Summary
Galvanisk vestibulær stimulation i mennesker udviser forbedringer i vestibulære funktion. Men, det er ukendt, hvordan disse virkninger opstår. Her beskriver vi, hvordan man anvender sinusformet og stokastisk elektrisk støj og evaluerer passende stimulus amplituer i individuelle mediale vestibulære Nucleus neuroner i C57BL/6 musen.
Abstract
Galvanisk vestibulær stimulation (GVS) har vist sig at forbedre balance foranstaltninger hos personer med balance eller vestibulære nedskrivninger. Dette foreslås at være på grund af den stokastiske resonans (SR) fænomen, som er defineret som anvendelse af en lav-niveau/subthreshold stimulus til en ikke-lineær system til at øge påvisning af svagere signaler. Men, det er stadig ukendt, hvordan SR udviser sine positive virkninger på den menneskelige balance. Dette er en af de første demonstrationer af virkningerne af sinusformet og stokastisk støj på individuelle neuroner. Ved hjælp af hel-celle patch clamp Elektrofysiologi, sinusformet og stokastisk støj kan påføres direkte til individuelle neuroner i den mediale vestibulære Nucleus (MVN) af C57BL/6 mus. Her demonstrerer vi, hvordan man fastlægger tærsklen for MVN neuroner for at sikre de sinusformet og stokastiske stimuli er subthreshold og fra dette, bestemme de virkninger, som hver type støj har på MVN neuronal gevinst. Vi viser, at subthreshold sinusformet og stokastisk støj kan modulere følsomheden af individuelle neuroner i MVN uden at påvirke basal fyring satser.
Introduction
Den vestibulære (eller balance) system styrer vores følelse af balance ved at integrere auditive, proprioceptive, somatosensoriske og visuelle oplysninger. Nedbrydning af det vestibulære system har vist sig at forekomme som en funktion af alder og kan resultere i balance underskud1,2. Behandlinger, der er rettet mod driften af det vestibulære system, er imidlertid knappe.
Galvanisk vestibulær stimulation (GVS) har vist sig at forbedre balance foranstaltninger, autonom funktion og andre sensoriske metoder inden for mennesker3,4,5,6. Disse forbedringer siges at være på grund af den stokastiske resonans (SR) fænomen, som er stigningen i påvisning af svagere signaler i ikke-lineære systemer via anvendelse af under tærskel støj7,8. Disse undersøgelser har vist forbedringer i statisk9,10 og dynamisk11,12 balance, og vestibulære output tests såsom okulær Counter roll (OCR)13. Men, mange af disse undersøgelser har brugt forskellige kombinationer af stimulus parametre såsom hvid støj9, farvet støj13, forskellige stimulus frekvensområder og tærskel teknikker. Derfor er optimale stimulus parametre stadig ukendte, og denne protokol kan hjælpe med at bestemme de mest effektive parametre. Ud over stimulus parametre, typen af stimulus er også vigtigt i terapeutisk og eksperimentel effekt. Ovennævnte arbejde i mennesker blev udført ved hjælp af elektriske støj stimuli, mens meget af in vivo Animal arbejde har brugt mekaniske14,15 eller optogenetiske16 støj stimuli. Denne protokol vil bruge elektrisk støj til at undersøge virkningerne på vestibulære kerner.
Tidligere blev anvendelsen af GVS til stimulering af primære vestibulære afferenter udført in vivo i egern aber17, chinchillaer18, kyllinge embryoner15 og marsvin14. Men kun to af disse undersøgelser undersøgt effekten GVS har på gevinsten af primære vestibulære afferenter14,15. Disse eksperimenter blev udført in vivo, hvilket betød, at de præcise stimulerings mønstre, der blev pålagt vestibulære kerner, ikke kan bestemmes. Til vores viden har kun en anden undersøgelse anvendt stokastisk støj til individuelle enzymatisk dissocierede neuroner i centralnervesystemet19. Der er imidlertid ikke udført eksperimenter i de centrale vestibulære kerner for at vurdere passende stimulerings parametre og tærskel teknikker, hvilket gør denne protokol mere præcis ved fastsættelsen af stimulerende virkninger på individuelle neuroner i de vestibulære Kerner.
