Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

Summary

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Abstract

Luchtweg hyperreactiviteit (AHR) metingen en bronchoalveolaire lavage (BAL) vloeistof bemonstering zijn essentieel voor experimentele astma modellen, maar herhaalde procedures om dergelijke metingen te verrichten in hetzelfde dier zijn over het algemeen niet haalbaar. Hier tonen we protocollen voor het verkrijgen van muizen herhaalde metingen van de AHR en bronchoalveolaire lavage vloeistof monsters. De muizen werden intranasaal uitgedaagd zeven keer meer dan 14 dagen met een krachtige allergeen of sham behandeld. Voorafgaand aan de eerste uitdaging, en binnen 24 uur na elke intranasale uitdaging, dezelfde dieren waren verdoofd, oraal geïntubeerd en mechanisch geventileerd. AHR, beoordeeld door dosis-respons curves van de ademhalingswegen weerstand (RRS) veroorzaakt door het verhogen van intraveneuze doses van acetylcholine (Ach) chloride tussen nep en allergeen-uitgedaagd dieren, werden bepaald. Daarna, en via dezelfde intubatie, was de linker long lavaged zodat differentieel opsomming van de luchtwegen cellen kunnen worden uitgevoerd. Deze studies laten zien dat herhaalde metingen van AHR en BAL vochtophopingen mogelijk zijn van dezelfde dieren en dat de maximale luchtwegovergevoeligheid en luchtwegen eosinofilie worden bereikt binnen 7-10 dagen na het begin van allergeen uitdaging. Deze nieuwe techniek vermindert het aantal muizen nodig zijn voor longitudinale experimenteren en is van toepassing op diverse soorten knaagdieren, ziekte-modellen en luchtwegen fysiologie instrumenten.

Protocol

Allergeen uitdaging:

1. C57BL / 6 muizen, 4-8 weken oud zijn, worden verdoofd in een luchtdichte plexiglas kamer gezuiverd met een 3,2% isofluraan in zuurstof damp mengsel gedurende 10 minuten tot een diepe algemene gevoelloosheid te bereiken.
2. Intranasale allergeen uitdagingen (45μL OVA (22,5 pg) en 7μL A. oryzae (7 microgram), in PBS) worden toegediend, elke dinsdag, donderdag en zondag, voor een totaal van zeven opeenvolgende toepassingen.

Anesthesie:

3. Voorafgaand aan elke allergeen uitdaging, en na de 7e uitdaging, zijn muizen toegediend een intraperitoneale injectie van 48 mg / kg etomidaat (2 mg / ml), voorafgaand aan plaatsing in een licht-exclusief stopcontact.
4. Onderwerp blijft in bakje tot een gebrek aan waarneembare neurologische respons wordt waargenomen bij de toepassing van de druk om achterpoten (5-10 min).

Intubatie:

5. Een stralende warmte lamp, gehandhaafd op een afstand tot het onderhoud van ~ 37 ° C het lichaam kerntemperatuur, moet worden besteed aan het onderwerp gedurende de procedure om onderkoeling te voorkomen te garanderen. Een rectale thermometer moet in eerste instantie op zijn minst worden gebruikt om euthermia bevestigen, ongeacht de gebruikte warmtebron.
   
