Name: Fago-mediata consegna di mirata sRNA Costruisce per abbattere lespressione genica in E. coli (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Scopri il knockdown genico rapido in E. coli mediante cassetta di espressione sRNA veicolata da fago M13. Questo metodo consente il silenziamento genico in colture batch senza modifiche genetiche preliminari.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Il finanziamento per questo lavoro è stato fornito dalla Fondazione Bettencourt Schueller a sostegno della squadra di Parigi Bettencourt iGEM. Ringraziamo l&#39;unità di ricerca INSERM U1001 e Chantal Lotton per l&#39;assistenza tecnica e consulenza. Fagemidi Litmus28i_J23115-B0032-GFP è stato fornito da Monica Ortiz e Drew Endy della Stanford.

1. Progettazione e Costruzione di fagemide Vettori cuscinetto sRNA Silencing Cassette <ol><li> De Novo Progettazione di Srna silenziatori cassette 8 <ol><li> Identificare la sequenza completa del mRNA per essere silenziato utilizzando un database di sequenze di DNA. Per generare la sequenza bersaglio, si noti il primo 24 bp della sequenza codificante, dalla posizione 1-24 a partire dal codone di inizio (ad esempio, ATG). Nota: silenziamento è meno efficiente quando altri siti o segmenti di mRNA sono mirati 8. </li><li> Prendere il complemento inverso della sequenza bersaglio per produrre la sequenza GUIDA per la cassetta sRNA. Vedi Tabella 1 per esempi di Target e guida sequenze per cloramfenicolo acetiltransferasi (CAT). </li><li> Per progettare il 292 bp espressione sRNA completa cassetta, organizzare Pr promotore, sequenza GUIDA, Hfq proteina dominio di legame e T1 / TE sequenze di terminazione di trascrizione in serie (Tabella 2). </li><li> Aggiungere ulteriori siti di clonazione di scelta per facilitare la clonazione della cassetta sRNA nel vettore di destinazione. </li><li> Ottenere la cassetta completa sRNA attraverso la sintesi del gene commerciale o un metodo simile e clonarlo in ogni vettore fagemidi con una origine di replicazione f1 funzionale 11. Vedere informazioni di supporto per la sequenza completa del vettore fagemide finale. </li></ol></li><li> Alterare la sequenza di mira da un cassetto sRNA Expression esistente utilizzando Site PCR-based Directed Mutagenesi 12 <ol><li> Identificare la sequenza GUIDA 24 bp in una cassetta di espressione sRNA esistente. Nota: Il plasmide pAB.001 annotato, utilizzato in questo lavoro, è disponibile come file di sequenza supplementare. </li><li> Progettazione primer con brevi regioni di omologia alla cassetta sRNA esistente che fiancheggia la nuova sequenza GUIDA 24 bp in avanti e indietro. Ottenere i primer attraverso la sintesi di oligonucleotidi commerciale. Nota: progettazione Primer per mutagenesi sito-diretta è depicTed in Figura 2. sequenze di modelli di primer esatta sono riportati nella Tabella 3. </li><li> Preparare una cultura 5 ml di E. coli che trasportano il fagemide modello sRNA espressione. Crescere le cellule durante la notte a 37 ° C con agitazione, in LB media con antibiotici appropriati. </li><li> Estrarre e purificare l&#39;espressione fagemide modello sRNA dalla coltura batterica 5 ml utilizzando un kit miniprep DNA o metodo simile 12. </li><li> Preparare due reazioni PCR utilizzando il fagemide template sRNA espressione e alta fedeltà polimerasi, una con l&#39;avanti e uno con il primer reverse (Tabella 4). Utilizzare condizioni di PCR come raccomandato dal fornitore polimerasi (Tabella 5). Aumentare la concentrazione modello per 10-50x superiore ad una reazione normale per tenere conto del fatto che la reazione singolo innesco non produce l&#39;amplificazione esponenziale. </li><li> Unire le due reazioni PCR di cui sopra in una provetta. Annealitro, i prodotti di riscaldamento a 98 ° C in un bagno di acqua bollente. Immediatamente dopo aver piazzato la provetta nel bagno d&#39;acqua, rimuovere la fonte di calore e lasciare il bagno per tornare lentamente alla temperatura ambiente per 1-2 ore. </li><li> Per eliminare l&#39;immutata modello sRNA espressione fagemidi, aggiungere 1 ml. DpnI enzima di restrizione al composto e incubare a 37 ° C per 1 ora, o il tempo raccomandato dal produttore per completa digestione. Nota: DpnI digerisce siti bersaglio solo denaturato, che sono presenti sul fagimidi host replicato, ma non i prodotti di PCR. </li><li> Transform acquistati o preparati 13 chimicamente competente E. coli con 1-5 ml di prodotto PCR ricotto. Isolare singole colonie del ceppo trasformato dalla placcatura selettiva su piastre di agar LB contenenti antibiotici appropriati. </li><li> Per verificare l&#39;incorporazione della sequenza GUIDE corretta, schermare le colonie risultanti da colonia PCR. Usando una punta della pipetta 200 microlitri, collect una piccola quantità di cellule da una singola colonia trasformata. Marco e preservare la colonia originale per l&#39;uso a valle dopo la verifica. </li><li> Aggiungere le cellule raccolte a 50 ml di acqua priva di nucleasi in una provetta. Mescolare pipettando su e giù. </li><li> Utilizzando un termociclatore banco o un bagno di acqua bollente, lisare le cellule mediante riscaldamento a 95 ° C per 2 min. </li><li> PCR-amplificare la regione fagemide usando 1 ml di cellule calore lisati come uno stampo di DNA. Condizioni di PCR e protocolli Thermocycler sono forniti nelle Tabelle 6 e 7. Vedere il file di sequenza pAB.001 supplementare per le sequenze di verifica di primer. </li><li> Sequenziare il prodotto di PCR per verificare l&#39;incorporazione della sequenza GUIDE corretta. </li><li> Inoculare una cultura 5 ml di E. clone coli che trasportano l&#39;espressione sRNA fagemide sequenza verificato. Crescere le cellule notte a 37 ° C con agitazione, in terreni selettivi LB. </li><li> Preparare uno stock di glicerolodel clone sequenza verificato. Aggiungere 750 ml di cultura durante la notte a 250 ml di 60% glicerolo in una provetta crio tappo a vite. </li><li> Conservare lo stock di glicerolo a -80 ° C a tempo indeterminato. Il resto della cultura durante la notte può essere utilizzato come fonte per l&#39;espressione fagemide sRNA nel passaggio 2. </li></ol></li></ol> 2. Produzione e raccolta di titoli fagemide M13-confezionati <ol><li> Preparare una cultura 5 ml di E. coli che trasportano l&#39;espressione fagemide sRNA. Crescere le cellule durante la notte a 37 ° C con agitazione, in LB media con antibiotici appropriati. Nota: L&#39;espressione fagemidi sRNA può essere ottenuto attraverso la clonazione de novo come descritto al punto 1.1.5, o modificato da un fagemide esistente e raccolta in fase 1.2.16. </li><li> Analogamente preparare una coltura 5 ml di E. coli che trasportano l&#39;assistente plasmide M13KO7. Crescere le cellule notte a 37 ° C con agitazione, in terreni selettivi LB. </li><li> Estrarre e purificare il expressio sRNAn fagemidi e plasmide helper utilizzando un kit di estrazione del DNA o un metodo simile 12. </li><li> Cotransform acquistato o preparato 13 chimicamente competenti di E. coli con 1 ml ciascuno di sRNA espressione fagemide e plasmide helper. Selezionare per cotransformants dalla placcatura in LB agar con antibiotici selettivi per entrambi i costrutti. </li><li> Preparare una cultura 10 ml da una singola colonia del ceppo cotransformed in LB con antibiotici selettivi. Incubare a 37 ° C con agitazione per 8-12 ore o durante la notte. </li><li> Centrifugare la coltura a 3.300 xg per 10 min. Raccogliere il surnatante e filtrare attraverso un filtro 0,2 micron. Attenzione: in caso di fuoriuscita di supporti, pulire l&#39;area con diluito candeggina (0,5%) per distruggere particelle fagiche infettive. </li><li> Conservare il filtrato fagemide confezionato a 4 ° C. Nota: I campioni possono essere mantenuti per giorni o settimane, senza perdita di attività. </li></ol> 3. Preparazione di cellule F + obiettivo per tacere <ol><li> Determinare se le cellule devono essere mirati per tacere esprimono il pilus F 14. Se il pilus F è già presente, passare al punto 4. Nota: ceppi di laboratorio comuni di E. coli annotati come F + o F &#39;per indicare la presenza del pilus F nel loro genoma o su un plasmide. </li><li> Ottenere un ceppo F + di E. coli quali TOP10F &#39;. Nota: Assicurarsi che il ceppo bersaglio porta un marcatore di resistenza unica al fine di essere separato dal donatore F-plasmide dopo coniugazione. </li><li> Per introdurre F pilus da coniugazione con un ceppo F +, preparare 5 ml culture sia del ceppo bersaglio e donatore di F-14 plasmide. Crescere le cellule durante la notte a 37 ° C con agitazione, in LB media con antibiotici appropriati. </li><li> Il giorno seguente, diluire entrambi i ceppi 1: 100 in 5 ml di LB selettiva e continuare la coltura a 37 ° C con agitazione. </li><li> Determinare la fase di crescita delle cellule misurando la optDensità iCal della cultura a 600 nm (OD 600) utilizzando uno spettrofotometro da banco. Coltivare le cellule per circa 2 ore, fino un OD 600 di 0,3 è raggiunto, indicando fase di crescita logaritmica 15. </li><li> Preparare le reazioni 3 coniugazione in provette da microcentrifuga: 0,5 ml F-plasmide ceppo donatore + 0,5 ml di destinazione, 0,5 ml F-plasmide donatore + 0,5 ml LB supporto (controllo negativo) e 0,5 ml di destinazione ceppo + 0,5 ml LB supporto (controllo negativo). Lasciare che la coniugazione di procedere per 2 ore a 37 ° C con agitazione. </li><li> Piastra 100 ml di ogni reazione di coniugazione sul selettivo agar LB con antibiotici specifici per l&#39;F-plasmide (tipicamente tetraciclina) e ceppo bersaglio. Piastra le reazioni di controllo negativo per confermare che né donatore o ricevente ceppo esprimono entrambe le resistenze agli antibiotici. </li></ol> 4. L&#39;infezione da fagimidi confezionato per tacere <ol><li> Inoculare una singola colonia di cellule bersaglio F + in una cultura 5 ml di LB mediuna con antibiotici appropriati. Incubare per una notte a 37 ° C con agitazione. </li><li> Il giorno seguente, diluire le cellule bersaglio F + 1: 100 in 5 ml di terreni selettivi LB e continuare a coltura a 37 ° C con agitazione. </li><li> Determinare la fase di crescita delle cellule misurando la densità ottica della coltura a 600 nm (OD 600) utilizzando uno spettrofotometro da banco. Coltivare le cellule per circa 2 ore, fino un OD 600 di 0,3 è raggiunto, indicando fase di crescita logaritmica 15. Nota: L&#39;espressione della pilus e l&#39;infezione efficienza F è più alta in fase di log. </li><li> Aggiungere i fagimidi M13-confezionati (dal punto 2.6) alle cellule bersaglio in un rapporto in volume di 1: 100 per ottenere l&#39;infezione quasi il 99% della popolazione target. Lasciare che l&#39;infezione di procedere a 37 ° C con agitazione per 30-60 min. </li><li> Analizzare i fenotipo sRNA-silenziamento secondo il metodo di scelta. Nota: Per un bersaglio proteina fluorescente, l&#39;effetto di silenziamento può essere quantificatodirettamente fluorimetria 10. In alternativa, saggi fenotipici possono essere utilizzati per osservare le conseguenze fenotipiche di silenziamento genico 8. </li><li> Preparare uno stock di glicerolo per il sRNA esprimono ospite fagemidi seguendo i passaggi 1.2.14-1.2.16. Nota: il fagemide si propaga nel ceppo ospite indefinitamente e può essere mantenuto con antibiotico simile ad un plasmide convenzionale. </li></ol>

