Name: Temporale ordinazione di espressione Dynamic Data di espressione spaziale dettagliata Mappe (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 52 s
Description: Esplora la mappatura spazio-temporale dell'espressione genica nell'orologio di segmentazione dei vertebrati utilizzando campionamento di tessuto fisso e tecniche di imaging computazionale. Questo metodo consente l'analisi simultanea di molti campioni.

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Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa di studio MRC di RAB, una borsa di studio MRC a CSLB, e un progetto WT borsa di JKD (WT089357MA). Il lavoro è stato sostenuto anche da un premio di benvenuto strategica fiducia (097.945 / Z / 11 / Z). Ringraziamo il Dr. E. Kremmer per il dono tipo di anticorpi DLL1 e il Dr. O. Pourquié per la sonda Lfng RNA.

Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti in progetto il numero di licenza 6.004.219 in stretta aderenza agli animali (procedure scientifiche) Act del 1986 ei codici del Regno Unito Ministero degli Interni di pratica per l&#39;uso di animali nelle procedure scientifiche. 1. PSM Espianto Dissection <ol><li> Ottenere il tessuto coda da embrioni prodotti dalla accoppiamento a tempo di wild-type (CD1) topo 13. Brevemente, al giorno embrionale (E) 10.5, eutanasia il topo donatore incinta in una camera di anidride carbonica. Raccogliere il corno uterino e posizionarlo nella soluzione 1x sterile PBS (PBS), secondo le procedure di licenza del Ministero degli o norme locali equivalenti. Trasferire il corno uterino ad un piatto di coltura di tessuti contenenti fresco, PBS sterile. Eseguire tutte le successive fasi di dissezione in questa soluzione. </li><li> Sotto uno stereomicroscopio, tagliare la membrana muscolare spessore del corno uterino con le forbici curve ed estrarre ogni embrione con cura utilizzando una pinza sottile. Stai attentoper garantire che il tessuto coda non è danneggiato in questo processo. Utilizzando forbici curve e una pinza sottile, sezionare via il sacco amniotico da ogni embrione, facendo attenzione a non danneggiare l&#39;embrione. </li><li> Utilizzare un ago chirurgico o forbici curve per raccogliere il tessuto coda di ogni embrione tagliando posteriore dell&#39;embrione alle gemme degli arti posteriori. </li><li> Bilanciare il tessuto coda ventrale rivolto verso il basso con entrambe le pinze e un ago. Generare coppie di PSM espianti da ogni coda embrionale sezionando il tessuto coda in due metà lungo la linea mediana; eseguire un movimento oscillante gentile con un ago. Assicurarsi che il tubo neurale, notocorda, e il tessuto PSM sono equamente divisi tra le due espianti. </li><li> Pipettare ogni controlaterale espianto PSM sulla parte inferiore di un coperchio piatto cultura plastica 35 mm in un piccolo volume di pre-riscaldato (37 ° C) di coltura (DMEM-F12 + 0,1% di L-glutammina sostituto supplementato con 10% di siero fetale bovino , 10 nM bFGF umano, e l&#39;1% di penicillina / streptomicina). </li> &lt;li&gt; Posizionare il piatto sulla parte superiore del coperchio e rapidamente invertire in modo che il tessuto PSM è sospeso dal coperchio in una &quot;goccia appeso&quot; del mezzo. Cultura espianti PSM in una camera umidificata a 37 ° C per 1 - 2 h. </li><li> paia di trasferimento di espianti PSM ai singoli pozzetti di una piastra di coltura tissutale 24 pozzetti. Incubare in 4% paraformaldeide in PBS per 1 ora a temperatura ambiente (RT) o 4 ° C overnight (O / N). ATTENZIONE: Paraformaldeide è tossico, e deve essere preso adeguate misure di sicurezza quando si lavora con questa soluzione. NOTA: Eseguire tutte le successive di lavaggio e di incubazione passi in una piastra di coltura tissutale 24 pozzetti. </li><li> Lavare i pozzetti del campione in PBS a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante, con un bel pipetta di plastica Pasteur di scambiare la soluzione PBS sui campioni di PBS fresco 3 - 4 volte. Elaborare un espianto PSM da ciascuna coppia mediante immunoistochimica (fase 2) e l&#39;altra con ibridazione in situ fluorescente per un gene orologio noto (vep 3). </li></ol> 2. L&#39;immunoistochimica di PSM espianti <ol><li> Lavare un espianto PSM da ciascuna coppia embrionale generato nel passaggio 1 in 2% Triton X-100 in PBS per 1 ora a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante, e quindi risciacquare campioni brevemente in PBS. Sostituire il PBS sui campioni con soluzione bloccante (albumina 2% di siero bovino (BSA) e 10% siero normale di capra (NGS) in PBS + 0,1% Tween-20) e incubare O / N a 4 ° C su una piattaforma oscillante. NOTA: Tutti i lavaggi successivi e le fasi di incubazione di questa sezione devono essere eseguite a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante, se non diversamente indicato. soluzioni di lavaggio possono essere facilmente modificati utilizzando una plastica o vetro pipetta Pasteur a punta fine. </li><li> Diluire le primarie anticorpi / anticorpi desiderati in tampone di lavoro (0,1% BSA, 0,3% NGS, e 0,2% Triton X-100 in PBS). In questo esempio, diluire gli anticorpi DLL1 e Notch1 1:25 in tampone di lavoro. NOTA: L&#39;ottimizzazione sarà richiesto per determinare il fattore di diluizione appropriata richiesta in this passaggio se si utilizzano anticorpi alternativi. </li><li> Incubare espianti nella soluzione di anticorpi per 3 - 5 giorni a 4 ° C su una piattaforma oscillante. Assicurati di includere alcuni campioni con tampone di lavoro che non contengono l&#39;anticorpo primario di agire come controlli anticorpo secondario. </li><li> Recupero soluzione di anticorpo primario in un tubo memoria 1,5 mL con una pipetta e conservarlo a 4 ° C. NOTA: Recuperato anticorpo primario può essere utilizzato più volte, a seconda del anticorpo utilizzato. </li><li> Eseguire 2 lavaggi dei campioni per 5 - 10 minuti ciascuno in PBS, seguito da 3 lavaggi per 10 minuti ciascuno in 2% Triton X-100 in PBS a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante. </li><li> Diluire fluorescente anticorpi / anticorpi secondari (epitopo-abbinato per l&#39;anticorpo primario / anticorpi utilizzati) in tampone di lavoro. Facoltativamente, aggiungere 20 mg / ml Hoechst 33342 per questa soluzione per colorazione di contrasto nuclei. NOTA: L&#39;ottimizzazione può essere richiesto per determinare il fattore di diluizione appropriata necessaria in questa fase. In questo example, un fattore di diluizione di 1: 400 è stato usato tipicamente. </li><li> Centrifugare la soluzione di anticorpo secondario per 10 min a 16 xg per impedire la formazione di aggregati di anticorpi. Aggiungere 250 - 500 microlitri della soluzione di anticorpo secondario a ciascun pozzetto, facendo attenzione a non utilizzare gli ultimi microlitri della soluzione, che può contenere aggregati anticorpali. </li><li> Coprire il piatto del campione con carta stagnola per minimizzare l&#39;esposizione alla luce e incubare i campioni in soluzione di anticorpo secondario 3 - 5 giorni a 4 ° C al buio. </li><li> Prima di assaggiare il montaggio, lavare i campioni due volte per 10 minuti ciascuno in 0,1% Tween-20 in PBS (PBST) e una volta per 5 min in PBS a RT su una piattaforma oscillante (vedi punto 4). </li></ol> 3. ibridazione in situ fluorescente (FISH) di PSM espianti <ol><li> Se conservato in un vaso alternativa, trasferire i restanti espianti PSM controlaterale ai singoli pozzetti di una piastra di coltura tissutale 24 pozzetti. </li><li> Lavare i campioni per10 min in etanolo al 50% in PBST e quindi eseguire 2 lavaggi per 10 min ciascuna in 100% di etanolo su una piattaforma oscillante a RT per disidratare il tessuto. NOTA: Tutti i lavaggi successivi e le fasi di incubazione di questa sezione devono essere eseguite a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante, se non diversamente indicato. </li><li> Reidratare il tessuto da lavaggio per 10 minuti in etanolo al 50% in PBST, seguita da lavaggio due volte per 5 minuti ciascuno in PBST. NOTA: i passaggi 3.2 e 3.3 sono necessari passaggi di fissaggio necessari per questo protocollo e non può essere omesso. </li><li> Incubare i campioni con 10 mg / ml proteinasi K in 0.1% Tween-20 in PBS (PBST) per 5 minuti senza agitazione. rimuovere rapidamente la proteinasi K e sciacquare i campioni brevemente con PBST prima del post-fissare il tessuto per 30 min a 4% di formaldeide + 0,1% glutaraldeide in PBST. ATTENZIONE: Sia formaldeide e glutaraldeide sono tossici, e devono essere adottate misure di sicurezza appropriate quando si lavora con queste soluzioni. NOTA: La seguente lavaggioe le fasi di incubazione che coinvolgono il 50% e il 100% miscele di ibridazione (passi 3,6-3,9) devono essere eseguiti senza agitazione. </li><li> Dopo aver lavato i campioni due volte per 10 minuti ciascuno in