   Kritische stappen Alle vloeistoffen en instrumenten ontvangen door proefdieren moeten steriel zijn; procedures dienen te worden uitgevoerd onder strikt aseptische omstandigheden. Langdurige onderkoeling terwijl hij onder narcose zal leiden tot afwijkende gegevens en / of de dood van dieren. Bevoegdheid met alle invasieve procedures moeten worden ontwikkeld met behulp van dode dieren, voordat u het werk van levende dieren. Oogheelkundige smeermiddel moet worden gebruikt om het hoornvlies schaafwonden van de dieren te voorkomen onder algemene verdoving.
6. Verdoofde muizen zijn verwijderd uit vergaarbak en geplaatst in de liggende positie (ventrale zijde naar boven), op plethysmograaf tafel, aangepast aan een hoek van 45 °.
7. Een rubberen band rond de tafel is geplaatst achter de bovenste rij van de snijtanden, zodat het onderwerp veilig op zijn plaats. Met een pincet in de rechter hand, greep, uit te breiden, en til de tong uit de mond voordat vastzetten op zijn plaats met een metalen depressor in de linker hand, waardoor een onbelemmerd luchtweg voor intubatie.
8. Een 0,8 mm diameter fiberoptische draad, verbonden met een lichtbron, wordt ingebracht via de angiocatheter en uitgebreide 10 mm buiten de tip. Omdat de depressieve is hervond zijn evenwicht met de linkerhand, is de verlichte einde van de fiberoptische draad geleid door de mondholte en de keelholte door de rechterhand tot aan de stembanden worden gevisualiseerd. De draad wordt vervolgens doorgegeven onder directe visualisatie door de bewegende stembanden en in de luchtpijp, getimede te komen wanneer de snoeren maximaal open.
9. De angiocatheter wordt vervolgens doorgegeven over de fiberoptische draad in de luchtpijp tot aan de catheter tip ligt in het midden-gedeelte van de luchtpijp. Voor 17 tot 22 gram muizen, komt dit overeen met een 10 mm katheter segment zichtbaar blijft tussen de connector en de craniale uiterste van lager het onderwerp s kaak. Het werkelijke bedrag waarmee de katheter wordt doorgegeven moet worden bepaald door directe inspectie van de luchtpijp van 2-3 gecatheteriseerd muizen van de relevante grootte en de genetische achtergrond.
10. De fiberoptische draad is verwijderd en een succesvolle intubatie wordt bevestigd door het observeren van reguliere keer diep adem (ritmische excursies van de thorax en de buik), die onmiddellijk te beëindigen na een occlusie van de connector met de duim. Een reactie verstikking, ongeacht de duim-occlusie, onregelmatige ademhaling of andere tekenen van ademhalingsproblemen zijn een indicatie van angiocatheter malpositioning en meestal geven slokdarmkanker intubatie.
    
    Kritische stap Het niet snel achteruit een slokdarm intubatie kan dodelijk zijn. Als slokdarm intubatie wordt vermoed, dient de katheter snel worden verwijderd en teruggeplaatst nadat het dier heeft weer een normale ademhaling. Etomidaat is de verdoving van de keuze, van alle beschikbare knaagdieren anesthetica, deze agent provoceert het minst cardiovasculaire toxiciteit (hypotensie, aritmie, hartstilstand).
11. Lagere plethysmograaf tafel totdat parallel met de werkbank en draai onder 180 ° tot geconfronteerd met lucht ventilator haven. Zet dier op zijn kant voordat u verbinding met de ventilator.
12. Een succesvolle intubatie wordt verder bevestigd wanneer, na het veiligstellen van een luchtdichte aansluiting en het activeren van de ventilator (functioneren op 150 ademhalingen / minuut, 9 ml / g ademvolume, 100% zuurstof), thoracoabdominal excursie wordt gezien om gelijke tred met de ventilator.

Intraveneuze lijn:

13. Een 10 mm, is 27ga naald verwijderd van de spuit-connector door middel van smelten het gratis, en buigen de naald 90 ° in het midden met steriele pincet en hemostat, zodat de schuine gezichten in de hoek. De niet-schuine uiteinde is verbonden met de PE10 slang die naar de IV injectie-poort.
14. Om te voorkomen dat potentieelfatale lucht embolisatie, de slang en de naald worden gespoeld met 37 ° C, 0,9% NaCl via de 1 ml spuit. De injectie haven bestaat uit een 27ga naald, geduwd door een gat geboord in de dop van een 15 ml centrifugebuis. De kap is gevuld met een zoutoplossing, zodat het uiteinde van de naald constant is ondergedompeld, waardoor de kans dat de lucht zal worden meegevoerd in de naald en intraveneus geïnjecteerd.
15. Met de muis nog onder de warmtelamp, is de naald uitgelijnd op de caudale uiteinde van de staart parallel aan en over de laterale ader. De naald is een beetje loopt onder de huid, terwijl de craniaal gericht langs de lengte van de ader s en duwde subcutaan om de bocht. Succesvolle plaatsing IV wordt bevestigd door het observeren van het bloed terugstroming in de IV buis met lichte trekken van de zuiger. Verder moet er ongehinderd stromen door de IV-lijn bij de injectie van 50-100 pi zoutoplossing in de staartader. Af en toe staart aderen kan niet stabiel worden gecanuleerde. In deze gevallen kan de muis worden 180 graden gedraaid naar de andere kant en de andere staart IV meestal toegankelijk zonder problemen.
16. Na het verwijderen van de warmte lamp van de setup, het onderwerp is ingesloten in de plethysmograaf, daarna vastgezet als luchtdicht met de toepassing van 4 klemmen.
    
    Kritische stap Het toestaan ​​van de warmte lamp te blijven zal warmte de lucht in de plethysmograaf kamer en eventueel te veranderen latere metingen van R _RS steriliteit van iv naalden en oplossingen moeten worden gehandhaafd. Sterilisatie van naalden wordt bereikt door onder te dompelen en spoelen met 70% ethanol, gevolgd door spoelen en spoelen met een steriele zoutoplossing voorafgaand aan de iv inbrengen. Bovendien moet de staart worden schoongemaakt met 70% ethanol of isopropylalcohol voorafgaand aan de iv inbrengen.

Luchtwegweerstand metingen:

17. Peak weerstand wordt bepaald door continue kwantificering van het quotiënt DPT / V (waar DPT is de verandering in de tracheale druk en V is de luchtstroom) op punten van gelijke longvolume (70% tidal volume). DPT wordt bepaald met behulp van een druksensor is aangesloten op de tracheale angiocatheter. Voor het bepalen van V worden plethysmograaf drukvariaties gekalibreerd op veranderingen in volume over de onderzochte fysiologische bereik. Het differentieel van plethysmograaf volume in de tijd, zoals berekend door de voorversterker module, is V. Na de oprichting van een stabiele basislijn R _RS (<5% variatie meer dan 3 minuten), vijf opeenvolgende doses (volume = 2 pi / g lichaamsgewicht) van de toenemende concentraties van acetylcholine-chloride (0,058, 0,18, 0,59, 1,58 en 5,8 mg / kg lichaamsgewicht, in 0,9% zoutoplossing bij pH 7,4, onderhouden op ijs en hand-verwarmd voorafgaand aan elke injectie) zijn geïnjecteerd meer dan een seconde via de iv, bij elk volgend dosis toegediend bij terugkeer van de _R-RS met de uitgangswaarde, tot een verdrievoudiging van de baseline-weerstand (ongeveer 12 cm H ₂ O x ml ^-1 x sec, dat wil zeggen, een 200% toename in luchtwegweerstand boven de typische baseline van ongeveer 4 cm H ₂ O x ml ^-1 x sec) wordt bereikt. De provocerende concentratie van Ach, in mg / g lichaamsgewicht, dat een 200% toename in R _RS ten opzichte van baseline waarden (aangeduid als PC ₂₀₀₎ veroorzaakt, wordt berekend door wiskundige interpolatie van de Ach-R _RS dosis-respons curves.
18. Eens PC ₂₀₀ waarden zijn bereikt, release sluitingen, en afbreken van de plethysmograaf. Een maximum van vijf toenemende doses Ach wordt gegeven. De Ach concentratiebereik hierboven gegeven is geschikt voor het bereiken van PC ₂₀₀ waarden voor de meest naïeve muizenstammen.
    