<ol><li>Ohkumo, T., Masutani, C., Eki, T., Hanaoka, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+RNAi+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22RNAi%22%5BJournal%5D)">Use of RNAi in C. elegans.</a> RNAi. , 129-137 (2008).</li>
<li>Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potent+and+specific+genetic+interference+by+double-stranded+RNA+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).</li>
<li>Iordanou, E., Chandran, R. R., Blackstone, N., Jiang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNAi+interference+by+dsRNA+injection+into+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">RNAi interference by dsRNA injection into Drosophila embryos.</a> J Vis Exp. (50), e2477(2011).</li>
<li>Ramadan, N., Flockhart, I., Booker, M., Perrimon, N., Mathey-Prevot, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+implementation+of+high-throughput+RNAi+screens+in+cultured+Drosophila+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Design and implementation of high-throughput RNAi screens in cultured Drosophila cells.</a> Nat Protoc. 2 (9), 2245-2264 (2007).</li>
<li>Tsong, T. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation+of+cell+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Electroporation of cell membranes.</a> Biophys J. 60 (2), 297-306 (1991).</li>
<li>Kim, W. J., Chang, C. -W., Lee, M., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+siRNA+delivery+using+water+soluble+lipopolymer+for+anti-angiogenic+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Efficient siRNA delivery using water soluble lipopolymer for anti-angiogenic gene therapy.</a> J Control Release. 118 (3), 357-363 (2007).</li>
<li>Shi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammalian+RNAi+for+the+masses%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Genet%22%5BJournal%5D)">Mammalian RNAi for the masses.</a> Trends Genet. 19 (1), 9-12 (2003).</li>
<li>Na, D., Yoo, S. M., Chung, H., Park, H., Park, J. H., Lee, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+engineering+of+Escherichia+coli+using+synthetic+small+regulatory+RNAs%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Metabolic engineering of Escherichia coli using synthetic small regulatory RNAs.</a> Nat Biotechnol. 31 (2), 170-174 (2013).</li>
<li>Ceroni, F., Algar, R., Stan, G. -B., Ellis, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+cellular+capacity+identifies+gene+expression+designs+with+reduced+burden%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantifying cellular capacity identifies gene expression designs with reduced burden.</a> Nat Methods. 12 (5), 415-418 (2015).</li>
<li>Libis, V. K., Bernheim, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silencing+of+Antibiotic+Resistance+in+E.+coli+with+Engineered+Phage+Bearing+Small+Regulatory+RNAs%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Synth+Biol%22%5BJournal%5D)">Silencing of Antibiotic Resistance in E. coli with Engineered Phage Bearing Small Regulatory RNAs.</a> ACS Synth Biol. 3 (12), 1003-1006 (2014).</li>
<li>Ortiz, M. E., Endy, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+cell-cell+communication+via+DNA+messaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Eng%22%5BJournal%5D)">Engineered cell-cell communication via DNA messaging.</a> J Biol Eng. 6 (1), 16(2012).</li>
<li>Edelheit, O., Hanukoglu, A., Hanukoglu, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+and+efficient+site-directed+mutagenesis+using+two+single-primer+reactions+in+parallel+to+generate+mutants+for+protein+structure-function+studies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Simple and efficient site-directed mutagenesis using two single-primer reactions in parallel to generate mutants for protein structure-function studies.</a> BMC Biotechnol. 9 (1), 61(2009).</li>
<li>Chung, C. T., Miller, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+storage+of+competent+Escherichia+coli+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Recombinant+DNA+Part+I%22%5BJournal%5D)">Preparation and storage of competent Escherichia coli cells.</a> Recombinant DNA Part I. , 621-627 (1993).</li>
<li>Phornphisutthimas, S., Thamchaipenet, A., Panijpan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conjugation+in+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Mol+Biol+Educ%22%5BJournal%5D)">Conjugation in Escherichia coli.</a> Biochem Mol Biol Educ. 35 (6), 440-445 (2007).</li>
<li>Sezonov, G., Joseleau-Petit, D., D'Ari, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escherichia+coli+Physiology+in+Luria-Bertani+Broth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Escherichia coli Physiology in Luria-Bertani Broth.</a> J Bacteriol. 189 (23), 8746-8749 (2007).</li>
<li>Mittal, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+the+efficiency+of+RNA+interference+in+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Improving the efficiency of RNA interference in mammals.</a> Nat Rev Genet. 5 (5), 355-365 (2004).</li>
<li>Qi, L. S., Larson, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repurposing+CRISPR+as+an+RNA-guided+platform+for+sequence-specific+control+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Repurposing CRISPR as an RNA-guided platform for sequence-specific control of gene expression.</a> Cell. 152 (5), 1173-1183 (2013).</li>
<li>Lu, T. K., Collins, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dispersing+biofilms+with+engineered+enzymatic+bacteriophage%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Dispersing biofilms with engineered enzymatic bacteriophage.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 104 (27), 11197-11202 (2007).</li>
<li>Yosef, I., Manor, M., Kiro, R., Qimron, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperate+and+lytic+bacteriophages+programmed+to+sensitize+and+kill+antibiotic-resistant+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Temperate and lytic bacteriophages programmed to sensitize and kill antibiotic-resistant bacteria.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 112 (23), 7267-7272 (2015).</li>
<li>Karlsson, F., Malmborg-Hager, A. -C., Albrekt, A. -S., Borrebaeck, C. A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+comparison+of+phage+M13-infected+vs.+uninfected+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Genome-wide comparison of phage M13-infected vs. uninfected Escherichia coli.</a> Can J Microbiol. 51 (1), 29-35 (2005).</li>
<li>Senthil-Kumar, M., Mysore, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caveat+of+RNAi+in+plants%3A+the+off-target+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Caveat of RNAi in plants: the off-target effect.</a> Methods in molecular biology. 744, Clifton, N.J. 13-25 (2011).</li>
<li>Jackson, A. L., Linsley, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recognizing+and+avoiding+siRNA+off-target+effects+for+target+identification+and+therapeutic+application%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Recognizing and avoiding siRNA off-target effects for target identification and therapeutic application.</a> Nat Rev Drug Discov. 9 (1), 57-67 (2010).</li>
<li>Cho, S. W., Kim, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+off-target+effects+of+CRISPR%2FCas-derived+RNA-guided+endonucleases+and+nickases%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Res%22%5BJournal%5D)">Analysis of off-target effects of CRISPR/Cas-derived RNA-guided endonucleases and nickases.</a> Genome Res. 24 (1), 132-141 (2014).</li>
<li>Hagens, S., Blasi, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+modified+filamentous+phage+as+bactericidal+agents%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lett+Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Genetically modified filamentous phage as bactericidal agents: a pilot study.</a> Lett Appl Microbiol. 37 (4), 318-323 (2003).</li>
<li>Kasman, L. M., Kasman, A., Westwater, C., Dolan, J., Schmidt, M. G., Norris, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overcoming+the+phage+replication+threshold%3A+a+mathematical+model+with+implications+for+phage+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Overcoming the phage replication threshold: a mathematical model with implications for phage therapy.</a> J Virol. 76 (11), 5557-5564 (2002).</li>
<li>Chasteen, L., Ayriss, J., Pavlik, P., Bradbury, A. R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eliminating+helper+phage+from+phage+display%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Eliminating helper phage from phage display.</a> Nucleic Acids Res. 34 (21), e145(2006).</li>
<li>Lu, T. K., Collins, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+bacteriophage+targeting+gene+networks+as+adjuvants+for+antibiotic+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Engineered bacteriophage targeting gene networks as adjuvants for antibiotic therapy.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 106 (12), 4629-4634 (2009).</li>
<li>Bikard, D., Jiang, W., Samai, P., Hochschild, A., Zhang, F., Marraffini, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmable+repression+and+activation+of+bacterial+gene+expression+using+an+engineered+CRISPR-Cas+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Programmable repression and activation of bacterial gene expression using an engineered CRISPR-Cas system.</a> Nucleic Acids Res. 41 (15), 7429-7437 (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il presente metodo ha raggiunto riduzione del 80% dei livelli di fluorescenza mKate rispetto ai controlli mirati. Ciò è in linea con altri metodi di knockdown RNA, dove completa silenziamento non si osserva ed efficienza 50-90% è tipico 16,17. A livello fenotipico, atterramenti CAT mirati sono stati in grado di attenuare in modo significativo la resistenza cloramfenicolo, ed eliminarlo in alcune condizioni. Il fenotipo knockdown era rilevabile a livello di popolazione dopo poche ore post-infezione (Figura 3B). Questo illustra una caratteristica importante della consegna fago-based: una frequenza atterramento elevato può essere ottenuto direttamente in coltura batch senza previa modificazione genetica. A differenza di modificazioni genetiche convenzionali che utilizzano la trasformazione plasmide o l&#39;integrazione genomica, l&#39;infezione fagi non richiede che una popolazione sia nuovamente cresciuto da una singola colonia isolata. Questo permette gli effetti delle infezioni fago siano explorEd in popolazioni con dinamiche spaziali complessi 11, con strutture spaziali pre-esistenti, come biofilm 18, o in popolazioni naturali geneticamente misti 19. Un punto critico di questo metodo è la produzione di fagemide impaccato ad alto titolo. L&#39;onere metabolico associato alla produzione di fago di particelle può portare ad alto tasso di mutazioni o perdite plasmide nel ceppo produttivo fagemide. Si raccomanda che il fagemide ceppo produttivo essere coltivato direttamente da una singola colonia cotransformed e non refrigerati, congelati o sub-coltura prima del raccolto fago. Una scarsa efficienza di co-trasformazione può anche essere osservato nell&#39;introdurre il fagemide e helper plasmide di E. coli contemporaneamente. In questo caso, maggiori efficienze possono essere ottenuti trasformando il plasmide helper, poi la preparazione di cellule competenti recanti il ​​plasmide helper per la successiva trasformazione con il fagemide. Phainfezione gemid o l&#39;espressione sRNA impone anche un onere metabolica rilevabile sulle cellule bersaglio, e può comportare qualche perturbazione fenotipica. Per esempio, una riduzione mKate2 fluorescenza è stata osservata anche quando le cellule sono state infettate con un fagemide di targeting CAT (Figura 3). L&#39;infezione da M13 non è pensato per innescare risposte allo stress sistemici in E. coli 20, ma può alterare i modelli trascrizionale indirettamente. In alternativa, i marcatori GFP o di resistenza ampicillina inclusi sul fagemide possono competere per le risorse cellulari, riducendo espressione e di crescita 9 mKate2. Infine, la cassetta sRNA si può modificare a livello globale profili di espressione genica titolando la proteina Hfq, o tramite fuori bersaglio mRNA silenziamento. Bersaglio Effetti Off sono comuni in in vivo RNAi mira 21-23, ma hanno ancora essere indagato in modo sistematico per questo sistema. Una limitazione di questo metodo è che l&#39;effi infezionecienza è inferiore al 100%, consentendo alcuni batteri non infetti di persistere nella popolazione. I risultati di questo lavoro e di lavoro precedente 10 suggeriscono che le cellule non infette rappresentano il 1-10% della popolazione finale, e sono responsabili per la maggior parte dei fenotipi nonsilenced osservati. Una varietà di rotte per M13-resistenza sono noti, con il più comune è la perdita mutazionale di espressione pilus 24. Alla luce di queste limitazioni, i controlli devono essere utilizzati per confermare alti tassi di infezione e l&#39;efficienza atterramento. Un&#39;altra limitazione potenziale per alcune applicazioni è il trasferimento occasionale di contaminare helper fago. Sebbene M13K07 contiene un segnale di confezionamento mutato, può essere confezionato in fago capside a bassa frequenza e trasferito alle popolazioni infetti, con conseguente cellule competenti per la produzione di fago e la continua diffusione del fago oltre l&#39;evento infezione iniziale 25. Le modifiche al fago helper si sono dimostrati efficacia riduzione degli imballaggi non specifico, anche se a volte a costo di produzione ridotto fago 26. Batteriofago Engineered sono diventati uno strumento indispensabile per E. biologia sintetica coli, consentendo la consegna rapida di nuovi geni di una popolazione in crescita. Un recente lavoro ha prodotto circuiti di comunicazione intercellulare 11 o espresso fattori di trascrizione per sopprimere la resistenza agli antibiotici vie di diffusione 27. Il protocollo presentato qui aggiunge una crescente collezione di strumenti che permettono il controllo della fisiologia batterica attraverso RNA programmati. Nucleasi CRISPR-Cas, quando mutati per eliminare l&#39;attività nucleasi, hanno dimostrato di reprimere la trascrizione di geni a bersagli di RNA-guida 17,28. Al contrario, sRNA silenziamento funziona a livello traduzionale e non richiede l&#39;espressione della proteina esogena. biotecnologie di nuova generazione possono unire controllo trascrizionale e traslazionale con consegna fago mediata da programmare fenotipo complessotipi in tempo reale.