PBST, lavare i campioni una volta nella miscela di ibridazione 50% (adatto per le sonde intronic: 50% formammide, 5x salina-citrato di sodio (SSC), 5 mM EDTA, 50 mg / ml tRNA, 0.2% Tween-20, 0,1% SDS, e 100 mg / ml di eparina) in PBST preparati a RT. Incubare i campioni in questa soluzione per 10 min a 65 ° C senza agitazione. </li><li> Risciacquare i campioni due volte con pre-riscaldato (65 ° C) della miscela di ibridazione prima incubando i campioni in miscela di ibridazione per ≥ 2 h (fino a 48 ore) a 65 ° C (tempi di incubazione più lunghi migliorare il conseguente contrasto segnale-rumore) . Rimuovere la miscela di ibridazione dal passaggio precedente, e sostituirlo a 0,25 - 0,5 di pre-riscaldato (65 ° C) della miscela di ibridazione contenente un digossigenina (DIG) -labeled sonda RNA antisenso contro un noto componente orologio segmentazione. NONE: Per esempio, una frangia Lunatic intronic (Lfng (i)) sonda è stato utilizzato ad una concentrazione di 20 microlitri / ml per rilevare nascente Lfng mRNA. La diluizione utilizzata in questo step è probe-dipendente e richiederà ottimizzazione. </li><li> Sigillare la piastra con nastro adesivo per evitare l&#39;evaporazione e incubare i campioni nella soluzione della sonda per due notti a 65 ° C. </li><li> Usando una pipetta Pasteur di plastica a punta fine, recuperare la sonda per il riutilizzo e conservarlo a 20 ° C. Risciacquare i campioni due volte con pre-riscaldato (65 ° C) post-ibridazione mix (50% formammide, 0.2% Tween-20, e 1x SSC) prima di lavare i campioni altre due volte per 20 minuti ciascuno a 65 ° C in pre- riscaldato mix post-ibridazione. </li><li> Lavare i campioni per 15 min a 65 ° C in miscela di ibridazione preriscaldata 50% in 0.1% Tween-20 in soluzione salina tamponata con Tris (TBST). Risciacquare i campioni due volte con TBST prima di lavare per 30 minuti a RT in TBST su una piattaforma oscillante. </li><li> Pre-incubare gli espianti in blosoluzione cking (TBST + 2% tampone bloccante reagente (BBR) + 20% siero di capra trattato termicamente) per almeno 2 h. Sostituire questa soluzione con la soluzione bloccante fresco contenente una diluizione 1: 200 di perossidasi di rafano (HRP) coniugata anticorpo anti-digossigenina. Incubare i campioni O / N a 4 ° C. </li><li> Dopo l&#39;incubazione dell&#39;anticorpo, lavare i campioni 3 volte con TBST a RT e trasferirli a singoli pozzetti di una nuova piastra di coltura tissutale da 24 pozzetti. Lavare gli espianti con TBST 3 volte per 1 ora ciascuno. </li><li> A questo punto, trasferire i campioni in 0,5 mL tubi memorizzazione oi singoli pozzetti di una piastra di coltura tissutale a 48 pozzetti per ridurre il volume di reagenti di rivelazione Tyramide amplificazione del segnale (TSA) nelle seguenti fasi. </li><li> Incubare campioni nel buffer di amplificazione TSA (vedi elenco reagenti) a temperatura ambiente per 1 min senza agitazione usando come piccolo volume possibile, assicurando che i campioni sono completamente immersi nella soluzione. </li><li> Aggiungere TSA reagente (vedere laLista reagenti) al buffer di amplificazione campione ad una diluizione 1:50. mescolare rapidamente la soluzione fino a quando il reagente TSA è uniformemente distribuita, coprire la piastra o tubi in carta stagnola, e incubare i campioni per 60 - 90 minuti al buio. </li><li> Rimuovere la soluzione di amplificazione TSA e lavare i campioni in TBST 3 volte per 5 minuti ciascuno. Trasferire gli espianti di nuovo ad una piastra di coltura tissutale a 24 pozzetti per aumentare il volume di lavaggio e incubare i campioni in perossido di idrogeno 1% in TBST per 1 h. Lavare i campioni con TBST 3 volte per 5 minuti ciascuno, e poi due volte per 5 minuti ciascuno con PBST prima di assaggiare il montaggio (vedi punto 4). </li></ol> 4. Preparazione del campione per l&#39;imaging <ol><li> Preparare una carica vetrino adesione per ogni coppia espianto aggiungendo 0,12 mm distanziatori di imaging di spessore, che impediscono i campioni possano essere intrappolati con l&#39;aggiunta di un coprioggetto. Rimuovere il rivestimento adesivo da una superficie di un distanziatore e posizionarlo adesivo rivolto verso il basso su un vetrino, premendo firmly per sigillare il distanziatore alla diapositiva. NOTA: per i passaggi rimanenti, il possibile per mantenere i campioni in condizioni di scarsa luce o al buio per evitare photobleaching. Pipette coppie espianto su un vetrino preparato con un bicchiere pipetta Pasteur all&#39;interno del centro del distanziatore, assicurando che il lato sezionato del espianto affronta la diapositiva. Disporre coppie controlaterale del lato espianti a fianco. </li><li> Rimuovere quanto più liquido possibile dal vetrino con un bicchiere pipetta Pasteur e Wick l&#39;eventuale umidità residua che circonda i campioni utilizzando un pezzo di carta velina basso rilascio di fibre piegato. </li><li> Permettere ai campioni di aderire alla diapositiva per 45 - 60 s, finché il tessuto inizia a comparire appiccicoso e trasparente. Durante questo tempo, togliere il rivestimento adesivo restante dal distanziale con pinze. Non lasciare che i campioni si asciughino. </li><li> Aggiungere una grande goccia di doppia funzione montante e la soluzione di compensazione (0,5% p-fenilendiammina e 20 mM Tris, pH 8,8, 90% glicerolo) ai campioni all&#39;interno del centrodel distanziale. NOTA: Questa soluzione diventa marrone / nero quando consentito per ossidare. </li><li> Posizionare con cura un coprioggetto circolare (n. 1.5) attraverso i campioni, in modo che il mezzo di montaggio è distribuito uniformemente e che tutti i bordi del vetrino entrare in contatto con il distanziatore. Posizionare il vetrino di copertura-scivolato a testa in giù su un foglio di carta velina basso rilascio di fibre. </li><li> Premere con forza per garantire che il coprioggetto aderisce completamente al distanziatore e che ogni montante eccesso viene rimosso. Ripetere fino a quando non le macchie più montante della carta. </li><li> Pulire ed etichettare la slitta (s) in modo appropriato, e memorizzarli al buio fino a immagini, a breve termine a -20 ° C oa lungo termine a -80 ° C. Dopo aver rimosso le diapositive dalla memoria, permettere loro di scongelare completamente prima di imaging. </li><li> Immagine campioni montati utilizzando un microscopio confocale con l&#39;acquisizione in maiolica e un obiettivo di alto ingrandimento. Immagine le coppie di espianti con un obiettivo ad immersione 40X a Z-intervalli di 4 micron utilizzando 488 nm, 568 nm e 647 nm laser lines per eccitare i fluorofori verde, rosso e rosso lontano, rispettivamente impiegati per le proteine e la rilevazione di mRNA in questo studio 12. NOTA: Piastrellati immagini sono state cucite post-acquisizione in modo da formare una singola immagine per l&#39;analisi. </li></ol> 5. post-acquisizione Image Analysis <ol><li> Utilizzare immagine software di analisi per definire una regione di interesse all&#39;interno del PSM di ciascun campione sperimentale. <ol><li> Per quantificare i livelli di espressione, sfondo sottrattivo e immagini soglia al livello di un campione di controllo non-primario prima successiva quantificazione. Definire un&#39;origine, un asse, ed una unità di lunghezza per ogni campione. </li></ol></li><li> Calcolare l&#39;intensità di fluorescenza in funzione della posizione lungo l&#39;asse rostro-caudale normalizzato per ciascuna delle M campioni 12. Dopo normalizzare le trame intensità, posizionare il lato profili di intensità all&#39;altra e formare una matrice di intensità f (i, j) che descrive l&#39;intensità al i <sup&gt; ° posizione spaziale nel j-esimo del campione. </li></ol> 6. ordinamento temporale dei campioni <ol><li> Per dedurre ordinamento temporale di un componente orologio noto, definire la matrice di intensità. Poi, riordinare le colonne della matrice intensità in modo da ottenere un modello temporalmente periodica. A tale scopo, definire la funzione <img alt="Equazione 1" src="/files/ftp_upload/55127/55127equation01.jpg" /> dove A (f j; k) rappresenta la funzione di autocorrelazione del j esima colonna di f e A T è una funzione target autocorrelazione, scelti per applicare la periodicità temporale del modello, in <img alt="Equazione 2" src="/files/ftp_upload/55127/55127equation02.jpg" /></li><li> Utilizzare il Metropolis-Hastings (o un altro algoritmo di minimizzazione) 12 per identificare l&#39;ordine dei campioni che minimizzano la funzione g. Così, determinare l&#39;ordine delM campioni che massimizza la periodicità temporale di una componente di orologio noto. </li><li> Utilizzando l&#39;ordinamento temporale dedotto di campioni M, costruire un chimografo ordinato per il modello di espressione nel canale partnered 12. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

