Name: Murini trapianto di cornea: Un modello per studiare la forma più comune di trapianto di organi solidi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Impara il trapianto di cornea nei murini per studiare il rigetto dell'allotrapianto. Questo modello permette di valutare l'integrità del graft e testare strategie terapeutiche per migliorare i risultati dei trapianti.

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Gli autori desiderano ringraziare le molte persone che hanno lavorato e perfezionato questa tecnica e sono state responsabili della generazione di molti manoscritti sia in questo laboratorio che in altri. Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health Grant EY12707 (PMS) e da una sovvenzione illimitata dalla Ricerca per prevenire la cecità al Dipartimento di Oftalmologia.

NOTA: Tutti gli animali utilizzati in questa procedura sono trattati in conformità con l&#39;Associazione per la Ricerca e la Visione e la dichiarazione di Oftalmologia per l&#39;uso di animali in Oftalmica e Vision Research, nonché le linee guida stabilite dalla commissione di sorveglianza degli animali a Saint Louis University. NOTA: Tutti gli strumenti chirurgici e le soluzioni sono sterilizzate prima di un intervento chirurgico per limitare l&#39;infezione microbica degli occhi. Va notato che, mentre gli animali fanno vivere il dolore da questa procedura, non impieghiamo analgesici. La ragione di questo è perché tutti gli analgesici sono anti-infiammatori e da risposte trapianto di cornea coinvolgono l&#39;infiammazione, l&#39;uso di farmaci anti-infiammatori potrebbero compromettere la nostra capacità di determinare quali fattori sono coinvolti nel fallimento del trapianto di cornea. 1. Anestesia <ol style="margin-left: 40px;"><li> Mettere i topi donatori e beneficiari in anestesia generale con iniezioni IP di ketamina (86.98 mg / kg) e xilazina (13,04 mg / kg). </li><li> Tenere il mouse recipiente sotto anestesia durante tutta la procedura che richiede in genere 30 minuti a un ora. Di conseguenza, monitorare costantemente il mouse per eventuali segni di riprendere conoscenza. </li><li> Applicare puralube pomata per l&#39;occhio che non sottoporsi ad intervento chirurgico dopo che l&#39;animale è anestetizzato per prevenire la secchezza. </li></ol> 2. innesto corneale <ol style="margin-left: 40px;"><li> Ottenere il bottone corneale del donatore. <ol><li> Una volta che l&#39;animale è completamente anestetizzato, conseguire un&#39;adeguata midriasi mediante somministrazione di un paio di gocce oculari di 1% e 2,5% tropicamide fenilefrina cloridrato. </li><li> Posizionare la testa dell&#39;animale donatore orizzontalmente su una tavola posta su un robusto supporto mobile. Fissare la testa con una striscia di nastro sul collo per assicurare che l&#39;occhio è in posizione orizzontale durante l&#39;intera operazione. </li><li> Utilizzando un trapano 2 mm di diametro, la cui punta è stato tinto con blu metile, fuorilinea il sito del trapianto della cornea centrale. </li><li> Con una lama affilata, penetrare nella cornea e Healon iniettare nella camera anteriore di approfondire per ridurre la possibilità di danni all&#39;endotelio donatore e lente sottostante. </li><li> Accise l&#39;innesto del donatore con Vännäs forbici e riporre in un piatto contenente soluzione salina bilanciata Hanks &#39;fino al momento dell&#39;uso. </li><li> Dopo l&#39;innesto del donatore è stato il rimosso, eutanasia il mouse donatore tramite CO 2 inalazione. </li></ol></li><li> Preparare il letto trapianto. <ol><li> Ripetere la stessa procedura descritta al punto 2.1.1 tramite 2.1.2 per il