atterramenti geni RNA-mediata procedere in due fasi. Innanzitutto, una molecola di RNA viene introdotto ad una linea cellula o organismo di studio. In secondo luogo, endogeni RNA-binding proteins facilitare il riconoscimento di RNA-target e produrre l&#39;effetto di silenziamento. Tutte le tecnologie RNA knockdown beneficiano natura personalizzabile sRNAs sintetici, che può essere facilmente realizzato per corrispondere a un target specifico di interesse. Tuttavia, i dettagli molecolari di RNA assorbimento e silenziamento variano ampiamente tra sistema modello, vincolando dove e come abbattimenti di RNA possono essere applicati. In nematodi, RNA a doppio filamento (dsRNA) molecole può essere introdotto direttamente nei media o alimentando i vermi, con una popolazione di dsRNA che esprimono E. coli 1,2. In Drosophila, RNAi possono essere raggiunti microinjecting embrioni con dsRNA 3, o attuare linee cellulari semplicemente aggiungendo dsRNA al mezzo di coltura 4. In linee cellulari di mammifero,sintetici piccoli RNA interferenti (siRNA) possono essere consegnati alle cellule viventi mediante elettroporazione 1,2,5, confezionato in liposomi 3,6, o espressi da plasmidi DNA 4,7. Una volta che le specie di RNA raggiunge citosol, il percorso RNAi basa sul complesso RISC per elaborare dsRNA, agevolare il riconoscimento antisenso del bersaglio, e catalizzare la repressione traduzionale, degradazione dell&#39;mRNA, o la formazione di eterocromatina, in base all&#39;host. A causa di questi requisiti, classica RNAi può essere eseguita solo in organismi che occupano l&#39;RNA esogeno in modo efficiente ed esprimono RISC o un&#39;attività RISC-like. In particolare, questo esclude il modello batterio E. coli, che manca il percorso RNAi. Tuttavia, i recenti progressi nel campo della biologia sintetica forniscono gli strumenti per risolvere sia il problema di consegna e il problema silenziamento. In questo protocollo, costrutti Srna sono espressi in E. coli da un vettore DNA consegnato a LiVing cellule utilizzando il sistema fagemide / helper M13. Un fagemidi è un qualsiasi plasmide con un&#39;origine f1 fago-derivati ​​di replica. Un plasmide helper, in questo caso M13KO, porta tutti i macchinari necessari per produrre particelle virali, ma non si è competente per la replicazione e l&#39;imballaggio. Quando un fagemide e plasmide helper sono co-trasformati, il fagemide solo si replica all&#39;origine f1, confezionato e secreto. Il fagemidi vettorizzati è quindi competente per infettare dal vivo E. coli tramite il pilus F. In questo sistema, l&#39;effetto di silenziamento è prodotto da cassette Srna personalizzata combinando una sequenza ponteggio con una sequenza bersaglio vincolante. La sequenza bersaglio vincolante è di 24 paia di basi antisenso ad un target mRNA, in genere presso il sito ribosoma vincolante (RBS). La sequenza di impalcatura, sviluppato da Na e colleghi 8, contiene un motivo Hfq vincolante estratto da MICC, un piccolo RNA normativo endogena di E. coli. La proteina stimola Hfq RNA-RNA binding e la degradazione dell&#39;mRNA, che serve un ruolo in questo sistema simile a RISC in RNAi. La figura 1 illustra uno schema completo per abbattimenti Srna fago-mediata, compresa la struttura sRNA cassetta, vettorializzazione fagemidi, e il meccanismo di tacere. Come metodo per modulare l&#39;espressione genica in E. coli, sRNA silenziamento è semplice, rapida e versatile. Il E. mirato coli non è gravata di là di moltiplicazione del fagemide ed esprimendo la sRNA. Questo può essere rilevante nel contesto della biologia sintetica o di ricerca di base in cui l&#39;espressione di costrutti eterologhi più grandi può sforzare le risorse cellulari 9. Fagemidi nuovi bersagli possono essere prodotti con una singola PCR e raccolte un giorno dopo la trasformazione fagemide. Infine, quasi ogni mRNA può essere mirata. La regolazione cassette sRNA (su un plasmide standard) ha dimostrato di lavorare su una varietà di bersagli nel metabolismo con livelli tipici repressione&gt; 90% 8. 10. Innanzitutto, un fagemide confezionato viene introdotto ad una cultura lotto di E. coli e utilizzati per mettere a tacere l&#39;espressione della proteina fluorescente mKate2. cambiamenti di fluorescenza successivi sono monitorati in tempo reale. In secondo luogo, abbattendo il gene CAT è indicato per ridurre fenotipica resistenza al cloramfenicolo su piastre di agar. In entrambi i casi, il fagemide sé porta un marcatore GFP, permettendo tasso di infezione da misurare indipendentemente l&#39;efficienza knockdown.