I passaggi critici all&#39;interno del protocollo Il presente protocollo descrive un metodo sensibile per eseguire l&#39;analisi quantitativa di basso livello di espressione proteica e oscillatori dinamiche in espianti E10.5 il mouse PSM. Un protocollo robusto sia per immunoistochimica e ibridazione in situ fluorescente (FISH) segue ad alta risoluzione tutto il montaggio confocale, e quindi mediante analisi di immagine e segmentazione temporale kymographs per generare una mappa spazio-temporale dell&#39;espressione della proteina attraverso la PSM. Un alto rapporto segnale-rumore nel rilevamento di proteine ​​e mRNA è essenziale per garantire il successo di questa tecnica. Bisogna fare attenzione a scambiare accuratamente tutte le soluzioni efficacemente durante le fasi di lavaggio e di mantenere la temperatura di 65 ° C lavaggi nelle fasi pertinenti del passaggio 3. È più vantaggiosa per prendere il tempo a fonte anticorpi efficaci e sonde di RNA contro la obiettivi di interesse e per testare questi reagentiaccuratamente su campioni tutto il montaggio prima di iniziare questo protocollo. Modifiche e risoluzione dei problemi I principali problemi che possono verificarsi durante l&#39;esecuzione di questo protocollo nascono dalla scarsa resistenza di rilevamento del segnale e la qualità. Questo dipende in gran parte l&#39;efficacia degli anticorpi o sonde di RNA utilizzati per le immunoistochimica o pesce fasi del protocollo, rispettivamente. Un certo numero di differenti fasi può richiedere l&#39;ottimizzazione prima che sia raggiunto il rilevamento del segnale adeguata. Una causa comune per la rilevazione del segnale è scarsa fissazione improprio; è imperativo che sia fresco PFA o PFA conservati a 4 ° C per non più di una settimana viene utilizzato per fissare i campioni. La lunghezza di determinazione può anche richiedere l&#39;ottimizzazione, in funzione della sonda anticorpo o RNA utilizzato. Per gli anticorpi, si consiglia di seguire le istruzioni del produttore per quanto possibile, mentre per le sonde di RNA, si consiglia la consultazione della letteratura pubblicata. Lfng. A causa della sua relativa mancanza di abbondanza, rilevamento di Lfng pre-mRNA richiede un lungo periodo di incubazione con la sonda nella miscela di ibridazione contenente 5x citrato salina di sodio (SSC) per buona rilevazione del segnale. Le stesse condizioni si possono verificare ad altre sonde che rilevano mRNA debolmente espresse, ma nella nostra esperienza, la rivelazione di bersagli mRNA più stabili potrebbero richiedere un passo più corto della sonda di ibridazione e le concentrazioni più basse SSC nel mix di ibridazione (ad esempio, 1,3x SSC). Per entrambi immunoistochimica e FISH, il protocollo deve prima essere ottimizzato su embrioni interi, e la concentrazione ottimale di anticorpi o sonda deve essere determinata empiricamente. LIMITI DELLA TECNICA Come accennato in precedenza, il successo di questa tecnica è altamente dipendente dalla qualità della proteina e la rilevazione mRNA. We hanno delineato diversi suggerimenti su come proteine ​​e rilevamento mRNA può essere migliorata, ma in assenza di rilevamento del segnale fluorescente ad alta qualità, non c&#39;è modo l&#39;esperimento può procedere. Il numero di proteine ​​bersaglio che può essere analizzato in ogni campione di tessuto è limitata dalla risoluzione spettrale del microscopio confocale e gli epitopi degli anticorpi utilizzati. In questo studio, siamo stati in grado di utilizzare fino a tre epitopi per la rilevazione delle proteine accanto ad una macchia di DNA su ciascun campione 12. Questo protocollo consente solo il rilevamento di un bersaglio mRNA, nonostante i metodi attuali alternativi potrebbero essere impiegati per aumentare questo fino a tre target 14. Importanza della tecnica con rispetto agli attuali metodi alternativi / Il metodo descritto qui fornisce una tecnica sensibile per rilevare le fluttuazioni di proteine ​​a basso livello in espianti tutto il montaggio PSM. La quantificazione di queste dinamiche èpossibile eseguendo FISH per un gene orologio noto in corrispondenti espianti controlaterale. Una libreria di kymographs viene generato che possono essere organizzate più di un ciclo di clock di segmentazione, mettendo in evidenza le dinamiche spazio-temporali di espressione di un obiettivo di interesse entro questo lasso di tempo. Una differenza chiave in questa tecnica rispetto ad altri è l&#39;uso di automazione computazionale per ordinare temporalmente grandi insiemi di dati, che consente le dinamiche spazio-temporali di espressione dei componenti dell&#39;orologio romanzo da analizzare in modo imparziale. Ad esempio, questa tecnica disponibile comprensione in come DLL1 e Notch1 proteine ​​e loro oscillazioni sono co-regolati attraverso l&#39;intera PSM. Metodi alternativi in ​​questo contesto hanno anche invocato immunostaining, ma non rilevare le piccole fluttuazioni nei livelli di proteina DLL1 e Notch1 nel PSM caudale che erano evidenti utilizzando questo metodo. Invece, hanno riferito una pendenza costante di espressione che è più forte nella regione rostrale 9 <sup&gt;, 10, 11. Ciò può essere dovuto al fatto che questo protocollo ha una più lunga durata di incubazione anticorpo primario (3 - 5 giorni, al contrario di notte), che può essere richiesta per rilevare i livelli più bassi di proteine. Mentre i livelli di DLL1 ed espressione Notch1 sono relativamente elevati nel rostrale PSM, questo può aver influenzato di immagine gli autori sarebbero necessari i campioni a una impostazione di minore esposizione per rilevare l&#39;espressione della proteina caudale. Un&#39;ulteriore differenza potenziale deriva dall&#39;uso di tessuto non fissato nello studio di Chapman et al. , In cui l&#39;espressione transitoria di DLL1 e Notch1 nel caudale PSM può essere stato meno ben conservato 9. Le applicazioni future o Indicazioni Dopo aver imparato la tecnica Una volta che questo protocollo è stato masterizzato, high-throughput analisi di espressione può essere eseguita per qualsiasi proteina di interesse nel PSM.espianti PSM generati da diverse cucciolate mouse possono essere trattati contemporaneamente per generare il numero elevato campione necessario per l&#39;analisi. Anche se abbiamo usato solo tipo selvatico embrioni in questi studi, è possibile eseguire questa analisi utilizzando embrioni geneticamente modificati al fine di valutare l&#39;importanza di uno o più fattori sulla dinamica di espressione proteica. Al di là del PSM, questo protocollo può essere adattato ad altri sistemi che sono costituiti da due metà controlaterali e possono essere utilizzati per rilevare sensibilmente basso livello di espressione proteica e oscillatorie dinamiche. Un esempio per i quali questo protocollo potrebbe essere adattato è lo studio di espressione della proteina dinamica del tubo neurale del mouse, dal momento che metà controlaterale potrebbero essere generati e colto, e l&#39;attività Notch ha dimostrato di essere presente e importante per il patterning 15. Incoraggiamo altri gruppi di adattare questo protocollo ad altri sistemi e per fornire un feedback per il miglioramento futuro.