    Belangrijke stap Wanneer een baseline van ongeveer 4 cm H ₂ O x ml ^-1 x sec is gevestigd op de weerstand monitor voor 30 seconden, kan een 60 ul van een normale zoutoplossing worden geïnjecteerd iv om te bevestigen dat de juiste vlak van anesthesie is bereikt. Met volledige narcose, zal er geen significante verandering in de weerstand, een toename van de weerstand of beweging van de ledematen of de staart is een teken van lichamelijke nood en wijst op de noodzaak voor extra verdoving.
19. Verwijder IV uit de staartader en vervolgens het dier los te koppelen van de ventilator, het onderhouden van een luchtweg door het houden van de tracheale canule op zijn plaats. Af en toe dieren niet aan spontane ademhaling onmiddellijk te hervatten. In deze gevallen kan de ademhaling worden bevorderd door zachtjes masseren van de thorax.
    
    Kritische stap Spontane ademhaling moet voorafgaand worden ingesteld om over te dragen aan het herstel kamer, anders doden zal plaatsvinden.
20. Bij hervatting van spontane ademhaling, zijn muizen overgedragen met tracheale canules in de plaats, op een kamer gespoeld met 100% O ₂ en in stand houden bij 37 ° C met behulp van een warmte lamp. Binnen 15-20 min, zijn muizen ademen sterk en het begin van hun ledematen bewegen, op welk punt de tracheale katheter kan worden verwijderd en dieren safely overgebracht naar hun reguliere kooien.
    
    KRITISCHE STEP De luchtweg is gemakkelijk belemmerd in het onbewuste muis te wijten aan acetylcholine-geïnduceerde hyper-kwijlen en is de belangrijkste reden voor stikken-gerelateerde sterfte in verdoofde muizen na luchtwegen fysiologische metingen. Om deze reden moet de tracheale canule blijven op hun plaats, ook in muizen niet ondergaan bronchoalveolaire lavage, totdat ze wekbaar en mag niet worden verwijderd totdat hyper-salivaton is beëindigd.

Bronchoalveolaire lavage:

21. Het verzamelen van bronchoalveolaire lavage vloeistof is veilig wanneer de muizen te herstellen voldoende zijn kokhalsreflex (~ 20 min na plaatsing in het herstel kamer). De kokhalsreflex wordt beoordeeld door zachtjes te schuiven van de angiocatheter naar binnen en naar buiten, voor de hand liggende hoesten of worstelen geven aan dat de kokhalsreflex is teruggekeerd.
    
    Kritische stap toestaan ​​te lang een herstel tijd zal sterk afnemen van de efficiëntie van BAL terugkeer van individuele muizen, dus de kokhalsreflex moet worden gecontroleerd om de paar minuten, naar aanleiding van de voorgestelde 20 min. rustperiode. Als muizen niet in staat zijn om de lavage procedure door gedeeltelijke ontwaken tolereren, kan 3,2% isofluraan damp anesthesie gebruikt worden.
22. Een metalen intubatie voerdraad (0,5 mm OD), met een continue bocht van ~ 30 ° naar de linker kwab van de long, wordt ingevoegd in de angiocatheter. De voerdraad en de angiocatheter samen gevorderd in de linker kwab van de long, zodanig dat de catheter (hub uitgesloten) reikt verder dan de voortanden door slechts 1mm.
    