<table><tbody><tr><td>Kit Miniprep Plasmidico</td><td>Qiagen</td><td>27104</td><td></td></tr><tr><td>DpnI Enzima</td><td>NEB</td><td>R0176S</td><td></td></tr><tr><td>Phusion Polimerasi ad alta fedeltà</td><td>NEB</td><td>M0530S</td><td></td></tr><tr><td>Taq 2x Master Mix</td><td>NEB</td><td>M0270L</td><td></td></tr><tr><td>M13KO7 Helper Phage</td><td>NEB</td><td>N0315S</td><td></td></tr><tr><td>DH5&alpha; Competent Cells</td><td>Life Technologies</td><td>18265-017</td><td></td></tr><tr><td>TOP10F' Cells</td><td>Life Technologies</td><td>C3030-03</td><td></td></tr><tr><td>LB Brodo</td><td>Sigma</td><td>L3022-250G</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillina</td><td>Sigma</td><td>A9393-5G</td><td></td></tr><tr><td>Kanamicina</td><td>Sigma</td><td>60615-5G</td><td></td></tr><tr><td>Cloramfenicolo</td><td>Sigma</td><td>C0378-5G</td><td></td></tr><tr><td>Tetraciclina</td><td>Sigma</td><td>87128-25G</td><td></td></tr></tbody></table>

