Introduction
Le but de cette étude était de développer une tomographie par émission de positons / tomodensitométrie (PET / CT) sur la base de la méthodologie de quantifier in vivo, l' absorption en temps réel de glucose dans le flux sanguin dans les tissus spécifiques chez la souris. Ceci a été réalisé en utilisant 18 fluorodésoxyglucose marqué au F (FDG) pour mesurer l' absorption du glucose et la modélisation cinétique pour estimer les taux de 18 fixation F-FDG à partir du plasma vers l'espace intracellulaire, la vitesse de transport de l' espace intracellulaire à plasma et le taux de 18 phosphorylation F-FDG.
Chez les rongeurs, 18 F-FDG a été utilisé dans l'évaluation préclinique de nombreux traitements contre le cancer 1, les études de la progression tumorale 2 et le métabolisme de la tumeur 3 ainsi que l' imagerie des dépôts de graisse brune 4, neuroinflammation 5 et le métabolisme du cerveau 6
Les méthodes traditionnelles utilisées pour examiner le tissu absorption spécifique du glucose chez les souris et les rats () impliquent généralement un traitement avec du 2-désoxyglucose radiomarqué soit avec 3 H ou 14 C suivie de l' euthanasie, recueil de tissu et la mesure de la radioactivité dans chaque tissu 7. L'utilisation de la TEP / CT permet de déterminer non invasive de l'absorption du glucose et le métabolisme dans plusieurs organes et régions simultanément d'animaux vivants. En outre, comme l'euthanasie n'est pas une exigence, cette technique peut être utilisée dans des études longitudinales.
Diabète de type 2 (DT2) est caractérisé par un métabolisme du glucose perturbé et l' hyperglycémie secondaire à réactivité réduite des tissus à l' insuline (résistance à l'insuline) et l'incapacité des cellules ß pancréatiques pour produire des quantités suffisantes d'insuline 8. L'analyse cinétique de l'absorption du glucose et le métabolisme peut fournir des informations importantes surle mécanisme d'action et l'efficacité des interventions thérapeutiques ainsi que de permettre la surveillance avancée de la progression de la maladie.
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Protocol
Toutes les procédures décrites dans cette étude ont été approuvés par les comités de santé du district local de Sydney et de l' Université de Sydney et l' éthique animale ont suivi le NIH Guide pour la prise en charge et l' utilisation des animaux de laboratoire, huitième édition (2011).
1. Préparation des animaux
REMARQUE: Dans ce protocole des souris mâles db / db (BKS.Cg- Dock7 m + / + Lepr db / J) ont été maintenues dans un logement de groupe avec un accès ad libitum à la nourriture et à l' eau jusqu'à 6 semaines d'âge. Au moment de l'imagerie, les souris pesaient environ 30 g. Toutes les souris utilisées dans ce protocole avaient des taux à jeun de glucose dans le sang entre 10 et 14 mmol / L.
- Si nécessaire, les souris rapide. Dans le présent exemple, jeûner les souris pendant 5 heures avant la procédure expérimentale.
- Traiter les souris avec l'agent désiré (par exemple , médicament, une protéine, peptide) avant le début de formation d' image. Dans cet exemple, administrer une injection sous-cutanée d'insuline (3U / kg d'insuline humaine) ou d'un volume équivalent de PBS 30 min avant le début de l'imagerie.
2. Mettre en place de workflow
NOTE: Ce protocole a été mis en œuvre sur un scanner TEP / CT. Acquérir des données PET en premier, suivi par l'acquisition de données CT.
- Paramètres PET:
- Sélectionner isotope comme 18 F, définie durée de balayage à 3,600 s, et supérieure et inférieure de niveau de discrimination de l' énergie à 350 keV - 650 keV (par défaut) avec une fenêtre de cadencement de coïncidence de 3.432 ns (par défaut). Histogramme des données en mode liste dans 16 trames (6 x 10 s, 4 x 60 s, 1 x 300 s, 5 × 600 s) pour la période de 0-60 minutes après l'injection du traceur. Reconstruire émission sinogrammes utilisant 2D-FBP avec un zoom 1,5.
