Name: Vena interposizione Modello: un modello adatto per studiare Bypass Graft pervietà (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Scopri il modello di interposizione venosa nel ratto per studiare la pervietà dei bypass vascolari e l'iperplasia miointimale. Questa tecnica chirurgica consente di analizzare processi biologici in vivo e valutare nuove terapie.

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Gli autori ringraziano Christiane Pahrmann per la sua assistenza tecnica. Questo studio è stato finanziato dalla Deutsche Stiftung fuer Herzforschung (F / 28/14). DW è stato sostenuto dal viaggio premio dalla International Society for Heart Lung Transplantation. TD ha ricevuto il Else Kröner eccellenza Stipend dal Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS ha ricevuto borse di ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD e SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Animali hanno ricevuto cura umana nel rispetto della guida dei principi di animali da laboratorio, preparati dall&#39;Istituto di Laboratorio risorse animali e pubblicati dal National Institutes of Health. Tutti i protocolli di animali sono stati approvati dalle autorità locali competenti ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Ufficio per la salute e la tutela dei consumatori) di Amburgo&quot;). 1. Animal Care <ol><li> Ottenere ratti ratti Lewis (AES / CRL) e Rosa / luciferasi-AES ratti transgenici peso di 300-350 g presso l&#39;Istituto di animali da laboratorio. </li><li> Mantenere i ratti in condizioni convenzionali in armadi ventilati e dar loro da mangiare chow ratto normale e autoclavato ad libitum acqua. </li><li> Eseguire un trapianto di trapianto utilizzando i / luciferasi-AES ratti transgenici Rosa come donatori e le singenici topi AES / CRL i destinatari. </li></ol> 2. Preparazione del Rat Donor <ol><li> Utilizzare un Inductcamera di ionizzazione ad anestetizzare un ratto con isoflurano (2,5-3%). </li><li> Posizionare il topo sul dorso e mantenere la anestesia con una mascherina a protezione della bocca e del naso. Verificare la presenza di sufficiente profondità dell&#39;anestesia pizzicando le zampe posteriori e verificando l&#39;assenza di riflessi. Applicare un po &#39;vet unguento per gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Stendere le zampe posteriori e fissare la loro posizione usando del nastro. </li><li> Radere i capelli inguinale con un trimmer capelli e disinfettare l&#39;intera area utilizzando iodopovidone seguito dal 80% di etanolo. Ripetere la fase di disinfezione due volte. NOTA: l&#39;area chirurgica, garza, e strumenti chirurgici devono essere sterilizzati. Mantenere un campo sterile durante tutta la procedura e l&#39;usura monouso, guanti chirurgici sterili, maschere e cappucci. </li><li> Sotto un microscopio, eseguire una incisione verticale lungo le inguinale Linea. Utilizzare due pinze per separare delicatamente i tessuti sottocutanei ed esporre la vena epigastrica superficiale dalla sua origin sulla vena femorale. isolare con cura la vena epigastrica superficiale, dai tessuti circostanti. </li><li> Interrompere il flusso di sangue nella vena epigastrica superficiale, utilizzando due morsetti micro. </li><li> Raccolto un segmento di circa 0,5-1 cm vena sollevando attentamente la vena isolato con una pinza e taglio attraverso il vaso con microscissors. Lasciare le fascette micro sul ceppo recipiente per prevenire la perdita di sangue. Posizionare il pezzo rimosso della vena sulla garza sterile. posizionare accuratamente un ago 30 G all&#39;interno un&#39;estremità della vena raccolto e lavare il vaso con eparina (50 unità / ml). NOTA: Maneggiare la vena con cura ed evitare danni durante il sollevamento, il taglio, e vampate di calore. Assicurarsi di lavare l&#39;innesto con la giusta quantità di eparina. </li><li> Tenere il segmento nave in 1% lidocaina in ghiaccio fino al trapianto nel ratto destinatario di prevenire un spasmo dei vasi. </li><li> Euthanize ratto donatore aumentando l&#39;anestesia per 5% isoflurano. Dopo 2-3 minuti, open dell&#39;addome lungo la linea alba, tagliare attraverso il diaframma, e rimuovere il cuore per interrompere la circolazione. </li></ol> 3. Preparazione del Topo destinatario <ol><li> Anestetizzare e fissare il ratto destinatario nello stesso modo come il topo donatore. </li><li> Shave lato mediale delle gambe con un trimmer capelli e disinfettare tre volte utilizzando iodopovidone e l&#39;80% di etanolo. </li><li> Monitorare la profondità dell&#39;anestesia e assicurarsi che sia sufficiente verificando l&#39;assenza di riflessi quando pizzicare i piedi posteriori. </li><li> Eseguire un&#39;incisione mediana femorale dal ginocchio alla piega inguinale. Sotto un microscopio, utilizzare 2 pinze per separare