger. En fordel med pH og oksygen fremfor optisk tetthet er at metoden ikke kompromitteres hvis mikroalger danner klumper. Selv om det er indirekte, er både pH og oksygen effektivt for å sammenligne vekst mellom behandlinger.
PBR-er som brukes i dag, varierer i kompleksitet. Laboratorier kan bruke enkle stasjonære flasker, tilpassede prototyper eller kommersielt tilgjengelige produkter. For forskningsgrupper som ønsker å oppgradere fra flasker, kan kostnaden for kommersielle PBR eller teknisk ferdighet og delfabrikasjon som kreves for å bygge mange prototyper, være en barriere. Dette manuskriptet tar sikte på å beskrive trinnvis design, konstruksjon og drift av laboratorie PBRs som bygger bro over dette gapet. Disse PBR-ene har et tilpassbart lysregime og overvåker veksten kontinuerlig ved å registrere volumetrisk oksygenproduksjon. Denne designen huser tre kulturfartøy for tredobbelt replikering og kan bygges med moderat dyktighet og lett tilgjengelige materialer. Denne PBR er et verdifullt tillegg til et laboratorium som ønsker å utvide sin kapasitet for mikroalgalforskning uten å investere i svært tekniske eller dyre produkter. Når forskeren velger å anskaffe eller bygge pbr, må han vurdere om et design er egnet til å utvikle kulturforhold, økonomi og problemstillinger.
Protocol
1. Konstruksjon av PBR-stativet
- Med en håndholdt baufil, kutt fem 380 mm lengder og to 200 mm lengder av vinklet slisset stål. Fest sammen med bolter og store hjørnebøyler for å lage stativbunnen (figur 1A). Lim på sikkerhetsendehetter.
- Koble to uklippede (1220 mm) vertikale lengder av vinklet slisset stål til basen. Fest med bolter og hjørnekiler av metall (figur 1B). Lim på sikkerhetsendehetter.
- Skjær fire 65 mm flate lengder av slisset stål. Bolt disse i 90° vinkler på de vertikale støttene – fest to til hver støtte, en 130 mm opp fra basen (figur 1C) og en 60 mm ned fra toppen.
- Fest vertikale støtter over toppen med en horisontal 140 mm lengde av flatt slisset stål (tverrbjelke) boltet på baksiden av rammen (figur 2A).
2. Konstruksjon av lyskammeret
- Skjær et hvitt 153 mm diameter polyvinylklorid (PVC) rør til en lengde på 1070 mm. Skjær røret i to på langs med en båndsag. Slip alle kanter.
- Jevnt plass og senter fire aluminium kjøleribbekanaler vertikalt sammen med det indre av røret. Ikke fest kanaler innen 20 mm fra rørets skjærekant. Med små bolter fester du kanalene på plass øverst og nederst (figur 2B).
- Fest halvparten av røret til stativet ved hjelp av de horisontale støttene som er utformet i trinn 1.3.
- Legg reaktoren ned og gjenforen rørhalvdelene ved å teipe dem sammen. Midtstill pianohengslet langs en cutline. Spor hengselhullene og bor røret deretter. Bruk en naglepistol og mellomlange nagler for å feste hengslet til røret.
- Bruk en liten strikkledning (se materialtabell) for å holde røret lukket (figur 1C).
- Rådfør deg med en elektriker for å koble til LED-lysene og installere følgende fire komponenter: LED-driver, digital multiplex (DMX) dekoder, DMX lyskontroller og bryterboks (se Materialtabell). Fest alle komponentene på baksiden av PBR i henhold til figur 2A.
3. Bygging av flaskeplattformene
- Klipp plattformformer (figur 3A) ut av hard plast, for eksempel polyetylen med høy tetthet (HDPE) (se materialtabell), ved hjelp av datamaskin numerisk kontroll (CNC) fresing. Lag tre av hver figur.
MERK: Det anbefales å kutte ekstra topp- og bunnlag. - Tape bunn- og topplaget sammen. Merk og bor fem små hull, 6 mm i diameter, gjennom begge former (figur 3A). Bruk en større borkrone til å utvide overflaten på disse hullene forsiktig slik at boltehodene kan innfeltes (figur 3B).
- For hver av de tre plattformene, bolt to små hjørnebøyler til den bakre halvdelen av røret.
MERK: Avstanden mellom toppen av selene skal være 350 mm. - Sentrer hvert bunnlag på toppen av selene. Merk plasseringen av borehullene fra under selene. Bor to hull med diameter på 6 mm. Bruk en større borkrone til å utvide overflaten på hullene forsiktig slik at boltene kan innfelt.
- Bolt bunnlagene til selene (figur 3B–C).
- Klipp femten stykker av 12 mm lange 6,35 mm utvendig diameter (OD) stive rør. Smør fem stykker av det stive røret mellom hvert topp- og bunnlag. Fest lag og rør sammen med lange smale bolter i henhold til figur 3B–D.
- Bor et stort hull i PVC-røret bak hver plattform. Sett hver mikromagnetiske omrører inn i plattformen. Tre hver omrørers elektriske kabel gjennom disse nykuttede hullene (figur 3C–E). Koble hver omrører til sin respektive kontrollenhet samt et strømuttak.
- Plasser en 1 L flaske på hver plattform. Legg øyebolter i det bakre røret på flaskehalsnivå. Pakk en liten strikksnor rundt hver flaskehals for å gi stabilitet (figur 4A).
MERK: Gjennom hele protokollen vil fargekodingsplattformer, flasker, magnetiske omrørere og alle tilknyttede kabler og sensorer være nyttige.
4. Konstruksjon av væskeprøvetakingsportene (valgfritt)
- Klipp tre 60 mm lengder på 6,35 mm OD stive rør. Bruk en 5 mm borkrone til å bore hull gjennom hver gummipropp. Skyv stive rørlengder gjennom proppen.