Somiti sono i primi segmenti formati dell&#39;asse del corpo allungando nello sviluppo specie di vertebrati e sono i precursori della colonna vertebrale, costole, e derma tessuti, nonché del muscolo e cellule endoteliali. Durante somitogenesis, somiti epiteliali formano dal mesoderma non segmentato presomitic (PSM) (rivisto in riferimento 1). Questo processo è regolato dal &quot;orologio di segmentazione&quot;, che consiste in una rete di geni oscillatori e proteine, per lo più appartenenti al percorso di segnalazione Notch. L&#39;orologio di segmentazione è costituito da vari anelli di retroazione negativa, che consentono la produzione di attività pulsatile Notch all&#39;interno di una singola cella 2 (recensione in riferimenti 3-6). Mentre il metodo intracellulare di oscillazione è ben caratterizzato, è ancora in gran parte sconosciuto come queste oscillazioni sono coordinati in tutto il tessuto PSM. Recentemente è stato dimostrato attraverso studi sperimentali e teorici, che queste oscillazioni sono essential al processo di somitogenesis e che il percorso Notch gioca un ruolo fondamentale nel processo di segmentazione e sia espressione genica oscillatorio 7, 8. Tuttavia, è stato ampiamente riportato che il recettore Notch 1 (Notch1) e ligando Delta-like (Dll) -1 avere gradienti statiche nel PSM 9, 10, 11. Abbiamo ipotizzato che le oscillazioni Notch-dipendente dell&#39;orologio PSM segmentazione dipendono l&#39;attivazione periodica del principale recettore Notch percorso e ligando, Notch1 e DLL1 rispettivamente, attraverso il PSM mouse. Le conclusioni di studi precedenti che hanno riportato un gradiente rostrale-caudale statica di queste proteine ​​erano dovuti, si prevede, ad una mancanza di sensibilità nelle tecniche di immunoistochimica. Essi erano quindi in grado di rilevare le fluttuazioni di basso livello di DLL1 e Notch1 nel PSM caudale. noi have messo a punto un metodo per esaminare più da vicino questi fattori, che combina i dati sperimentali con modellazione matematica per prevedere un meccanismo attraverso il quale le oscillazioni delle proteine dei componenti dell&#39;orologio sono coordinate in tutto il PSM 12. L&#39;obiettivo generale di questo metodo è quello di rilevare e quantificare a basso livello, espressione di proteine dinamica del PSM e per mappare i profili di espressione di proteine di interesse secondo l&#39;espressione del gene orologio noto, frangia estremista (Lfng). Dal momento che un ciclo di clock di segmentazione nell&#39;embrione mouse prende 2 ore per completare, vari campioni sono necessari per costruire un profilo spazio-temporale completa di espressione della proteina DLL1 e Notch1 durante una oscillazione Lfng nel PSM. Abbiamo così sviluppato questo protocollo per poter rivelare un high-throughput di espressione della proteina a basso livello in tutto il montaggio, controlaterale espianti PSM. Tuttavia, questa tecnica può anche essere utile per studi tcappello lo scopo di caratterizzare la dinamica delle proteine ​​di basso livello all&#39;interno di qualsiasi tessuto embrionale che può essere diviso in due metà controlaterale.

