Name: Generazione di un umanizzato Drosophila S2 Cell Line Sensibile alla farmacologica Linibizione di Kinesin-5 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Scopri come generare una linea cellulare Drosophila S2 umanizzata sensibile agli inibitori di kinesin-5 per studiare la correzione degli errori durante la divisione cellulare. Questo metodo facilita l'imaging in vivo.

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Vorremmo ringraziare Patricia Wadsworth per il dono della kinesin-5 costrutto. Questo lavoro è stato finanziato da una sovvenzione del NIH (5 R01 GM107026) a TJM e Research Grant n ° 5-FY13-205 dal marzo di Dimes Fondazione TJM, così come il sostegno della Charles H. Hood Foundation, Inc., Boston, MA. a TJM

1. Le celle trasfettando S2 <ol><li> Da 25 cm 2 beuta precedentemente coltivate, aggiungere GFP--tubulina esprimono alfa cellule S2 10 ad un volume finale di 2 ml al 100% di confluenza, e consentire loro di semi-aderire al fondo di un piatto di coltura di tessuti 35 mm per di circa 1 ora. </li><li> Rimuovere il supporto dal piatto. Transfect 2 ug del Eg5-mCherry costruire 11 con 1 ml di mezzi di Schneider integrato con il 10% FBS (di seguito indicata come mezzi di Schneider) e Transfection Reagent, seguendo il protocollo del produttore. Sigillare il piatto con Parafilm e incubare le cellule a 25 ° C per 16-18 ore. </li><li> Aggiungere 1 ml di mezzi di Schneider. Cellule tornare a 25 ° C incubatore. </li><li> Il giorno 3 dopo la trasfezione, trasferire 500 microlitri di cellule transfettate in un nuovo 35 mm piatto di coltura tissutale contenente 1,5 ml di mezzi di Schneider per una induzione di prova. Indurre l&#39;espressione di Eg5-mCherry aggiungendo CuSO 4 </sub&gt; ad una concentrazione finale di 500 mM. Sigillare il piatto in Parafilm e incubare a 25 ° CO / N. </li><li> Per rendere coprioggetto A rivestite concanavalin, pipetta un volume sufficiente di concanavalina Una soluzione (0,5 mg / ml sciolto in H 2 O) per rivestire un acido lavato vetrino, rimuovere l&#39;eccesso, e consentire il vetrino all&#39;aria secca. </li><li> Inserire un x 22 mm concanavalina rivestite coprioggetto 22 mm in 35 mm piatto di coltura di tessuto pulito, poi seminare 500 microlitri al 100% di confluenza delle cellule indotte sul vetrino coprioggetti e permettere alle cellule di aderire per 1 ora a RT. </li><li> Per controllare l&#39;espressione Eg5-mCherry, montare il vetrino in una camera rosa (o opportuno recipiente di imaging) con i media per l&#39;imaging a temperatura ambiente su un microscopio a fluorescenza. Utilizzare fonti di luce appropriati e set di filtri per visualizzare le cellule. Ad esempio, il microscopio utilizzato in questo studio ha una sorgente di luce bianca a LED e EGFP (FITC / Cy2) e DsRed (TRITC / Cy3) cubi filtro. Eg5-mCherry localizza ai microtubuli e si arricchisce neapoli r mandrino. </li><li> Dopo essersi assicurati che le cellule esprimono sia Eg5-mCherry e GFP-α-tubulina, trasferire il resto delle cellule transfettate, uninduced ad un pallone di coltura tissutale 2 25 cm contenente 4 ml di mezzi di Schneider. </li><li> Aggiungere Blasticidin S HCL ad una concentrazione finale di 25 mg / ml al pallone di cellule trasfettate e continuare la divisione in presenza di 25 mg / ml Blasticidin S HCl fino alla morte cellulare cessa di essere sicuri di controllare per l&#39;espressione di Eg5-mCherry periodicamente. Incubare linee cellulari a 25 ° C incubatore. NOTA: La percentuale di cellule che esprimono Eg5-mCherry aumenta nel tempo. </li><li> Una volta che le cellule sono trasfettate stabilmente, continuare a dividere in assenza di farmaco e congelare 12 cellule per uso futuro. </li></ol> 2. RNA Interference <ol><li> PCR amplifica una regione bp ~ 500 di Klp61F da cDNA (LD15641) con fondo con l&#39;aggiunta di sequenza del promotore T7 (nell&#39;ordine indicato in Materiali List) di essereutilizzato come modello per la sintesi dsRNA. <ol><li> Impostare quattro reazioni PCR, 50 ml ciascuno, contenenti 100 ng di DNA stampo, 25 micron di ciascun primer, tampone appropriato, e polimerasi. Impostare