l&#39;arteria femorale che lo circonda. </li><li> Utilizzare pinze micro per fermare il flusso di sangue. Posizionare il morsetto prossimale prima, seguita dalla pinza distale. </li><li> Tagliare un breve segmento dell&#39;arteria femorale serrato con microscissors ed eliminarla. Accorciare il moncone arteriosa restante con microscissors, creando un gap che è1-2 mm superiore al trapianto vena. Lavare il moncone arteriosa con eparina con un ago 30 G. NOTA: Se l&#39;avventizia sporge leggermente oltre il ceppo recipiente, utilizzare pinze per tirare leggermente sopra l&#39;estremità della nave e rimuovere un pezzo. </li><li> Posizionare la vena raccolto dal punto 2.8 tra i ceppi arteriosi e regolare la lunghezza in modo che si adatti opportunamente nella fessura. Notare la direzione della vena. </li><li> Eseguire la anastomosi prossimale prima utilizzando una sutura 10-0 prolene. Condurre singoli punti nell&#39;ordine indicato (Figura 1D). Iniziare con una sutura su ciascun lato laterale prima di aggiungere altri tre suture sul lato ventrale. Successivamente, posizionare tre punti sul lato dorsale della nave per completare l&#39;anastomosi. </li><li> Collegare i vasi distali con l&#39;innesto con la stessa tecnica come per l&#39;anastomosi prossimale descritto al punto 3.8. Anche in questo caso, iniziare con una sutura su ogni lato laterale e quindi inserire tre punti di sutura sul sid ventraleee lato dorsale. </li><li> Caricare due siringhe da 1 ml con componente colla di fibrina 1 e 2. sollevare con attenzione l&#39;innesto con una pinza e scendono circa 100 ml di fibrina componente colla 1 sotto l&#39;innesto, seguita dalla componente 2. NOTA: Assicurarsi che i componenti 1 e 2 siano applicati in un rapporto 1: 1. </li><li> Posizionare l&#39;innesto nella sua posizione e rilasciare ulteriori 100 ml di componenti 1 e 2 su di trapianto. Assicurarsi che la colla copre sia l&#39;innesto e l&#39;anastomosi per prevenire insufficienza anastomotico e sovradistensione del trapianto vena. </li><li> Aprire con cautela il morsetto distale, seguito dal prossimale. </li><li> Conferma un intervento chirurgico di successo controllando un impulso visibile nella vena trapiantato e arteria distale dell&#39;innesto. </li><li> Rimuovere la colla eccessiva, che impedisce la chiusura della pelle. Utilizzare pinze per sollevare la colla curata e rimuovere l&#39;eccesso con microscissors. Chiudere gli strati della pelle con 5-0 punti di sutura prolene. </li><li> Iniettare 4-5 mg / kg per via sottocutanea Carprofen prima di consentire il ratto di svegliarsi. Non lasciare l&#39;animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Mantenere l&#39;animale in una sola gabbia fino a quando non è completamente recuperato. </li><li> Aggiungere Metamizolo per l&#39;acqua potabile (50 mg Metamizolo per 100 ml) come antidolorifici per i successivi 3 giorni e monitorare l&#39;animale al giorno. </li></ol> 4. Duplex ecografia NOTA: Utilizzare ecografia duxplex di visualizzare il flusso di sangue in maniera non invasiva nei ratti 14. <ol><li> Anaesthetize un topo in una camera di induzione (isoflurano 2%). Posizionare il topo sul dorso e mantenere l&#39;anestesia con una mascherina a protezione del naso. </li><li> Utilizzare tosatrici e crema depilatoria per rimuovere i capelli intorno alla zona della coscia. </li><li> Applicare gel ultrasuoni per la coscia. Assicurarsi che non vi siano bolle d&#39;aria. Acquisire le immagini ecografia duplex utilizzando un trasduttore 400 MS (frequenza centrale: 30 MHz) con un frame rate di 230-400 fotogrammi / sec. </li></ol> 5. istopatologia NOTA: Raccolta e macchia la nave con la colorazione tricromica di Masson per l&#39;analisi morfometrica 15. <ol><li> Fissare la nave raccolti in 4% paraformaldeide notte e disidratare in concentrazioni crescenti di etanolo. Incorpora il campione in paraffina e tagliatela a 5 micron fette spesse utilizzando un microtomo. NOTA: Paraformaldeide è tossico e deve essere maneggiato con particolare cura. </li><li> Deparaffinare le diapositive prima di colorazione con tricromica soluzione colorante. Disidratare i vetrini colorati, eliminarli con xilene, e montarli in mezzo di montaggio. Dopo l&#39;essiccazione le diapositive, visualizzare i campioni con un microscopio. </li></ol> 6. bioluminescenza Imaging (BLI) NOTA: L&#39;innesto post-operatorio è stato rintracciato nel corso del tempo in vivo misurando il segnale bioluminescente 16. <ol><li> Sciogliere 1 g di sale di potassio D-Luciferin in 22 ml di PBS e iniettare per via intraperitoneale nel ratto (375 mg / kg di peso corporeo). Attendere 15 min per la luciferina circolazione nell&#39;animale. </li><li> Posizionare il topo in un sistema bioluminescente quantificazione tempo reale e accedere al segnale di bioluminescenza. </li></ol>

