Name: Rilevamento glicogeno in cellule periferiche mononucleate del sangue con Periodic Acid Schiff colorazione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Scopri la colorazione Periodic Acid Schiff per visualizzare il glicogeno nelle cellule mononucleate del sangue periferico umano. Questo metodo migliora l'analisi del contenuto di polisaccaridi nelle cellule immunitarie.

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Questa ricerca è stata supportata da una sovvenzione del programma NSERC Discovery numero RGPIN 418522-2013. Ringraziamo R. Kilgour per le utili discussioni, e Katelin Gresty e il Dr. A. Berghdal per aver fornito le sezioni muscolari del topo.

La ricerca con campioni di sangue umano è stato approvato dalla Concordia University Ethics Review Board, numero del certificato 10000618. Il lavoro sul muscolo del mouse è stato approvato dalla Concordia University Ethics Review Board, numero del certificato 2010BERG. 1. PBMC Isolamento da sangue intero NOTA: Effettuare questa procedura in un armadio biosicurezza con tecnica sterile e attrezzature produttore-sterilizzati. <ol><li> Versare con cautela 10-15 ml di sangue intero dai eparinizzato tubi (anticoagulante) di raccolta del sangue in una provetta sterile da 50 ml. Per fuoriuscite di sangue minori, pulire con DDH 2 O e il 70% EtOH utilizzando tessuti di pulizia. </li><li> Diluire il sangue nel tubo conico ad un rapporto 1: 1 con tampone fosfato salino (PBS 1x) pH 7,4. Assicurarsi che il volume massimo totale non supera i 30 ml. </li><li> Mescolare delicatamente con una pistola pipetta sierologica evitando bolle. NOTA: NON miscelare invertendo il tubo per evitare il sangue di unccumulation nel tappo e successiva filtrazione durante la centrifugazione. </li><li> Aggiungere 13 ml di Ficoll-Paque (vedi Materiali e tavolo Equipment), a un nuovo tubo conico capacità di 50 ml. Mantenere il tubo verticalmente nel rack. </li><li> Usando una pipetta di trasferimento, prendere il sangue diluito, toccare la punta della pipetta di trasferimento alla parete interna del tubo vicino alla cima. Con pressione lenta e costante, trasferire il sangue lungo la parete interna del tubo formare uno strato sangue sulla parte superiore dello strato di saccarosio. Eseguire questa operazione più volte fino a che tutto il sangue è stato trasferito. </li><li> Chiudere la provetta e centrifugare saldamente il tubo a temperatura ambiente per 30 min a 700 xg in un rotore battente con set accelerazione medio 5, e decelerazione impostato a zero. </li><li> Lentamente estrarre il tubo e senza disturbare gli strati, si torna a prendere l&#39;armadio biosicurezza. </li><li> Raccogliere accuratamente il cappotto buffy (sottile strato nuvoloso bianco), dove si trovano PBMC, posto tra il PBS / plasma unnd strati ficoll con una pipetta di trasferimento. Evitare di raccogliere strato di saccarosio e non disturbare lo strato di globuli rossi. </li><li> Trasferire il buffy coat in un nuovo tubo conico sterile 50 ml. Si può richiedere più volte di ripetere passo 1.8 per raccogliere tutti i PBMC. </li><li> Aggiungere PBS pH 7,4 al tubo con PBMC e riempire fino alla tacca 45 ml. Agitare bene il tubo. Non fare vortex. </li><li> Lavare 1: Centrifugare per 15 min a 480 xg sia massima accelerazione e decelerazione impostato 9. Osservare formazione di un pellet di PBMC sul fondo della provetta conica. </li><li> Eliminare il PBS (surnatante) in un becher di plastica con 10 ml di candeggina. </li><li> Allentare pellet delicatamente &quot;travaso&quot; contro una superficie ondulata (cioè, rack vuoto). Non fare vortex. </li><li> Aggiungere 25 ml di PBS fresco pH 7.4 al tubo. Se più di un tubo viene elaborato, riunire i pellets insieme in questa fase. </li><li> Lavare 2: Centrifugare la provetta per 12 minuti a 480 xg with sia massima accelerazione e decelerazione impostato su 9. </li><li> Eliminare il PBS (surnatante) nel bicchiere di plastica con una spruzzata di candeggina. </li><li> Delicatamente &quot;rack&quot; contro una superficie ondulata (cioè, rack vuoto). Non fare vortex. </li><li> Aggiungere 25 ml di PBS fresco al tubo. <ol><li> Estrarre 50 ml di cellule e trasferire in una provetta per il conteggio redditività. </li><li> Aggiungere un importo pari (50 ml) di trypan blu (una macchia vitalità) e pipetta su e giù per mescolare delicatamente. </li></ol></li><li> Estrarre 10 ml e trasferirlo ad un emocitometro per verificare la vitalità delle cellule per ml. Registrare il numero di cellule / ml. </li><li> Estrarre la quantità desiderata di cellule e centrifugare la provetta per 12 min a 480 xg sia massima accelerazione e decelerazione impostato 9. </li><li> Eliminare il PBS (surnatante) nel bicchiere con candeggina. </li><li> Delicatamente &quot;rack&quot; contro una superficie ondulata (cioè, rack vuoto). Aggiungere 80 ml di PBS nel tubo. </li></ol> 2. Rendere Slide PBMC <ol><li> Mettere 80 ml di cellule su un vetrino da microscopio. Spalmare il goccia con l&#39;aiuto di un&#39;altra diapositiva o collocare 2 gocce di 40 microlitri ciascuno su entrambe le estremità della slitta. </li><li> Lasciare diapositiva nella cappa di sicurezza biologica ad asciugare. Etichettare il vetrino con una matita sul lato opaco. </li></ol> 3. Fissaggio dei campioni sulle diapositive <ol><li> Preparare la soluzione fissativa miscelando 0,5 ml di 37% di formaldeide al 4,5 ml di 99% di etanolo. </li><li> Dopo i vetrini vengono essiccati, estrarre 2 ml della soluzione di fissativo fresco e versarlo sul vetrino in modo che l&#39;intera superficie del vetrino è coperto. </li><li> Lasciare la soluzione sul vetrino per 1 min. Sciacquare il vetrino per 1 min con acqua corrente e lasciare asciugare all&#39;aria. </li></ol> 4. Rendere la soluzione di amilasi per controllo negativo <ol><li> Prendere 0,25 g di polvere di amilasi e sciogliere in 50 ml di diacqua calmato. Versare la soluzione in un becher da 100 ml pulito. </li><li> Immergere il vetrino nel becher in modo che la metà del vetrino riceve il trattamento e l&#39;altra metà rimane non trattato e quindi incubare per 15 min a temperatura ambiente (Figura 1C). </li><li> Prendere nota su quale lato della diapositiva sta ricevendo il trattamento amilasi. Tracciare una linea sul retro del vetrino indicare il confine tra il trattamento e di controllo. </li><li> Lavare i vetrini con DDH 2 O per rimuovere la soluzione amilasi e lasciare la diapositiva di aria secca. </li></ol> 5. Eseguire Periodic Acid Schiff (PAS) colorazione e Imaging NOTA: i reagenti PAS sono tossici per inalazione e sono corrosivi, così i passi devono essere fatte in una cappa, ed i prodotti di scarto devono essere smaltite in conformità alle linee guida istituzionali. <ol><li> Posizionare il vetrino su una superficie piana e versare 1,50-2,00 ml di soluzione di acido periodico sul campione. Incubate per 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Sciacquare i vetrini in varie accuse di acqua distillata. </li><li> Versare 1,50-2,00 ml di reagente di Schiff sul vetrino ed incubare a temperatura ambiente per 15 min. </li><li> Lavare il vetrino con acqua distillata per 5 minuti e lasciare asciugare. </li><li> Applicare mezzo di montaggio 10 ml sul vetrino e coprire con due piccole lamelle, o applicare 50 ml e utilizzare una grande coprioggetti. </li><li> Applicare smalto trasparente sui bordi del vetrino, lasciare asciugare per una notte. </li></ol> 6. Ottenere immagini con la luce microscopio binoculare Uso Obiettivo 100X

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Le fasi critiche di questo articolo video erano durante il lavaggio e amilasi trattamento delle cellule. Mentre si lava le diapositive, il passo fondamentale stava usando una bottiglia di plastica di lavaggio squeezable e lasciando scorrere l&#39;acqua dolcemente attraverso il campione sul vetrino e non puntando direttamente sui campioni. Anche la minima pressione dell&#39;acqua diretta potrebbe causare le cellule a venire fuori la diapositiva. Un altro passo fondamentale è stato quello di utilizzare lo stesso scivolo p...