Her beskriver vi, hvordan man anvender sinusformet og stokastisk (elektrisk) støj direkte til individuelle neuroner i den mediale vestibulære kerne (MVN), bestemme neuronal tærskel og måle ændringer i gevinst/følsomhed.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle forsøgsprotokoller, der er beskrevet, blev godkendt af University of Sydney Animal etik Committee (godkendt protokolnummer: 2018/1308).
1. dyr
Bemærk: Mus blev hentet fra det australske gnaver Center (ARC; Perth, Australien) og afholdt på det medicinske fundament bygning Animal facilitet på University of Sydney.
- Vedligehold musene på en normal 12 h lys/mørk cyklus med miljømæssig berigelse.
- Brug mandlig og kvindelig C57BL/6 mus (3 – 5 uger gammel) til alle eksperimenter.
2. forberedelse af løsninger
- Forbered 1 liter kunstig cerebrospinalvæske (ACSF) sammensat af 29 mM NaHCO3, 11 mm glucose, 120 mm nacl, 3,3 mm kcl, 1,4 mm Nah2po4, 2,2 mM Mgcl2, 2,77 mm CaCl2.
- Forbered 200 mL saccharose-ACSF (sACSF) indeholdende 29 mM NaHCO3, 11 mm glucose, 241,5 mm saccharose, 3,3 mm KCl, 1,4 mm Nah2po4, 2,2 mM Mgcl2, 2,77 mm CaCl2. Før optagelsen af CaCl2 i Acsf og sacsf, gas løsningerne med carbogen (95% O2 og 5% Co2) for at etablere en pH-værdi på 7,4 og undgå calcium udfældning (cloudiness).
- Forbered K+-baseret intracellulær opløsning sammensat af 70 mm kaliumgluconat, 70 mm KCl, 2 mm NaCl, 10 mm Hepes, 4 mm EGTA, 4 mm mg2-ATP, 0,3 mm na3-GTP; med en endelig pH på 7,3 (justeret ved hjælp af KOH).
Bemærk: det anbefales at filtrere intracellulære opløsninger med 0,22 μm filtre og opbevare 0,5 mL aliquoter af opløsningen ved-20 °C.
3. forberedelse af hjernestammen
- Før brainstorm ekstraktion, ækvibrere sACSF med carbogen og køligt ved-80 °C i 25 min, således at der dannes en isopslæmning.
- Bedøvelse af mus med isofluran (3 – 5%) mættet i ilt (3 mL/min). Når bagpote reflekser er fraværende, halshug musen med skarpe rustfri-stål saks.
- Udsætte kraniet ved at lave en sagittale indsnit i huden ved hjælp af en barberkniv (#22 afrundet).
- Ved hjælp af den spidde ende af et par standardmønster saks lave et lille snit på lambda og skåret langs den langsgående fissure.
- Omhyggeligt reflektere de parrede parietal knogler og occipital knogler ved hjælp af et par lavvandet-Bend Pearson rongeurs.
Bemærk: Under hele denne procedure er hjernen kontinuerligt badet på stedet ved hjælp af den tidligere forberedte iskold sACSF-gylle. - Isoler hjernestammen fra forhjernen og dens knogle indkapsling ved hjælp af en barberkniv (#11 straight) til at skære ned parieto-occipital sulcus og på caudal medulla.
- Monter den isolerede brainstorm ventrale ende ned på en tidligere skåret trapezformet polystyren blok. Fjern overskydende væske omkring det dissekeret væv med en væge af silkepapir for at sikre god vævs vedhæftning til skære stadiet.
Bemærk: Polystyren blokken skæres i en trapezformet form, for at sikre den rostrale ende af midthjernen passer og tilspidsere i rygmarven. - Brug cyanoacrylat lim til at fastgøre polystyren blok med den vedlagte brainstorm rostral Columns ende ned til skæring fase.