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<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo video dimostra una vena modello di interposizione di ratto per indagare perdita del trapianto vena e per consentire l&#39;esplorazione dei processi patologici sottostanti e la sperimentazione di nuovi farmaci o opzioni terapeutiche. L&#39;anestesia è un aspetto cruciale delle procedure chirurgiche. Si raccomanda un sistema per anestesia per inalazione continua, in quanto questo è un metodo semplice e sicuro, in particolare durante operazioni prolungate. Questo può essere di grande imp...

malattie coronarica e loro complicanze sono tra le principali cause di morte in tutto il mondo. strategie terapeutiche attuali si concentrano su ristabilendo il flusso di sangue, sia dilatando nave ridotto o con la creazione di un bypass. Bypass coronarico (CABG) utilizzando autografts vena è stato descritto nel 1968 ed è stato affinato nel corso degli anni. A parte la rivascolarizzazione della discendente anteriore dell&#39;arteria coronaria, safena condotti vena sono più comunemente utilizzati 1. Tuttavia, pervietà dell&#39;innesto rimane il tallone d&#39;Achille di innesti di vena safena (SVG). Un anno dopo l&#39;intervento chirurgico, pervietà dell&#39;innesto è 85%, scendendo al 61% dopo dieci anni 2,3. Svelare i meccanismi fisiopatologici e le cause della perdita di pervietà SVG è quindi un compito importante. Questo video dimostra una vena modello di interposizione di ratto per studiare perdita del trapianto vena. Gli obiettivi generali di questo metodo sono per esplorare la patobiologico sottostantee processi -physiological durante la progressione della malattia e di sviluppare un modello adatto per la droga o test opzione terapeutica. Con il trapianto della vena epigastrica superficiale nel sistema arterioso, questo modello imita da vicino la situazione clinica di bypass coronarico. trauma chirurgico, ischemia, e lo stress di parete sono importanti trigger di alterazioni vascolari patologiche e sono imitati nel modello descritto. modelli e diverse specie sono a disposizione per studiare la perdita di pervietà della vena del trapianto. Grandi modelli animali, come maiali, pecore 4 5 6, cani e scimmie 7, assomigliano nave umana e strutture anatomiche e consentono quindi di strategie terapeutiche complesse, come stenting bypass o di nuove tecniche chirurgiche, da testare 8. Tuttavia, sono necessari speciali abitazioni, attrezzature e personale. Inoltre, i costi elevati e la necessità di un anestesista aggiuntivo durante la chirurgia impediscono loro applicazione più ampio. Smtutti gli animali, inclusi ratti, sono facili da maneggiare, non richiedono apposito alloggiamento, e hanno costi gestibili. Rispetto ai modelli murini 9,10, modelli di ratto hanno il vantaggio di una migliore operatività e quindi meno variabilità nel risultato. I ratti sono fisiologicamente e geneticamente più simili agli esseri umani che topi 11,12. Inoltre, la maggior parte dei topi wild-type si sviluppano solo myointima limitata 13, che rendono modelli murini inclini a errori di tipo II. L&#39;istologia delle principali vene mouse, come la vena cava inferiore, costituito solo da pochi strati di cellule e rende difficile valutazione precoce 13. Un ulteriore inconveniente è la piccola quantità di tessuto disponibili per successive analisi dopo il recupero innesto. Il modello descritto in questo video è riproducibile, economico e di facile esecuzione, e può essere stabilito in modo rapido e affidabile. È particolarmente adatto per valutare costosi agenti terapeutici sperimentali, come vettori viraliper la terapia genica, in modo economico.