destinatario. </li><li> L&#39;utilizzo di un trapano di diametro 1,5 mm delineare il sito ricevente del trapianto. </li><li> Con una lama affilata, penetrare nella cornea e Healon iniettare nella camera anteriore di approfondire per ridurre la possibilità di danni alla lente sottostante. </li><li> Rimuovere il pulsante corneale centrale delineato dal destinatario utilizzando Vännäs forbici e scartare. </li></ol></li><li> Sutura deltrapianto <ol><li> Posizionare la cornea del donatore nel trapianto letto nella cornea del ricevente. Assicurarsi che un&#39;adeguata Healon è sotto la cornea del donatore per proteggere le cellule endoteliali del donatore venga danneggiato da contatto diretto con lente. </li><li> Utilizzando Super Fine microforceps a punta, posizionare il primo morso di 11-0 in nylon sutura nel lato dei donatori, attraverso il donatore con il 90% della profondità del tutto spessore a lato del destinatario, quindi legare. </li><li> Una volta che la cornea è ancorato al suo posto, eseguire punti staccati midcardinal tale che la cornea ha da 8 a 10 punti di sutura totale e la cornea del donatore è rivestito in modo sicuro con e allegato al destinatario letto trapianto di cornea. </li></ol></li><li> Approfondire la camera anteriore <ol><li> Approfondire la camera anteriore iniettando HBSS o bolla d&#39;aria nella camera anteriore e controllare delicatamente l&#39;integrità del trapianto di cornea per perdite con una spugna di cellulosa. NOTA: Se la camera anteriore non può essere riformato allora c&#39;è un&#39;alta probabilità di cataract che renderà le future valutazioni della cornea trapiantata molto difficile e anche potenzialmente portare ad una disfunzione dell&#39;endotelio corneale del donatore e quindi il fallimento del trapianto. </li></ol></li><li> Valutazione finale <ol><li> Osservare l&#39;occhio per determinare che la pupilla è rotonda e la profondità della camera anteriore è normale. NOTA: Se l&#39;alunno non è tutto ciò indica che durante la sutura l&#39;iride è stato danneggiato e, quindi, l&#39;innesto è considerato un guasto tecnico. </li><li> Applicare una pomata antibiotica per gli occhi. Opzionale: Chiudere il coperchio occhio con una sutura di seta 7-0. </li><li> Osservare i topi fino a quando sono completamente sveglio e poi individualmente li ospitano per un minimo di due giorni post-operatorie. </li></ol></li></ol> 3. Sutura di rimozione <ol style="margin-left: 40px;"><li> Nei casi in cui viene utilizzato coperchio sutura, anestetizzare topi come descritto sopra e rimuovere la sutura coperchio a 48 ore. </li><li> Anestetizzare topi il giorno 7 dopo l&#39;intervento. Rimuovere il sutures garantire il trapianto di cornea. Una volta che i punti di sutura vengono rimossi e l&#39;animale si è completamente risvegliato, restituirlo alla sua gabbia. </li></ol> 4. Valutazione clinica <ol style="margin-left: 40px;"><li> Controllare l&#39;occhio per indicazioni di complicazioni procedurali che comprendono, cataratta (opacità del cristallino), ifema (sangue nella camera anteriore), una camera anteriore che non è di profondità adeguata, o significativo l&#39;opacità della cornea. Prendere in considerazione quelli che dimostrano queste complicazioni come &quot;compromesso&quot; e l&#39;eutanasia da CO 2 inalazione. <ol><li> Eseguire tutti gli esami sui topi non anestetizzati. Tenere il mouse con una mano trattenendo così il mouse in modo che l&#39;altra parte può proptose l&#39;occhio per consentire una migliore vista dell&#39;occhio. Una volta che le osservazioni sono stati completati, rispedire l&#39;animale verso la sua gabbia. </li></ol></li><li> Avere un osservatore non hanno