il protocollo di PCR sul termociclatore secondo il protocollo del produttore della polimerasi. </li><li> Piscina e pulite quattro reazioni PCR utilizzando una PCR pulizia Kit secondo il protocollo del produttore. Conservare il modello pulito a -20 ° C. </li></ol></li><li> Preparare RNA a doppio filamento (dsRNA) dal modello utilizzando un kit di trascrizione dell&#39;RNA T7, seguendo le istruzioni del produttore. Aspettatevi ~ concentrazione 5-15 mg / ml di dsRNA. Conservare dsRNA a -20 ° C. </li><li> Per Knockdown Klp61F con dsRNA, consentono alle cellule esprimenti Eg5 S2-mCherry a 25% di confluenza semi-aderire al fondo di un piatto di coltura di tessuti 35 mm per 1 ora. </li><li> Rimuovere la carta dai piatti e aggiungere 5 mg di dsRNA contro Klp61F (Drosophila kinesin-5) diluito in 1 ml di Schneider senza siero &#39;s media. </li><li> Incubare a temperatura ambiente per 1 ora, poi aggiungere 1 ml di mezzi di Schneider con il 10% FBS. Incubare le cellule a 25 ° C. </li><li> 24 ore dopo il trattamento dsRNA, indurre l&#39;espressione di Eg5-mCherry aggiungendo CuSO 4 ad una concentrazione finale di 500 mM. Incubare le cellule a 25 ° C per un altro 24 ore. </li></ol> 3. Imaging Live Cell <ol><li> Posizionare un 22 mm x 22 millimetri concanavalina vetrino rivestito in una piastra da 35 mm di coltura tissutale pulito. </li><li> Seed 500 ml di cellule che sono stati trattati con dsRNA e indotti O / N sul vetrino rivestito concanavalina A e consentire loro di aderire per circa 1 ora. </li><li> Montare il vetrino in una camera rosa (o opportuno recipiente) per l&#39;imaging. </li><li> Trova cellule mitotiche che esprimono sia Eg5-mCherry e GFP-α-tubulina. NOTA: Le cellule mitotiche esprimono solo GFP-α-tubulina dovrebbe avere mandrini monopolare da Klp61F, che è richiesto per il bipolarismo del mandrino, viene abbattuto 10,13. </li><li> Raccogliere time-lapse immagini di fusi bipolari (ad esempio, 1 fotogramma al minuto) in cellule che esprimono entrambi Eg5-mCherry e GFP-α-tubulina. </li><li> Mentre l&#39;imaging, rimuovere il supporto dalla camera rosa, e sostituirlo con i media di Schneider contenente 1 mM STLC su 3 scambi multimediali consecutivi (~ 5 ml totale) nella camera di visualizzare crollo del mandrino. </li><li> Al dilavamento del farmaco e invertire il crollo del mandrino, rimuovere con attenzione il supporto-STLC contenente dalla camera rosa, e lavare in mezzi di Schneider 4x (totale 6-8 ml) prima di riempire la camera di rosa per l&#39;ultima volta con mezzi freschi. Continuare imaging. </li></ol> 4. Errore Assay correzione <ol><li> Posizionare un 22 mm x 22 millimetri concanavalina A coprioggetto rivestiti in clean 35 mm piatti di coltura dei tessuti. </li><li> Seed 500 ml di cellule che sono stati trattati con Klp61F dsRNA sul vetrino rivestito concanavalina A e permettere loro di aderire. </li><li> Dopo che le cellule sono adhered, aggiungere 1,5 ml di mezzi di Schneider per ogni piatto per portare il volume finale fino a 2 ml. </li><li> Per arrestare le cellule in mitosi, aggiungere MG132 ad una concentrazione finale di 10 mM a ciascuno dei piatti, e incubare per 1 ora. </li><li> Aggiungere 1 micron STLC e incubare per 1 ora per permettere monopoli di formare. </li><li> Lavare la STLC risciacquando coprioggetto 3x con 2 ml di mezzi di Schneider fresca ogni volta. </li><li> Incubare coprioggetto con i media di Schneider in aggiunta a tutte le droghe farmacologiche (per esempio, inibitori di chinasi Aurora) o DMSO come controllo. Nota: le concentrazioni variano Inhibitor e proprie concentrazioni finali devono essere determinati dallo sperimentatore. Le soluzioni madre sono tipicamente costituiti in modo tale che l&#39;inibitore è diluito 1: 1000 in media. In questo caso una diluizione 1: 1000 di DMSO (o opportuno solvente) serve come controllo del veicolo. Usiamo l&#39;inibitore Aurora B Binucleine 2 ad una concentrazione finale di 40 mM. </li><li> Fissare le cellule in diversi momenti to osservare la progressione della formazione del fuso bipolare e per valutare gli stati di attaccamento cinetocore. Aggiustare: <ol><li> Lavare