    Kritische stap Het niet linker long te isoleren zal sterk verminderen opleveren, terwijl het verbeteren van de kans op sterfte van dieren. Zorg moeten worden genomen om ervoor te zorgen dat het uiteinde van de voerdraad niet door het open einde van de angiocatheter. Het bevorderen van de angiocathether met de metalen tip uitstekende zouden kunnen leiden een tracheale snijwonden en overlijden als gevolg van tracheale scheuren.
23. Houd de angiocatheter op zijn plaats, de voerdraad wordt verwijderd en 300 ul PBS (pH 7,4, steriele) is gespoeld in de linker long via een 1 ml spuit. Direct na het, terwijl het opstellen van de zuiger om de negatieve druk te creëren, de angiocatheter langzaam (3 s) verwijderd terwijl intens het masseren van de long. Een BAL terugkeer van 100-200 pi wordt verwacht.
24. Onmiddellijk terug lavaged muizen om de 37 ° C, 100% O ₂ kamer, terwijl continu het masseren van de thorax. Plaats muizen op hun linkerkant tot volledig hersteld (~ 20 min). De dieren worden dan teruggeplaatst in hun kooien.

TIMING:

Per muis, moet de gehele procedure niet langer duren dan een uur te volbrengen: Stap 3-4, 5-10 minuten, de stappen 5-21, 10 min, 22 Step, 20-30 min; Steps 23-24,... 10 minuten. Met de toegenomen vaardigheid en door de duizelingwekkende onderwerpen in het protocol, tot 3 muizen / uur mogen worden verwerkt.

Representatieve resultaten:

Luchtweg hyperreactiviteit bij muizen, zoals bepaald door maatregelen van PC ₂₀₀ waarden, is het gevolg van activering en werving voor de longen van T-cellen en de secretie van het cytokine IL-135-7. Zo, luchtweg overgevoeligheid is niet het onvermijdelijke gevolg van de luchtwegen uitdaging met allergeen, maar is afhankelijk van een intacte T-cel immuun-compartiment en de tijd die nodig is voor T-cel responsen te ontwikkelen in de setting van herhaalde blootstelling aan allergenen. Zoals getoond in Fig. 2a, luchtweg hyperreactiviteit, gedefinieerd als _PC-200 waarden die beduidend lager zijn in vergelijking met de uitgangswaarden, ontwikkeld na 5 allergeen uitdagingen met geen verdere significante stijging na de zesde uitdaging. Om redenen die niet volledig worden begrepen, luchtweg reactiviteit afgenomen (PC _200-waarden namen) na de eerste allergeen uitdaging (Fig. 2a). Vergelijkbare trends zijn duidelijk zichtbaar door het vergelijken Ach dosis-respons curves voor dezelfde muizen (Fig. 2b). Echter, het is hier duidelijk dat de volledige luchtweg hyperreactiviteit ontwikkelt abrupt na de vijfde allergeen uitdaging, zoals dat muizen meer dan 30-voudige gevoeliger voor Ach tussen de vierde en zesde uitdagingen. Samen vormen deze bevindingen wijzen erop dat de meest betrouwbare metingen van LHR zijn verkregen na zes allergeen uitdagingen (12 dagen); metingen op eerdere tijdstippen zullen waarschijnlijk zeer variabel data opleveren. Muizen herhaaldelijk uitgedaagd met voertuig intranasaal (zoutoplossing) niet ontwikkelen luchtweg hyperreactiviteit, en bij alle doses Ach gegeven, R _RS metingen niet significant afwijken van de uitgangswaarden (afb. 3 en gegevens niet getoond).

Voorafgaand aan de opkomst van robuuste AHR, de dominante celtype van de luchtwegen veroorzaakt door allergenen was de neutrofielen (afb. 4). Vergelijkbaar met de trend voor AHR, echter, eosinofilie geleidelijk versterkt met herhaalde allergeen uitdaging en de eosinofiele werd de numeriek dominante celtype in BAL vloeistof after de zesde uitdaging, samenvallend met een sterke daling van de neutrophis aantallen (afb. 4). Macrofagen in eerste instantie in aantal toegenomen met de eerste paar allergeen uitdagingen en fluctueerde in overvloed daarna. Lymfocyt overvloed veranderde niet significant, ongeacht het aantal allergeen uitdagingen en, paradoxaal genoeg gezien hun primaire belang aan het model, zijn meestal het minst talrijke cel in de BAL vloeistof.