familiarità con i gruppi di trattamento valutare cornee trapiantate 2 o 3 volte a settimana per i segni di trapianto di corneaepisodi di rigetto o di fallimento del trapianto di cornea. Utilizzare il microscopio operatorio o un biomicroscopio con lampada a fessura orizzontale per queste osservazioni. <ol><li> Valutare ogni cornea opacità usando una scala da 0 a 5. La scala è definito come segue: <ol><li> Assegnare un punteggio da 0 a quelle cornee che non hanno segni di opacità. </li><li> Assegnare un punteggio di 1 a quelle cornee che mostrano il minimo l&#39;opacità superficiale. </li><li> Assegnare un punteggio di 2 a cornee che visualizzano l&#39;opacità mite e più in profondità, ma la pupilla e l&#39;iride sottostante sono ancora distinguibile. </li><li> Assegnare un punteggio di 3 cornea da visualizzare stromale opacità in cui il diaframma non possono essere viste in dettaglio con l&#39;eccezione dei margini pupilla. </li><li> Assegnare un punteggio di 4 a cornea da visualizzare densa opacità stromale e se non strutture sottostanti possono essere visualizzati. </li><li> Assegnare un punteggio di 5 a cornea da visualizzare per l&#39;opacità completa ed intensa edema stromale, con la pupilla e l&#39;iride completamente oscurata. </li></ol></li><li><html> Inoltre valuta ogni cornea per il grado di infiltrazione dei vasi sanguigni (neovascolarizzazione) utilizzando una scala di valutazione da 1 a 8. Per eseguire ciò, visualizzare la cornea come costituito da 4 quadranti uguali e determinare la quantità di vasi sanguigni in ciascuno di questi quadranti con punteggio che spaziano volontà da 0 (nessun vasi) a 2 per esteso vascolarizzazione di quel quadrante. Aggiungere i singoli punteggi di ogni quadrante per calcolare il punteggio finale neovascolarizzazione. </li><li> Classificare cornee come acutamente rifiutati se hanno un punteggio di 3 per due osservazioni consecutive per tempo i punti fino a 5 settimane. </li><li> Classificare i topi le cui cornee erano chiari a 5 settimane, ma sviluppare opacizzazione a volte&gt; 45 giorni dopo l&#39;attecchimento, con un punteggio di 3 per due momenti consecutivi, ad avere subito in ritardo termine rigetto corneale. Utilizzare le curve di Kaplan-Meier di sopravvivenza per analizzare la sopravvivenza del trapianto. </li></ol></li></ol> 5. Manipolazione del Modello in-left: 40px; &quot;&gt; <li> Preparazione delle singole cellule dalla milza. <ol><li> Per preparare singole cellule, prima eutanasia il mouse donatore. Quindi, rimuovere la milza. </li><li> Posizionare la milza in un colino cellulare e interrompere con un pistone della siringa da una siringa da 3 ml. </li><li> Lavare le cellule e risospendere in 10 ml di soluzione salina bilanciata Hanks. </li><li> Rimuovere 10 ml di sospensione cellulare e aggiungere 10 ml di 0,4% trypan blu e mescolare. Aggiungere che emocitometro e contare le cellule nella griglia centrale. Il numero di cellule nel tubo è il numero di celle 10 x 4 x 2 (fattore di diluizione in blu tripan) x 10 (volume nel tubo). </li></ol></li><li> Iniezione nella camera anteriore. <ol><li> Anestetizzare topi come precedentemente descritto. </li><li> Eseguire iniezioni usando un microscopio da dissezione. Per ogni iniezione intracameral, utilizzare 10 6 cellule della milza di un volume di 0,005 ml e una siringa microlitro 0,25 ml con ago 33 G. NOTA: altre manipolazionidel modello può essere effettuata trattando gli animali con reagenti che agiscono sia come antagonisti o agonisti per determinare il ruolo che un determinato fattore può giocare dopo l&#39;intervento chirurgico ortotopico allogenico corneale. </li></ol></li></ol>