fago-mediata consegna di mirata srna costruisce per abbattere l&#39;espressione genica in<em&gt; e. coli</em

Phage-mediated Delivery of Targeted sRNA Constructs to Knock Down Gene Expression in E. coli

atterramenti RNA-mediata sono ampiamente utilizzati per controllare l&#39;espressione genica. Questa famiglia versatile di tecniche fa uso di breve RNA (sRNA) che può essere sintetizzato con qualsiasi sequenza e progettato per integrare qualsiasi genica mirata per silenziamento. Poiché sRNA costrutti possono essere introdotte per molti tipi di cellule direttamente o utilizzando una varietà di vettori di espressione genica può essere repressa in cellule viventi senza modificazione genetica laborioso. L&#39;RNA più comune tecnologia atterramento, l&#39;interferenza dell&#39;RNA (RNAi), si avvale della endogena di riconoscimento sequenza di RNA-induced silencing complex (RISC) di mediare e scissione del mRNA bersaglio. Le applicazioni di questa tecnica sono quindi limitati a organismi RISC che esprimono, in primo luogo eucarioti. Recentemente, una nuova generazione di biotecnologi RNA hanno sviluppato meccanismi alternativi per il controllo dell&#39;espressione genica attraverso RNA, e così reso possibile atterramenti geni RNA-mediata nei batteri. Qui si descrive un metodo per mettere a tacere Expres genesione in E. coli che assomiglia funzionalmente RNAi. In questo sistema un fagemide sintetica è progettato per esprimere sRNA, che può ad indirizzare qualsiasi sequenza. Il costrutto di espressione viene consegnato ad una popolazione di E. coli con non-litico M13 fago, dopo di che è in grado di replicare stabilmente come un plasmide. Riconoscimento antisenso e silenziamento del mRNA bersaglio è mediata dalla proteina Hfq, endogena di E. coli. Questo protocollo include metodi per progettare la sRNA antisenso, la costruzione del vettore fagemide, il confezionamento del fagemide in Fago M13, la preparazione di una popolazione di cellule dal vivo per l&#39;infezione, e l&#39;esecuzione l&#39;infezione stessa. La proteina fluorescente mKate2 ed il cloramfenicolo acetiltransferasi gene di resistenza agli antibiotici (CAT) sono mirati a generare dati rappresentativi e di quantificare l&#39;efficacia atterramento.