<table><tbody><tr><td>Ratto LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Codice 004</td><td></td></tr><tr><td>Ratto LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Istituto di animali da laboratorio, Università di Kyoto, Giappone</td><td>NBPR numero di ratto 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Microscopia elettronica</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>tagliacapelli</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td> Morsetto microchirurgico <td>isoflurano</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - Applicatore a morsetto da 4 mm</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>crema depilatoria</td><td>Rufin cosmetic</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodio</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Sutura Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Sutura prolene</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofene</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizolo</td></tr><tr><td>Eparina</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xilocaina 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocaina</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>colla di fibrina</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 sistema di micro-imaging in vivo</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>ecografia duplex</td></tr><tr><td>Ecogel 100</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-luciferina Firefly, sale di potassio</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7.4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>imaging a bioluminescenza</td></tr><tr><td>Weigerts ferro ematossilina Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Resorcina-Fucsina Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Acido Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Ponceau S soluzione</td><td>Serva Elettroforesi</td><td>33427</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Acido molibdatofosforico idrato</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Arancione G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Verde chiaro SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Acido acetico glaciale</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xilene</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Paraffina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Piatto colorante</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Unguento per occhi e naso</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Unguento per gli occhi</td></tr></tbody></table>

vena interposizione modello: un modello adatto per studiare bypass graft pervietà

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

L'innesto di bypass è un metodo di trattamento consolidato per la malattia coronarica. La pervietà dell'innesto continua ad essere il tallone d'Achille degli innesti di vena safena. I modelli di ricerca per il fallimento dell'innesto di bypass sono essenziali per una migliore comprensione dei processi patobiologici e fisiopatologici durante la perdita di pervietà dell'innesto. I modelli animali di grandi dimensioni, come i maiali o le pecore, assomigliano alle strutture anatomiche umane ma richiedono strutture e attrezzature speciali. Questo video descrive un modello di interposizione venosa di ratto per studiare la perdita di pervietà dell'innesto venoso. I ratti sono economici e facili da maneggiare. Rispetto ai modelli murini, le dimensioni convenienti dei ratti consentono una migliore operabilità e consentono di ottenere una quantità sufficiente di materiale per ulteriori analisi diversificate. In breve, la vena epigastrica inferiore di un ratto donatore viene prelevata e utilizzata per sostituire un segmento dell'arteria femorale. L'anastomosi viene condotta tramite punti singoli e sigillata con colla di fibrina. La pervietà dell'innesto può essere monitorata in modo non invasivo utilizzando l'ecografia duplex. L'iperplasia miointimale, che è la principale causa di perdita di pervietà del trapianto, si sviluppa progressivamente nel tempo e può essere calcolata da sezioni trasversali istologiche.

