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Biology

Analyse de l’autophagie induite par la famine dans le corps adipeux larvaire de Drosophila melanogaster

Published: August 4, 2022 doi: 10.3791/64282
Automatic Translation
1, 1
1Ministry of Education Key Laboratory of Biosystems Homeostasis and Protection and Innovation Center for Cell Signaling Network, Life Sciences Institute, Zhejiang University

Summary

Le présent protocole décrit l’induction de l’autophagie dans le corps adipeux larvaire de Drosophila melanogaster via l’épuisement des nutriments et analyse les changements dans l’autophagie à l’aide de souches de mouches transgéniques.

Abstract

L’autophagie est un processus d’auto-digestion cellulaire. Il livre la cargaison aux lysosomes pour la dégradation en réponse à divers stress, y compris la famine. Le dysfonctionnement de l’autophagie est associé au vieillissement et à de multiples maladies humaines. La machinerie d’autophagie est hautement conservée, de la levure à l’homme. Le corps adipeux larvaire de Drosophila melanogaster, un analogue du foie et du tissu adipeux des vertébrés, fournit un modèle unique pour surveiller l’autophagie in vivo. L’autophagie peut être facilement induite par la privation de nutriments dans le corps adipeux larvaire. La plupart des gènes liés à l’autophagie sont conservés chez la drosophile. De nombreuses souches de mouches transgéniques exprimant des marqueurs d’autophagie marqués ont été développées, ce qui facilite le suivi des différentes étapes du processus d’autophagie. L’analyse clonale permet une comparaison étroite des marqueurs de l’autophagie dans des cellules ayant différents génotypes dans le même morceau de tissu. Le protocole actuel détaille les procédures pour (1) générer des clones somatiques dans le corps adipeux larvaire, (2) induire l’autophagie par privation d’acides aminés et (3) disséquer le corps adipeux larvaire, visant à créer un modèle pour analyser les différences d’autophagie à l’aide d’un marqueur autophagosome (GFP-Atg8a) et d’une analyse clonale.

Introduction

L’autophagie est un processus « auto-alimentaire » induit par divers stress, dont la privation d’acides aminés1. La macroautophagie (ci-après appelée autophagie) est le type d’autophagie le plus étudié et joue un rôle irremplaçable dans le maintien de l’homéostasie cellulaire2. Le dysfonctionnement de l’autophagie est associé à plusieurs maladies humaines3. De plus, certains gènes liés à l’autophagie sont des cibles potentielles pour le traitement de diverses maladies4.

L’autophagie est régulée de manière très sophistiquée5. En cas de famine, les membranes d’isolement séquestrent des matériaux cytoplasmiques pour former des autophagosomes à double membrane6. Les autophagosomes fusionnent ensuite avec les endosomes et les lysosomes pour former des amphisomes et des autolysosomes. À l’aide d’enzymes hydrolytiques lysosomales, le contenu cytoplasmique englouti est dégradé et les nutriments sont recyclés7.

L’autophagie est un processus conservé au cours de l’évolution8. Drosophila melanogaster est un excellent modèle pour étudier le processus d’autophagie in vivo. La privation d’acides aminés induit facilement l’autophagie dans le tissu adipeux des mouches, un analogue du foie humain et du tissu adipeux9. Les défauts de l’autophagie perturbent les schémas de poncta distincts de plusieurs protéines liées à l’autophagie, telles que Atg8, Atg9, Atg18, Syx17, Rab7, LAMP1 et p62, entre autres10. Par conséquent, l’analyse des modèles de ces marqueurs d’autophagie aidera à discerner l’apparition de défauts d’autophagie et l’étape d’autophagie défectueuse. Par exemple, la protéine de type ubiquitine Atg8 est le marqueur d’autophagie11 le plus couramment utilisé. Chez Drosophila melanogaster, des souches transgéniques marquées par une protéine fluorescente verte (GFP) Atg8a ont été développées avec succès12. GFP-Atg8a est diffusé dans le cytosol et les noyaux dans les cellules nourries. En cas de famine, GFP-Atg8a est traité et modifié par la phosphatidyléthanolamine (PE) et forme puncta, qui marque les membranes d’isolement et les autophagosomes pleinement développés13,14. Grâce à la microscopie à fluorescence directe, l’induction de l’autophagie peut être facilement observée comme une augmentation de la formation de puncta GFP-Atg815. Atg8a puncta ne se formait pas en réponse à la famine en présence d’un défaut d’initiation de l’autophagie. Comme le GFP-Atg8a peut être éteint et digéré par le faible pH des autolysosomes, le GFP-Atg8a puncta peut augmenter en nombre si l’autophagie est bloquée aux stades avancés16.