Silenziamento del mKate2 fluorescenza in mezzi liquidi La figura 1 illustra lo schema per abbattimenti sRNA-mediate descritti in questo lavoro, tra cui la progettazione sRNA cassetta, vettorializzazione fagemidi, e il meccanismo di silenziamento. A seguito di protocollo 1.2, il tacere cassette sRNA di plasmide pAB.001 è stato modificato per indirizzare mKate. La cassetta è stata sRNA sintetizzato e clonato in fagemidi Litmus28i_J23115-B0032-GFP, un dono di Monica Ortiz e Drew Endy 11. Questo fagemidi porta marcatori di espressione GFP e resistenza alla kanamicina, permettendo infezioni di successo per essere monitorati. scorte fagemidi confezionati sono stati preparati seguendo il protocollo 2. Un derivato di E. coli K12 MG1655 portando una, marcatore mKate2 cromosomicamente integrato costitutivamente espresso è stato preparato per l&#39;infezione fagi per coniugazione<html> con un ceppo plasmide donatore F seguente protocollo 3. Le cellule sono state coltivate per fase registro medio e il fagemide introdotto seguente protocollo 4. Dopo l&#39;infezione fagemidi, 200 microlitri culture sono stati trasferiti in un lettore di piastre a fluorescenza e fluorescenza è stata monitorata continuamente per 24 ore. La figura 3 mostra l&#39;effetto di silenziamento sRNA mediata sull&#39;espressione mKate2. Il ceppo infettati con un fagemidi anti-mKate2 non ha mostrato alcun rilevabile fluorescenza mKate2 su sfondo. Al contrario, questo ceppo ha fatto esprimere il marcatore GFP, che indica l&#39;assorbimento di successo del fagemide. cellule di controllo non infettate prodotte mKate2 fluorescenza, ma non GFP. Un ulteriore controllo, in cui il dominio di targeting anti-mKate2 è stata sostituita con una sequenza di targeting CAT, non ha avuto effetto sulla mKate2 fluorescenza. Mettere a tacere di resistenza al cloramfenicolo su piastre di agar contenuti &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; A seguito di protocollo 1.1, una cassetta tacere sRNA è stato prodotto per indirizzare CAT Un derivato di E. coli K12 MG1655 portando un costitutivamente espresso, marcatore CAT cromosomicamente integrato è stato preparato per. infezione fagi mediante coniugazione con un ceppo donatore F-plasmide seguente protocollo 3. le cellule sono state coltivate a fase log media e il fagemide introdotto seguente protocollo 4. Dopo 1 h di incubazione a 37 ° C, le cellule infette sono stati diluiti e piastrate alla intervallo di concentrazioni cloramfenicolo. piastre sono state incubate durante la notte, e la percentuale di cellule resistenti a ciascuna concentrazione cloramfenicolo è stato determinato contando unità formanti colonie (CFU) il giorno successivo. La Figura 4 mostra l&#39;effetto di silenziamento sRNA mediata sul fenotipo resistenza al cloramfenicolo. Le cellule non infette, o cellule infettate con fagemidi mira mKate2, erano resistenti alcloramfenicolo a tutte le concentrazioni testate. Al contrario, le cellule infettate con fagemidi mira CAT mostrato una ridotta sopravvivenza a basse concentrazioni di cloramfenicolo, e quasi il 99% uccidendo a concentrazioni più elevate. L&#39;aggiunta di ampicillina, per selezionare solo i batteri che trasportano il fagemide, ha ridotto la sopravvivenza cloramfenicolo a livelli non rilevabili. Ciò è coerente con il lavoro precedente che dimostra che la fuga dalle infezioni fago è un percorso comune per sfuggire a tacere 10. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53618/53618fig1.jpg" /> Figura 1: silenziamento genico in E. coli con sRNA espressione cassette Consegnato da M13 fagi La cassetta sRNA è composto da 4 moduli:. Il promotore pr (un promotore costitutivo derivato dal batteriofago lambda), un 24 bp mira a dominio, un dominio di legame Hfq estratto da MICC e un terminatore trascrizionale 8 </sup&gt;. La cassetta è integrato in una phagemid recante l&#39;origine di replicazione f1 M13 e confezionato in capside M13 con il M13KO7 helper fago. Fagimidi Packaged sono in grado di infettare E. coli che esprimono il pilus F, dove inizia espressione sRNA. Il sRNA poi recluta la proteina Hfq (rappresentato in rosso) e si lega un target mRNA antisenso nei pressi del sito di legame ribosoma, con conseguente repressione traslazionale e degradazione dell&#39;mRNA. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53618/53618fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/53618/53618fig2.jpg" /> Figura 2:. Progettazione Primer e mutagenesi sito-diretta del sRNA Sito di destinazione Due primer sono stati progettati con parziale omologia ad una cassetta sRNA esistente. Il primer forward contiene 20 bp omologa al promotore pR all&#39;estremità 5 &#39;, seguito da24 bp rappresenta la nuova sequenza GUIDE, quindi 18 bp omologa al dominio Hfq vincolante all&#39;estremità 3 &#39;. Il primer inverso è l&#39;esatto complemento inverso del primer in avanti, con le regioni di omologia alla cassetta sRNA esistente che fiancheggia il complemento inverso della nuova sequenza GUIDA. Sequenze di primer esatti sono riportati nella tabella 3. Singolo-primer reazioni PCR separate con l&#39;attaccante e il primer inverso producono lineare, il DNA a singolo filamento con la sequenza modificata desiderato. Ricottura del avanti e indietro prodotti di reazione, dopo clean-up come descritto nel protocollo, si traduce in DNA a doppia elica plasmide che porta la cassetta sRNA modificato desiderato. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53618/53618fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53618/53618fig3.jpg" /> Figura 3: Knockdown di un reporter cromosomicamente integrato mKate2 fluorescente. E. coli K12 MG1655 esprimere mKate2 erano o non trattata (linee rosse e bar), infettato da un fagemidi anti-mKate2 (linee verdi e bar), o infettato da un controllo phagemid mira CAT (linee blu e bar). (A) greggia E. coli cresciuto a densità di saturazione superiori, indicando un costo metabolico all&#39;infezione fago. Le linee tratteggiate indicano le deviazioni standard di 3 repliche. (B) Il segnale mKate2 stata ridotta a livelli di fondo vicino alla anti-mKate2 trattati ceppo, ma non in ceppi di controllo. Fluorescenza (C) GFP, portato anche dal fagemide, era rilevabile solo nei controlli fagemide trattati. (D, E) letture di fluorescenza finale dopo 24 ore di crescita sono stati normalizzati a OD. il segnale GFP, che indica l&#39;infezione fagemidi, era assente in controlli non trattati, ma anche sostanzialmente ridotto a seguito anti-CAT ptrattamento hagemid. Ciò può indicare effetti off-target del fagemide. Il segnale mKate2 è stato ridotto di un trattamento anti-fagemidi mKate2 rispetto ai controlli non trattati. Il fagemidi controllo CAT-mirato ha mostrato alcun effetto sulla mKate2 fluorescenza. Barre di errore rappresentano la deviazione standard di 3 repliche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53618/53618fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53618/53618fig4.jpg" /> Figura 4: Knockdown di CAT ripristina la sensibilità cloramfenicolo ad una popolazione geneticamente resistenti E.. coli K12 MG1655 che esprime un gene CAT cromosomicamente integrato sono stati lasciati non trattati (barre rosse), trattati con un fagemide di controllo mira mKate2 (barre verdi), o trattato con un fagemide esprimere un anti-CAT Srna (barre blu). Dopo 1 ora di infezione, viabilità sulla formica indicatoibiotics è stata valutata mediante diluizioni seriali e placcatura. I ceppi trattati con anti-CAT fagemide erano significativamente uccisi (&gt; 90%) di cloramfenicolo a concentrazioni più elevate, mentre i trattamenti di controllo non sono stati influenzati. L&#39;aggiunta di ampicillina alle piastre di coltura seleziona positivamente per l&#39;infezione fagemide ed elimina le cellule non infette. In queste condizioni, non sono state osservate colonie resistenti cloramfenicolo dopo il trattamento anti-CAT. Ciò indica che la maggior parte dei sopravvissuti rappresentano un fallimento di infezione, piuttosto che un fallimento di silenziamento. Le barre di errore rappresentano la deviazione standard di 3 repliche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53618/53618fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> CAT sequenza bersaglio </td><td> 5 &#39;- ATGGAGAAAAAAATCACTGGATAT - 3&#39; </td></tr><tr><td> Sequenza GUIDA CAT </td><td> 5 &#39;- ATATCCAGTGATTTTTTTCTCCAT - 3&#39; </td></tr></tbody></table> Tabella 1:. Una sequenza esempio TARGET e guida per il CAT Gene Si noti la relazione complemento inverso. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> pR promotore </td><td colspan="5"> TAACACCGTGCGTGTTGACTATTTTACCTCTGGCGGTGATAATGGTTGC </td></tr><tr><td> sequenza GUIDA </td><td colspan="5"> ATATCCAGTGATTTTTTTCTCCAT </td></tr><tr><td> Hfq dominio di legame </td><td colspan="5"> TTTCTGTTGGGCCATTGCATTGCCACTGATTTTCCAACATATAAAAAGACAAGCCCGAACAGTCGTCCGGGCTTTTTT TCTCGAG </td></tr><tr><td> T1 / TE terminatore </td><td colspan="5"> CTCGAGCCAGGCATCAAATAAAACGAAAGGCTCAGTCGAAAGACTGGGCCTTTCGTTTTATCTGTTTTTGTCGGTGAA CGCTCTCTACTAGAGTCACACTGGCTCACCTTCGGGTGGGCCTTTCTGCGTTTATA </td></tr></tbody></table>Tabella 2:. Componenti sequenza del sRNA cassetta Ogni sequenza è scritto 5&#39;-3 &#39;. La cassetta completa è la concatenazione di questi 4 elementi in ordine e comprende 292 bp. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> forward Primer </td><td> 5 &#39;- CTGGCGGTGATAATGGTTGC [GUIDA] TTTCTGTTGGGCCATTGC - 3&#39; </td></tr><tr><td> Primer Reverse </td><td> 5 &#39;- GCAATGGCCCAACAGAAA [TARGET] GCAACCATTATCACCGCCAG - 3&#39; </td></tr></tbody></table> Tabella 3: Primer design nei Alter elementi di guida esistenti Il primer in avanti include l&#39;ultimo 20 bp del promotore pr, la nuova sequenza GUIDE, e il primo 18 bp del dominio Hfq vincolante.. La sequenza bersaglio è l&#39;esatto complemento inverso della sequenza GUIDE. Il primer inverso è l&#39;esatto complemento inverso del primer in avanti. </p&gt; <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Componente </td><td> Volume </td></tr><tr><td> plasmide template </td><td> 500 ng </td></tr><tr><td> 10 micron Primer </td><td> 2,5 ml </td></tr><tr><td> 10 mM dNTP </td><td> 0,4 ml </td></tr><tr><td> Ad alta fedeltà della polimerasi (2 U / ml) </td><td> 0,5 ml </td></tr><tr><td> 5x PCR Buffer </td><td> 10 microlitri </td></tr><tr><td> Volume totale </td><td> 50 microlitri </td></tr></tbody></table> Tabella 4: consigliati Condizioni per il Single-Primer mutageni PCR. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Passo </td><td> Temp </td><td> Tempo </td></tr><tr><td> denaturazione iniziale </td><td> 98 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td rowspan="3"> 30 cicli </td><td> 98 ° C </td><td> 10 sec </td></tr><tr><td> 55 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td> 72 ° C </td><td> 120 sec </td></tr><tr><td> estensione finale </td><td> 72 ° C </td><td> 300 sec </td></tr><tr><td> Conservazione </td><td> 10 ° C </td><td></td></tr></tbody></table> Tabella 5: consigliato termociclatore protocollo per il Single-Primer mutageni PCR. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Componente </td><td> Volume </td></tr><tr><td> DNA template </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 10 micron Forward Primer </td><td> 0,5 ml </td></tr><tr><td> 10 micron Reverse Primer </td><td> 0,5 ml </td></tr><tr><td> Taq 2X Master Mix </td><td> 25 ml </td></tr><tr><td> tardo priva di nucleasiR </td><td> 23 ml </td></tr><tr><td> Volume totale </td><td> 50 microlitri </td></tr></tbody></table> Tabella 6: Condizioni suggerita per la sequenza di verifica PCR. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Passo </td><td> Temp </td><td> Tempo </td></tr><tr><td> denaturazione iniziale </td><td> 95 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td rowspan="3"> 30 cicli </td><td> 95 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td> 55 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td> 68 ° C </td><td> 30 sec </td></tr><tr><td> estensione finale </td><td> 68 ° C </td><td> 300 sec </td></tr><tr><td> Conservazione </td><td> 10 ° C </td><td></td></tr></tbody></table> Tabella 7: consigliato Termociclatore Proprotocollo per la sequenza di verifica PCR.