<table><tbody><tr><td>DMEM-F12</td><td>Gibco (ThermoFisher Scientific)</td><td>11320033</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX&trade;-1 (100x)</td><td>Gibco (ThermoFisher Scientific)</td><td>35050</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino, qualificato, approvato dall'UE, origine sudamericana</td><td>Gibco (ThermoFisher Scientific)</td><td>10270106</td><td></td></tr><tr><td>FGF-basic umano ricombinante (154 a.a.)</td><td>Peprotech</td><td>100-18B</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina/Streptomicina</td><td>Gibco (ThermoFisher Scientific)</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo monoclonale Notch1 anti-topo^</td><td>BD Pharmingen</td><td>552466</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo Dll1 policlonale anti-ratto^*</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Lfng sonda RNA anti-senso intronica^*</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>16% paraformaldeide</td><td>Pierce (ThermoFischer Scientific)</td><td>PI28908</td><td></td></tr><tr><td>Proteinasi K, ricombinante, grado PCR&nbsp;</td><td>Roche (Sigma-Aldrich)</td><td>31158</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS), pH 7,4</td><td>Prodotto in casa</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sierica bovina (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>5470</td><td></td></tr><tr><td>Siero di capra normale (NGS) (trattato termicamente)</td><td>Gibco (ThermoFisher Scientific)</td><td>16210072&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>ThermoFischer Scientific</td><td>H3570</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9416</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46139</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldeide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>340855</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F9037</td><td></td></tr><tr><td>Citrato salino di sodio (SSC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>93017</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>798681&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>tRNA</td><td>Roche (Sigma-Aldrich)</td><td>101095</td><td></td></tr><tr><td>Eparina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3149&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tris-tamponata (TBS)</td><td>Prodotto internamente</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Reagente tampone bloccante&nbsp;</td><td>Roche (Sigma-Aldrich)</td><td>11096176001</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo coniugato anti-DIG perossidasi di rafano (HRP) Kit coniugato</td><td>Roche (Sigma-Aldrich)</td><td>11207733910</td><td></td></tr><tr><td>Tyramide signal amplification (TSA)</td><td>Perkin Elmer</td><td>NEL744001KT</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">*L'anticorpo Dll1 e la sonda RNA utilizzati in questo studio non sono disponibili in commercio. Si prega di consultare i riconoscimenti per le fonti.</td></tr><tr><td colspan="4">^Dovrebbero essere reperite sonde di anticorpi/RNA che siano applicabili agli interessi di ricerca del lettore.</td></tr></tbody></table>

temporale ordinazione di espressione dynamic data di espressione spaziale dettagliata mappe

Temporal Ordering of Dynamic Expression Data from Detailed Spatial Expression Maps

Durante la somitogenesi, coppie di somiti epiteliali si formano in modo progressivo, germogliando dall'estremità anteriore del mesoderma pre-somitico (PSM) con una rigorosa periodicità specie-specifica. La periodicità del processo è regolata da un oscillatore molecolare, noto come "orologio di segmentazione", che agisce nelle cellule PSM. Questo orologio guida i modelli oscillatori di espressione genica attraverso il PSM in direzione posteriore-anteriore. Questi cosiddetti geni orologio sono componenti chiave di tre vie di segnalazione: Wnt, Notch e fattore di crescita dei fibroblasti (FGF). Inoltre, la segnalazione Notch è essenziale per sincronizzare le oscillazioni intracellulari nelle cellule vicine. Di recente abbiamo acquisito informazioni su come questo possa essere regolato meccanicamente. Dopo l'attivazione del ligando, il recettore di Notch viene scisso, rilasciando il dominio intracellulare (NICD), che si sposta verso il nucleo e regola l'espressione genica. La NICD è altamente labile e il suo turnover dipendente dalla fosforilazione agisce per limitare la segnalazione di Notch. Il profilo della produzione (e degradazione) di NICD nel PSM è noto per essere oscillatorio e per assomigliare a quello di un gene orologio. Recentemente abbiamo riportato che sia il recettore Notch che il ligando Delta, che mediano l'accoppiamento intercellulare, mostrano essi stessi un'espressione dinamica sia a livello di mRNA che di proteina. In questo articolo, descriviamo i metodi di rilevamento sensibili e gli strumenti di analisi dettagliata delle immagini che abbiamo usato, in combinazione con la modellazione computazionale che abbiamo progettato, per estrarre e sovrapporre i dati di espressione da punti distinti nel ciclo di espressione. Questo ci ha permesso di costruire un quadro spazio-temporale del profilo di espressione dinamica per il recettore, il ligando e i geni dell'orologio bersaglio di Notch durante un ciclo di oscillazione. Qui, descriviamo i protocolli utilizzati per generare e coltivare gli espianti di PSM, nonché la procedura per colorare l'mRNA o la proteina. Spieghiamo anche come le immagini confocali sono state successivamente analizzate e ordinate temporalmente computazionalmente per generare sequenze ordinate di istantanee dell'espressione dell'orologio, d'ora in poi definite "chimografi", per la visualizzazione dell'espressione spazio-temporale di Delta-like1 (Dll1) e Notch1 in tutto il PSM.