- Ved hjælp af en forskuds hastighed på 0,16 mm/s og vibrations amplitude på 3,00 mm, Forbered 200 μm tværgående skiver af MVN.
Bemærk: Placeringen af MVN bestemmes ved hjælp af Paxinos og Franklin Mouse Brain Atlas (figur 79 – 89)20. Den MVN (opført som MVe i Atlas) ligger straks ventrolaterale til 4th ventrikel og er størst lige før fastgørelse af cerebellum (mellem den ringere colliculi og OBEX). - Brug en plastik-trimmet pipette til at overføre skiver til en filtrerpapir skive, der sidder i carbogenated ACSF ved 25 °C i mindst 30 minutter før optagelsen.
4. instrumenter
- Brug en standard elektrofysiologisk opsætning til at udføre hele cellen patch clamp teknikker21.
- Forbered Mikropipetter ved hjælp af en to-trins protokol (Heat Step 1:70; varme trin 2:45) på en mikropipette aftrækker (Se tabellen over materialer). Mikropipetter skal have en endelig modstand på 3 – 5 MΩ med intern opløsning, når de placeres i badet.
Bemærk: De anvendte indstillinger kan variere afhængigt af temperaturen i rummet og kan ændre sig ret hyppigt.
5. hel-celle patch clamp Elektrofysiologi
- For at opnå en hel-celle patch klemme optagelser fra individuelle neuroner i MVN, en K+-baseret intern løsning anvendes inden for optagelsen pipetten.
- Overfør en enkelt vævs skive fra inkubations kammeret til optage kammeret og fastgør skiven ved hjælp af en nylon tråd på en U-formet vægt. Optage kammeret med carbogenated-ACSF ved 25 °C kontinuerligt med en strømningshastighed på 3 mL/min.
- Efter påfyldning af en mikropipette med intern opløsning, Find MVN ved hjælp af en Low Power (10x) objektiv linse. Ved hjælp af en High-Power (40x) mål, individuelle neuroner i MVN kan placeres.
Bemærk: Celle kvalitet er afgørende for at sikre kvalitet optagelser og holdbarhed af cellen, når du forsøger at opnå den hele-celle konfiguration. En god celle vil demonstrere sfærisk form, en reflekterende celle membran og en usynlig kerne. En dårlig celle vil have en stor synlig kerne (æg-lignende) og en opsvulmet/skrumpet udseende. - Før du overtræder vævet med pipetten, skal du anvende en lille mængde positivt tryk for at skubbe snavs væk fra pipettespidsen.
- Flyt pipetten ved hjælp af micromanipulatoren mod den valgte neuron og en lille Dimple skal dannes på neuronal membranen. Frigør positivt tryk og Påfør en lille mængde negativt tryk.
- Når der er opnået en 1 GΩ tætning, skal du påføre pipette holderen et forsigtigt kort og skarpt positivt tryk gennem sugeporten for at briske membranen og oprette en hel-celle konfiguration.
- Gør helcelle strøm klemme optagelser ved hjælp af standardteknikker21,22.
6. anvendelse Sinusoidal og stokastisk støj til individuelle mediale vestibulære Nucleus neuroner
- Påfør den stokastiske og sinusformet støj på en række amplituder fra 3 til 24 PA at bestemme neuronal tærskel og fyring sats.
- Den sensoriske tærskel bestemmes ved at gruppere lavere og højere stimulus intensiteter og udføre en ANOVA for at observere eventuelle forskelle (som vist i supplerende figur 1).
- Beregn den gennemsnitlige fyring sats i løbet af 10 s periode, hvor depolariserende nuværende trin blev/vil blive injiceret for hvert enkelt nuværende niveau (dvs., 7 episoder i alt; Figur 1).
- Brug værdierne for gennemsnitlig fyring til at generere en affyringshastighed versus aktuel plot og udføre en lineær regressionsanalyse for at bestemme forløbet af den bedste pasform. Den gradient af linjen af bedste pasform er en indikation af neuronal Gain22.