Il modello di interposizione di ratto vena è adatto per studiare lo sviluppo di myointima iperplasia e insufficienza venosa graft. Animali recuperare bene da un intervento chirurgico e mostrano ottime condizioni fisiche post-operatorio. La Figura 1 mostra i passi chirurgici chiave. Dopo l'incisione cutanea lungo le inguinale Linea, la vena superficiale epigastrica e l'arteria femorale sono identificati (Figura 1A). La raccolta del trapianto deve essere effettuata con attenzione, senza d...

Questo video mostra un modello per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale dopo un intervento chirurgico di interposizione venosa nei ratti.

Vena interposizione Modello: un modello adatto per studiare Bypass Graft pervietà

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

L'obiettivo generale di questa procedura è studiare la pervietà dell'innesto di bypass in un modello di interposizione venosa di ratto. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo della chirurgia di bypass, come il percorso sottostante dei processi biologici e fisiologici durante l'occlusione di bypass. Il vantaggio principale di questa tecnica è che la procedura chirurgica è facile e veloce, che può essere utilizzata per studiare nuove terapie e tratti in vivo.A dimostrare la tecnica sarà Grigol Tediashvili, un microchirurgo del nostro laboratorio. Prima dell'intervento, verificare la presenza di una profondità sufficiente di anestesia pizzicando le zampe posteriori del ratto e verificando l'assenza di riflessi. Quindi, applica un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.Quindi, allarga le zampe posteriori e fissa la loro posizione con del nastro adesivo. Quindi, radere i peli inguinali con un tagliacapelli, quindi disinfettare ampiamente l'area con iodio povidone seguito da alcol all'80%. Ripeti questi scrub alternati per un totale di tre volte.Ora al microscopio, eseguire un'incisione verticale lungo la linea inguinale. Quindi, utilizzare due pinze per separare delicatamente i tessuti sottocutanei ed esporre la vena epigastrica superficiale fino alla sua origine sulla vena femorale. Fallo con molta attenzione, poiché la vena è fragile.Successivamente, arrestare il flusso sanguigno attraverso la vena epigastrica superficiale utilizzando due pinze. Ora, raccogli un segmento della vena. Sollevare con cautela la vena isolata e tagliare il recipiente usando le microforbici.Quindi, posizionare il segmento di vena su una garza sterile. Lì, fai scorrere con cautela un ago calibro 30 in un'estremità e lava la vena con l'eparina. Quindi, trasferisci la vena in lidocaina all'1% e tienila sul ghiaccio per evitare spasmi.Ora, sopprimere il ratto donatore aumentando l'anestesia al 5% di isoflurano. Successivamente, in preparazione per le anastamosi, preparare il ratto ricevente allo stesso modo del ratto donatore fino alla fase di rasatura. Dopo due o tre minuti di isoflurano al 5%, aprire l'addome del ratto donatore lungo la linea alba, tagliare il diaframma e rimuovere il cuore per fermare la circolazione.Continua a preparare il ratto ricevente per l'intervento chirurgico. Radere il lato mediale delle gambe con un tagliacapelli e disinfettare la pelle con tre scrub alternati di iodio povidone ed etanolo all'80%. Prima di procedere ulteriormente, eseguire un altro pizzicamento delle dita dei piedi per monitorare l'anestesia.Ora, eseguire un'incisione femorale mediana dal ginocchio alla piega inguinale. Al microscopio, utilizzare due pinze per separare l'arteria femorale dall'ambiente circostante. Quindi, utilizzare due micro morsetti per fermare il flusso sanguigno, posizionando prima il morsetto prossimale.Quindi, ritaglia un breve segmento dell'arteria femorale bloccata e scartalo. Accorciare il moncone arterioso rimanente per lasciare uno spazio da uno a due millimetri