NOTE: Les images reconstruites se composait de 16 cadres dynamiques, chacune avec 128 × 128 × 159 voxels et une taille de voxel de 0,52 × 0,52 × 0,796 mm 3.
- Sélectionner isotope comme 18 F, définie durée de balayage à 3,600 s, et supérieure et inférieure de niveau de discrimination de l' énergie à 350 keV - 650 keV (par défaut) avec une fenêtre de cadencement de coïncidence de 3.432 ns (par défaut). Histogramme des données en mode liste dans 16 trames (6 x 10 s, 4 x 60 s, 1 x 300 s, 5 × 600 s) pour la période de 0-60 minutes après l'injection du traceur. Reconstruire émission sinogrammes utilisant 2D-FBP avec un zoom 1,5.
- Paramètres CT:
- Pourun balayage tout le corps de CT, régler le courant à 500 A, la tension à 50 kV, temps d'exposition de 500 ms et 200 projections sur une rotation de 360. Réglez le champ du détecteur de vue (FOV) à 30.722.048, le nombre de positions de lit à 3 (pour couvrir gamme PET FoV complète), le chevauchement entre les positions de lit = 30,234713% et binning détecteur à 4.
REMARQUE: la reconstruction de CT a été réalisée en utilisant un logiciel de reconstruction d'images de tomographie à faisceau conique avec étalonnage HU, interpolation bilinéaire et de filtrage Shepp-Logan.
- Pourun balayage tout le corps de CT, régler le courant à 500 A, la tension à 50 kV, temps d'exposition de 500 ms et 200 projections sur une rotation de 360. Réglez le champ du détecteur de vue (FOV) à 30.722.048, le nombre de positions de lit à 3 (pour couvrir gamme PET FoV complète), le chevauchement entre les positions de lit = 30,234713% et binning détecteur à 4.
- 18 F-FDG:
- Commandez suffisante 18 F-FDG (par exemple 450 MBq dans 0,5 ml) d'un fournisseur local pour arriver ~ 30 minutes avant la première injection. Aliquote et diluer le 18 F-FDG afin que les animaux reçoivent ~ 10 MBq de 18 F-FDG dans un volume final de 0,1 ml.
3. Protocole d'imagerie
- Essuyer chambre d'induction et un lit de formation d'image avec 80% (v / v) d'éthanol pour maintenir des conditions aseptiques. PlaCE de la souris dans une chambre d'induction et anesthésier avec 5% d'isoflurane dans de l'oxygène.
- Placer la souris sur un lit de formation d'image équipé d'un coussin chauffant pour maintenir la température du corps et un vaporiseur précision cône de nez pour délivrer isoflurane (maintenance, de 1,5 à 2%) à un débit de 1 L / min. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie.
- Placez la souris dans une position couchée sur un coussin de capteur pour surveiller la respiration et assurer un plan adéquat d'anesthésie est maintenue.
- Chauffer la queue en utilisant un ensemble chauffant pour les 1 - 2 min pour dilater la veine latérale de la queue. Cathétériser la veine latérale de la queue en insérant une aiguille de calibre 30 dans la veine latérale de la queue. Fixer l'aiguille en place avec de la colle chirurgicale et fixer le cathéter.
- Imagerie en charge de fond dans le scanner et déplacer le lit à travers la machine de sorte que le cathéter est accessible depuis l'arrière de la machine.
- Fixer le cathéter à la seringue 18 F-FDG dans un syrconducteur inge. Calculer la dose exacte 18 F-FDG (10 MBq) sur la base de l' activité dans la seringue avant l' injection et le volume à administrer (<100 ul, injecté en 10 s).
- Pour minimiser l'impact de l' anesthésie sur la variabilité de l' absorption du glucose, assurer une constante de temps entre l' induction de l' anesthésie et l' injection de 18 F-FDG (par exemple, 30 min).
- Commencer le PET scan immédiatement avant l' injection de 18 F-FDG. Après avoir terminé le PET scan (3,600 s), effectuer un tomodensitogramme (~ 10 minutes) pour permettre de co-enregistrement de l'absorption de radiotraceurs avec les tissus.