Figur 1: diagrammatiske profiler af kontrol, sinusformet og stokastiske støj protokoller. (A) kontrol (ingen støj) protokoller anvendes til MVN neuroner. B) Sinusoidal støj protokol med en hyppighed på 2 Hz.C) Stochastic Noise protokoller, hvor flertallet af effekt spektret er ≤ 2 Hz. Hver protokol præsenteret her har en amplitude på ± 6 pA med en 10 s depolariserende nuværende stigende med 10 pA op til 50 pA. Den sande stimulus har ikke en depolariserende nuværende trin og er derfor den første episode af disse protokoller til at bestemme neuronal Gain ændringer. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Indledende optagelser kan give oplysninger om de virkninger, sinusformet og stokastisk støj har på basal fyring satser af individuelle MVN neuroner og hvordan stimuli effekt gevinsten af neuroner. Figur 2 viser, at hverken sinusformet eller stokastisk støj ændre basal fyring rater af MVN neuroner i forhold til kontrol (ingen støj) optagelser. Disse oplysninger er afgørende for fastsættelsen af tærsklen for de enkelte neuroner. Under anvendelsen af galvanisk vestibulær stimulation til mennesker, en sensorisk tærskel opgave udføres for at sikre, at stimulus er under tærskel13. Subthreshold stimulus er en vigtig bestanddel af stokastisk resonans (SR) fænomen7,8. In vitro, denne tærskel opgave skal udføres forskelligt, og aktiviteten eller basal fyring sats af neuroner er blevet valgt til dette. Dette sikrer, at stimuli er så tæt på under tærsklen som muligt og derfor kan sammenlignes med humane undersøgelser. Figur 2b fremhæver, at det valgte støjniveau (6 PA) er under tærskel, da det kan observeres, at den gennemsnitlige fyring begynder at stige fra 12 PA (eksperimentel tærskel). Denne tærskel blev fastlagt objektivt ved at gruppere stimulusniveauer over (18 og 24 pA) og under (3 og 6 pA) den 12 pA tærskel og er vist i supplerende figur 1.
Næste, neuronal gevinst blev evalueret ved at underkaste neuroner til en suite af depolariserende nuværende trin (0-50 pA, stigende med 10 pA) med og uden (kontrol) støj (figur 1). Disse resultater er afgørende for at bestemme den virkning, at stokastisk støj kan have på neuroner i det centrale vestibulære system og dermed, potentielt hvordan GVS er fremkalde dens virkninger på den menneskelige balance. Figur 3 viser, at sinusformet (figur 3b) og stokastiske (figur 3a) støj anvendt ved subthreshold amplituder på 6 PA kan ændre gevinsten af MVN neuroner. Disse resultater blev vurderet ved at måle affyrings hastigheden under hver 10 s nuværende trin og udføre en lineær regressionsanalyse for at beregne Gain (gradient) fra den linje af bedste pasform.