- Klipp tre 60 mm lengder på 3,18 mm OD stive rør. Koble disse med en rett redusering til det utstikkende røret på undersiden av hver propp.
- Sett inn en enveis stoppeventil (f.eks. port 1 = kvinnelig Luer, port 2 = hannglipp Luer) i det utstikkende røret på hver proppoverflate (figur 4A).
- Klipp tre 30 mm lengder på 3,18 mm OD fleksible slanger. Sett inn Luer-beslag (f.eks. mannlig Luer til slange barb og kvinnelig Luer til slange barb) i hver ende.
- Koble delene fra trinn 4.4 til stoppeventilene på overflaten av hver gummipropp (figur 4A).
MERK: Mange kombinasjoner av stoppekraner og Luer-beslag kan gi samme resultat. Utformingen skal gjøre det mulig å trekke ut væske eller settes inn via en sprøyte.
5. Koble til volumetriske gassensorer
- Klargjør gassensorer i henhold til produsentens instruksjoner.
MERK: Dette innebærer hovedsakelig å fylle gassensorer med pakkevæske (figur 4B). - For å lage gassledningene, kutt tre 1000 mm lengder på 3,18 mm OD fleksible rør.
- Bor tre hull på 4 mm i diameter i det bakre PVC-røret. Plasser hull ved siden av hengslet i flaskehalshøyde. Gjeng gassledninger gjennom disse hullene (figur 4A).
- Til enden av gassledningen inne i PVC-røret, legg til en Luer-montering (f.eks. Slangepinne til mannlig Luer) og koble til en enveis stoppeventil (f.eks. port 1 = kvinnelig Luer, port 2 = mannlig Luer).
MERK: Ventilen er bare nødvendig når væskeprøvetakingsporter også er installert. - Koble den andre enden av gassledningen til innløpsporten til gassensoren ved hjelp av en rett reduksjonsgir. Fest denne tilkoblingen med et glidelåsbånd.
- Koble alle gassensorer til den digitale inngangsmodulen (DIM) med jackpluggkabler og DIM til en datamaskin i nærheten.
- Installer programvaren for datainnsamling (se Materialtabell) på et Windows-operativsystem, og koble til lisensnøkkelen. Legg til sensorkalibreringsfiler i programvarens kalibreringskatalog.
6. Programmering av lysregimet
- Bruk den bakre av/på-bryteren til å slå på PBR-en og koble DMX-lyskontrolleren til en datamaskin via en mikro-USB-kabel.
- Last ned Store Upgrade Tools (SUT) og LED-kontrollprogramvaren (se Materialtabell). Registrer DMX-lyskontrolleren online.
- Åpne LED-kontrollprogramvaren og velg Klikk her for å jobbe med USB-DMX-grensesnittet: SUSHI-RB-RJ.
- Under Oppsett-fanen i ScanLibrary-boksen velger du Generic-mappen og Single Channel. Endre ScanLibrary-innstillingene til DMX universe 1, antall armaturer til 4 og indeksnummeret til 1. I øvre høyre hjørne endrer du rullegardinlisten til Listevisning. Til slutt klikker du på Patch (Supplerende figur 1).
MERK: I DMX-universet tester en boks hver LED-stripes kontroll ved å skyve dimmerknappene eller skrive inn en numerisk verdi i tekstboksen. - Lag en standardkurve som relaterer den digitale lysinnstillingen i lysstyringsprogramvaren til lysintensiteten som oppleves i midten av PVC-røret (figur 5). Mål intern lysintensitet med en liten sfærisk sonde (se Materialtabell) suspendert i midten av PVC-røret.
- Gå videre til Redigering-fanen . Hvis du vil bygge et egendefinert lysprogram, oppretter du en ny scene og begynner å legge til trinn. Se tilleggstabell 1 for et eksempel 16:8 h daglig program. Sett scenen til loop.
MERK: Trinn bryter ned scener i tidsblokker, som hver kan settes til forskjellig lysintensitet. Trinnene varierer fra 1 s til 43 min. Her er 30 min trinn mest praktisk. Flere scener kan lastes inn på én DMX-lysstyringsenhet. - Lag en ekstra hjelperscene som er umiddelbart gjenkjennelig, for eksempel to av de fire lysdiodene på.
MERK: Scener kan blas gjennom manuelt ved hjelp av knappen på siden av DMX-lyskontrolleren. Hvis det ønskede lysprogrammet begynner om natten, vil det være umulig å skille om lysprogrammet allerede har startet. Hjelperscenen fungerer som en indikator på at DMX-lyskontrolleren fungerer som den skal. - Lagre scenene og gå videre til Frittstående-fanen . Skriv minnet til DMX-lyskontrolleren og koble enheten fra datamaskinen.
- Koble DMX-lyskontrolleren til strømkilden ved hjelp av en mikro-USB.
- Før du starter et eksperiment, må du teste lysprogrammet ved å logge den interne lysintensiteten i 24 timer. Hvis væsketemperaturen er av interesse, logger du denne samtidig med en nedsenket temperatursonde (figur 6).
7. Starte et eksperiment
- Steriliser medier, flasker, rørestenger, gummipropper, prøvetakingsporter, skrukorker med gjengeåpninger og slanger.
MERK: Alle komponenter som brukes i dette designet er autoklaverbare bortsett fra ventiler og Luer-beslag - det finnes autoklaverbare alternativer fra andre produsenter. - Åpne programvaren for datainnsamling, og fyll ut konfigurasjonssiden (supplerende figur 2). Tilordne kalibreringsfiler til deres respektive sensorer.
- Under Katalogfilnavn velger du den tilsvarende DIM-portnummermappen. Klikk på Gjeldende mappe og gjenta for alle porter.
- Klikk på OK for å gå videre til loggingssiden.