rapidamente i coprioggetti con 2 ml di 1x BRB-80. </li><li> Fissare cellule aggiungendo 2 ml di 10% paraformaldeide diluiti in 1x BRB-80 per 10 min. Pipettare paraformaldeide accuratamente in una cappa chimica. </li><li> Permeabilize cellule con 2 ml di PBS 1x + 1% Triton-X per 8 min. </li><li> Lavare i vetrini 3x con 2 ml di PBS 1x + 0,1% Triton-X. </li><li> Trasferimento coprioggetto cella sul lato rivolto verso l&#39;alto su un foglio di Parafilm (utilizzare un pennarello per etichettare Parafilm appropriato per tenere traccia delle diapositive) in una capsula di Petri 150 millimetri. </li><li> Coprire i coprioggetti con 150 microlitri bollito siero asino (BDS) e incubare a temperatura ambiente per 1 ora per bloccare un legame di anticorpi non specifico. Nota: Qui, il protocollo di fissaggio può essere fermato per essere continuata in un momento successivo. I vetrini possono essere memorizzati in una camera umida a 4 ° C fino a 24 ore. Per rendere la camera umida, allineare il bordo di un piatto 150 mmcon un laboratorio bagnato pulire e coprire con il coperchio piastra di Petri. </li><li> Rimuovere blocco, e incubare i vetrini per 1 ora a temperatura ambiente con 150 ml di anticorpi primari diluiti in modo adeguato in BDS colorare per cinetocori e microtubuli a concentrazioni finali di 2 mg / ml (o secondo le indicazioni del produttore) e 1 mcg / ml, rispettivamente, . Nota: Qui, il protocollo di fissaggio può essere fermato per essere continuata in un momento successivo. I vetrini possono essere memorizzati in una camera umida a 4 ° C fino a 24 ore. </li><li> Lavare coprioggetto 3x con 500 ml di PBS 1x + 0,1% Triton-X. </li><li> Incubare vetrini per 30-60 minuti a temperatura ambiente con gli opportuni anticorpi secondari fluoroforo coniugato diluiti in BDS. </li><li> Lavare coprioggetto 3x con 500 ml di PBS 1x + 0,1% Triton-X. </li><li> Incubare coprioggetto con 150 ml di BDS contenenti 1 mg / ml DAPI concentrazione finale per 5 minuti. </li><li> Lavare coprioggetto 2x con PBS 1x + 0,1% Triton-X, e montare coverslips lato della cella verso il basso su una diapositiva 3x1 &quot;con 8 ml di mezzo di montaggio. dipingere le curve con smalto per immobilizzare i coprioggetti su vetrini. </li></ol></li><li> Celle di immagine con mandrini bipolari che esprimono Eg5-mCherry. Prendete una serie Z composto da 30 piani a 0.2 micron intervalli in tutti i canali con un obiettivo 100X. Analizzare attentamente i cinetocori e microtubuli per determinare gli stati di attacco (biorientato o allegati syntelic). </li></ol>

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</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Visualizzare la correzione degli errori è una tecnica preziosa per studiare le fasi di questo processo cellulare importante e complesso. Per farlo, gli allegati erronei vengono generati utilizzando inibitori reversibili, e la correzione degli errori, si osserva su washout del farmaco. Questo test è stato originariamente sviluppato utilizzando cellule di coltura dei tessuti dei mammiferi 5. Tuttavia la presenza di un gran numero di cinetocori in molti tipi di cellule di mammifero modello rappresenta una sfida nell&#39;osservare singoli eventi di correzione di errore. Cellule di Drosophila S2 possiedono come pochi come 4 paia di cinetocori, rendendoli una linea cellulare più preferibile per osservare la correzione degli errori. Tuttavia, un grave inconveniente è che molti inibitori sono inefficaci in cellule di Drosophila S2. Così, la capacità di generare una linea di cellule di Drosophila S2 umanizzato esprimendo umana kinesin-5 offre un valido strumento per studiare la correzione degli errori. Sebbene le cellule di Drosophila S2 possono esseremeglio linea cellulare di studiare la correzione degli errori, i diversi passaggi necessari per ottenere la linea cellulare e abbattendo geni essenziali pone alcune sfide a questa tecnica. Per esempio, l&#39;efficienza di trasfezione può essere molto bassa. Se meno del 20% delle cellule sono esprimendo il Eg5-mCherry, la trasfezione deve essere ripetuto il processo di selezione richiederà