Figur 2: effekten af sinusformet og stokastisk støj på MVN neuronal fyring sats. (A) STOKASTISK (SN; mellemste spor) og sinusformet støj (bund spor) ved en 6 PA amplitude viser ingen signifikant effekt på basal fyring af en individuel MVN neuron i forhold til kontrol (ingen støj; top Trace). B) affyringshastighed for MVN-neuroner som respons på kontrol (n = 53) stokastiske og sinusformet støj protokoller (uden nuværende trin) af amplituder 3 (SN, n = 30; sinus, n = 6), 6 (SN, n = 46; sinus, n = 17), 12 (SN, n = 13; sinus, n = 4), 18 (SN , n = 5; sinus, n = 0) og 24 (SN, n = 8; sinus, n = 0) pA. Linjer/whiskers angiver maksimum og minimum værdier, boksen angiver de 25th-75th percentiler og linjen i boksen angiver den gennemsnitlige affyringshastighed (pigge/s). Den stiplede linje angiver eksperimentel tærskel, som valgt ved at samle de gennemsnitlige fyrings rater inden for 3 og 6 pA (under 12 pA) og 18 og 24 pA (over 12 pA) vist i supplerende figur 1. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Sinusoidal og stokastisk støj alter MVN neuronal gevinst. (A) MVN neuronal fyring sats på hver depolariserende nuværende trin og den tilsvarende gevinst beregning som reaktion på stokastisk støj. B) de fremlagte data blev genereret på samme måde som i figur 3a , men under anvendelse af sinusformet støj. (C, D) Grafer repræsenterer de gevinster, der beregnes ud fra linjerne i den bedste pasform for A og B. Fejllinjer indikerer S.D. Statistisk signifikans blev bestemt ved lineær regressionsanalyse, som sammenlignede gradienter af linjerne med den bedste pasform mellem kontrol og eksperimentel tilstand. * * p < 0,02; p < 0,01. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Supplerende figur 1: objektiv bestemmelse af 12 PA-tærsklen. Skud rater for mindre end 12 pA (3 og 6 pA) og mere end 12 pA (18 og 24 pA) blev samlet og gennemsnitligt. Disse gennemsnit blev derefter analyseret ved hjælp af en ANOVA og Statistisk signifikans mellem Sham og > 12 pA og mellem < 12 pA og > 12 pA. * p < 0,05. Venligst klik her for at downloade denne fil.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Virkningerne af galvanisk vestibulær stimulation (GVS) på det vestibulære system er blevet fremhævet in vivo hos mennesker3,13,23, marsvin14, gnavere18 og ikke-menneskelige primater24. Ingen af disse undersøgelser har imidlertid vurderet den direkte virkning af elektrisk støj på følsomheden af individuelle neuroner i det vestibulære system. Her demonstrerer vi den første in vitro-applikation af stokastisk støj direkte til individuelle mediale vestibulære Nucleus (MVN) neuroner.
Det primære formål med at anvende stokastisk støj direkte til individuelle MVN neuroner, er at afgøre, om støjen udviser en effekt på neuronal følsomhed direkte. Således fastlægge, hvordan stokastisk resonans (SR) påvirker balancen i mennesker. For SR at være indlysende, stimulus skal være under tærskel for at sikre, at individuelle neuroner ikke bliver åbenlyst aktiveret7 (figur 2). Derfor skal in vitro neuronal fyring sats forblive sammenlignelig med kontrol (ingen stimulus) betingelser. Dette skridt er afgørende for protokollen for at fremhæve SR fænomen, og kan være forskellige for andre neuronal populationer og derfor udføres lidt anderledes.
Selv om dette præparat giver klare fordele i forhold til tidligere in vivo arbejde i dyr14,15,17,18, er der stadig nogle forbehold. For det første anvendes stimuli på individuelle neuroner, og derfor kan den tærskel af stokastiske og sinusformet støj ikke repræsentere, hvad der sker på befolkningsniveau. Men ved hjælp af denne protokol, vi er i stand til at analysere ændringer på et enkelt neuron niveau og bruge disse oplysninger til efterfølgende model, hvad der kan ske i adfærdsmæssige undersøgelser. For det andet er disse elektrofysiologiske optagelser begrænset til neuroner, der viser spontan aktivitet eller respons til direkte aktuel injektion for at simulere naturlig aktivitet. Dette er en af grundene til at vælge den MVN som et mål for at teste virkningerne af disse elektriske stimuli, da det udviser spontan neuronal aktivitet21.
En fordel ved at bruge helcelle patch clamp optagelser af individuelle MVN neuroner er, at reaktionen kan være mere pålideligt knyttet til et bestemt output af vestibulære system. Adfærdsmæssige undersøgelser er i stand til at give sådanne oplysninger om Otolith-okulær pathway gennem måling af okulære vestibulære-fremkaldte myogene potentialer (oVEMPs) og okular Counter-Rolls (OCRs) på et mere makroniveau13. Gennem elektrofysiologiske optagelser, oplysninger om specifikke kerner involvering og dermed, de specifikke veje involveret kan belyses. Desuden har tidligere arbejde med at stimulere primære vestibulære afferenter in vivo givet vigtige oplysninger om, hvordan GVS kan fungere, men kan ikke direkte vurdere, hvordan de centrale vestibulære kerner reagerer14,15,17 ,18. Derfor, fremhæver følsomhed og præcision af hele-celle patch clamp optagelser hjælper med at belyse, hvordan GVS kan forbedre vestibulære funktion.