Acido periodico Schiff (PAS) è una tecnica di colorazione immunoistochimica che è ampiamente utilizzato nella ricerca e diagnostica muscolare. Viene anche utilizzato come strumento diagnostico su campioni di sangue. La tecnica funziona applicando soluzione di acido periodico al campione, che ossida unità all'interno dei polisaccaridi creazione di gruppi aldeidici che reagiscono con il reagente di Schiff incolore producendo così un prodotto magenta profondo. I passi di questa procedura sono mostrati in Figura 1. La macchia gira nulla con polisaccaridi magenta, tra glicogeno, glicoproteine, glicolipidi, mucine, o altre molecole con porzioni polisaccaridi. Colorazione PAS viene spesso utilizzato per misurare i livelli di glicogeno nelle fibre muscolari. Sezioni di muscoli di tessuto sono ideali per la tecnica in quanto fermamente attribuiscono alla diapositiva e sopportano più fasi di lavaggio e colorazione. Il glicogeno è più presente in contrazione rapida di tipo II fibre muscolari, che hanno una forte domandaper la produzione di ATP rapida richiede glicogeno per il massimo delle prestazioni 1,2. Il glicogeno è un polimero ramificato di glucosio che può essere suddiviso in glucosio libero attraverso l'azione di enzimi glicogeno fosforilasi. In tempi di riposo e nutrizionale-autosufficienza, il glicogeno viene rifornito attraverso il processo di glicogenesi, mentre in tempi di insufficienza o di alta energia domanda nutrizionale; glicogeno è suddiviso in glucosio da glicogenolisi. Dalla già a partire dal 1950 gli scienziati hanno esplorato clinico colorazione PAS su campioni di sangue per analizzare il contenuto di glicogeno in varie malattie 3-7. Ad esempio, in Pompe malattia un accumulo di glicogeno autentico globuli bianchi alle malattie accumulano grandi quantità di glicogeno che differisce significativamente da controlli sani 8. Questo video-articolo illustra una versione adattata di colorazione PAS per l'uso su cellule mononucleate del sangue periferico (PBMC) campioni di sangue venoso di soggetti umani sani. PBMCs contengono principalmente linfociti del linfociti T e B famiglie linfociti, così come altre cellule immunitarie come le cellule killer naturali e monociti. La prima fase di purificazione rimuove eritrociti, neutrofili e altri granulociti. Questa tecnica fornisce dati su una proporzione concentrata di linfociti consentendo più robusta enumerazione delle cellule PAS-positive rispetto all'utilizzo strisci di sangue intero. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52199/52199fig1highres.jpg"> Figura 1:. Passo dopo passo la metodologia di colorazione PAS su PBMC (A) In primo luogo, l'isolamento delle PBMC è ottenuta attraverso Ficoll gradiente, il pannello di sinistra mostra la preparazione prima della centrifugazione, il pannello di destra mostra che dopo centrifugazione dove il cappotto buffy contenente il PBMC si osserva nel centro del tubo. (B) Isolamento PBMC sono fissati su vetrino utilizzando formalina-etanolo solu fissativezione. Il vetrino viene delicatamente risciacquato con acqua distillata da una spruzzetta di plastica. (C) Il vetrino viene quindi posto in un becher da 100 ml a metà riempito con soluzione di amilasi, che si dissolverà glicogeno. Il vetrino viene delicatamente risciacquato. (D) La slitta viene trattato con soluzione di acido periodico, in cui l'ossidazione dei saccaridi avviene. I vetrini sono sciacquati delicatamente; Questa operazione rimuoverà l'acido periodico eccesso e fermare la fase di ossidazione. (E) Quando il reagente di Schiff viene aggiunta ai vetrini, esso reagirà con aldeidi creati durante la fase di ossidazione. Questo reagente incolore sarà quindi ottenere un prodotto magenta rosso intenso. I vetrini sono delicatamente risciacquate per rimuovere l'eccesso di reagente di Schiff.