più. Inoltre, la percentuale di cellule che esprimono proteine ​​fluorescenti entrambi può diminuire nel tempo. Questo può essere superata suddividendo cellule in presenza di HCl Blasticidin S e Hygromycin B per selezionare cellule esprimenti Eg5-mCherry e GFP-α-tubulina, rispettivamente. E &#39;anche importante notare che le cellule di Drosophila S2 hanno ortologhi a molte proteine ​​umane e; Pertanto, è fondamentale per ottimizzare le condizioni smontabili per le proteine ​​endogene. Condizioni ottimali possono variare abbattibili nella quantità di dsRNA e la durata del trattamento. Considerando la nascita e rapido miglioramento di CRISPR-Cas9 technologies 15-17, generazione di una linea di cellule di Drosophila con il gene Klp61F sostituito da Eg5 umana presenta una potente alternativa che superare i limiti della trasfezione e approccio knockdown. Il nostro lavoro dimostra che volare a uomo sostituzione del gene dovrebbe essere una valida opzione in questo caso, anche se i reagenti necessari per farlo in cellule di Drosophila S2 sono attualmente in fase di sviluppo. Questa procedura non è limitato a Eg5, ma può essere applicato per studiare la funzione di altre proteine ​​di interesse. Se si utilizza inibitori che sono stati stabiliti in precedenza per essere inefficace in cellule di Drosophila S2, questo protocollo può essere modificato per studiare l&#39;effetto diretto degli inibitori in cellule vive senza preoccupazioni circa gli effetti di destinazione off. La linea cellulare prodotta usando questo protocollo potrebbe essere utilizzato anche in screening ad alto rendimento analisi per identificare potenziali farmaci destinati proteine ​​coinvolte nella correzione degli errori.

Uguale la segregazione del genoma durante la divisione cellulare richiede corrette interazioni tra il DNA e mandrino microtubuli replicati. I microtubuli interagiscono fisicamente con cromosomi attraverso un insieme di proteine ​​che si raduna a centromeri conosciuto come il cinetocore 1. Corretta distribuzione dei cromosomi che richiede cinetocori sorella sono biorientato, in cui ogni sorella è associata microtubuli provenienti da opposti poli del fuso. Cinetocore microtubuli (KT-MT) gli allegati che non sono nella conformazione biorientato stanno rapidamente ed efficientemente destabilizzata per fornire l&#39;opportunità di stabilire biorientazione in un processo noto come la correzione degli errori. Un saggio di correzione di errore che è stato precedentemente stabilito in cellule di mammifero 5 richiede il montaggio mandrini monopolare utilizzando inibitori molecolari reversibili piccoli contro Eg5 (kinesin-5). Il trattamento farmacologico genera una moltitudine di accessori syntelic erronee in cui botcinetocori h sorella attribuiscono alla stesso polo del mandrino. Una successiva washout del farmaco permette la visualizzazione del processo di correzione degli errori. Il dosaggio di correzione di errore può essere effettuata in presenza di piccole molecole inibitrici o abbattimenti di studiare il contributo delle proteine ​​candidate per correggere errati allegati kt-MT. La possibilità di visualizzare la correzione degli errori nelle cellule viventi è un potente strumento per capire meglio il meccanismo molecolare coinvolto in questo processo complesso. Tuttavia, il numero di cromosomi presenti nella maggior parte delle linee cellulari rappresenta una sfida nell&#39;osservare singoli allegati kt-MT. Cellule di Drosophila S2 sarebbe ideale per applicare il saggio correzione di errore in quanto contengono come pochi come 4 cromosomi 6, ma piccole molecole inibitrici di kinesin 5 come S-tritil-L-cisteina (STLC) e monastrol 7-9 non influenzano l&#39;assemblaggio del fuso o la funzione kinesin-5 motore in cellule di Drosophila. Pertanto generita una linea cellulare che esprime Drosophila S2 chinesina-5 umana sotto un promotore inducibile che è sensibile alla chinesina-5 inibitori. Questo protocollo descrive come knockdown endogeno Drosophila kinesin-5 omologo, Klp61F, e utilizzare questa linea cellulare nel dosaggio di correzione degli errori cell-based.