Fremtidige undersøgelser kan anvende denne protokol på andre neuronal populationer, som udviser spontan aktivitet. En undersøgelse har anvendt stokastisk støj til en ikke-spontant aktiv neuronal befolkning inden for de somatosensoriske og auditive corticer af rotter19. Dette blev dog udført i en cellesuspension af enzymatisk dissocierede pyramidale neuroner og var optagelse af na+ strømme specifikt, som er taget fra postsynaptiske celler ved hjælp af spændings klemme eksperimenter. I denne protokol blev den spontane aktivitet af MVN neuroner indspillet fra individuelle neuroner i tværgående skiver af hjernestammen ved hjælp af aktuelle klemme eksperimenter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
SPS blev støttet af University of Sydney postgraduate Research Scholarship.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CaCl | Scharlau | CA01951000 | Used for ACSF and sACSF |
| D-(+)-Glucose | Sigma | G8270 | Used for ACSF and sACSF |
| EGTA | Sigma | E0396-25G | Used for K-based intracellular solution |
| HEPES | Sigma | H3375-25G | Used for K-based intracellular solution |
| KCl | Chem-supply | PA054-500G | Used for ACSF, sACSF and intracellular solution |
| K-gluconate | Sigma | P1847-100G | Used for K-based intracellular solution |
| Mg-ATP | Sigma | A9187-500MG | Used for K-based intracellular solution |
| MgCl | Chem-supply | MA00360500 | Used for ACSF and sACSF |
| Na3-GTP | Sigma | G8877-100MG | Used for K-based intracellular solution |
| NaCl | Chem-supply | SO02270500 | Use for ACSF and intracellular solution |
| NaH2PO4•2H2O | Ajax | AJA471-500G | Used for ACSF and sACSF |
| NaHCO3 | Sigma | S5761-1KG | Used for ACSF and sACSF |
| Sucrose | Chem-supply | SA030-500G | Used for sACSF |
| Isoflurane | Henry Schein | 1169567762 | Used for anaesthetising mice |
| EQUIPMENT | |||
| Borosilicate glass capillaries | Warner instruments | GC150T-7.5 | 1.5 mm OD, 1.16 mm ID, 7.5 cm length |
| Data acquisition software | Axograph | Used for electrophysiology and analysis | |
| Friedmen-Pearson Rongeurs | World precision instruments | 14089 | Used for dissection |
| Micropipette puller | Narishige | PP-830 | Used for micropipette |
| Multiclamp amplifier | Axon instruments | 700B | Used for electrophysiology |
| pH meter | Sper scientific | 860033 | Used for internal solution |
| Standard pattern scissors | FST | 14028-10 | Used for dissection |
| Sutter micromanipulator | Sutter | MP-225/M | Used for electrophysiology |
| Upright microscope | Olympus | BX51WI | Used for electrophysiology |
| Vibratome | Leica | VT1200 | Used for slicing brain tissue |
References
- Amiridis, I. G., Hatzitaki, V., Arabatzi, F. Age-induced modifications of static postural control in humans. Neuroscience Letters. 350 (3), 137-140 (2003).
- Iwasaki, S., Yamasoba, T. Dizziness and imbalance in the elderly: age-related decline in the vestibular system. Aging and disease. 6 (1), (2015).
- Fujimoto, C., et al. Noisy galvanic vestibular stimulation induces a sustained improvement in body balance in elderly adults. Scientific Reports. 6, 37575 (2016).
- Breen, P. P., et al. Peripheral tactile sensory perception of older adults improved using subsensory electrical noise stimulation. Medical Engineering & Physics. 38 (8), 822-825 (2016).