più grande dell'innesto venoso. Quindi, sciacquare il moncone arterioso con eparina da un ago calibro 30.Se l'avventizia sporge leggermente oltre il moncone del vaso, usa una pinza per tirare leggermente l'avventizia oltre l'estremità del vaso, quindi rimuovi un pezzo di avventizia. Ora, posiziona il segmento di vena prelevato tra i monconi arteriosi con l'orientamento corretto e regola la dimensione dello spazio per una buona vestibilità. Ora, eseguire prima l'anastomosi prossimale utilizzando la sutura in prolene 10-0.Inizia con la sutura di ciascun lato laterale, quindi aggiungi altre tre suture al lato ventrale. Terminare con tre maglie sul lato dorsale. Successivamente, collega i vasi distali utilizzando la stessa tecnica, iniziando con una sutura su ciascun lato laterale, seguita da tre suture sul lato ventrale e quindi terminando sul lato dorsale.Dopo aver completato le anastomosi, caricare due siringhe da un millilitro con i componenti della colla di fibrina. Quindi, sollevare con cautela l'innesto con una pinza e applicare circa 100 microlitri del componente uno sotto l'innesto, seguiti da 100 microlitri del componente due. I due componenti devono essere sempre aggiunti negli stessi volumi.Ora, riposiziona l'innesto nella sua posizione e applica 100 microlitri di ciascun componente sull'innesto per coprire completamente l'innesto e l'anastomosi. Ciò previene l'insufficienza anastomotica e la sovradistensione dell'innesto venoso. Ora, apri con cautela i morsetti iniziando dal morsetto distale.Quindi, confermare l'esito positivo dell'intervento chirurgico verificando la presenza di un polso visibile nella vena trapiantata e nell'arteria distale dell'innesto. Prima di chiudere la pelle, rimuovere l'eventuale eccesso di colla che potrebbe ostacolare la chiusura. Quindi, chiudere gli strati cutanei utilizzando suture di prolene 5-0.Prima che il ratto si svegli, iniettare da quattro a cinque milligrammi di carprofene per chilogrammo per via sottocutanea. Tenere d'occhio l'animale fino a quando non ha riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la decubito sternale. Quindi, dai al topo una gabbia domestica senza altri animali.Per i prossimi tre giorni, fornire metamizolo nell'acqua potabile e controllare quotidianamente il recupero del ratto. Una volta completamente recuperato, il ratto può essere alloggiato con altri ratti. Gli animali si riprendono bene dall'intervento chirurgico e hanno mostrato eccellenti condizioni fisiche dopo l'operazione.Il successo dell'integrazione della vena nell'arteria femorale e la pervietà dell'innesto dopo il trapianto sono stati confermati in modo non invasivo utilizzando l'ecografia duplex. Trapiantando la vena di un ratto luke-positivo in un ratto luke-negativo, è stata utilizzata l'imaging a bioluminescenza per monitorare la presenza dell'innesto. È stato riscontrato che l'iperplasia miointimale si sviluppa progressivamente nell'innesto nel tempo.La colorazione istologica con la tricromica di Masson dimostra la formazione di miointima all'interno della lamina elastica interna. Per confermare che il modello riproduce la dinamica dell'iperplasia miointimale, è stata misurata l'obliterazione luminale. È stata osservata una graduale perdita di pervietà dell'innesto da sette giorni a 28 giorni dopo l'intervento, che si adatta perfettamente al modello.Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 20 minuti se eseguita correttamente. Grazie per aver guardato e buona fortuna con i tuoi esperimenti.

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L&#39;impianto di Vena cava inferiore Interposizione Graft in modello murino

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Vena interposizione Modello: un modello adatto per studiare Bypass Graft pervietà

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