Comme l’autophagie est très sensible à la disponibilité nutritionnelle17, de légères différences dans les conditions de culture entraînent souvent des variations dans les phénotypes. Par conséquent, l’analyse clonale, une méthode qui analyse les cellules mutantes par rapport aux cellules témoins de type sauvage dans le même tissu, présente un avantage majeur dans la dissection des défauts d’autophagie18. Tirant parti de la recombinaison spécifique au site médiée par la cible de flippase/flippase (FLP/FRT) entre chromosomes homologues, les mouches porteuses de tissus mosaïques sont facilement fabriquées19,20. Les cellules de type sauvage entourant les cellules mutantes forment un contrôle interne parfait pour éviter les différences individuelles21.

La présente étude décrit comment induire l’autophagie par privation d’acides aminés et générer des tissus adipeux en mosaïque exprimant la GFP-Atg8a. Ces protocoles peuvent être utilisés pour analyser les différences d’autophagie entre clones mutants.

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Protocol

1. Croisement de la drosophile et ponte

  1. Introduire 3 mouches adultes mâles (génotype hsFLP ubiRFP FRT19A; cgGal4 UAS-GFP-Atg8a) et 15 femelles (génotype y' w* Mu FRT19A/FM7, Kr GFP ) dans un flacon de culture (avec semoule de maïs/mélasse/gélose standard Drosophila media à 25 °C) pour l’accouplement.
    NOTE: Plusieurs flacons de culture du même croisement doivent être mis en place pour assurer suffisamment de larves pour d’autres expériences. La souche de mouche mâle avec le génotype hsFLP ubiRFP FRT19A; cgGal4 UAS-GFP-Atg8a porte un site FRT au chromosome X près du centromère (FRT19A). Il exprime également le FLP lors d’un choc thermique à 37 °C. Un transgène avec une expression RFP ubiquitaire est inséré sur le chromosome X. La GFP-Atg8a est exprimée sous le contrôle de cgGal4 dans le corps adipeux larvaire22. La souche de mouche femelle de génotype y' w* Mu FRT19A / FM7, Kr GFP porte une mutation létale (Mu) et FRT19A sur le chromosome X. Le schéma détaillé du croisement est illustré à la figure 1.
  2. Pour la ponte, transférez les mouches dans un nouveau flacon de culture. 48 h après l’introduction, tapotez le flacon d’accouplement jusqu’à ce que les mouches soient assommées et déposez-le sur le support à la base du flacon.
    1. Débranchez le flacon « d’accouplement » et couvrez sa bouche avec un flacon inversé débranché avec du milieu frais (flacon de culture fraîche). Ensuite, transférez les mouches dans le flacon de culture fraîche en retournant et en tapotant les flacons.
    2. Branchez le flacon de culture fraîche (avec les mouches transférées) et jetez l’ancien flacon de culture. Placez ce flacon de culture fraîche dans un incubateur à 25 °C pour la ponte sur le support frais.
      REMARQUE: Préchauffer les flacons de culture fraîche à 25 ° C pendant 15 minutes avant le processus de transfert des mouches aidera les mouches à s’adapter rapidement au nouvel environnement et accélérera la ponte.
  3. Retirez les mouches après 6 h de ponte. Si les expériences doivent être répétées, transférez ces mouches dans un autre flacon de culture (comme décrit à l’étape 1.2). Sinon, jeter les mouches en les jetant dans une fiole contenant 75% d’éthanol).
    1. Incuber le flacon avec les embryons dans un bain-marie à 37 °C pendant 1 h pour induire l’expression de FLP. Ensuite, placez-les dans un incubateur à 25 °C et laissez les embryons continuer à se développer.
      NOTE: La formation réussie de clones mutants peut être confirmée ultérieurement par imagerie. L’absence de signaux RFP marque les clones mutants.