- Fyll flasker til ønsket volum med dyrkingsmedium (Tilleggstabeller 2,3).
MERK: Hver av disse flaskene vil inneholde maksimalt ~ 1,1 L med et lite headspace (~ 80 ml, inkludert gassledningen). - Sentrifuger stamkulturen i tre balanserte 50 ml rør i 15 minutter ved 4500 x g for å gi tre pellets. Tilsett en pellet til hver flaske - vask i pellets med en serologisk pipette og ferskt medium.
MERK: Kulturtettheten på dag 0 er også kjent som den opprinnelige biomassekonsentrasjonen (IBC). For å måle IBC i gAFDW. L-1, kan ytterligere 50 ml sentrifugeres i trinn 7.6. Den resulterende pelleten kan deretter tørkes ogforbrennes 15,19. Trinn 7.6 vil sannsynligvis kreve endring basert på de individuelle målene til brukerne og deres eksperimenter. - Slipp en magnetisk omrører, 25 x 8 mm, i hver flaske.
- Forsegl hver flaskeåpning med en gummipropp og skrukork med gjenget blenderåpning (figur 4A). Hvis valgfrie prøvetakingsporter er installert, lukker du ventilene.
- Finn enden av hver gassledning inne i PVC-røret (innebygd i trinn 5.4) og fest en nål til ventilens mannlige Luer-port.
- Koble hver flaske til gasssensoren ved å stikke hull på hver gummipropp med den tilhørende nålen.
- Start hver gassensor individuelt ved å merke av i avmerkingsboksen på venstre side av skjermen, klikke på Start og legge inn et filnavn. Klikk ok og gjenta for alle sensorer (supplerende figur 3).
MERK: Når du logger, må du ikke gå ut av vinduet for datainnsamling. Angi datamaskinens strøm- og hvilemodusinnstillinger til aldri , og utsett datamaskinoppdateringer så lenge eksperimentet varer. - Slå på PBR-en og sørg for at DMX-lysstyringen er koblet til en strømforsyning. Den første programmerte scenen starter automatisk. Se trinn 6.7 for å bekrefte at DMX-lyskontrolleren fungerer som den skal.
8. Flaskeprøvetaking (valgfritt)
- Klargjør ytterligere 500 ml av det ferske mediet før eksperimentet påbegynnes (tilleggstabell 2).
MERK: Hvis et 24-timers lysprogram med en dagsyklus på 16:8 timer ble startet klokken 9, ville prøvetakingstiden før skumring og daggry falle klokken 8 og 16 (tilleggstabell 1). Her refererer daggry og skumring til 30 min trinn som skifter lys fra ON til OFF og omvendt. - Lukk ventilen på gassledningen.
- Koble en sprøyte (10 ml) til prøvetakingsportventilen (figur 4A).
- Åpne prøvetakingsportventilen og trekk ut 8 ml kultur.
MERK: Mellom 5–10 ml anbefales. Fjerning av væske genererer et vakuum i headspace, noe som gjør volumer >10 ml vanskelig å trekke ut. - Lukk prøvetakingsportventilen og koble fra sprøyten.
- Koble en sprøyte som inneholder 8 ml ferskt medium (fra trinn 8.1) til prøvetakingsportventilen.
- Åpne prøvetakingsportventilen og injiser nytt medium.
MERK: Å erstatte volumet av samplet kultur med ferskt medium tjener til å opprettholde et likt headspace-volum og trykk og spyle prøvetakingsportlinjen. - Lukk prøvetakingsportventilen før du kobler fra sprøyten.
- Gjenta trinn 8,2–8,8 ved hvert prøvetakingstidspunkt.
9. Avslutte et eksperiment
- Merk av for alle aktive porter i datainnsamlingsvinduet, og klikk på Stopp.
- Hvis du vil eksportere data, velger du Fil og frakoblede data. Velg alle relevante loggfiler. Eksporter dataene til regnearkprogramvare og lagre.
- For hver flaske, konverter det totale volumet av oksygen målt i ml til mol ved hjelp av den ideelle gassloven. Forutsi vekten av biomasse dyrket (gAFDW) hvis 1,05 mol O2 genereres for hver mol biomasse som produseres. Ta molvekten av biomasse som 24,6 g mol-1.
- Kuratere strømningshastighetsdataene manuelt. Bruk enheter av ml / t og et 3-punkts glidende gjennomsnitt.
Representative Results
Her er oksygenstrømningshastigheten et mål på kulturens fotosyntetiske hastighet. Høyere fotosyntese, og dermed karbonfiksering, oversetter til høyere vekstrater. Dette betyr at brukeren kan sammenligne oksygenstrømningshastigheter mellom ulike behandlinger og operasjonelle dager som en proxy for vekst. Kort fortalt fungerer gassensoren ved å fange opp og frigjøre gassbobler i en målecelle med to kammer (figur 4B). Gassbobler fra innløpet ved foten av sensoren beveger seg opp gjennom pakkevæsken. Bobler akkumuleres i ett kammer i målecellen til et volum på ~ 3,2 ml. Når denne terskelen er nådd, tipper målecellen. Dette frigjør gassen og tilbakestiller systemet. Hvert tips registreres av datainnsamlingsprogramvaren.
I eksempeldataene ble vekstraten for tre behandlinger med varierende lysintensitet på dagtid og innledende biomassekonsentrasjoner (IBC) sammenlignet. Disse behandlingene ble valgt vilkårlig for demonstrative formål. De var (A) 300 μmolfotoner m-2 s-1 og 0,03 gAFDW L-1, (B) 600 μmolfotoner m-2 s-1 og 0,13 gAFDW L-1, og (C) 600 μmolfotoner m-2 s-1 og 0,40 gAFDW L-1. Disse bestrålingene ble målt med en sfærisk sonde i midten av PVC-røret før flasker ble plassert på plattformene. Kulturdybde og tetthet påvirker lysdemping. Derfor kan den faktiske lysintensiteten som mikroalger opplever variere fra de rapporterte. Hver behandling ble utført i tre eksemplarer - innenfor en PBR som inneholdt tre flasker.