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<li>Patel, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+survival+and+endothelial+outcomes+in+the+new+era+of+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Graft survival and endothelial outcomes in the new era of endothelial keratoplasty.</a> Exp. Eye Res. 95, 40-47 (2012).</li>
<li>Anshu, A., Price, M. O., Tan, D. T., Price, F. W. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+keratoplasty%3A+a+revolution+in+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Endothelial keratoplasty: a revolution in evolution.</a> Surv. Ophthalmol. 57, 236-252 (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti.

Il modello murino di trapianto di cornea qui descritta consente al ricercatore di studiare rigetto corneale umano in un modello che è predittivo di quali fattori sono più associati sia con il rifiuto 15,17,18,20, 26-30 e 21-25 accettazione di cornea trapianti. A differenza di trapianto di cornea umana, in cui i pazienti sono indicati sia per il trattamento steroideo topico o sistemico sia per trattare o prevenire il rigetto 31, questo modello è in genere utilizzato per determinare quei f...

Il trapianto corneale è uno dei tipi più comuni di successo e trapianti eseguiti negli esseri umani. Le ragioni per cui si esegue questa chirurgia sono il risultato di lesioni, malattie infettive 1, o di altre forme di malattie della cornea non infettive 2. I dati della Eye Bank Association of America indicano che più di 46.000 sono stati eseguiti nel 2011 (si veda il sito Web all&#39;indirizzo: restoresight.org/eye_banks/eye_banks.html). L&#39;indicazione del suo successo è che i tassi di fallimento di un anno per gli innesti corneali allogenici vanno dal 10 al 15% a 5 anni e il successo è superiore al 70% 3-8. Come molti studi hanno dimostrato, il successo di alloinnesti corneali è direttamente legato al fatto che l&#39;occhio è un sito immunologicamente privilegiato. I fattori responsabili dello stato cornee come sito privilegio immunitario comprendono la mancanza di entrambi i vasi sanguigni e linfatici nella cornea, una relativa assenza di cellule presentanti l&#39;antigene, fattori prodotta dalla cornea che Abbateres funtions effettrici del sistema immunitario 9-15, bassa espressione di MHC antigeni 16, e l&#39;espressione di FasL 17-20. Tuttavia, nonostante questi fattori predisponenti questi innesti di successo, essi vanno incontro a rigetto 3-7. Di conseguenza, la comprensione quei meccanismi che mediano questo rifiuto e testare varie terapie per prevenire il rigetto è di importanza critica. A tal fine, si descrive qui un modello murino di trapianto di cornea, che è stato in uso per oltre 20 anni per studiare il trapianto di cornea in un ambiente controllato sperimentale. Poiché risposte trapianto coinvolgono diversi fattori che lavorano in concerto che sarà definitiva determinare se il tessuto trapiantato riesce o riesce, non è possibile comprendere l&#39;importanza di tali elementi in qualsiasi modello in vitro. Di conseguenza, gli studi su animali intatti sono necessari per determinare quali sono i fattori importanti per il successo o il failure del tessuto trapiantato. Mentre altre specie di animali sono stati utilizzati per studiare trapianto di cornea, il modello murino ha diversi vantaggi rispetto all&#39;utilizzo di altre specie. Il primo è l&#39;esistenza di molti ceppi di topi che esprimono alcuni transgeni o sono stati dei geni-bersaglio a non avere l&#39;espressione di specifici fattori immunologici la cui funzione nel trapianto può essere meglio studiata. In aggiunta, ci sono molti reagenti (entrambi i fattori ricombinanti e anticorpi che neutralizzano i fattori) che sono specifici per i topi e che non esistono per molte altre specie di animali. A causa dell&#39;esistenza di questi fattori, questo modello è stato ampiamente utilizzato per identificare i fattori rilevanti che partecipano acute risposte trapianto allogenico corneali 15, 17,18,20 -29. Inoltre, molti dei fattori coinvolti nel trapianto di cornea sono anche noti per essere funzionale nel trapianto di altri tessuti.

<table><tbody><tr><td>Microscopio operatorio Zeiss</td><td>Siringa</td> da 1 ml <td>ricostruita</td><td></td></tr><tr><td></td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 3 ml</td><td>309657</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 10 ml</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Forbici Vannus</td><td>Stortz</td><td>E-3387</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Suture</td><td>Alcon</td><td>717939M</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 2.0 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7520</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 1,5 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7510</td><td></td></tr><tr><td>Tricaina cloridrato 0,5%</td><td>Alcon</td><td>NDC 0065-0741-12</td><td></td></tr><tr><td>Healon</td><td></td><td>Abbott Healon OVD</td><td></td></tr><tr><td>Forcipe</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Suture</td><td>Alcon</td><td>8065</td><td></td></tr><tr><td>2,5% Fenilefrina HCl</td><td>Alcon</td><td>NDC 61314-342-02</td><td></td></tr><tr><td>1% Tropicamide</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC-24208-585-59</td><td></td></tr><tr><td>Siringa Hamilton</td><td>Hamilton</td><td>7654-01</td><td></td></tr><tr><td>Ago calibro 33</td><td>Hamilton</td><td>90033</td><td></td></tr><tr><td>Filtro cellulare (100 &mu; m nylon)</td><td>BD Falcon</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Emocitometro</td><td>Cardinal Health</td><td>B3175</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td></td></tr></tbody></table>

murini trapianto di cornea: un modello per studiare la forma più comune di trapianto di organi solidi