Luchtwegweerstand metingen in muizen die geen allergeen uitdaging noch BAL bemonstering niet variëren in de 17 dagen van de experimenten. Herhaalde BAL vloeistof bemonstering in de afwezigheid van de luchtwegen fysiologie metingen of allergeen uitdaging werden ook uitgevoerd, en toonde alleen een verbeterde neutrofielen en macrofagen werving voor de luchtwegen die niet blijven staan ​​na 5 dagen (gegevens niet getoond). Deze bevindingen tonen aan dat de prominente neutrofilie waargenomen in allergeen uitgedaagd muizen grotendeels het resultaat van de procedure en niet het antigeen.

In control, PBS-uitgedaagd muizen, luchtwegweerstand metingen deed ook niet significant variëren in de tijd. Verbeterde macrofagen en neutrofielen, maar niet eosinofielen, rekrutering van BAL-vloeistof werd ook gezien in deze muizen, vergelijkbaar met die veranderingen waargenomen bij muizen die alleen herhaald BAL vloeistof bemonstering (afb. 4 b, d). Samen vormen deze gegevens onderstrepen het belang van het allergeen, en niet de verschillende manipulaties van de luchtweg, de inductie van zowel allergische (eosinofiele) luchtwegen ontsteking en AHR.

Soortgelijke resultaten kunnen worden verwacht met behulp van intranasale allergenen analoog aan de proteïnase dat we hier hebben gebruikt. Echter veel onderzoekers gebruiken ovalbumine tot allergische longaandoeningen veroorzaken. Na een passende periode van intradermale of intraperitoneale priming (1-2 weken) met ovalbumine neergeslagen in een aluminium zout, een robuuste astma fenotype, waaronder luchtweg hyperreactiviteit, kan worden verwacht binnen 24 uur na een eenmalige intranasale uitdaging met oplosbare ovalbumine.

Figuur 1. Fotografische weergave van een knaagdier plethysmograaf, onmiddellijk voorafgaand aan de luchtwegen fysiologie meting opname.

Figuur 2. Luchtwegweerstand metingen. A) Voor statistische doeleinden worden antilog PC ₂₀₀ waarden gemeld. Let op de grote toename van het antilog PC ₂₀₀ na de eerste uitdaging en de daaropvolgende daling na een nieuwe uitdagingen. B) Ademhalingssysteem weerstand (RRS): Let op de steilheid van de Ach-RRS dosis-respons curves na het zesde en zevende uitdagingen. Foutbalken vertegenwoordigen SEM.

Figuur 3. Vertegenwoordiger van real-time de ademhalingswegen weerstand (R _RS) traces uit een naïeve (A) en 6X allergeen uitgedaagd muis (B) die een opeenvolgende IV doses Ach. Dosiswaarden zijn weergegeven in mg / kg eenheden.

Figuur 4. Differential immuun cellen in de bronchoalveolaire lavage afgeleid van de linker longen van muizen behandeld met zeven opeenvolgende intranasale uitdagingen. Procent (%) overvloed van immuuncellen in muizen behandeld met allergeen (A) of PBS (B). Totaal aantal immuun cellen van muizen behandeld met allergeen (C) of PBS (D). Waarden weergegeven als gemiddelde + / - sem.

Discussion

De studie van astma, en diverse andere obstructieve luchtweg aandoeningen, vormt een actieve en groeiende sector van het biomedisch onderzoek. Een belangrijk onderdeel van astma-gerelateerde experimenteel onderzoek is het vermogen om veranderingen in de luchtwegen omvang te meten onder verschillende omstandigheden. Overmatige luchtwegvernauwing in reactie op provocerende uitdaging, een canonieke kenmerk van astma en aanverwante longziekten en een eigenschap van de luchtwegen genoemd luchtwegovergevoeligheid, is een belangrijke component van klinisch significante aanvallen leiden tot kortademigheid en andere symptomen, met inbegrip van overlijden.