2. La privation d’acides aminés induit l’autophagie

  1. À l’aide d’une spatule de laboratoire, prélever le milieu contenant les larves en développement dans une boîte de Petri 75 h après la ponte. Ajouter 3 ml de 1x PBS dans la capsule et séparer délicatement les milieux de culture et les larves à l’aide de longues pinces. Sélectionnez 10 à 15 larves du troisième stade précoce.
    REMARQUE: Les larves du troisième stade précoce doivent être choisies avec soin. Le stade de développement des larves est essentiel au succès de ce protocole. En raison de la durée de ponte limitée, la plupart des larves du flacon de culture devraient être au stade précoce du troisième stade à 75 heures d’incubation. Cependant, différentes recettes de milieux de culture peuvent entraîner des variations dans le calendrier de développement des larves. Les critères permettant de distinguer les larves du début du troisième stade sont la longueur du corps, la présence de spiracles antérieurs et postérieurs, ainsi que les crochets mandibulaires de l’appareil buccal23.
  2. Remplissez les puits d’une plaque de point de dépression en verre à 9 puits (voir le tableau des matériaux) avec 1x PBS. Placez les larves séparées du troisième stade dans les puits à l’aide de longues pinces et lavez soigneusement les larves pour éliminer tous les résidus de milieux.
  3. Prélever 5 mL de solution de saccharose à 20 % (dans 1x PBS) dans un flacon vide et placer les larves propres du troisième stade dans cette solution à l’aide de longues pinces. Incuber ce flacon dans un incubateur à 25 °C pendant 6 h avant de le récolter pour la dissection.
    REMARQUE: La solution de saccharose à 20% (dans 1x PBS) sert de milieu de famine déficient en acides aminés.

3. Dissection des larves du troisième stade et traitement des tissus des échantillons

  1. Aiguisez deux paires de pinces #5 (voir le tableau des matériaux) uniformément des deux côtés avec une pierre à aiguiser.
  2. Ajouter 400 μL de 1x PBS dans chaque puits de la plaque spot de dépression en verre à 9 puits et transférer les larves dans les puits avec de longues pinces. Placer une larve dans un puits avec la face dorsale (le côté avec la trachée) tournée vers le haut.
    1. Saisissez la cuticule de la larve avec deux pinces #5 au milieu du tronc larvaire et déchirez doucement les cuticules. Les corps adipeux exposés, ainsi que d’autres tissus internes larvaires, seront toujours attachés à la carcasse de la larve. Tirez suffisamment pour exposer les organes internes autant que possible. Répétez cette étape pour toutes les larves.
      NOTE: Chaque larve a deux gros morceaux de corps gras le long du tronc du corps. Le tissu adipeux est une monocouche blanche, opaque et plate qui peut être facilement distinguée au microscope à dissection24.
  3. Transférer la carcasse larvaire dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL contenant 500 μL de paraformaldéhyde (PFA) à 4 %. Incuber pendant 30 min à 25 °C sans agiter les tubes.
    ATTENTION : 4 % de PFA est toxique. Portez des gants et des masques pour vous protéger.
    REMARQUE: La préparation de PFA à 4% dans 1x tampon PBS est recommandée. La poudre de PFA ne se dissout pas instantanément dans 1x PBS. Par conséquent, le mélange doit être incubé à 65 °C dans un incubateur pendant une nuit ou agité intermittente pendant 45 min à 25 °C.
  4. Après 30 minutes d’incubation de la carcasse avec 4 % de PFA, extraire à la pipette la solution de PFA, ajouter 500 μL de 1x PBS dans le tube et agiter doucement le tube sur un rotateur plat pendant 10 minutes avant de jeter la solution 1x PBS (répéter 3x).
  5. À l’aide de longues pinces, transférer la carcasse larvaire fixe et lavée dans un puits dans la plaque spot à 9 dépressions remplie de 1x PBS. À l’aide de la pince #5, retirez tous les tissus corporels non gras.
  6. Utilisez des pinces #5 pour monter les morceaux du corps gras sur une lame de microscope en utilisant 80% de glycérol comme support de montage et posez un couvercle sur le dessus.
    REMARQUE: Avant le montage, vérifiez le pH du glycérol à 80% (en utilisant des papiers de pH, pH = 7 est optimal) pour protéger le signal GFP. Le support de montage (voir le tableau des matériaux) avec DAPI dans 80% de glycérol aidera à imager les noyaux des cellules adipeuses du corps. Ces lames sont stables pendant 1 semaine lorsqu’elles sont stockées dans l’obscurité à 4 °C.