<table><tbody><tr><td>Kit Periodic Acid Shiff</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/395b?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>395B</td><td>Portare a temperatura ambiente prima dell'uso. I materiali contenuti nel kit sono tossici e nocivi. Usare cautela.</td></tr><tr><td>&amp;alpha;-Amilasi dal pancreas di suino</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/a3176?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>A3176</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Binoculare</td><td>Carl Zeiss Microscopy</td><td>Axio Lab A0</td><td></td></tr><tr><td>Kit per Saggio del Glicogeno</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/mak016?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Sigma-Aldrich</a></td><td>MAK016</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque PLUS</td><td><a href="https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4779441" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> VWR, GE Healthcare</a></td><td>17-1440-02</td><td>Polimero sintetico non ionico di saccarosio.</td></tr><tr><td>Centrifuga</td><td></td><td></td><td>Per l'isolamento dei PBMC, sono stati utilizzati rotorini a cestello oscillante.</td></tr></tbody></table>

rilevamento glicogeno in cellule periferiche mononucleate del sangue con periodic acid schiff colorazione

Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining

La colorazione periodica con acido di Schiff (PAS) è una tecnica immunoistochimica utilizzata nelle biopsie muscolari e come strumento diagnostico per campioni di sangue. I polisaccaridi come glicogeno, glicoproteine e glicolipidi colorano il magenta brillante, facilitando l'enumerazione delle cellule positive e negative all'interno del tessuto. Nelle cellule muscolari la colorazione PAS viene utilizzata per determinare il contenuto di glicogeno in diversi tipi di cellule muscolari, mentre nei campioni di cellule del sangue la colorazione PAS è stata esplorata come strumento diagnostico per una varietà di condizioni. Il sangue contiene una percentuale di globuli bianchi che appartengono al sistema immunitario. L'idea che le cellule del sistema immunitario possiedano glicogeno e lo utilizzino come fonte di energia non è stata ampiamente esplorata. Qui, descriviamo una versione adattata del protocollo di colorazione PAS che può essere applicato su cellule immunitarie mononucleate del sangue periferico da sangue venoso umano. Sono state osservate cellule piccole con granuli PAS-positivi e cellule più grandi con colorazione PAS diffusa. Il trattamento dei campioni con amilasi abroga questi modelli, confermando la specificità della colorazione. Una tecnica alternativa basata sulla digestione enzimatica ha confermato la presenza e la quantità di glicogeno nei campioni. Questo protocollo è utile per ematologi o immunologi che studiano il contenuto di polisaccaridi nei linfociti derivati dal sangue.

Per convalidare i reagenti e la tecnica di base, colorazione PAS è stata eseguita secondo le istruzioni del produttore su sezioni muscolari del mouse soleo. La colorazione è stato fatto stesso giorno del sacrificio e nell'ultimo passaggio della colorazione, le sezioni sono state fissate dal xilene. Il muscolo soleo è nota la presenza di ~ 35% di glicogeno-positivo cellule 9. Le cellule muscolari colorate visualizzate due distinte granuli puntiformi Caratteristiche-PAS-positiva all'interno della cellula, e una...

La colorazione periodica con acido di Schiff è una tecnica che visualizza il contenuto di polisaccaridi dei tessuti. Questo articolo dimostra il protocollo periodico di colorazione acida di Schiff adattato per l'uso su cellule mononucleate del sangue periferico purificate da sangue venoso umano. Tali campioni sono arricchiti per i linfociti e altri globuli bianchi del sistema immunitario.

Rilevamento glicogeno in cellule periferiche mononucleate del sangue con Periodic Acid Schiff colorazione

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. ...