In deze studie werd een nieuwe methode ontwikkeld om luchtwegovergevoeligheid meten en tegelijkertijd monster ontstekingscellen aangeworven om de luchtwegen in de muis. We laten zien dat luchtwegovergevoeligheid niet direct geïnduceerd met de eerste, of zelfs na de eerste paar, van zeven opeenvolgende allergeen uitdagingen gegeven over 15 dagen. Integendeel, luchtwegovergevoeligheid neemt slechts geleidelijk met progressieve allergeen uitdaging, en werd zeer belangrijke (ten opzichte van sham allergeen uitgedaagd dieren) pas na zes uitdagingen (12 dagen). Deze opvallende wijziging in de luchtwegen fysiologie ongeveer parallel met de instroom van long ontstekingscellen, het meest opvallend gekenmerkt door eosinofielen, die voor het eerst verschijnen in de luchtwegen lavage vloeistof in grote aantallen (> 10 ⁶ / ml) na de 5de allergeen uitdaging.

Deze bevindingen komen overeen met de eerdere demonstratie dat T-helper type 2 (Th2) cellen zowel luchtwegovergevoeligheid en eosinophilia6 bemiddelen, maar breiden deze observaties door aan te tonen de minimale tijd (12 dagen) die nodig zijn voor deze eindpunten te worden maximaal met semi-continue blootstelling aan allergenen . De maximale maten van de luchtwegen en de luchtweg hyperreactiviteit eosinofilie gemeld hier waarschijnlijk de maximaal mogelijke met de muis met behulp van dit allergeen zoals verder allergeen uitdaging niet tot een grotere respons (gegevens niet getoond) te lokken.

Wat nog belangrijker is, deze gegevens tonen aan dat de luchtwegen hyperreactiviteit metingen en analyse van de luchtwegen ontstekingscellen herhaaldelijk kan rigoureus worden uitgevoerd in hetzelfde cohort van muizen. Naast het bieden van continuïteit om gegevens serieel worden verzameld, de beschreven protocollen tot een vermindering van experimentele kosten (minder muizen nodig zijn voor elke studie) en verbeterde statistische power (herhaalde maatregelen van dezelfde dieren in tegenstelling tot de gegevens van verschillende groepen). Een sterke theoretische onderbouwing ten grondslag ligt aan de beschreven fysiologische methode ^8, wat verder bijdraagt ​​aan het vertrouwen van de verzamelde gegevens. Met speciale inspanning, is vaardigheid met de beschreven technieken gemakkelijk bereikt, waardoor een uitermate belangrijk instrument voor het onderzoeken experimentele allergische longziekte en andere longaandoeningen.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Airway physiology measurement software (Rescomp)	Millenium Premier Group; 415-519-4371		Custom prepared
PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU	Intel		Data analysis
17-pin analog to digital signal converter	National Instruments	PC-LPM16)
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source	Cole-Parmer	41722 series
Ventilator	Harvard Apparatus	687
10 mm, 27ga needle	BD Biosciences	309602
Heat lamp
1 ml syringe	BD Biosciences	305109
4 spring clamps	Pony	3200
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides	Fisher Scientific	12-550-15
Shandon Filter Cards	Thermo Fisher Scientific, Inc.	5991022
Differential cell slide stain	Fisher Scientific	122911
Light microscope	Leica Microsystems
Cytospin 3	Shandon, Inc.
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters	Smiths Medical
0.5 mm polymer optical fiber	Edmund Scientific	NT02-532
Small animal airway physiology workstation, Custom assembled by Millenium Premier Group using:
Commercially available pressure transducers	Buxco Research Systems	TRD5700
Commercially available pressure transducers	Buxco Research Systems	TRD4510
Preamp modules	Buxco Research Systems	MAX2270
Chassis	Buxco Research Systems	MAX1320
Customized small animal plethysmograph