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Representative Results

Dans des conditions nourries, la protéine de type ubiquitine marquée GFP, GFP-Atg8a, est diffusée à l’intérieur des cellules. En cas de famine, il forme des puncta verts et étiquette les autophagosomes. Une fois que les autophagosomes fusionnent avec les lysosomes, la GFP est éteinte dans les autolysosomes acides et les puncta verts disparaissent. Si l’autophagie n’est pas induite ou si la maturation de l’autophagosome est accélérée, le nombre de puncta GFP devrait être faible. Cependant, si la fusion entre les autophagosomes et les lysosomes est bloquée ou si le pH de l’autolysosome devient basique, le nombre et/ou la taille de la GFP puncta devraient être élevés.

Dans le protocole présenté ici, le système FLP/FRT induit une recombinaison mitotique et génère des tissus avec des cellules de type sauvage et mutantes. Alors que les cellules de type sauvage expriment la RFP, les cellules mutantes n’ont pas d’expression de RFP. L’expression de la RFP dans toutes les cellules adipeuses indiquerait que la recombinaison mitotique médiée par FLP / FRT n’a pas été induite avec succès ou que la mutation est létale pour les cellules. Dans ce dernier cas (c.-à-d. si la mutation est létale sur les cellules), on s’attend à ce que le corps adipeux larvaire ait quelques cellules avec des signaux RFP de niveau plus élevé que les cellules environnantes.

Dans la figure 2, GFP-Atg8a (vert) a formé des puncta dans des cellules de type sauvage (rouge), ce qui implique que l’autophagie a été induite avec succès. Chez les clones mutants (RFP négatif), le profil de GFP-Atg8a puncta était différent de celui des cellules de type sauvage environnantes, suggérant des défauts d’autophagie. Très peu de puncta GFP-ATG8a ont été détectés chez des clones mutants Mu1 (Figure 2B), indiquant que l’autophagie a été bloquée aux étapes d’initiation ou a accéléré la maturation des autolysosomes. Le nombre et la taille de GFP-Atg8a puncta ont été considérablement augmentés chez les clones mutants Mu2 (Figure 2C), suggérant une fusion autophagosome-lysosome ou des défauts d’acidification autolysosome. D’autres expériences sont nécessaires pour distinguer ces possibilités. De plus, la taille et le nombre de puncta doivent être quantifiés pour déterminer si les différences observées sont statistiquement significatives.