Questo protocollo permette la visualizzazione del profilo spazio-temporale di una proteina di interesse fianco gene orologio trascrizione nel PSM del mouse 12. Ad esempio, DLL1 (Figura 1A-C) e Notch1 espressione della proteina (Figura 1D-F) sono mostrati oscillare fuori sincronia con la trascrizione nascente del gene orologio di segmentazione Notch-regolata Lfng. Quantificazione di DLL1, Notch1 e Lfng (i) intensità di segnale rispetto all&#39;asse antero-posteriore (AP) del PSM (Figura 1G) rivela chiare dinamiche espressione oscillatorie per questi obiettivi (Figura 1H-J). Il profilo spazio-temporale di espressione proteica DLL1 e Notch1 per tutto il ciclo di clock sono chiaramente visualizzate e quantificato utilizzando questo protocollo attraverso il post-acquisizione di analisi delle immagini dei dati di immagine di tessuto fissate ad alta risoluzione. Figura 1: visualizzazione spazio-temporale e la quantificazione di DLL1 e NOTCH1 proteine Espressione Dynamics. (AF) Coppie di espianti di sei E10.5 embrioni (AF) mostra la distribuzione spaziale di DLL1 proteine (AC) o proteine Notch1 (DF) in una metà lungo il rilevamento di Lfng pre-mRNA (Lfng (i)) nel corrispondente metà controlaterale di ciascuna coppia. I pannelli sono disposti secondo Fase 1 (A e D), fase 2 (B ed E), e la fase 3 (C e F) del ciclo di clock di segmentazione, come determinato dal profilo spaziale di Lfng (i) espressione. L&#39;estensione dei domini di espressione per DLL1 (verde), Notch1 (rosso), e Lfng (i) (grigio) lungo l&#39;asse antero-posteriore del PSM ha been delimitata da barre colorate. Le linee tratteggiate delimitano le posizioni del somite più recente formazione (s), i bordi esterni del PSM, e il tessuto neurale adiacente (C ed E). Barre di scala (in basso a sinistra di ogni pannello, AF) rappresentano 100 micron. (G) Una trama intensità esempio raffigurante la variazione assiale di intensità del segnale in tutto il PSM. I dati vengono tracciati da due coppie espianto mostrano Lfng pre-mRNA (line hash nera) tra un espianto rispetto al Notch1 proteine (rosso) in espianto controlaterale (Embryo 1), nonché Lfng pre-mRNA (linea continua nera) in un&#39;altra espianto rispetto al DLL1 proteine ​​(verde) nel espianto controlaterale (Embrione 2). intensità di segnale misurato (y) è tracciata contro la posizione assiale (asse x; antero PSM [A] verso destra e posteriore PSM [P] a sinistra). (H) A chimografo mostra la distribuzione spaziale delle DLL1, Notch1 e Lfng (i) di tuttinumerosi PSM. Ciascuna riga della chimografo rappresenta l&#39;intensità di un individuo espianto PSM segnale. Le righe sono disposti in successione temporale in base alla distribuzione spazio-temporale dei Lfng pre-mRNA (I) La distribuzione spazio-temporale dei DLL1, Notch1 e Lfng (i) attraverso molteplici oscillazioni di clock è simulato l&#39;estensione periodica dei dati mostrati in (H) , mettendo in evidenza la natura oscillatoria di DLL1 e NOTCH1 dinamiche di espressione. Espressione della proteina (J) pulsatile Notch1 nella caudale PSM è evidenziata dalla ingrandimento della regione delimitata nella chimografo virtuale mostrato in (I). Modificato da riferimento 12. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55127/55127fig1large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/55127/55127fig2.jpg" /> Figura 2: Quantificazione delle dinamiche spazio-temporali di DLL1 e Notch1 espressione della proteina. (A) Una trama esempio intensità descrive la variazione assiale di intensità del segnale in tutto il PSM. Dati tracciati da due coppie espianto mostra Lfng pre-mRNA (line hash nera) tra un espianto rispetto al Notch1 proteine (rosso) nella meta espianto controlaterale, nonché Lfng pre-mRNA (linea continua nera) in un mezzo espianto da un secondo coda rispetto al DLL1 proteine ​​(verde) controlaterale espianto metà del secondo coda. intensità misurate (asse y) vengono riportati in posizione assiale (asse x; rostrale [A] verso destra e caudale [P] a sinistra). (BH) Kymographs mostrano la distribuzione spaziale delle Notch1, DLL1, NiCd, e Lfng (i) attraverso numerosi PSM. (B e C) NICD (B) e DLL1 (C) espressione in sezioni PSM; (D ed E) Lfng (i) (D) e DLL1 (&lt;strong&gt; E) a metà espianto controlaterale; (F e G) Lfng (i) (F) e Notch1 (G) a metà espianto controlaterale. Dal riferimento 12. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55127/55127fig2large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

L'orologio di segmentazione guida l'espressione genica oscillatoria attraverso il mesoderma pre-somitico (PSM). L'attività Dynamic Notch è fondamentale per questo processo. Utilizziamo l'imaging e le analisi computazionali per estrarre la dinamica temporale dai dati di espressione spaziale per dimostrare che l'espressione del ligando Delta e del recettore Notch oscilla nel PSM dei vertebrati.

Temporale ordinazione di espressione Dynamic Data di espressione spaziale dettagliata Mappe

During somitogenesis, pairs of epithelial somites form in a progressive manner, budding off from the anterior end of the pre-somitic mesoderm (PSM) with a ...