- Déplacez le lit d'imagerie à la position de départ, retirer l'animal du lit.
- A ce stade euthanasier l'animal ou lui permettre de récupérer:
- Pour l'euthanasie, effectuer une dislocation cervicale sous anesthésie tout en restant et recueillir des organes d'intérêt pour une analyse ultérieure.
- Si la souris permet de récupérer, placer la souris dans boîtier unique sur un coussin chauffant ouen face d'une lampe chauffante. Surveiller la souris jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Laisser la souris pour récupérer pendant 1 h avant de retourner au logement du groupe.
4. PET Traitement de l'image
NOTE: La reconstruction d'image a été réalisée en utilisant le logiciel v1.5.0.28 et l'analyse en milieu de travail d'acquisition v4.2 logiciel de recherche en milieu de travail.
- Co-enregistrer les images CT et PET et veiller à ce que l'alignement est correct dans les 3 dimensions.
- Dans le menu « Fichier », sélectionnez « Dossier Recherche / Importer » et sélectionnez le dossier contenant les données. Sélectionnez les données PET et CT et cliquez sur l'onglet «Analyse générale.
- Trier les données de sorte que le CR est désigné « Source » et PET est désignée « cible ». Dans le menu « workflow », sélectionnez « Inscription ». Si les images doivent être ajustées pour être co-enregistré correctement, utilisez les outils eMenu e 'Enregistrement'.
- Dans le menu 'flux de travail', sélectionnez 'ROI Quantification'.
- Utilisez l'onglet « Pan » et « Zoom » fonctions dans le « image » pour localiser la région désirée. Dans le menu « Outils », sélectionnez l'onglet « Créer » et cliquez sur l'icône du pinceau. Dessinez le ROI sur l'image
- Extrait des courbes temps-activité en sélectionnant « Enregistrer le retour sur investissement Quantification » dans le menu « Enregistrer ». Enregistrer les données sous forme de fichier CSV.
- Quantifier l' absorption de radioactivité par cm 3 Bq de tissu. Convertir les valeurs en pourcentage de dose injectée par cm 3 (% ID / cm 3) en chargeant le fichier CSV dans un tableur.
5. Fonction d'entrée
- Pour corriger la fonction d'étalement de point du système, le système déconvoluer estimé PSF pendant 5 itérations en utilisant la méthode de déconvolution reblurred Van Cittert 9 comme décrit précédemment.
NOTE: Ceci est nécessaire en raison de la petite taille de la veine cave dans une souris. - Utiliser des images poste de déconvolution pour générer une courbe fonction d'entrée de sang-temps l'activité comme décrit ci-dessus.
6. Modélisation cinétique
NOTE: Le modèle du compartiment de deux tissus FDG (figure 1) nécessite la fonction d'entrée de plasma.
- Autre la fonction d'entrée du sang dans le fichier CSV à la fonction d'entrée de plasma en utilisant l'équation suivante 10: Input_plasma = Input_blood × (0,386 e - 0.191t + 1,165).
- Dans l'outil de modélisation cinétique cliquez sur le bouton « cinétique ». Importez le tissu et l'activité plasmatique totale comptent des fichiers CSV dans l'outil de modélisation cinétique en sélectionnant « Temps de charge Courbe d'activité » du « Menu ».
- Dans le menu « modèle », sélectionnez 2 compartiments de tissus. Assurez-vous que la case à côté de K4 est désélectionnéet entrer une valeur de 0. Pour le montage initial, décocher la case pour vB (fraction de volume sanguin) et entrer une valeur de 2%.
- Cliquez sur le "Fit région actuelle. Corriger la région extraite d'intérêt pour la dispersion 11, 12. Atteindre cet objectif en réduisant au minimum la valeur du chi carré pour le modèle FDG pour différents temps de dispersion.
- Effectuer une deuxième forme en utilisant la valeur de vB flottante (Cochez la case à côté de la boîte pour vB) et la valeur de dispersion optimisée pour calculer les constantes de vitesse régionales (k 1 -k 3). Calculer l'afflux en tant que région constante K i = (k 1 × k 3) / (k 2 + k 3).