Figure 1
Figure 1 : Représentation schématique des procédures expérimentales de surveillance du marqueur d’autophagie GFP-Atg8a dans un corps adipeux larvaire en mosaïque portant des clones mutants. Le schéma de croisement pour générer des mouches qui expriment GFP-Atg8a dans les tissus adipeux larvaires et portent des clones mutants est montré (une souche avec une mutation ponctuelle létale [Mu] sur le chromosome X sert d’exemple). Après choc thermique à 37 °C pendant 1 h pour activer l’expression de FLP, les cellules mutantes homozygotes avec expression GFP-Atg8a peuvent être générées dans le corps adipeux larvaire y’w* Mu FRT19A / hsFLP ubiRFP FRT19A; cgGal4 UAS-GFP-Atg8a / + corps adipeux larvaire. L’autophagie est induite dans le corps adipeux en incubant les larves dans une solution de saccharose à 20% pendant 6 h. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Les profils de GFP-Atg8a puncta dans les clones Mu1 et Mu2 différaient de ceux des clones témoins. Mu1 et Mu2 sont deux mutants mortels indépendants sur le chromosome X. Les mouches isogénéisées y' w*, FRT19A servent de témoin. Les profils GFP-Atg8a (vert) ont été analysés dans les corps adipeux larvaires de la mosaïque témoin, Mu1 ou Mu2. Les clones mutants (ou clones témoins) ont été marqués négativement par RFP (rouge). (A) Dans les clones témoins (RFP négatif), les profils de GFP-Atg8a puncta étaient similaires à ceux des cellules RFP positives environnantes. (B) Chez les clones mutants Mu1 (RFP négatif), le puncta GFP-Atg8a a été considérablement réduit. (C) Chez les clones mutants Mu2 (RFP négatif), le nombre et la taille de GFP-Atg8a puncta ont augmenté. Barre d’échelle: 10 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Le présent protocole décrit les méthodes permettant (1) de générer des mouches porteuses de clones mutants dans les corps adipeux larvaires, (2) d’induire l’autophagie par privation d’acides aminés et (3) de disséquer les corps adipeux larvaires. Afin de générer des clones avec succès dans les corps adipeux larvaires, les étapes critiques suivantes doivent être effectuées avec diligence. (1) La synchronisation précise du choc thermique est cruciale car la recombinaison mitotique ne se produit que lorsque le tissu subit une mitose, et (2) la température et la durée du choc thermique sont essentielles pour induire l’expression de FLP. Un bain-marie standard à 37 °C pendant 1 h de choc thermique est recommandé. Compte tenu de la possibilité accrue de mort embryonnaire/larvaire pendant le choc thermique et la famine, plusieurs croisements doivent être mis en place pour une génération suffisante d’échantillons de tissus pour l’imagerie.

En outre, certaines étapes peuvent devoir être modifiées compte tenu des conditions réelles de culture. Par exemple, les différences dans l’environnement et les milieux de culture de la drosophile entre les laboratoires peuvent affecter les taux de croissance des larves. Par conséquent, le temps de développement nécessaire pour que les embryons atteignent le stade précoce du troisième stade et la durée de la famine larvaire (culture dans 20% de saccharose pour induire l’autophagie) peuvent devoir être normalisés dans chaque laboratoire séparément.

GFP-Atg8a est le marqueur le plus couramment utilisé pour déterminer l’autophagie. Cependant, les changements dans le modèle de poncta GFP-Atg8a ne parviennent pas à identifier directement le défaut d’autophagie exact ou l’étape affectée. Par conséquent, plusieurs marqueurs doivent être analysés pour interpréter ces données avec précision. Le protocole présenté ici peut être adapté pour d’autres protéines liées à l’autophagie avec leurs souches transgéniques respectives25. Plusieurs marqueurs marqués avec différentes protéines fluorescentes (telles que la protéine de fluorescence bleue [BFP]) peuvent être analysés simultanément pour élucider les processus d’initiation ou de fusion. La modification contrôlée de l’autophagie, en utilisant des produits chimiques26 ou l’interférence ARN de gènes critiques27, peut être combinée avec l’approche actuelle pour élucider davantage les mécanismes de l’autophagie. De plus, l’analyse des marqueurs protéiques endogènes de l’autophagie (en utilisant l’immunohistochimie) dans les tissus mosaïques est importante pour confirmer les phénotypes28.