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Il trapianto di cornea è la forma più comune di trapianto di organi negli Stati Uniti, con tra le 45.000 e le 55.000 procedure eseguite ogni anno. Sebbene esistano diversi modelli animali per questa procedura e i topi siano la specie più comunemente usata. Le ragioni per l'utilizzo dei topi sono il costo relativo dell'utilizzo di questa specie, l'esistenza di molti ceppi geneticamente definiti che consentono lo studio delle risposte immunitarie e l'esistenza di una vasta gamma di reagenti che possono essere utilizzati per definire ulteriormente le risposte in questa specie. Questo modello è stato utilizzato per definire i fattori nella cornea che sono responsabili dello stato di privilegio immunitario relativo di questo tessuto che consente agli allotrapianti corneali di sopravvivere al rigetto acuto in assenza di terapia immunosoppressiva. È stato anche utilizzato per definire quei fattori che sono più importanti nel rigetto di tali allotrapianti. Di conseguenza, gran parte di ciò che sappiamo sui meccanismi di accettazione e rigetto dell'allotrapianto corneale è dovuto a studi che utilizzano un modello murino di trapianto di cornea. Oltre a descrivere un modello di rigetto acuto dell'allotrapianto corneale, presentiamo per la prima volta anche un modello di rigetto tardivo dell'allotrapianto corneale.

Il modello murino di trapianto di cornea è stato utilizzato da oltre 20 anni con successo per caratterizzare i meccanismi di entrambi corneale rigetto del trapianto corneale 19-23 e accettazione 13, 15,16,18, 24-27. Questo modello è stato utilizzato per stabilire l'importanza di FasL nella cornea del trapianto di accettazione, in quanto gli animali che non hanno FasL non erano in grado di accettare trapianti corneali 15. E 'stato anche utilizzato per dimostrare che la crescita endotelial...

I topi sono stati utilizzati come modello per studiare molte forme di trapianto, incluso il trapianto di cornea. In questo rapporto descriviamo un modello murino sia per il trapianto di cornea acuto che per quello tardivo.

Murini trapianto di cornea: Un modello per studiare la forma più comune di trapianto di organi solidi