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Representative Results
Nous avons déjà utilisé le modèle de la souris db / db pour étudier l'impact de l' augmentation des niveaux plasmatiques apo-I sur la cinétique de l' absorption du glucose et le métabolisme 13. Dans cette étude , nous avons utilisé des souris db / db traités avec de l' insuline pour démontrer l'utilité de l' imagerie TEP / CT pour surveiller l'absorption de 18 F-FDG à partir du plasma dans le muscle gastrocnémien en temps réel.
Six semaines vieilles souris db / db ont été anesthésiés et traités avec de l'insuline humaine 3 / kg U, ou volume équivalent de PBS par injection sous-cutanée 30 minutes avant le début du balayage de PET. Les souris ont reçu 10 MBq de 18 F-FDG par injection intraveineuse et l' absorption mesurée par PET pendant 60 min. Un scanner a été réalisé à titre de référence anatomique.
Les régions d'intérêt ont été tracées sur la veine cave et muscle gastrocnémien en utilisant les images CT (Figure 2). Le traitement des souris db / db avec de l' insuline a augmenté la 18 F-FDG activité dans le ROI gastrocnémien sur la période de temps d'acquisition (figure 3A). Les valeurs obtenues pour la ROI de la veine cave ont été convertis à partir de sang à des valeurs plasmatiques et n'a pas été modifiée par un traitement à l'insuline chez les souris traitées à l'insuline par rapport au témoin (figure 3B).
courbes d'activité de temps ont été chargés dans l'outil de modélisation cinétique pour le calcul des paramètres cinétiques. Les données ont été initialement fixé à un procédé de compartiment de deux tissus avec k 4 = 0 avec un V b (fraction de volume sanguin) de 2% pour le calcul des valeurs de dispersion (80 s et 70 s pour PBS et de l' insuline chez les souris traitées, respectivement). Montage a ensuite été effectuée en utilisant les valeurs de dispersion ci - dessus et une valeur V b flottante.
Aucune différence significative dans le taux de 18 F-Le transport FDG du plasma artériel de l'espace intracellulaire (k 1) ou de l'espace intracellulaire à plasma (k 2) a été observée chez les souris traitées à l'insuline par rapport au témoin (tableau 1). Le taux de phosphorylation de 18 F-FDG (k 3) a été augmenté de façon significative chez les souris traitées à l'insuline (7,06 ± 6,60 x 10 -3 vs 2,26 ± 0,72 x 10 -2 min -1 pour PBS et d' insuline groupes traités, respectivement; p <0,05 ). Traitement par l'insuline a également augmenté de façon significative la constante de flux (K i) par rapport aux animaux traités avec du PBS (5,51 ± 4,25 x 10 -4 vs 2,01 ± 0,28 x 10 -3 ml min -1 g -1, respectivement; p <0,05).
Figure 1: courbes temps-activité régionale ont été montés sur un deux tissu e, modèle à trois compartiments, avec C1 étant la concentration de FDG dans le plasma et C2 et C3 de la concentration de FDG et phosphorylé FDG dans les tissus, respectivement. k 1 représente le taux d'absorption de FDG dans les tissus, k 2 , le taux de clairance à partir du tissu vers le compartiment de plasma et k 3 , le taux de phosphorylation de FDG. La déphosphorylation de FDG a été supposé être négligeable (k 4 = 0).