Her ble et vellykket eksperiment preget av nært replikerte daglige mønstre av gassproduksjon (figur 7A-C). I opplyste timer (dag) økte gassproduksjonen jevnt og trutt, og over ikke-opplyste timer (natt) stoppet gassproduksjonen (figur 7A–C). To gasser produseres av mikroalger, oksygen fra fotosyntese og karbondioksid fra respirasjon28. Fotosyntese er begrenset til opplyste timer, mens respirasjon skjer kontinuerlig, men er mest aktiv om natten28. Fotosyntese bygger, mens respirasjon kataboliserer biomasse28. I utgangspunktet er sammensetningen av headspace-gass identisk med atmosfæren. Ved hver flipp av målecellen fortrenger O2 atmosfærisk gass. Derfor ble gassensoravlesninger tilskrevet produksjonen av O2 selv om den utgående gassen ikke var ren O2. Minste gassinntakstrykk for gassensoren er ekstremt lavt, 8–9 mbar, noe som gir flaskehodetrykk bare litt over atmosfærisk (1,01 bar ved havnivå). Derfor starter gassensoravlesninger kort tid etter at O2-bobler forlater mediet.
CO2 frigjort fra respirasjon bidrar ikke til gassensoravlesninger av to grunner. For det første reagererCO2 i det alkaliske mediet på bikarbonat, og reduserer pH (figur 8). For det andre, hvis CO2 slipper ut, løser gasssensorens pakkevæske, Silox, opp CO2-bobler før de kan nå målecellen, og utgasser CO2 på væskeoverflaten29. Dette støttes av mangelen på gasssensoravlesninger over natten. De som skjedde, ble registrert kort tid etter at lysene ble slått av, noe som indikerer at avlesninger representerte gjenværende oksygenutslipp på dagtid (figur 7).
I det eksperimentelle oppsettet (ved bruk av lokale temperatur- og trykkdata) krevde et 80 ml hoderom ved omgivelsestrykk 340 ml ekssolidert O2 for å etablere et O2 partialtrykk på 99%. Her varierte det totale volumet av oksygen produsert over 4 dager fra 316 (SEM ± 11) ml i behandling A til 902 (SEM ± 51) ml i behandling C (tabell 1). Derfor, ved slutten av forsøket, ville headspace av alle flasker ha inneholdt primært O2. Den økte konsentrasjonen av headspace O2, og dermed redusert konsentrasjon av N2, ville ha påvirket disse gassenes partialtrykk og metning. Med en 99% O2 headspace ble en 5x økning i DO beregnet. For 1,1 L-kulturene ble dette oversatt til ytterligere 23 ml DO. Omvendt ble det anslått at skiftet til en 1% N2 headspace ville ha forårsaket 15 ml N2 å ekssolve. Dette betyr at under et nesten rent oksygenhoderom ble mer O2 oppløst enn N2 forskjøvet. Således, fordi mer O2 forblir i mediet, ville denne effekten ha ført til små underestimeringer i mengden fotosyntetisk oksygen produsert.
Hovedutfordringen med denne metoden oppsto da kulturer ble tette. Med mer biomasse, og dermed mer respirasjon, økte etterspørselen etter O2 . Nattlig O2-forbruk genererte et headspace under press. Dette førte til at gassfølerpakningsvæsken beveget seg opp gjennom gassledningen. Da produksjonen av O2 ble gjenopptatt, måtte pakkevæsken kjøres tilbake til gassensorene. Dette førte til en forsinkelse i den første gassensoravlesningen. Men den fjerde natten førte størrelsen på dette undertrykket til at pakkevæsken nådde og dryppet inn i to av de tre replikasjonene av behandling B, og genererte et overflateoljeflak. På grunn av det reduserte pakkevæskenivået kortsluttet gassensorene og frigjorde umålt O2 direkte til atmosfæren. Dette førte til at datainnsamlingen flatet ut (figur 7B).
Undertrykk kan også være forårsaket av en temperaturindusert sammentrekning av headspace-volumet. Effekten her var imidlertid minimal. Kjøleribbekanaler og luftstrøm spredte overskuddsvarme tilstrekkelig. Av de to lette regimene som ble testet, reduserte den maksimale temperaturendringen headspace-volumet med 1 % eller mindre, tilsvarende en 800 μL pakkevæskeforskyvning i et 80 ml hoderom. Maksimal døgntemperatursvingning var 1,4 °C for 300 μmolfotonene m-2 s-1 regimer (figur 6) og 3,2 °C for 600 μmolfotoner m-2 s-1 regimer. Den gjennomsnittlige dagtemperaturstigningen for 300 og 600 μmolfotoner m-2 s-1 regimer var henholdsvis 0,7 og 1,8 °C. Kulturtemperaturene gikk tilbake til baseline over natten (figur 6).
Høyoppløselige veksthastighetsdata kan avsløre trender som ellers kan gå ubemerket hen. Vurder behandlinger B og C. Til tross for deres forskjellige IBC-er genererte begge samme mengde total biomasse (gAFDW), noe som forårsaket et identisk skifte i middels pH (tabell 1). Gitt bare start- og sluttdatapunkter, kan en person med rette ikke anta noen forskjell i gjennomsnittlig vekstrate mellom de to behandlingene (tabell 1). Imidlertid viste online oksygenstrømningshastighetsdata at hver behandling hadde varierende daglige vekstrater. Disse variasjonene ble også reflektert i pH-målinger to ganger daglig (figur 8). På dag én var behandling Bs vekstrate lavere enn for behandling C. På dag tre reverserte dette med behandling Bs vekstrate som overgikk behandling C (figur 7B, C). Data om oksygenstrømningshastighet indikerte at den høyeste vekstraten skjedde på dag tre i behandling B (figur 7B).