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

L'obiettivo generale della seguente procedura è quello di introdurre un modello per il rigetto acuto dell'allotrapianto corneale. Ciò si ottiene rimuovendo prima la cornea del donatore. I passaggi successivi della procedura consistono nel preparare il letto di innesto del ricevente e suturare la cornea del donatore in posizione.Quindi viene testata l'integrità dell'innesto e, se non ci sono perdite, la palpebra viene suturata. Dopo una settimana, l'opacità dell'innesto corneale viene valutata per misurare il rigetto dell'allotrapianto. In definitiva, il modello può essere utilizzato, può testare una varietà di strategie terapeutiche per definire i fattori più importanti legati al rigetto dell'allotrapianto dei trapianti di organi solidi.Il trapianto di cornea è il più comune negli Stati Uniti. Ci sono diversi modelli animali disponibili per questa procedura, ma i topi sono i più comunemente usati. Questo modello è stato utilizzato per definire i fattori, che coinvolgono sia il rigetto che l'accettazione del trapianto di cornea.Dopo aver anestetizzato i topi donatori e riceventi e aver confermato i loro stati anestetizzati con un pizzico di dita, applicare unguento lubrificante puro sugli occhi non sottoposti a intervento chirurgico. Quindi fissare la testa con l'occhio del donatore orizzontalmente a un supporto robusto e mobile utilizzando una striscia di nastro adesivo sul collo. Ora utilizzando un dente di due millimetri di diametro la cui punta è stata tinta con blu metile, delineare il sito centrale dell'innesto della cornea.Quindi, con una lama di coltello oftalmica di 15 gradi, penetrare la cornea per evitare danni alla lente sottostante. Iniettare la soluzione viscoelastica nella camera anteriore in modo che la camera diventi più profonda. Ora asportare l'innesto del donatore con le forbici di Venezia e trasferire l'innesto in una capsula di HBSS con ghiaccio fino all'uso per ottenere madre, somministrare un paio di gocce di aide all'1% di tpic e al 2,5% di efrin cloridrato all'occhio ricevente.Quindi, utilizzando un dente da 1,5 millimetri, delineare il sito dell'innesto come descritto in precedenza, utilizzando una lama di coltello oftalmica di 15 gradi, penetrare nella cornea e iniettare una soluzione viscoelastica nella camera anteriore per approfondirla. Al fine di mantenere lo spazio tra la cornea del donatore e il cristallino, questo riduce la possibilità di danni al cristallino sottostante e all'endotelio del donatore. Con le forbici Venice, rimuovere il bottone corneale centrale delineato dal ricevente e gettarlo.Aggiungere un mezzo viscoelastico all'area lasciata libera dalla rimozione del bottone corneale per proteggere le cellule endoteliali corneali dai danni causati dal contatto diretto con la lente. Ora posiziona la cornea del donatore sul letto dell'innesto utilizzando una micro pinza a punta super fine. Posizionare il primo morso di sutura in nylon 11.0 sul lato donatore attraverso la cornea del donatore a circa il 90% dello spessore completo.Quindi sul lato ricevente alla stessa profondità, quindi legare. Continuare a fissare la cornea trapiantata utilizzando suture interrotte a metà cardinale. Sono sufficienti da otto a 10 suture.Ora riformare e lavare la camera anteriore con un'iniezione di soluzione fisiologica. In alternativa, iniettare aria nella camera anteriore per riformarla. Dopo l'iniezione, testare delicatamente l'integrità dell'innesto utilizzando una spugna di cellulosa.Infine, valuta l'occhio. Determina se la pupilla è rotonda e se la camera anteriore appare normale. Se l'innesto sembra buono, applicare un unguento antibiotico e, facoltativamente, chiudere la palpebra con la sutura di seta in esecuzione 7.0 dopo l'intervento.Monitora il topo fino a quando non è completamente sveglio e poi continua a osservarlo nella sua gabbia domestica per due giorni. Rimuovere i punti di sutura dal topo anestetizzato tra i quattro e i sette giorni successivi all'operazione. Dopo aver rimosso i punti di sutura, osservare il topo per diversi giorni.Utilizzando una scala di opacità, valuta ogni cornea con un punteggio da zero a cinque. Uno zero indica l'assenza di opacità. Un punteggio di uno corrisponde a un'opacità superficiale minima.Un punteggio di due indica un'opacità da lieve a più profonda con una pupilla sottostante distinguibile. E l'iride è un segno di un punteggio di tre alle cornee con opacità stromale in cui l'iride non può essere vista in dettaglio ad eccezione dei margini della pupilla. Se c'è una densa opacità stromale e non si vedono strutture sottostanti, dare all'innesto un punteggio di quattro.Se, se c'è un'opacità completa con edema stromale intenso e sia la pupilla che l'iride sono completamente oscurate, allora assegna all'innesto un punteggio di cinque. Il protocollo del testo suggerisce anche una scala da zero a otto sull'infiltrazione dei vasi sanguigni. È possibile eseguire un'ampia varietà di manipolazioni utilizzando il modello dell'innesto.Ad esempio, le cellule della milza possono essere aggiunte alla camera anteriore dal topo donatore. Dopo che il donatore è stato soppresso, rimuovere la milza e trasferirla in un colino cellulare utilizzando uno stantuffo a siringa da tre millilitri, distruggere la milza, quindi lavare le cellule della milza in 10 millilitri di HBSS, risospendere le cellule lavate in 10 millilitri di HBSS e contare le cellule con un emocitometro. Conservare le celle a temperatura ambiente fino a quando non verranno utilizzate in seguito.Prima di eseguire il trapianto di cornea, iniettare le cellule nella camera anteriore dell'occhio controlaterale utilizzando un microscopio da dissezione, iniettare 1 milione di cellule della milza in cinque microlitri di HBSS da un ago calibro 33. Il modello è stato utilizzato per verificare se la tolleranza sistemica delle cellule T dell'antigene allo agli antigeni espressi dall'allotrapianto corneale del donatore potesse migliorare la sopravvivenza del trapianto. I topi BC sono stati tollerati agli antigeni C 57 neri 10 allallo mediante iniezione di cellule B 10 della milza nella camera anteriore.Ciò non ha migliorato l'accettazione dell'allotrapianto corneale. Gli studi dimostrano che stabilire la tolleranza antigene-specifica all'antigene, misurata dalle risposte DTH, non influisce sull'esito degli allotrapianti cutanei o corneali. Uno studio simile ha dimostrato che quando la tolleranza al DTH è stata stabilita nei topi BAB c verso gli antigeni B 10, il trapianto cutaneo risparmiando alcuni o tutti gli antigeni B 10 non ha aumentato la sopravvivenza.Pertanto, il C intestinale con DTH antigene-specifico stabilito non ha beneficiato in modo misurabile degli allotrapianti corneali o cutanei. Come si può vedere dall'esperimento odierno, il trapianto di cornea è una procedura tecnicamente impegnativa. Tuttavia, questo è il modello migliore per studiare le celle e i fattori che determinano il successo o il fallimento del grafico.

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