- Yamamoto, Y., Struzik, Z. R., Soma, R., Ohashi, K., Kwak, S. Noisy vestibular stimulation improves autonomic and motor responsiveness in central neurodegenerative disorders. Annals of Neurology. 58 (2), 175-181 (2005).
- Soma, R., Nozaki, D., Kwak, S., Yamamoto, Y. 1/f noise outperforms white noise in sensitizing baroreflex function in the human brain. Physical Review Letters. 91 (7), 078101 (2003).
- Wiesenfeld, K., Moss, F. Stochastic resonance and the benefits of noise: from ice ages to crayfish and SQUIDs. Nature. 373 (6509), 33-36 (1995).
- Moss, F., Ward, L. M., Sannita, W. G. Stochastic resonance and sensory information processing: a tutorial and review of application. Clinical Neurophysiology. 115 (2), 267-281 (2004).
- Goel, R., et al. Using low levels of stochastic vestibular stimulation to improve balance function. PloS one. 10 (8), e0136335 (2015).
- Inukai, Y., et al. Effect of noisy galvanic vestibular stimulation on center of pressure sway of static standing posture. Brain Stimulation: Basic, Translational, and Clinical Research in Neuromodulation. 11 (1), 85-93 (2018).
- Mulavara, A. P., et al. Using low levels of stochastic vestibular stimulation to improve locomotor stability. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 117 (2015).
- Iwasaki, S., et al. Noisy vestibular stimulation increases gait speed in normals and in bilateral vestibulopathy. Brain stimulation. 11 (4), 709-715 (2018).
- Serrador, J. M., Deegan, B. M., Geraghty, M. C., Wood, S. J. Enhancing vestibular function in the elderly with imperceptible electrical stimulation. Scientific Reports. 8 (1), 336 (2018).
- Kim, J., Curthoys, I. S. Responses of primary vestibular neurons to galvanic vestibular stimulation (GVS) in the anaesthetised guinea pig. Brain Research Bulletin. 64 (3), 265-271 (2004).
- Flores, A., et al. Stochastic resonance in the synaptic transmission between hair cells and vestibular primary afferents in development. Neuroscience. 322, 416-429 (2016).
- Huidobro, N., et al. Brownian Optogenetic-Noise-Photostimulation on the Brain Amplifies Somatosensory-Evoked Field Potentials. Frontiers in Neuroscience. 11, 464-464 (2017).
- Goldberg, J., Ferna, C., Smith, C. Responses of vestibular-nerve afferents in the squirrel monkey to externally applied galvanic currents. Brain Research. 252 (1), 156-160 (1982).
- Baird, R., Desmadryl, G., Fernandez, C., Goldberg, J. The vestibular nerve of the chinchilla. II. Relation between afferent response properties and peripheral innervation patterns in the semicircular canals. Journal of Neurophysiology. 60 (1), 182-203 (1988).
- Remedios, L., et al. Effects of Short-Term Random Noise Electrical Stimulation on Dissociated Pyramidal Neurons from the Cerebral Cortex. Neuroscience. 404, 371-386 (2019).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Gulf professional publishing. (2004).
- Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Inhibitory synaptic transmission differs in mouse type A and B medial vestibular nucleus neurons in vitro. Journal of Neurophysiology. 95 (5), 3208-3218 (2006).
- Camp, A., et al. Attenuated glycine receptor function reduces excitability of mouse medial vestibular nucleus neurons. Neuroscience. 170 (1), 348-360 (2010).
- Iwasaki, S., et al. Effect of Noisy Galvanic Vestibular Stimulation on Ocular Vestibular-Evoked Myogenic Potentials to Bone-Conducted Vibration. Front in Neurology. 8, 26 (2017).
- Goldberg, J., Smith, C. E., Fernandez, C. Relation between discharge regularity and responses to externally applied galvanic currents in vestibular nerve afferents of the squirrel monkey. Journal of Neurophysiology. 51 (6), 1236-1256 (1984).