Det totale volumet av oksygen generert av hver flaske i de tre behandlingene ble brukt til å estimere deres respektive endring i total biomasse (gAFDW). Dette ble oppnådd ved hjelp av en generisk ligning for fotosyntetisk biomassesyntese: CO2 + 0,2 NH3 + 0,6 H2O = CH1,8 O0,5 N0,2 + 1,05 O2. Økningen i headspace O2 partialtrykk og påfølgende økning i DO-metning var forventet å forårsake en liten underestimering av biomassevekst. Dette gjaldt for fem av syv eksempler (tab 2). I gjennomsnitt var estimert biomassevekst innenfor 10% av målt biomassevekst. Noen estimater skilte seg med bare 1–3 mg fra målt vekst. To eksempler overestimert vekst, det vil si at det ble produsert mer oksygen enn biomasseveksten kunne forklare. Enhver O2 som forbrukes av respirasjon over natten, bør gjenspeiles i forsinkelsen i O2-produksjonen dagen etter. Her ble forsøkene avsluttet ved nattens slutt. På denne måten blir biomassektabolisme over natten i løpet av de siste 8 timene av hvert eksperiment ikke målt. Dette kan føre til overestimering av biomassevekst, spesielt i tette kulturer. Som sådan anbefales det at eksperimenter avsluttes på slutten av opplyste timer.
Figur 1: Reaktorstativbase. (A) Dimensjoner av basekomponenter i mm. (B) Orientering av metallhjørnekiler som fester de to vertikale støttene. (C) En av fire korte stållengder kobler den bakre halvdelen av PVC-røret til reaktorstativet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Elektriske komponenter. (A) Bakfra av PBR som viser topp tverrbjelke og konfigurasjon av elektriske komponenter. (B) Frontvisning av PBR etter lysinstallasjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Flaskeplattformdetaljer. (A) Dimensjoner på topp- og bunnlag i mm. (B) Utsparing av bolthoder i begge lag. (C) Seler kobler bunnlaget direkte til den bakre halvdelen av PVC-røret. (D) Fem korte stykker stive rør montert over smale bolter holder topp- og bunnlagene fra hverandre. (E) Når flaskeplattformen er ferdig, skal overflaten skylles. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Gassledning og valgfri prøvetakingsport. (A) Gassledninger kobler hver flaskehodeplass til utvendige gassensorer. Hvis prøvetakingsporten er nødvendig, bør gassledninger inneholde en enveisventil umiddelbart nedstrøms for nålen. (B) Volumetrisk gassensor. Væskepakningsnivået skal berøre sporingsskruen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Standardkurve som relaterer innstillinger for LED-kontrollprogramvare til intern lysintensitet. Hvite sirkler og grå trekanter representerer hver sin individuelle PBR. For hver lysinnstilling ble alle fire armaturene satt til en identisk verdi. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Kulturtemperaturendring for 300 μmolfotoner m-2 s-1 lysregimer. I løpet av det daglige programmet på 24 timer og 16:8 timer økte LED-ene temperaturen på dagkulturen. Den blå pilen indikerer forskjellen mellom minimums- og maksimumstemperaturen. En lett programfeil forårsaket temperaturfallet før skumring; dette ble rettet opp før eksperimentet startet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Oksygenproduksjon for tre unike eksperimentelle forhold. Hver reaktor fikk en annen kombinasjon av lysintensitet og innledende biomassekonsentrasjon (IBC); (A) 300 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC 0,03 gAFDW L-1, (B) 600 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC 0,13 gAFDW L-1, (C) 600 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC 0,40 gAFDW L-1. Toppgrafer viser kumulativ oksygenproduksjon (ml) og gasstrømningshastigheten (ml / t). Heltrukne svarte linjer, stiplede blå linjer og stiplede røde linjer er replikasjoner. Kjøretiden for hvert eksperiment var 104 timer, som inkluderte fire komplette dag-natt-sykluser på 16:8 timer. Mørk oransje skygge representerer nattetimer og lyse oransje dagtid. Merk at i behandling B flater oksygenproduksjonen på dag 4 for to av de tre replikasjonene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 8: pH-respons. Hver reaktor fikk en annen kombinasjon av lysintensitet og IBC; (grønne diamanter) 300 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC 0,03 gAFDW L-1, (røde trekanter) 600 μmolfotoner m2 s-1 og IBC 0,13 gAFDW L-1, (lilla sirkler) 600 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC 0,40 gAFDW L-1 . Mørk oransje skygge representerer nattetimer og lyse oransje dagtid. Feilfelt representerer standardfeilen for gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Behandling | Lysintensitet (μmol fotoner m-2 s-1) | IBC (gAFDW L-1) | Δ total biomasse (gAFDW) | Δ pH | Totalt produsert oksygen (ml) |
| En | 300 | 0.031 | 0,289 (± 0,01) | 0,15 (± 0,01) | 316.2 (±11.4) |
| B | 600 | 0.130 | 0,674 (± 0,02) | 0,52 (± 0,27) | 834.6* |
| C | 600 | 0.400 | 0,675 (± 0,02) | 0,55 (± 0,03) | 902.2 (±50.5) |
| * Bare en av de tre replikasjonene var vellykket | |||||
Tabell 1: Vekstmetrisk skift fra time 0 til 104. Parenteser representerer standardfeilen for gjennomsnittet.
| Behandling | Lysintensitet (μmolfotoner m-2 s-1) | IBC (gAFDW L-1) | Målt biomassevekst (gAFDW) | Biomasse vekst spådd (gAFDW) | Underestimering (%) |
| En | 300 | 0.031 | 0.289 | 0.288 | 0.5 |
| En | 300 | 0.031 | 0.311 | 0.270 | 13.1 |
| En | 300 | 0.031 | 0.268 | 0.247 | 7.9 |
| B | 600 | 0.13 | 0.708 | 0.705 | 0.4 |
| C | 600 | 0.4 | 0.718 | 0.796 | -10.9 |
| C | 600 | 0.4 | 0.640 | 0.830 | -29.7 |
| C | 600 | 0.4 | 0.668 | 0.659 | 1.3 |
Tabell 2: Vekstestimater basert på totalt målt oksygen. Bare en replikasjon fra 300 μmolfotoner m-2 s-1 og IBC = 0,13 gAFDW L-1 behandling løp til ferdigstillelse.