<table><tbody><tr><td>Reagente di trasfezione dell'effectina</td><td>Qiagen</td><td>301425</td><td></td></tr><tr><td>Klp61F cDNA</td><td>Drosophila Genomic Resource Center</td><td>13690</td><td>Nome del gene LD15641</td></tr><tr><td>Schneider' s Media</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino, certificato</td><td>Invitrogen</td><td>10082-147</td><td>Inattivato al calore, origine USA</td></tr><tr><td>Solfato di rame(II) (CuSO4)</td><td>Sigma</td><td>C8027-500G</td><td>500&nbsp; mM stock</td></tr><tr><td>S-tritil-L-cisteina</td><td>Sigma</td><td>164739-5G</td><td>1&nbsp; mM stock in DMSO</td></tr><tr><td>Blasticidin HCl</td><td>Invitrogen</td><td>R21001</td><td>5&nbsp; mg/ml in 1x PBS</td></tr><tr><td>Igromicina B</td><td>Invitrogen</td><td>10687010</td><td></td></tr><tr><td>T7 Sistema di produzione di RNA su larga scala</td><td>Promega</td><td>P1320</td><td>La concentrazione approssimativa di dsRNA da ciascuna reazione è di circa 5-15&nbsp; &micro; g/&micro; l</td></tr><tr><td>Klp61F RNAi F primer</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>TAATACGACTCACTATAGGGTA-TTTGCGCATTATTTTAAAA</td></tr><tr><td>Klp61F RNAi R primer</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>TAATACGACTCACTATAGGGAT-attgatcaattgaaac</td></tr><tr><td>PCR clean-up kit Mo</td><td>Bio Laboratories, Inc</td><td>1250</td><td></td></tr><tr><td>Concanavalin A</td><td>Sigma</td><td>C5275</td><td>0.5&nbsp; mg/ml di soluzione ottenuta sciogliendo in 1x PBS.</td></tr><tr><td>Siero d'asino bollito</td><td>Jackson ImmunoResearch Labs</td><td>017-000-121</td><td>Soluzione madre al 5% in 1x tampone PHEM, portare la soluzione a ebollizione. Memorizzato in 4&nbsp; &deg;C.</td></tr><tr><td>Supporti</td><td></td><td></td> di montaggio <td>20&nbsp; mM Tris pH 8.0,&nbsp; 0,5% N-propil gallato, 90% glicerolo. Memorizzato in 4&nbsp; &deg;C.</td></tr><tr><td>1x BRB-80</td><td></td><td></td><td>80 mM TUBI pH 6,9; 1&nbsp; mM EGTA; 1 mM MgCl2</td></tr><tr><td>Sorgente luminosa</td><td>bianca Lumencor Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ET EGFP Filter Cube</td><td>Chroma</td><td>49002</td><td></td></tr><tr><td>DSRed Filter Cube</td><td>Chroma</td><td>49005</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo anti-NDC80</td><td></td><td></td><td>Realizzato su misura dal Maresca Lab</td></tr><tr><td>DM1&alpha; (anti-alfa;-tubulina)</td><td>Sigma</td><td>T6199</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo anti-CID</td><td>AbCam</td><td>ab10887</td><td></td></tr></tbody></table>

generazione di un &quot;umanizzato&quot;<em&gt; drosophila</em&gt; s2 cell line sensibile alla farmacologica l&#39;inibizione di kinesin-5

Generating a &#34;Humanized&#34; Drosophila S2 Cell Line Sensitive to Pharmacological Inhibition of Kinesin-5

I cinetocori sono grandi strutture a base di proteine che si assemblano sui centromeri durante la divisione cellulare e collegano i cromosomi ai microtubuli del fuso. La corretta distribuzione del materiale genetico richiede che i cinetocori fratelli su ogni cromosoma diventino biorientati attaccandosi ai microtubuli dai poli opposti del fuso prima di progredire in anafase. Tuttavia, gli stati di attaccamento errati e non biorientati sono comuni ed esistono percorsi cellulari per rilevare e correggere tali attaccamenti durante la divisione cellulare. Il processo mediante il quale vengono destabilizzate le interazioni inappropriate cinetocore-microtubuli è indicato come correzione degli errori. Per studiare la correzione degli errori nelle cellule viventi, gli attacchi errati vengono generati intenzionalmente attraverso l'inibizione chimica del motore chinesina-5, che porta all'assemblaggio del fuso monopolare, e la transizione da mal-orientamento a biorientamento si osserva dopo il lavaggio del farmaco. L'elevato numero di cromosomi in molti tipi di cellule modello di colture tissutali rappresenta una sfida nell'osservazione dei singoli eventi di correzione degli errori. drosofila Le cellule S2 sono soggetti migliori per tali studi in quanto possiedono solo 4 coppie di cromosomi. Tuttavia, gli inibitori della chinesina-5 a piccole molecole sono inefficaci contro la chinesina-5 di Drosophila (Klp61F). Qui descriviamo come costruire una linea cellulare di Drosophila che sostituisca efficacemente Klp61F con la chinesina-5 umana, che rende le cellule sensibili all'inibizione farmacologica del motore e adatte per l'uso nel saggio di correzione degli errori basato su cellule.