L'obiettivo generale di questa procedura è visualizzare il contenuto di glicogeno delle cellule mononucleate del sangue periferico. Ciò si ottiene isolando prima le BMC P dal sangue intero umano utilizzando la centrifugazione in gradiente di densità. La seconda fase consiste nel preparare i vetrini dei campioni mediante spalmatura o pipettaggio delle cellule del sangue, quindi trattandole con una soluzione fissativa, seguita dal lavaggio successivo per un controllo negativo.Metà del vetrino è immerso in una soluzione di amilasi, che dissolve i polimeri di glicogeno, seguita da un lavaggio. Ora i campioni vengono colorati con una soluzione acida periodica seguita da un lavaggio. Il passaggio finale consiste nell'aggiungere il reagente del turno seguito da un lavaggio.In definitiva, la microscopia ottica viene utilizzata per mostrare le riserve di glicogeno all'interno delle cellule. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti è che ci sono più cellule mononucleate per vetrino rispetto alla colorazione del sangue intero. Pertanto, è più efficiente analizzare il contenuto di glicogeno e i linfociti poiché i neutrofili e i globuli rossi sono assenti.Per iniziare questa procedura in una cappa di biosicurezza, trasferire con cura da 10 a 15 millilitri di sangue intero dalla provetta di raccolta del sangue eparinizzata in una provetta conica sterile da 50 millilitri. Successivamente, diluire il sangue in PBS one X a pH 7,4 in un rapporto di uno a uno e assicurarsi che il volume totale massimo non superi i 30 millilitri. Mescolarlo delicatamente utilizzando una pipetta sierologica ed evitare di generare bolle.Quindi trasferire 13 millilitri di polimero sintetico non ionico di saccarosio, FICO in un nuovo tubo conico da 15 millilitri. Successivamente, aggiungere il sangue diluito con una pressione lenta e costante in modo da formare uno strato di sangue sopra lo strato di FICO. Eseguire questo passaggio più volte fino a quando tutto il sangue è stato trasferito.Successivamente, tappare bene la provetta e centrifugarla a temperatura ambiente per 30 minuti a 400 Gs.Successivamente, estrarre lentamente la provetta e trasferirla nuovamente nella camera di biosicurezza. Quindi, raccogli con cura il buffy coat tra il plasma PBS e gli strati FICO dove si trovano i pbmc. Evitare di raccogliere lo strato di FICO e non disturbare lo strato di globuli rossi.Quindi trasferire il buffy coat in una nuova provetta conica sterile da 50 millilitri. Aggiungere PBS alla provetta con i P BMC e riempirla fino a 45 millilitri. Successivamente agitare accuratamente il tubo.Quindi centrifugare per 15 minuti. A 277 gs, un pallet di p BMC sarà formato sul fondo del tubo conico. Successivamente, gettare il surnatante in un becher di plastica con 10 millilitri di candeggina.Allentare il pellet di cella travasando delicatamente il tubo contro una superficie ondulata. Aggiungere 20 millilitri di PBS fresco al tubo. Se è in lavorazione più di un tubo, unire i pellet in questo passaggio.Quindi, centrifugare la provetta per 12 minuti a 480 g. Gettare il surnatante nel becher di plastica con una spruzzata di candeggina. Quindi rifilare delicatamente il tubo contro una superficie ondulata.Sempre in seguito, aggiungere 25 millilitri di PBS fresco al tubo. Trasferire 50 microlitri di cellule in una provetta da microcentrifuga. Per la vitalità, contare per contare le cellule.Aggiungere 50 microlitri di trian blue e pipettare delicatamente su e giù per mescolare. Successivamente, trasferire 10 microlitri della miscela in un emocitometro. Per verificare la vitalità delle cellule e registrare il numero di cellule per millilitro.Prelevare la quantità desiderata di cellule e centrifugare la provetta per 12 minuti a 177 gs. Dopodiché, gettare il natante SUP nel becher con la candeggina. Quindi svuotare delicatamente la provetta contro una superficie ondulata, quindi aggiungere 80 microlitri di PBS nella provetta.Per realizzare il vetrino PBMC, posizionare 80 microlitri di cellule su un vetrino da microscopio pre-marcato, spalmare la goccia con l'aiuto di un altro vetrino o posizionare due gocce da 40 microlitri su entrambe le estremità del vetrino. Lasciare asciugare il vetrino nella cabina di sicurezza biologica. Quindi preparare la soluzione fissativa mescolando 0,5 millilitri di formaldeide al 37% con 4,5 millilitri di etanolo al 99%.Dopo che i vetrini si sono asciugati, aggiungere due millilitri della soluzione fissativa appena preparata sul vetrino per coprire l'intera superficie. Lasciare la soluzione sul vetrino per un minuto prima di risciacquarla con acqua di rubinetto per un altro minuto. Quindi lasciarlo asciugare all'aria.Ora scioglietevi. Puntare 25 grammi di polvere di amilasi in 50 millilitri di acqua distillata. Versare la soluzione in un becher da 100 millilitri.Successivamente, immergere metà del vetrino nel becher e incubare per 15 minuti. A temperatura ambiente, prendere nota sul lato che sta ricevendo il trattamento con amilasi. Tracciare una linea sul retro del vetrino che indichi il confine tra il trattamento e il controllo.Successivamente, lavare il vetrino con acqua distillata per rimuovere la soluzione di amilasi. Quindi lasciare asciugare il vetrino all'aria In questo passaggio, posizionare un vetrino su una superficie piana. Applicare due millilitri di soluzione acida periodica sul campione e incubarlo per cinque minuti a temperatura ambiente.Quindi sciacquare più volte lo scivolo con acqua distillata. Applicare due millilitri di reagente turni sul vetrino e incubarlo a temperatura ambiente per 15 minuti. Successivamente, lavare il vetrino con acqua distillata per cinque minuti e poi lasciarlo asciugare all'aria.Quindi, applicare 100 microlitri di supporto di montaggio sul vetrino e coprirlo con un vetrino coprioggetti grande, oppure applicare 50 microlitri e utilizzare due vetrini coprioggetti piccoli. Successivamente, applica lo smalto trasparente sui bordi del vetrino coprioggetti. Lasciateli asciugare per una notte.Quindi ottenere immagini con il microscopio ottico binoculare utilizzando l'obiettivo 100 x PAS. La colorazione è stata eseguita su P BMC dal sangue venoso di soggetti sani. I BMC P colorati con PAS mostravano una varietà di modelli di colorazione.Piccole cellule con granuli sono state prontamente osservate. È stata osservata anche una percentuale di cellule più grandi con un pattern di colorazione diffuso. Il trattamento dei campioni con amilasi ha rimosso il segnale del granulo e ha diminuito la positività diffusa per la PAS.La colorazione PAS ed HEMATIN è stata eseguita su tutto il vetrino. Questa PBMC è circondata da molti eritrociti. Il 98% di pbmc PAS positivi erano le cellule più piccole e il 40% erano le cellule più grandi.Il trattamento con amilasi ha eliminato il segnale PAS nelle piccole cellule e ha diminuito significativamente il segnale PAS nelle cellule più grandi al 7%Non dimenticare che lavorare con i reagenti PAS può essere estremamente pericoloso e che durante l'esecuzione di questa procedura è necessario prendere precauzioni come indossare dispositivi di protezione individuale appropriati e utilizzare una cappa chimica.