Tilleggsfigur 1: Skjermbilde fra LED-kontrollprogramvare. Hver av de fire lysarmaturene kan styres uavhengig av hverandre ved å skyve dimmerknappene eller skrive inn en numerisk verdi i tekstboksen. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.
Tilleggsfigur 2: Skjermbilde av konfigurasjonsvinduet for programvare for datainnsamling. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.
Supplerende figur 3: Skjermbilde av loggingsvinduet for programvare for datainnsamling. Lysegrønne rektangler indikerer online gassensorer. Data vises i sanntid. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.
Supplerende tabell 1: Eksempel 24 timers lysregime. For et dagprogram på 16:8 timer er det 48 sett med 30 minutter hver. Stjerner indikerer foreslåtte prøvetakingstider. Vennligst klikk her for å laste ned denne tabellen.
Supplerende tabell 2: Høy alkalitet høy pH medium sammensetning. Vennligst klikk her for å laste ned denne tabellen.
Tilleggstabell 3: Sporelementløsning. Legg til en endelig konsentrasjon på 1 ml/l til basismediet. Vennligst klikk her for å laste ned denne tabellen.
Discussion
Innenfor denne protokollen øker fokus på følgende trinn sannsynligheten for å generere reproduserbare data av høy kvalitet. Ved konstruksjon av reaktorstativet (trinn 1) må basen være solid med godt allignerte vertikale støtter. Slisset stål har skarpe kanter, så tillegg av sikkerhetshetter er viktig. Flaskeplattformens overflater må være helt flate, magnetomrøreren og bolthodene skal begge sitte under den øverste lagoverflaten (trinn 3.2–3.6). I henhold til produsentens instruksjon skal pakkevæsken til gasssensoren fylles til "sporingsskruen for væskenivå" for nøyaktige oksygenmålinger. Dette væskenivået bør kontrolleres regelmessig, da fordampning av pakkevæsken kan kortslutte målecellen. Alle tre gassledninger laget i trinn 5.2 skal være like lange; dette sikrer at replikasjoner har identiske headspace volumer. Før du starter et eksperiment, anbefales det å teste det programmerte lysregimet ved å logge lysintensiteten over en periode på 24 timer (trinn 6.11). Hvis økninger i væsketemperaturen er bekymringsfulle, bør denne testen også inkludere en forseglet flaske med en intern temperatursonde (trinn 6.11). Når du logger, må du ikke gå ut av programvarevinduet for datainnsamling. dette vil avslutte loggingen. Hvis du tar kulturprøver, må du være forsiktig så du ikke slipper ut gass fra headspace ved å åpne ventiler i feil rekkefølge (trinn 8.2-8.8). Når du gjennomgår eksperimentelle data, må du være oppmerksom på at datainnsamlingsprogramvaren automatisk genererer et glidende gjennomsnitt av strømningshastigheten. Dette blåser opp verdien av én eller to strømningshastighetsavlesninger som genereres over natten. Kurater gasssensor logger manuelt for å rette opp dette.
Det vanligste tilbakeslaget med denne metoden er potensialet for å kortslutte gassensoren hvis væskepakningsnivået synker. Det er to måter dette kan skje på. For det første kan fordampning sakte redusere væskenivået. Dette er imidlertid usannsynlig over et kortsiktig (<7 dagers) eksperiment29. For det andre kan høye respirasjonshastigheter trekke oksygen inn i løsningen og generere et hoderom under trykk. Når lysenergi ikke er tilgjengelig, bruker mikroalger aerob respirasjon for å levere energien som kreves for cellulær vedlikehold og reparasjon28. Derfor, i tette kulturer i ikke-opplyste timer, kan oksygenforbruket og det resulterende undertrykket være betydelig. Dette suger pakking av væske fra gassensorene inn i gassledningen. Avstanden pakkevæsken beveger seg er proporsjonal med mengden respirasjon om natten. Hvis pakkevæsken kommer inn i flaskene, genererer dette et oljeflak på væskeoverflaten.
Hvis det forventes høye respirasjonsrater om natten, kan det gjøres endringer i protokollen. Den enkleste måten å unngå undertrykk på er å la flaskehodeplassene stå åpne over natten. Dette har også fordelen av å lette DO-nivåene ved å redusere det delvise headspace-trykket på O2. Høye DO-konsentrasjoner antas å være skadelige for vekst, da O2 kan hindre aktiviteten til Rubisco og kan utløse oksidativt stress30,31. Det er ikke uvanlig at kultursuspensjoner når 4x overmetning selv når de er i kontakt med atmosfæren 25,32. For å åpne headspace, koble gassledningen fra nålen som spenner over gummiproppen. Nattetimer kan tjene som et vindu for å fylle opp gasssensorpakningsvæske eller manipulere kontinuerlige eksperimenter med liten innvirkning på datainnsamlingen. For eksempel kan man endre kulturtettheten, oppdatere næringsstoffer, legge til en endring eller introdusere et patogen. Flaskene må forsegles på nytt, og gasssensorledningen kobles til igjen før lysene slås på igjen. Oksygenmålingene samlet inn fra eksperimenter med lukkede versus åpne nattlige headspaces vil variere.