Descriviamo un metodo per abbattere l'espressione genica in una popolazione crescente di cellule di E. coli utilizzando cassette di espressione di sRNA mirate alla sequenza fornite da un vettore fagemide M13.

Fago-mediata consegna di mirata sRNA Costruisce per abbattere l&#39;espressione genica in<em&gt; E. coli</em

RNA-mediated knockdowns are widely used to control gene expression. This versatile family of techniques makes use of short RNA (sRNA) that can be ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di abbattere i geni di interesse in una popolazione crescente di E.coli. I knockdown genici sono spesso utilizzati per esplorare questioni di base sulla funzione genica. Questi metodi possono anche avere applicazione nella biologia sintetica.Ad esempio, nel silenziamento di geni indesiderati come i fattori di virulenza. Il vantaggio principale di questa tecnica è che può essere eseguita in colture batch di E.coli senza previa modificazione genetica, con risultati osservabili solo dopo poche ore. Per iniziare, utilizzando un plasmide contenente una cassetta di espressione di sRNA progettata secondo il protocollo di testo, eseguire la mutagenesi sito-specifica sulla sequenza identificando prima la sequenza guida di 24 coppie di basi nella cassetta di espressione.Progettare e sintetizzare primer diretti e inversi con brevi regioni di omologia con la cassetta di sRNA esistente, affiancando la nuova sequenza guida a 24 coppie di basi. Preparare una coltura da cinque millilitri di E.coli in LB e antibiotici che trasportano il fagemide di espressione dell'sRNA stampo. Far crescere le cellule durante la notte a 37 gradi Celsius con agitazione.Dopo aver estratto e purificato il fagemide sRNA stampo dalla coltura, preparare due reazioni PCR, utilizzando da 10 a 50 volte la quantità raccomandata di DNA stampo per il fagemide sRNA e la polimerasi ad alta fedeltà. Preparare una reazione con l'innesco in avanti e una con l'innesco inverso. Dopo aver utilizzato le condizioni standard di PCR per eseguire le reazioni, combinare le due reazioni in una provetta da microcentrifuga.Quindi ricuocere i prodotti riscaldandoli a 98 gradi Celsius in un bagnomaria bollente. Spegnere immediatamente la fonte di calore e lasciare che il bagno torni lentamente a temperatura ambiente nelle successive una o due ore. Per eliminare l'sRNA stampo non mutato, aggiungere un microlitro di enzima di restrizione DpnI alla miscela e incubare a 37 gradi Celsius per un'ora, o per il tempo raccomandato dal produttore per la completa digestione.Successivamente, trasformare le cellule di E.coli chimicamente competenti con uno o cinque microlitri del prodotto PCR ricotto. Quindi isolare le singole colonie mediante placcatura selettiva su piastre LB con antibiotici. Verificare l'incorporazione della corretta sequenza guida con la PCR delle colonie.Utilizzare un puntale di pipetta da 200 microlitri per raccogliere una piccola quantità di cellule da una singola colonia trasformata. Aggiungere le cellule raccolte a 50 microlitri di acqua priva di nucleasi in una provetta da microcentrifuga e mescolare mediante pipettaggio. Quindi, con un termociclatore da banco o un bagnomaria bollente, lisare le celle riscaldandole a 95 gradi Celsius per due minuti.Utilizzando un microlitro di cellule lisate come stampo del DNA, eseguire la PCR secondo le condizioni mostrate qui. Dopo aver verificato la corretta sequenza guida, inoculare una coltura da cinque millilitri con il clone di sRNA corretto e far crescere le cellule durante la notte. Il giorno seguente, preparare un brodo di glicerolo combinando 750 microlitri di coltura notturna con 250 microlitri di glicerolo al 60% in una crioprovetta con tappo a vite.Per preparare le scorte di fagemidi confezionate con M13, preparare una coltura notturna di cinque millilitri di E.coli, contenente il fagemide di espressione dell'sRNA. Inoltre, preparare una coltura notturna di cinque millilitri di E.coli, contenente il plasmide helper M13KO7. Il giorno seguente, dopo aver purificato il DNA, co-trasformare E.coli chimicamente competente con un microlitro ciascuno del fagemide di espressione dell'sRNA e del plasmide helper.Piastra su LB-agar con antibiotici per selezionare entrambi i costrutti. L'espressione dei fagemidi è un grande carico di fitness per le cellule e può comportare una riduzione dell'efficienza di trasformazione. Potrebbe essere necessario introdurre il plasmide in due fasi di trasformazione sequenziali.Dopo aver incubato le cellule trasformate per una notte a 37 gradi Celsius, preparare una coltura da 10 millilitri da una singola colonia del ceppo co-trasformato. La mattina seguente, centrifugare la coltura a 3300 x g per 10 minuti. Raccogliere il surnatante e filtrare attraverso un filtro da 0,2 micron.Conservare il filtrato di fagemide confezionato a quattro gradi Celsius. Dopo aver preparato le cellule bersaglio F+, secondo il protocollo di testo, inoculare una singola colonia in una coltura da cinque millilitri di terreno LB con antibiotici e crescere durante la notte a 37 gradi Celsius con agitazione. Il giorno seguente, utilizzare cinque millilitri di terreno LB selettivo per diluire le cellule bersaglio F+ da una a cento e continuare l'incubazione.Coltivare le cellule per circa due ore fino ad ottenere un OD600 di 0,3, che indica una crescita in fase logaritmica. Le cellule bersaglio per il silenziamento dovrebbero essere in fase esponenziale quando l'espressione del F pilus silenzia per un'efficace infezione da fagemide. Aggiungi un rapporto da 1 a 100 di fagemmidi confezionati con M13 alle cellule bersaglio per ottenere un'infezione di quasi il 99% della popolazione bersaglio.Lasciare che l'infezione proceda a 37 gradi Celsius agitando per 30-60 minuti. Quindi saggiare il fenotipo di silenziamento dell'sRNA come desiderato. Seguendo il protocollo dimostrato in questo video, la cassetta di silenziamento dell'sRNA del plasmide pAB.001 è stato modificato in target in mKate2. Questa figura dimostra che il ceppo di E.coli infettato con il fagemide anti-mKate2 non ha mostrato alcuna fluorescenza mKate2 rilevabile sullo sfondo. Questo ceppo, tuttavia, esprimeva GFP, indicando un assorbimento riuscito del fagemide.In questo esperimento, un ceppo di E.coli con un gene cromosomicamente integrato della cloramfenicolo acetiltransferasi, o CAT, è stato infettato con un fagemide che ha come bersaglio la CAT ed è stato testato il silenziamento dell'sRNA della resistenza al cloramfenicolo. Le cellule in cui il fagemide ha preso di mira la CAT hanno mostrato una sopravvivenza ridotta a basse concentrazioni di cloramfenicolo e quasi il 99% di uccisione a concentrazioni più elevate. D'altra parte, le cellule non infette, o le cellule infettate con sRNA che silenziano mKate2, erano resistenti al cloramfenicolo a tutte le concentrazioni testate.Come mostrato qui, l'aggiunta di ampicillina, utilizzata per selezionare solo i batteri che trasportano il fagemide, ha ridotto la sopravvivenza del cloramfenicolo a livelli non rilevabili. La modifica del gene bersaglio dell'sRNA e la produzione di fagemide infetto possono essere eseguite in cinque giorni. Non dimenticare che lavorare con i fagi può essere estremamente pericoloso per altri esperimenti in laboratorio e che durante l'esecuzione di questa procedura è necessario prendere sempre precauzioni, come l'uso di materiale da laboratorio dedicato, per evitare contaminazioni indesiderate.Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come progettare, clonare e produrre fagemdi infetti, portatori di un sRNA per abbattere qualsiasi gene di interesse in una popolazione di E.coli in crescita attiva.