L'obiettivo generale di questa procedura sperimentale è mappare la dinamica spazio-temporale dell'espressione genica del clock di segmentazione nei vertebrati, utilizzando campioni di tessuto fissato. Questo metodo consente una valutazione imparziale della dinamica oscillante dei geni nel mesoderma presomitico, aspetto fondamentale per comprendere i meccanismi molecolari che regolano la somatogenesi nei vertebrati. Il principale vantaggio di questa tecnica è che è possibile generare ed elaborare contemporaneamente numerosi campioni, permettendo un'analisi tridimensionale ad alta risoluzione della dinamica dell'espressione genica su tessuto fissato.La procedura sarà dimostrata dalla dottoressa Charlotte Bailey, già post-dottoranda nel mio laboratorio. Dopo aver ottenuto un corno uterino di topo seguendo il protocollo descritto nel testo, utilizzare sotto un microscopio stereoscopico delle forbici curve per tagliare la spessa membrana muscolare del corno uterino ed estrarre con attenzione ciascun embrione. Con le forbici curve e pinzette fini, dissezionare con cura la sacca amniotica da ogni embrione.Quindi, utilizzando un ago chirurgico o forbici curve, prelevare il tessuto della coda da ciascun embrione tagliando l'embrione anteriormente ai dischi delle zampe posteriori. Posizionare il tessuto della coda con il lato ventrale rivolto verso il basso. Successivamente, ottenere coppie di espianti di mesoderma parassiale (PSM) sezionando il tessuto della coda in due metà lungo la linea mediana, utilizzando un movimento delicato a dondolo con l'ago.Assicurarsi che il tubo neurale, la notocorda e il tessuto del mPSM siano divisi equamente tra i due espianti. Quindi, trasferire con una pipetta ciascun espianto del mPSM controlaterale sul lato inferiore del coperchio di una piastra di coltura in plastica da 35 mm, in un piccolo volume di mezzo di coltura preriscaldato. Posizionare la piastra sopra il coperchio e capovolgerla rapidamente, in modo che il tessuto del mPSM rimanga sospeso dal coperchio in una goccia pendente di mezzo.Quindi coltivare gli espianti di PSM in una camera umidificata a 37 gradi Celsius per uno o due ore. Trasferire coppie di espianti di PSM nei singoli pozzetti di una piastra per colture cellulari a 24 pozzetti. Successivamente aggiungere il 4% di paraformaldeide in PBS ai campioni e incubare la piastra a temperatura ambiente per un'ora, oppure a quattro gradi Celsius su una piattaforma oscillante durante la notte.Dopo l'incubazione, utilizzare PBS per lavare le pozzette del campione a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante. Con una pipetta Pasteur di plastica fine, sostituire la soluzione di PBS sui campioni da tre a quattro volte. Per eseguire l'immunohistochimica, aggiungere 2%Triton X-100 in PBS a un espianato di PSM da ogni coppia embrionale e incubare i campioni a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante per un'ora per lavarli.Usare PBS per risciacquare brevemente i campioni. Quindi sostituire il PBS con la soluzione di blocco e incubare i campioni a quattro gradi Celsius su una piattaforma oscillante durante la notte. Diluire gli anticorpi primari desiderati utilizzando il tampone di lavoro.In questo esempio, gli anticorpi contro Delta-like 1 e Notch1 vengono utilizzati in una diluizione di 1:25. Aggiungere gli anticorpi agli espianti e incubare i campioni su una piattaforma oscillante a quattro gradi Celsius per tre-cinque giorni. Al termine dell'incubazione, lavare i campioni due volte con PBS, per cinque-dieci minuti ciascuna. Eseguire quindi tre lavaggi con PBS contenente 0,3% di Triton X-100 a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante. Dopo aver diluito gli anticorpi secondari nel buffer di lavoro, aggiungere da 250 a 500 microlitri di soluzione anticorpale in ogni pozzetto del campione, avendo cura di non utilizzare gli ultimi microlitri di soluzione, che potrebbero contenere aggregati anticorpali. Coprire la piastra con della stagnola e incubare i campioni nella soluzione di anticorpo secondario al buio a quattro gradi Celsius per tre-cinque giorni.Dopo l'incubazione, utilizzare PBST per lavare i campioni due volte per dieci minuti ciascuno. Quindi utilizzare PBS per lavare il tessuto una volta a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante per cinque minuti. Successivamente al protocollo indicato, disidratare e reidratare gli espianti di PSM controlaterali rimanenti attraverso una serie di diluizioni di etanolo in PBST.Aggiungere dieci microgrammi per millilitro di Proteinasi K in PBST 0,1% agli espianti e incubare il tessuto senza agitazione per cinque minuti. Rimuovere quindi rapidamente la soluzione di Proteinasi K e risciacquare brevemente i campioni con PBST. Aggiungere ai campioni di espianti di PSM una soluzione di PBST contenente il 4% di formaldeide e lo 0,1% di glutaraldeide per la post-fissazione e incubare i campioni per 30 minuti.Quindi, dopo aver lavato i campioni due volte con PBST per dieci minuti ciascuno, aggiungere la miscela di ibridazione al 50% al tessuto e incubare a 65 gradi Celsius senza agitazione per dieci minuti. Dopo aver incubato i campioni e la miscela di ibridazione secondo il protocollo indicato, rimuovere la soluzione e aggiungere da 0,25 a 0,5 millilitri di miscela di ibridazione preriscaldata contenente una sonda di RNA antisenso marcata con digossigenina contro un noto componente del clock di segmentazione. Utilizzare nastro adesivo per sigillare la piastra e incubare i campioni a 65 gradi Celsius per due notti.Dopo l'incubazione, lavare i campioni per 15 minuti con una miscela di ibridazione al 50% preriscaldata in TBST. Successivamente, risciacquare i campioni due volte con TBST prima di incubare il tessuto in TBST a temperatura ambiente su una piattaforma oscillante per 30 minuti. In seguito, pre-incubare gli espianti in soluzione bloccante per un minimo di due ore.Sostituire quindi la soluzione con una soluzione bloccante fresca, contenente un'anticorpo anti-digossigenina coniugato con HRB diluito 1:200. Incubare i campioni a quattro gradi Celsius durante la notte. Il giorno seguente, risciacquare i campioni tre volte con TBST a temperatura ambiente e trasferirli in pozzetti separati di una nuova piastra per colture cellulari a 24 pozzetti.Quindi lavare gli espianti tre volte con TBST, ogni volta per un'ora. Utilizzare un kit di amplificazione del segnale con tiaramide per visualizzare l'mRNA rilevato prima di preparare i campioni per l'acquisizione delle immagini. Preparare un vetrino adesivo carico per ogni coppia di espianti rimuovendo il rivestimento adesivo da uno spaziatore per immagini dello spessore di 0,12 mm e attaccandolo su un vetrino.Dopo aver posizionato una coppia di espianti sul vetrino seguendo il protocollo descritto, lasciare aderire i campioni al vetrino per 45-60 secondi, fino a quando il tessuto appare appiccicoso e traslucido senza seccarsi completamente. Nel frattempo, utilizzare una pinzetta per rimuovere la pellicola adesiva residua dallo spaziatore e aggiungere una goccia abbondante di mezzo di montaggio bifunzionale e soluzione chiarificante al centro dei campioni posizionati nello spaziatore. Applicare un coprioggetto circolare sopra i campioni assicurandosi che il mezzo di montaggio sia distribuito uniformemente e che tutti i bordi siano a contatto con lo spaziatore.Quindi posizionare il vetrino con il coverslip capovolto su un foglio di carta a basso rilascio di pelucchi. Premere con fermezza per assicurarsi che il coverslip aderisca completamente allo spaziatore e che venga rimossa ogni eccedenza di mezzo di montaggio. Ripetere questo procedimento finché nessun altro eccesso di mezzo di montaggio macchia la carta.Pulire e etichettare il vetrino e conservarlo al buio fino all'acquisizione delle immagini. Successivamente, eseguire l'acquisizione e l'analisi secondo il protocollo descritto nel testo. In questo esperimento, si osserva che l'espressione delle proteine Delta-Like 1 e Notch1 oscilla in modo asincrono, disponendo temporaneamente gli embrioni in base alla trascrizione nascente del gene della clock di segmentazione regolato da Notch, lunatic fringe intronico, rilevata nella metà di ciascuna coppia di espianti.I pannelli sono disposti in base alla fase uno, due e tre del ciclo del clock di segmentazione. L'estensione dei domini di espressione di Delta-Like 1, Notch1 e lunatic fringe intronico lungo l'asse anteroposteriore del PSM è delimitata da barre codificate per colore. Come mostrato qui, viene generato un grafico per quantificare l'intensità del segnale di Delta-Like 1, Notch1 e lunatic fringe intronico in relazione all'asse anteroposteriore del PSM e illustra la variazione assiale e l'intensità del segnale attraverso il PSM durante tutto il ciclo del clock.I chimoagrafi visualizzano la distribuzione spaziale di Delta-Like 1, Notch1 e lunatic fringe intronico in numerosi PSM. Ogni riga del chimoagrafo rappresenta l'intensità del segnale di un singolo espianto di PSM. La quantificazione dell'intensità del segnale di Delta-Like 1, Notch1 e lunatic fringe intronico in relazione all'asse anteroposteriore del PSM rivela chiare dinamiche oscillatorie di espressione per questi bersagli.Infine, questi cimografi mostrano la distribuzione spaziale della forma scissa e attivata del recettore Notch (NICD), di Delta-Like 1, della lunatica frangia intronica e di Notch1 attraverso numerosi mesoderma presomitico (PSM). Questa tecnica ha aiutato i ricercatori nel campo della mitogenesi dei vertebrati a comprendere meglio la dinamica dell'oscillazione dei geni di segmentazione nel mesoderma presomitico di pollo e topo. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita su un elevato numero di campioni, consentendo di analizzare contemporaneamente i profili di espressione di diverse mRNA e proteine di interesse.Seguendo questa procedura, un'ulteriore quantificazione dei dati delle immagini può fornire una comprensione dei ritardi temporali nell'espressione genica, nonché della localizzazione subcellulare dei segnali di RNA e proteina di interesse per il ricercatore. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come mappare la dinamica spazio-temporale dell'espressione genica del clock di segmentazione nei vertebrati mediante campionamento di tessuti spessi. Questo può essere seguito da un'analisi automatizzata delle immagini, come descritto nel protocollo testuale.Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante garantire una distribuzione uniforme del mesoderma parassiale, del notocorda e del tubo neurale tra gli espianti di mesoderma parassiale e ottimizzare attentamente le diluizioni degli anticorpi prima di iniziare. Ricordare che lavorare con formammide, paraformaldeide e glutaraldeide può essere estremamente pericoloso. Prestare attenzione a indossare dispositivi di protezione individuale e a lavorare sotto cappa aspirante quando necessario.