Når flasker forblir forseglet, reduserer oksygenforbruket om natten antall mol O2 i headspace. Dette fører til at pakkevæske kryper oppover gassensorledningen for å opprettholde headspace-trykket. Når lysene slås på, gjenopptas oksygenproduksjonen. Emballasjevæske må skyves tilbake i gassensoren før strømningshastighetsavlesningene starter. Dette etterslepet er derfor proporsjonalt med graden av respirasjon om natten. På denne måten, når headspace forblir lukket, representerer O2-avlesninger netto O2-produksjon (fotosyntetisk produksjon - respiratorisk forbruk). Omvendt, når headspace er åpent om natten, erstatter atmosfærisk gass hva headspace O2 forbrukes, og ingen pakkevæske kommer inn i gassledningen. Resultatet er at respiratorisk O2-forbruk ikke er regnskapsført i O2-produksjonsdata . Dette kan redusere nøyaktigheten av AFDW biomasse vekst estimater. Det bør imidlertid ikke påvirke nytten av å bruke dagtid O2-produksjon som en beregning for å sammenligne vekst mellom behandlinger.
Alle laboratorie PBR er rammet av samme begrensning; kunstige lys kan ikke gjenskape solspekteret. Mikroalger bruker bølgelengder av lys mellom 400-700 nm for fotosyntese. Denne regionen kalles fotosyntetisk aktiv stråling (PAR)33. Sollys og kunstig lys varierer i deres relative bidrag av bølgelengder innenfor dette området. Dette, sammen med gunstige temperaturer og en konstant lysforsyning, betyr at laboratorievekstdata ofte ikke kan ekstrapoleres pålitelig til utendørsforhold. Disse PBR-ene kan imidlertid adressere en av begrensningene ved laboratorie PBR-lysforsyning. Sollysintensiteten er svært variabel gjennom dagen, med skydekke som genererer forbigående svingninger i hendelsen PAR. Lysstyringsprogramvaren og DMX-lyskontrolleren kan gi lysintensiteter fra 0 til 2400 μmolfotoner m-2 s-1 og utover. Lysregimer kan brytes ned i individuelle trinn så korte som 1 s. Justerbar lysintensitet gjør det mulig for brukeren å etterligne utendørs lysmønstre tettere enn standard PBR-oppsett. Her ble simulerte 30 min daggry og skumringsintervaller sammen dag og natt sykluser sammen (tilleggstabell 1).
Selv om AFDW-tetthet har blitt standardmålet for vekst, kan denne metoden kreve betydelige kulturvolumer, en 2-3-dagers behandlingsperiode, og genererer ett datapunkt om gangen. Videre, hvis forholdene blir ugunstige og celler dør, diskriminerer ikke AFDW-tetthet mellom aktivt fotosyntetiserende celler og de som brytes ned. Kvantifisering av hastigheten på fotosyntetisk oksygenproduksjon fungerer som en alternativ vekstproxy. Denne PBR-designen kan registrere oksygenproduksjon kontinuerlig med liten brukerintervensjon samtidig som kulturvolumet bevares. Dataoppløsningen kan forbedres ved å velge en gassensor med lavere målecellevolum, for eksempel 1 ml. Videre, hvis kulturer er godt blandet, kan brukerne bestemme seg for å installere et spektrofotometer for kontinuerlige optiske tetthetsavlesninger. Hvis temperaturkontroll av mediet er ønskelig, kan en resirkulerende kjøler tilsettes. Disse PBR-ene er et verdifullt tillegg til et laboratorium som ønsker å utvide sin mikroalgeforskningskapasitet uten store økonomiske investeringer. De er spesielt egnet for de som arbeider med høy alkalitet, høy pH-arter som spirulina. Disse PBR-ene gir lett regimefleksibilitet og er gyldige for raske, replikerte, laboratorievekstsammenligninger.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Denne studien ble støttet av Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC), Canada Foundation for Innovation (CFI), Canada First Research Excellence Fund (CFREF), Alberta Innovates, General Sir John Monash Foundation, Regjeringen i Alberta og University of Calgary. Takk rettes til Toonen for det elektriske arbeidet og William Richardson for løselighetsberegninger.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
| Bungee cords, small Quantity: 5 |
- | - | To secure bottles |
| Computer - desktop/laptop Quantity: 1 |
- | - | - |
| Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
| Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
| DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
| DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
| Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
| Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
| Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
| Hardware - end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
| Hardware - eye hooks Quantity: 6 |
- | - | To secure bottles |
| Hardware - metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
- | - | Larger brackets to construct metal stand |
| Hardware - metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
- | - | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
| Hardware - metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
| Hardware - piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
- | - | Connects two halves of PVC pipe |
| Hardware - rivets Quantity: 40 |
- | - | To attach piano hinge to PVC tubing |
| Hardware - set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
- | - | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
| Hardware - set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
- | - | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
| LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
| LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
| Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
| Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
| Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
| Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
- | - | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
| Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
- | - | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
| Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
| Rubber stoppers - GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
| Screw caps - with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
| Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
| Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
| Software - Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
| Software - Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
| Software - Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
| Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
| Switch box Quantity: 1 |
- | - | Turns power on/off to reactor |
| Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
- | - | Optional if you wish to extract culture |
| Tube adaptor fittings, plastic - Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
| Tube adaptor fittings, plastic - variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
| Tube adaptor fittings, plastic - variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
| Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
| Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
| Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
| Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
| Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |
References
- Benemann, J. R. Opportunities and challenges in algae biofuels production. A position paper in line with Algae World. , (2008).
- Laurens, L. M. L. State of technology review - algae bioenergy. An IEA bioenergy inter-task strategic project. IEA Bioenergy. , (2017).
- Robertson, D. E., et al. A new dawn for industrial photosynthesis. Photosynthesis Research. 107, 269-277 (2011).
- Troschl, C., Meixner, K., Drosg, B. Cyanobacterial PHA production-review of recent advances and a summary of three years' working experience running a pilot plant. Bioengineering. 4 (2), (2017).