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Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Questo video dimostra la tecnica periodica di colorazione acido-Schiff per valutare i livelli di glicogeno delle cellule mononucleate del sangue periferico in vitro. La macchia conferisce un colore magenta ai granuli di glicogeno intracellulare, rendendoli visibili al microscopio.

Colorazione periodica acido-Schiff delle cellule: una tecnica in vitro per rilevare i livelli di glicogeno nelle cellule mononucleate del sangue periferico

In questo video, descriviamo un saggio spettrofotometrico qualitativo per determinare l'entità della ramificazione in un campione di glicogeno con una struttura non caratterizzata. Il confronto dei massimi di assorbanza del campione non caratterizzato con quello dei polisaccaridi con strutture ramificate note indica la presenza di ramificazioni nel campione non caratterizzato.

Saggio di ramificazione del glicogeno per misurare il grado di ramificazione del glicogeno

Descriviamo qui un metodo biochimico accurato, riproducibile e conveniente per la titolazione del glicogeno in vitro. Questa tecnica utilizza il kit di analisi Abcam glicogeno e si basa sulla successiva idrolisi del glicogeno in glucosio e titolazione mediante fluorescenza.

Titolazione biochimica di glicogeno<em&gt; In vitro</em

Questo rapporto descrive le tecniche per isolare e purificare i glicosaminoglicani solfati (GAG) da campioni biologici e un approccio di elettroforesi su gel di poliacrilammide per approssimarne le dimensioni. I GAG contribuiscono alla struttura dei tessuti e influenzano i processi di segnalazione attraverso l'interazione elettrostatica con le proteine. La lunghezza del polimero GAG contribuisce alla loro affinità di legame per i ligandi affini.

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Vengono presentate le tecniche per misurare l'attività degli enzimi chiave del metabolismo del glicogeno, utilizzando un semplice spettrofotometro operante nell'intervallo visibile.

Metodi spettrofotometrici per lo studio del metabolismo del glicogeno eucariotico

È stata determinata una concentrazione ottimale di saccarosio per l'estrazione del glicogeno epatico utilizzando la centrifugazione a gradiente di densità del saccarosio. L'aggiunta di una fase di ebollizione di 10 minuti per inibire gli enzimi che degradano il glicogeno si è rivelata utile.

L'estrazione di molecole di glicogeno epatico per la determinazione della struttura del glicogeno

Una procedura post-fissazione modificata aumenta il contrasto delle particelle di glicogeno nei tessuti. Questo documento fornisce un protocollo passo-passo che descrive come gestire il tessuto, condurre l'imaging e utilizzare metodi stereologici per ottenere dati imparziali e quantitativi sulla distribuzione del glicogeno subcellulare specifico della fibra nel muscolo scheletrico.

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