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Diversi metodi comunemente usati sono introdotti qui per studiare gli eventi di traffico di membrana di una chinasi del recettore della membrana plasmatica. Questo manoscritto descrive protocolli dettagliati tra cui la preparazione del materiale vegetale, il trattamento farmacologico e la configurazione dell'imaging confocale.

Metodi basati su immagini per studiare eventi di traffico di membrana in cellule di lignaggio stomatico

Qui, presentiamo un metodo per allineare e criosezionare più campioni di larve di Zebrafish (Danio rerio) e raccoglierli su un singolo vetrino per l'analisi trascrittomica spaziale.

Disposizione spazialmente compatta delle sezioni larvali di zebrafish per l'analisi trascrittomica spaziale

Questo articolo introduce un protocollo per l'utilizzo di DeepSpaceDB, un database dinamico e interattivo per la trascrittomica spaziale, che offre flussi di lavoro di analisi ed esempi per esplorare l'organizzazione dei tessuti e l'espressione genica correlata alla malattia.

Estrazione di set di dati di trascrittomica spaziale utilizzando DeepSpaceDB

Questo studio presenta un protocollo multioma spaziale Trekker–CUT&amp;Tag che combina il codice a barre spaziale diretto di una sezione tissutale con l'analisi multioma a singola cellula. Questo approccio consente contemporaneamente la profilazione spaziale dell'espressione genica a singola cellula e la modifica dell'istone H3K27ac, offrendo intuizioni meccanicistiche sulla regolazione genica nel contesto della microanatomia tissutale.

Profilazione multiomica integrata a singola singola e risolta spazialmente del trascricroma e dei bersagli epigenomici nelle sezioni di tessuto congelato

Riportiamo qui l'espressione robusto ed efficiente di proteine ​​fluorescenti dopo l'iniezione di mRNA in oociti fecondati di Branchiostoma lanceolatum. Lo sviluppo della tecnica microiniezione in questo chordate basale aprirà la strada di una profonda innovazioni tecniche in questo sistema modello emergente, tra cui imaging in vivo e manipolazioni gene-specifici.

L'espressione di proteine ​​fluorescenti in Branchiostoma lanceolatum By mRNA iniezione in ovociti non fecondate

Esplora la mappatura spazio-temporale dell'espressione genica nell'orologio di segmentazione dei vertebrati utilizzando campionamento di tessuto fisso e tecniche di imaging computazionale. Questo metodo consente l'analisi simultanea di molti campioni.

Temporale ordinazione di espressione Dynamic Data di espressione spaziale dettagliata Mappe

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