- Rizwan, M., Mujtaba, G., Memon, S. A., Lee, K., Rashid, N. Exploring the potential of microalgae for new biotechnology applications and beyond: a review. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 92, 394-404 (2018).
- Niesa, F., et al. Characterization of Phormidium lacuna strains from the North Sea and the Mediterranean Sea for biotechnological applications. Process Biochemistry. 59, 194-206 (2017).
- Laurens, L. M. L., Chen-Glasser, M., McMillan, J. D. A perspective on renewable bioenergy from photosynthetic algae as feedstock for biofuels and bioproducts. Algal Research. 24, 261-264 (2017).
- Barreiro-Vescovo, S., Barbera, E., Bertucco, A., Sforza, E. Integration of microalgae cultivation in a biogas production process from organic municipal solid waste: From laboratory to pilot scale. ChemEngineering. 4 (2), 26 (2020).
- Zurano, A. S., et al. Year-long assessment of a pilot-scale thin-layer reactor for microalgae wastewater treatment. Variation in the microalgae-bacteria consortium and the impact of environmental conditions. Algal Research. 50, (2020).
- Deprá, M. C., Severo, I. A., Dias, R. R., Zepka, L. Q., Jacob-Lopes, E. Photobioreactor design for microalgae culture. Microalgae. , Elsevier. 35-61 (2021).
- Osburn, F. S., Wagner, N. D., Scott, J. T. Biological stoichiometry and growth dynamics of a diazotrophic cyanobacteria in nitrogen sufficient and deficient conditions. Harmful Algae. 103, (2021).
- Eustance, E., Badvipour, S., Wray, J. T., Sommerfeld, M. R. Biomass productivity of two Scenedesmus strains cultivated semi-continuously in outdoor raceway ponds and flat-panel photobioreactors. Journal of Applied Phycology. 28 (3), 1471-1483 (2016).
- Qiang, H., Richmond, A., Zarmi, Y. Combined effects of light intensity, light-path and culture density on output rate of spirulina platensis (cyanobacteria). European Journal of Phycology. 33 (2), 165-171 (1998).
- Ooms, M. D., Dinh, C. T., Sargent, E. H., Sinton, D. Photon management for augmented photosynthesis. Nature Communications. 7, 1-13 (2016).
- Moheimani, N. R., Borowitzka, M. A., Isdepsky, A., Sing, S. F. Standard methods for measuring growth of algae and their composition. Algae for biofuels and energy. , Springer. Dordrecht. 265-284 (2013).
- Griffiths, M. J., Garcin, C., van Hille, R. P., Harrison, S. T. L. Interference by pigment in the estimation of microalgal biomass concentration by optical density. Journal of Microbiological Methods. 85 (2), 119-123 (2011).
- Schumann, R., Häubner, N., Klausch, S., Karsten, U. Chlorophyll extraction methods for the quantification of green microalgae colonizing building facades. International Biodeterioration and Biodegradation. 55 (3), 213-222 (2005).
- Pinckney, J. L., Richardson, T. L., Millie, D. F., Paerl, H. W. Application of photopigment biomarkers for quantifying microalgal community composition and in situ growth rates. Organic Geochemistry. 32 (4), 585-595 (2001).
- Van Wychen, S., Laurens, L. M. L. Determination of total solids and ash in algal biomass: laboratory analytical procedure (LAP). National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2015).
- Davis, R., Laurens, L. Algal biomass production via open pond algae farm cultivation: 2019 state of technology and future research. National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2020).
- Borovkov, A. B., Gudvilovich, I. N., Avsiyan, A. L. Scale-up of Dunaliella salina cultivation: from strain selection to open ponds. Journal of Applied Phycology. 32 (3), 1545-1558 (2020).
- Davies, F. K., et al. Microbiota associated with the large-scale outdoor cultivation of the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Algal Research. 58, (2021).
- Ataeian, M., et al. Direct capture and conversion of CO2 from air by growing a cyanobacterial consortium at pH up to 11.2. Biotechnology and Bioengineering. 116 (7), 1604-1611 (2019).
- Fu, F., et al. Sustained photosynthesis and oxygen generation of microalgae-embedded silk fibroin hydrogels. ACS Biomaterials Science & Engineering. , (2021).
- Rearte, T. A., et al. Photosynthetic performance of Chlorella vulgaris R117 mass culture is moderated by diurnal oxygen gradients in an outdoor thin layer cascade. Algal Research. 54, (2021).
- Poughon, L., et al. Limnospira indica PCC8005 growth in photobioreactor: model and simulation of the ISS and ground experiments. Life Sciences in Space Research. 25, 53-65 (2020).
- Yen, U. C., Huang, T. C., Yen, T. C. Observation of the circadian photosynthetic rhythm in cyanobacteria with a dissolved-oxygen meter. Plant Science. 166 (4), 949-952 (2004).
- Vermaas, W. F.
- Ritter, MilliGascounter Type MGC-1 Operation Instructions V 3.4. , (2017).
- Sousa, C., De Winter, L., Janssen, M., Vermuë, M. H., Wijffels, R. H. Growth of the microalgae Neochloris oleoabundans at high partial oxygen pressures and sub-saturating light intensity. Bioresource Technology. 104, 565-570 (2012).
- Latifi, A., Ruiz, M., Zhang, C. C.
- Morillas-España, A., Lafarga, T., Gómez-Serrano, C., Acién-Fernández, F. G., González-López, C. V. Year-long production of Scenedesmus almeriensis in pilot-scale raceway and thin-layer cascade photobioreactors. Algal Research. 51, (2020).
- Melis, A. Solar energy conversion efficiencies in photosynthesis: minimizing the chlorophyll antennae to maximize efficiency. Plant Science. 177 (4), 272-280 (2009).