Klp61F è tenuto a formare fusi bipolari. Il kinesin-5 umano, Eg5, può salvare la funzione di Klp61F nelle cellule di Drosophila S2 (Figura 1A e D). Dopo aggiunta dell&#39;inibitore chinesina-5 (STLC), livelli associate ai microtubuli del calo motore (Figura 1B e E), e crolli mandrino, risultando in un monopolo (Figura 1C e F) in cellule privo endogena Klp61F su RNAi successo (movie supplementare 1). È interessante notare che fusi bipolari crollo dopo l&#39;aggiunta di STLC nelle cellule S2 umanizzati perché kinesin-5 attività non è necessaria per mantenere bipolarismo fuso nelle cellule umane. Questa discrepanza interessante potrebbe essere il risultato di differenze nella interpolar sovrapposizione e / o la stabilità dei microtubuli nei due sistemi modello 14. Kinesin-5 inibizione (Figura 2A e E) possono essere reve<html> rsed lavando il farmaco e il recupero di un fuso bipolare può essere seguita nel tempo. Alla rimozione dell&#39;inibitore (Figura 2B e F), Eg5-mCherry ri-soci con i microtubuli come un bipolare assembla mandrino (Figura 2C e G), e le cellule in grado di progredire in un anaphase bipolare (Figura 2D e H, film supplementare 2 ). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53594/53594fig1.jpg" /> Figura 1. L&#39;aggiunta di 1 micron STLC porta a mandrini monopolare nelle cellule di Drosophila S2. Immagini rappresentative da time-lapse immagini di una cella Drosophila S2 esprimere Eg5-mCherry (AC) e GFP-α-tubulina (DF) durante l&#39;aggiunta di 1 micron STLC. L&#39;inibitore Eg5 è stato aggiunto a 3 min. Barra di scala = 5 micron. Timestamp = min: sec.<html> w.jove.com/files/ftp_upload/53594/53594fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53594/53594fig2.jpg" /> Figura 2. Un riforme fuso bipolare su rimozione di STLC. Immagini rappresentative di time-lapse imaging di una cella 2 Drosophila che esprimono Eg5-mCherry (AD) e GFP-α-tubulina (EH) nel corso di un esperimento STLC washout. STLC è stato lavato fuori a 5 min. A riforme fuso bipolare entro 1 ora di rimuovere il STLC. Barra di scala = 5 micron. Timestamp: min. Sec <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53594/53594fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Movie 1" src="/files/ftp_upload/53594/53594mov1.jpg" /> ww.jove.com/files/ftp_upload/53594/addin.mov &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Movie supplementare 1. (clic destro per il download). Widefield imaging di fluorescenza di un esempio rappresentativo di una cella di Drosophila S2 esprimere Eg5-mCherry ( sinistra) e GFP-α-tubulina (destra). 1 mM STLC stato aggiunto a 2 min, e le forme mandrino un monopolo entro 10 min dopo l&#39;aggiunta dell&#39;inibitore. immagini sono state acquisite ogni 1 min e riprodotto ad una velocità di 10 fotogrammi al secondo. Barra di scala = 5 micron. <img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/53594/53594mov2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53594/washout.mov" target="_blank">Movie supplementare 2. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a> Widefield imaging di fluorescenza di un esempio rappresentativo di una cella di Drosophila S2 esprimere Eg5-mCherry (a sinistra) e GFP-α-tubulina (a destra). Supporti contenenti 1 micron STLC è stato rimosso erisciacquato a 5 min. A riforme fuso bipolare entro 1 ora di rimuovere l&#39;inibitore. Le immagini sono state acquisite ogni 1 minuto e giocato ad una velocità di 10 fotogrammi al secondo. Barra di scala = 5 micron.

Questo protocollo descrive come generare una linea cellulare Drosophila S2 sensibile agli inibitori di piccole molecole della chinesina-5. Viene inoltre delineato l'uso di queste cellule in un saggio di correzione degli errori basato su cellule.

Generazione di un &quot;umanizzato&quot;<em&gt; Drosophila</em&gt; S2 Cell Line Sensibile alla farmacologica L&#39;inibizione di Kinesin-5

Kinetochores are large protein-based structures that assemble on centromeres during cell division and link chromosomes to spindle microtubules. Proper ...