Figure 2: Exemple de dessin de régions d'intérêt dans le muscle gastrocnémien (A) et la veine cave (B) sur une image PET-CT co-enregistré. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Figure 3: courbes temps-activité pour les régions d'intérêt dans le muscle gastrocnémien (A) et la veine cave (B). Des souris mâles db / db ont été mis à jeun pendant 4,5 h avant de recevoir 3 U / kg d' insuline (rouge) ou volume équivalent de PBS (noir). 18 F-FDG (10 MBq) a été envoyé par injection par voie intraveineuse et 18 niveaux F-FDG dans la veine muscle gastrocnémien et vena déterminée par PET / CT pendant 60 min. Les valeurs sont des moyennes ± SD et exprimés en pourcentage de la dose injectée, calculée à partir d'un champ de vision (n = 4 / groupe). Modifié de Cochran et al. 13 S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Traitement | k 2 | k 3 | K i | |
| (ml min -1 g -1) | (min -1) | (min -1) | (ml min -1 g -1) | |
| PBS | 1,31 ± 0,42 × 10 -2 | 0,12 ± 0,11 | 7,06 ± 6,60 x 10 -3 | 5,51 ± 4,25 × 10 -4 |
| Insuline | 1,45 ± 0,59 × 10 -2 | 0,09 ± 0,05 | 2,26 ± 0,72 × 10 -2 * | 2,01 ± 0,28 × 10 -3 * |
Tableau 1: Analyse cinétique de l' augmentation de 18 F-FDG à partir de plasma de muscle gastrocnémien en insuline traitée db /souris db. Les valeurs sont la moyenne ± écart-type. * P <0,05 vs PBS selon un test de Mann-Whitney (n = 4 / groupe).
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Discussion
Le protocole décrit ici représente un solide, méthode non invasive pour déterminer la cinétique de l'absorption du glucose à partir du flux sanguin dans le tissu et le métabolisme ultérieur chez la souris.
La souris db / db est un est un modèle animal bien établi du diabète de type 2 14 qui a été largement utilisé pour évaluer la résistance à l'insuline et les interventions pertinentes. Toutefois, des études antérieures ont seulement l' absorption du point final quantifié dans le coeur 15 et le muscle cardiaque et squelettique 16.
L'utilisation de l' analyse cinétique pour déterminer les constantes de vitesse physiologiques et modéliser l'absorption de 18 F-FDG du plasma dans le tissu permet un aperçu de l'impact des traitements antidiabétiques sur l' absorption et le métabolisme du glucose. De plus, ces expériences peuvent être réalisées longitudinalement pour évaluer, par exemple, l'impact de l'âge ou de l'alimentation sur le métabolisme du glucose. Ceci est Advantageous sur les méthodes traditionnelles qui nécessitent l'euthanasie et la collecte d'organes d'intérêt et donc fournissent des informations qu'à un seul point du temps.
Bien que les fonctions d'entrée ont déjà été déterminées en utilisant tout le coeur 17, ainsi que le cœur, le foie et un des échantillons de sang 18 chez la souris, le protocole décrit ici permet le calcul de la fonction d'entrée en utilisant une région d'intérêt au cours de la veine cave 19. Il est également possible de calculer des fonctions d'entrée en utilisant des échantillons de sang artériel au cours d'une étude TEP. Cependant, cela est impossible en raison du faible volume sanguin des souris.
L'utilisation d'une fonction d'entrée de plasma plutôt que le 18 F-FDGsignal dans le sang total est dû à l'absorption de 18 F-FDG dans les cellules rouges du sang de la souris 20. En outre, l'activité associée aux cellules de sang rouge représente 18 F-FDG à l' intérieur des globules rouges, et est doncpas facilement disponibles pour le transport dans d'autres compartiments de tissus.
Dans ce protocole, il est essentiel d'assurer un positionnement correct du cathéter placé dans la veine de la queue pour la livraison du bolus 18 F-FDG à la veine cave , et dans tout le corps de la souris. Réchauffement de la queue pour dilater la veine de la queue améliore considérablement la facilité d'insertion de ce cathéter. Il est également important de veiller à ce que les images PET et CT sont correctement recalées pour que les régions d'intérêt tirés sur l'image CT correspondent correctement au signal PET.
Il y a un débat sur le choix de l'agent anesthésique dans les études portant sur l'absorption du glucose. Alors que l' isoflurane est un anesthésique vétérinaire couramment utilisé, l'utilisation du sévoflurane peut être avantageux dans 18 expériences F-FDG PET 21. Dans ce protocole, il est important de veiller à ce que les biais potentiels associés à l'isoflurane est réduite au minimum en gardant le temps between induction de l'anesthésie et le début de la constante de formation d'image.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PET/CT Scanner | Siemens | Inveon | |
| 18F-FDG | PETNET Solutions | ||
| Isoflurane | Pharmachem | ||
| 30 guage needle | BD | 305106 | |
| PMOD modelling software | PMOD Technologies | ||
| BKS.Cg-Dock7m +/+ Leprdb/J mice | Jackson Laboratory | 000642 | |
| Human insulin | Sigma-Aldrich |
References
- Jensen, M. M., Kjaer, A. Monitoring of anti-cancer treatment with (18)F-FDG and (18)F-FLT PET: a comprehensive review of pre-clinical studies. Am J Nucl Med Mol Imaging. 5, 431-456 (2015).