phage-mediated-delivery-targeted-srna-constructs-to-knock-down-gene

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Per lo sviluppo di RNA interference (RNAi) a base di terapie, una nuova strategia è stata sviluppata, transkingdom RNAi (tkRNAi). Questa tecnologia utilizza batteri non patogeni per produrre e consegnare terapeutici a breve hairpin RNA (shRNA) all'interno delle cellule bersaglio. Qui, tkRNAi stato applicato con successo per l'inversione del classico ABCB1-mediata multiresistenza ai farmaci (MDR) delle cellule tumorali.

Consegna batterica di RNAi per DJ: Transkingdom RNAi

L'articolo descrive il protocollo per sito-specifica di transfezione criptato sequenza di siRNA in una coltura cellulare di mammifero aderente utilizzando una matrice di microelettrodi (MEA).

Alta efficienza, sito-specifica trasfezione di cellule aderenti con siRNA mediante matrici microelettrodi (MEA)

Questo video descrive i principi alla base del trattamento con RNAi in C. elegans e dimostra un protocollo per abbattere il lin-35 in un ceppo di verme transgenico.

Placcatura dell'RNAi per l'alimentazione di C. elegans: una tecnica per indurre l'espressione del dsRNA bersaglio in E. coli

Source: Saragliadis, A., et al. Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes. J. Vis. Exp. (2018)This video demonstrates the phage-mediated transfer of donor DNA carrying an excisable antibiotic resistance cassette into Escherichia coli. The integrated cassette replaces the target gene via homologous recombination, resulting in a stable gene deletion.

Generating Gene Deletions in E. coli via Phage-Mediated Transfer of an Excisable Antibiotic Cassette

Questo video dimostra un silenziamento genico basato sull'interferenza CRISPR nella Leptospira patogena. La repressione mirata dell'espressione genica utilizzando un sistema CRISPR/Cas che blocca la formazione di mRNA aiuta a identificare i geni candidati per studi patologici e farmacologici.

Silenziamento genico basato sull'interferenza CRISPR: una tecnica per la repressione mirata della funzione genica nella leptospira patogena

Qui presentiamo un protocollo per l'uso di pre-esistente antibiotico resistenza-cassette eliminazione costrutti come base per la fabbricazione di mutanti di delezione in altri ceppi di Escherichia coli . Tali mutazioni di omissione possono essere mobilitati e inseriti il locus corrispondente di un ceppo destinatario mediante trasduzione del batteriofago P1.

Produzione di delezioni del Gene in Escherichia coli di trasduzione P1 con cassette di resistenza agli antibiotici soggetti ad accisa

Qui descritto è un metodo per l'analisi di espressione genica batterica nei tessuti animali ad un livello cellulare. Questo metodo fornisce una risorsa per studiare la diversità fenotipica che si verificano all'interno di una popolazione batterica in risposta all'ambiente del tessuto durante l'infezione.

Un metodo basato su fluorescenza per studiare la regolazione genica batterica nei tessuti infetti

Qui viene descritta l'applicazione dell'interferenza CRISPR (CRISPRi) per un silenziamento genico specifico nelle specie di Leptospira. Le cellule leptospira sono trasformate coniugando con plasmidi che esprimono dCas9 (cas9 cataliticamente "morto") e un RNA a guida singola (sgRNA), responsabile dell'accoppiamento di base al bersaglio genomico desiderato. Vengono presentati metodi per convalidare il silenziamento genico.

Applicazione dell'interferenza CRISPR (CRISPRi) per il silenziamento genico nelle specie patogene di Leptospira

La somministrazione orale di dsRNA prodotto dai batteri, un metodo di consegna per l'interferenza dell'RNA (RNAi) che viene regolarmente utilizzato in Caenorhabditis elegans, è stato applicato con successo qui alle zanzare adulte. Il nostro metodo consente robusti studi di genetica inversa e studi vettoriali che bloccano la trasmissione senza l'uso dell'iniezione.

Somministrazione efficace di interferenza orale dell'RNA (RNAi) alle zanzare Anopheles gambiae adulte

Qui, presentiamo un protocollo per la selezione in vitro di repressori trascrizionali ingegnerizzati (ETR) con un'efficienza di silenziamento alta, a lungo termine, stabile, on-target e bassa attività a livello di genoma, off-target. Questo flusso di lavoro consente di ridurre un repertorio iniziale e complesso di ETR candidati a un breve elenco, adatto per un'ulteriore valutazione in contesti terapeuticamente rilevanti.

In vitro Selezione di repressori trascrizionali ingegnerizzati per il silenziamento epigenetico mirato

Scopri il knockdown genico rapido in E. coli mediante cassetta di espressione sRNA veicolata da fago M13. Questo metodo consente il silenziamento genico in colture batch senza modifiche genetiche preliminari.

Fago-mediata consegna di mirata sRNA Costruisce per abbattere l'espressione genica in

Esplora altri video