L'obiettivo generale di questo esperimento è generare una linea cellulare di Drosophila S2 sensibile agli inibitori a piccole molecole del motore della chinesina-5, in modo che possano essere utilizzate per studiare la correzione degli errori. La correzione degli errori durante la divisione cellulare è un processo in cui interazioni errate tra cinetocoro e microtubuli vengono destabilizzate, fornendo alla cellula una seconda possibilità, o un'altra opportunità, di formare corretti attacchi in modo che il genoma possa essere correttamente segregato. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande fondamentali nel campo della biologia cellulare, relative al processo di correzione degli errori.Il principale vantaggio di questa tecnica è che possiamo utilizzare una linea cellulare di Drosophila S2 che presenta un numero ridotto di cromosomi ed è sensibile a un inibitore della Chinina-5, caratteristiche entrambe favorevoli alla visualizzazione di singoli eventi di correzione degli errori. Partendo da un flacone quadrato di 25 centimetri quadrati, precedentemente coltivato e completamente confluenziale, contenente cellule S2 che esprimono GFP-Alfa Tubulina, trasferire due millilitri della coltura in una piastra da 35 millimetri. Successivamente, incubare le cellule a temperatura ambiente per circa un'ora, in modo che si attacchino parzialmente.Rimuovere il mezzo dalla piastra e aggiungere un millilitro di mezzo Schneider, integrato con FBS, in due microgrammi del costrutto Eg5-mCherry e il reagente di trasfezione per trasfettare le cellule seguendo il protocollo del produttore. Sigillare la piastra con Parafilm e incubare le cellule a 25 gradi Celsius per 16-18 ore. Successivamente, aggiungere un millilitro di mezzo Schneider e reinserire le cellule nell'incubatore.Al terzo giorno dopo la trasfezione, trasferire 500 microlitri di cellule trasfettate in una nuova piastra per colture cellulari da 35 millimetri contenente 1,5 millilitri di mezzo di Schneider per un'induzione di prova. Per indurre l'espressione di Eg5-mCherry, aggiungere solfato di rame fino a una concentrazione finale di 500 micromolari. Sigillare la piastra con Parafilm e incubare a 25 gradi Celsius durante la notte.Posizionare un'ampolla da copertura da 22 millimetri per 22 millimetri, rivestita con Concanavalina A e precedentemente preparata, in una piastra per colture cellulari da 35 millimetri pulita. Successivamente, seminare 500 microlitri di cellule indotte al 100% confluenti sull'ampolla da copertura e lasciare aderire le cellule a temperatura ambiente. Per verificare l'espressione di Eg5-mCherry, assemblare l'ampolla da copertura in una camera a rosa con mezzo e acquisire le immagini a temperatura ambiente utilizzando un microscopio a fluorescenza, seguendo le linee guida riportate nel protocollo testuale.Dopo aver verificato che le cellule esprimano sia Eg5-mCherry che alfa-tubulina GFP, trasferire il resto delle cellule trasfettate e non indotte in una fiasca da coltura tissutale quadrata da 25 centimetri, contenente quattro millilitri di mezzo di Schneider. Aggiungere Blasticidina S HCL a una concentrazione finale di 25 microgrammi per millilitro alla fiasca e continuare a suddividere le cellule in presenza di Blasticidina S HCL fino a quando la morte cellulare non cessa. Dopo aver preparato l'RNA a doppio filamento di KLP61F secondo il protocollo descritto nel testo, seminare cellule S2 che esprimono Eg5-mCherry in una piastra da coltura da 35 millimetri al 25% di confluenza e lasciarle aderire per un'ora.Rimuovere il mezzo dalle piastre e aggiungere un millilitro di mezzo Schneider privo di siero a cinque microgrammi di RNA a doppio filamento KLP61F. Dopo aver incubato a temperatura ambiente per un'ora, aggiungere un millilitro di mezzo Schneider contenente FBS al 10%. Incubare le cellule a 25 gradi Celsius.24 ore dopo il trattamento con dsRNA, indurre l'espressione di Eg5-mCherry aggiungendo solfato di rame a una concentrazione finale di 500 micromolar. Incubare le cellule a 25 gradi Celsius per ulteriori 24 ore. Per eseguire l'immagine in tempo reale su cellule vive, posizionare un'ampolla quadrata da 22 millimetri per 22 millimetri rivestita con Concanavalina A in una nuova piastra per colture cellulari da 35 millimetri.Sezionare 500 microlitri di cellule trattate con dsRNA che sono state indotte durante la notte sul cover slip e lasciarle aderire per circa un'ora. Dopo aver raccolto le immagini a intervalli temporali di fusi bipolari secondo il protocollo descritto nel testo, rimuovere il mezzo dalla camera rose e aggiungere mezzo Schneider contenente uno micromolare di STLC, sostituendo il mezzo con STLC altre due volte e scartando il mezzo dopo ogni lavaggio per visualizzare il collasso del fuso. Per eliminare il farmaco e invertire il collasso del fuso, rimuovere con attenzione il mezzo contenente STLC dalla camera rose e smaltirlo in un contenitore per rifiuti, quindi