- Duncan, K., et al. (18)F-FDG-PET/CT imaging in an IL-6- and MYC-driven mouse model of human multiple myeloma affords objective evaluation of plasma cell tumor progression and therapeutic response to the proteasome inhibitor ixazomib. Blood Cancer J. 3, e165 (2013).
- Wang, Y., Kung, A. L. 18F-FDG-PET/CT imaging of drug-induced metabolic changes in genetically engineered mouse lung cancer models. Cold Spring Harb Protoc. 2015, 176-179 (2015).
- Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).
- Radu, C. G., Shu, C. J., Shelly, S. M., Phelps, M. E., Witte, O. N. Positron emission tomography with computed tomography imaging of neuroinflammation in experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 1937-1942 (2007).
- Toba, S., et al. Post-natal treatment by a blood-brain-barrier permeable calpain inhibitor, SNJ1945 rescued defective function in lissencephaly. Sci Rep. 3, 1224 (2013).
- Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Overexpression of hexokinase II increases insulinand exercise-stimulated muscle glucose uptake in vivo. Am J Physiol. 276, E70-E77 (1999).
- Defronzo, R. A. Banting Lecture. From the triumvirate to the ominous octet: a new paradigm for the treatment of type 2 diabetes mellitus. Diabetes. 58, 773-795 (2009).
- Tohka, J., Reilhac, A. Deconvolution-based partial volume correction in Raclopride-PET and Monte Carlo comparison to MR-based method. NeuroImage. 39, 1570-1584 (2008).
- Wu, H. M., et al. et al. In vivo quantitation of glucose metabolism in mice using small-animal PET and a microfluidic device. J Nucl Med. 48, 837-845 (2007).
- Oikonen, V. Model equations for the dispersion of the input function in bolus infusion PET studies. , Available from: http://www.turkupetcentre.net/reports/tpcmod0003.pdf (2002).
- Iida, H., et al. Error analysis of a quantitative cerebral blood flow measurement using H2(15)O autoradiography and positron emission tomography, with respect to the dispersion of the input function. J Cereb Blood Flow Metab. 6, 536-545 (1986).
- Cochran, B. J., et al. In vivo PET imaging with [18F]FDG to explain improved glucose uptake in an apolipoprotein A-I treated mouse model of diabetes. Diabetologia. 59, 1977-1984 (2016).
- Kobayashi, K., et al. The db/db mouse, a model for diabetic dyslipidemia: molecular characterization and effects of Western diet feeding. Metabolism. 49, 22-31 (2000).
- Yue, P., et al. Magnetic resonance imaging of progressive cardiomyopathic changes in the db/db mouse. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H2106-H2118 (2007).
- Hagberg, C. E., et al. Targeting VEGF-B as a novel treatment for insulin resistance and type 2 diabetes. Nature. 490, 426-430 (2012).
- Alf, M. F., et al. Quantification of brain glucose metabolism by 18F-FDG PET with real-time arterial and image-derived input function in mice. J Nucl Med. 54, 132-138 (2013).
- Tantawy, M. N., Peterson, T. E. Simplified [18F]FDG image-derived input function using the left ventricle, liver, and one venous blood sample. Molecular imaging. 9, 76-86 (2010).
- Thorn, S. L., et al. Repeatable noninvasive measurement of mouse myocardial glucose uptake with 18F-FDG: evaluation of tracer kinetics in a type 1 diabetes model. J Nucl Med. 54, 1637-1644 (2013).
- Wagner, R., Zimmer, G., Lacko, L. An interspecies approach to the investigation of the red cell membrane glucose transporter. Biochim Biophys Acta. 771, 99-102 (1984).
- Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Mol Imaging Biol. 10, 192-200 (2008).