utilizzare complessivamente da 6 a 8 millimetri di mezzo Schneider per lavare le cellule quattro volte, scartando i mezzi dopo ogni lavaggio.Successivamente, dopo aver aggiunto del mezzo fresco per riempire la camera, continuare l'acquisizione delle immagini. Per accedere al mezzo e procedere con il lavaggio e la rimozione del farmaco, rimuovere con attenzione il coprivetrino superiore dalla camera a rosa mentre questa è fissata al microscopio. In alternativa, una piastra di Petri con fondo in vetro trattata con concanavalina A in modo analogo ai coprivetrini può essere utilizzata per l'acquisizione di immagini di cellule vive.Dopo aver seminato 500 microlitri di cellule S2 trattate con dsRNA per KLP61F su un'ampolla di Concanavalina A e aver lasciato aderire le cellule, aggiungere 1,5 millilitri di mezzo di Schneider per portare il volume finale a due millilitri. Una volta che le cellule sono state bloccate in mitosi secondo il protocollo descritto nel testo, aggiungere STLC ad una concentrazione di un micromolare e incubare per un'ora per permettere la formazione di monopoli. Rimuovere lo STLC utilizzando due millilitri di mezzo di Schneider fresco per lavare le ampolle tre volte.Per fissare le cellule in diversi momenti della formazione del fuso bipolare e valutare i siti di attacco dei cinetocori, iniziare risciacquando rapidamente le lamelle con due millilitri di BRB80 1X. In una cappa chimica, aggiungere due millilitri di PFA al 10% in BRB80 1X e incubare per 10 minuti. Successivamente, per permeabilizzare le cellule, aggiungere Triton X all'1% in PBS 1X e incubare per 10 minuti.Quindi, utilizzare due millilitri di Triton X 0,1% in PBS 1X per lavare le cellule tre volte. Successivamente, trasferire il cover slip, con il lato delle cellule rivolto verso l'alto, su un foglio di Parafilm in una piastra di Petri da 150 millimetri. Aggiungere 150 microlitri di siero di asino bollito, o BDS, sui cover slip e incubare a temperatura ambiente per un'ora per bloccare il legame aspecifico degli anticorpi.Dopo l'incubazione, rimuovere il blocco e aggiungere 150 microlitri di anticorpi primari preparati secondo il protocollo descritto nel testo, quindi incubare a temperatura ambiente per un'ora. Dopo aver lavato le lamelle tre volte, aggiungere anticorpi secondari marcati con Fluoro-4 diluiti nel BDS e incubare a temperatura ambiente per 30-60 minuti. Una volta lavate nuovamente le lamelle per tre volte, incubarle con 150 microlitri di BDS contenente un microgrammo per millilitro di DAPI per cinque minuti.Successivamente, dopo aver lavato due volte le coprioggetti, utilizzare otto microlitri di mezzo di montaggio per montare il campione, con il lato cellulare rivolto verso il basso, su un vetrino di dimensioni tre per un pollice. Ricoprire gli angoli con smalto per unghie. Infine, utilizzare un obiettivo da 100X per acquisire immagini di cellule con fusi bipolari che esprimono Eg5-mCherry.Acquisire una serie Z, composta da 30 piani con intervalli di 0,2 micrometri, in tutti i canali. Analizzare attentamente il cinetocoro e i microtubuli per determinare lo stato di attaccamento. KLP61F è necessario per la formazione di fusi bipolari nelle cellule S2 di Drosophila; tuttavia, gli inibitori di piccole molecole della Chinasi-5 risultano inefficaci contro di esso.Queste immagini mostrano che la chinina-5 umana Eg5 può ripristinare la funzione di KLP61F nelle cellule S2 di Drosophila. Quando viene aggiunto l'inibitore della chinina-5 STLC, i livelli del motore associati ai microtubuli diminuiscono e lo spindolo collassa, portando alla formazione di un monopolo in cellule prive di KLP61F endogeno a seguito di un efficace RNAi. Questa figura dimostra che l'inibizione della chinina-5 può essere invertita rimuovendo il farmaco, e il recupero di uno spindolo bipolare può essere seguito nel tempo. Dopo la rimozione dell'inibitore, Eg5-mCherry si riassocia ai microtubuli e le cellule possono progredire verso un'anafase bipolare.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come generare una linea cellulare di Drosophila S2 sensibile a un inibitore molecolare di piccole dimensioni della chinesina-5. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in circa sei ore, se effettuata correttamente. Durante il tentativo di questa procedura, è importante pianificare in anticipo, poiché questo metodo richiede una preparazione alcuni giorni prima.Non dimenticare che lavorare con inibitori a piccole molecole può essere pericoloso, quindi indossa sempre guanti. La creazione di cellule di moscerino della frutta umanizzate può essere ottenuta applicando le tecnologie CRISPR-Cas9 e sostituendo la chinesina-5 di Drosophila con la sua controparte umana. Lo sviluppo di cellule di Drosophila umanizzate dovrebbe migliorare la nostra comprensione della correzione degli errori e di altri processi cellulari essenziali in futuro.

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