Bien que l’autophagie ait été reconnue à l’origine comme un processus aléatoire et non sélectif, de plus en plus de preuves indiquent qu’elle peut être sélective et dégrade sélectivement les organites cytoplasmiques tels que les mitochondries et le réticulum endoplasmique, entre autres29. En outre, la procédure décrite ici peut être appliquée pour explorer l’autophagie sélective. Par exemple, la mitophagie peut être surveillée dans les corps adipeux des mouches en attachant des protéines fluorescentes (telles que Keima ou des étiquettes tandem GFP-RFP) à une séquence de ciblage mitochondrial30.

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Disclosures

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Nous sommes reconnaissants à THFC et BDSC d’avoir fourni les souches de mouches. Le Dr Tong Chao est soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (32030027, 91754103, 92157201) et les fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales. Nous remercions l’installation centrale de l’Institut des sciences de la vie (LSI) pour ses services.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 mL microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
#5 Forceps Dumont RS-5015
9 Dressions Spot plate PYREX 7220-85
Fluorescence Microscope Nikon SMZ1500
Glycerol Sangon Biotech A100854-0100
KCl Sangon Biotech A610440-0500 Composition of 1x PBS solution
KH2PO4 Sangon Biotech A600445-0500 Composition of 1x PBS solution
Laboratory spatula Fisher 14-375-10
Long forceps R' DEER RST-14
Microscope cover glass CITOTEST 80340-1130
Microscope slides CITOTEST 80302-2104
Na2HPO4 Sangon Biotech A501727-0500 Composition of 1x PBS solution
NaCl Sangon Biotech A610476-0005 Composition of 1x PBS solution
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127
Petri dish Corning 430166
Standard cornmeal/molasses/agar fly food Tong Lab-made
Stereo microscope Nikon SMZ745
Sucrose Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd. 10021418
Vectashield antifade mounting medium with DAPI Vectorlabratory H-1200-10 Recommended mounting medium
Fly stocks
y'w* Iso FRT19A Tong Lab's fly stocks
y'w* Mu1FRT19A/ FM7,Kr GFP Tong Lab's fly stocks
y'w* Mu2 FRT19A/ FM7,Kr GFP Tong Lab's fly stocks
hsFLP ubiRFP FRT19A; cgGal4 UAS-GFP-Atg8a Tong Lab's fly stocks

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References

  1. Yorimitsu, T., Klionsky, D. J. Autophagy: Molecular machinery for self-eating. Cell Death & Differentiation. 12 (2), 1542-1552 (2005).
  2. Jin, S., White, E. Role of autophagy in cancer: Management of metabolic stress. Autophagy. 3 (1), 28-31 (2007).
  3. Mizushima, N., Levine, B. Autophagy in human diseases. New England Journal of Medicine. 383 (16), 1564-1576 (2020).
  4. Mizushima, N., et al. Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature. 451 (7182), 1069-1075 (2008).
  5. Yang, Z., Klionsky, D. J. Eaten alive: A history of macroautophagy. Nature Cell Biology. 12 (9), 814-822 (2010).
  6. Lamb, C. A., Yoshimori, T., Tooze, S. A. The autophagosome: Origins unknown, biogenesis complex. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 14 (12), 759-774 (2013).
  7. Klionsky, D. J., Eskelinen, E. L., Deretic, V. Autophagosomes, phagosomes, autolysosomes, phagolysosomes, autophagolysosomes...Wait,I'mconfused. Autophagy. 10 (4), 549-551 (2014).
  8. Zhang, S., Hama, Y., Mizushima, N. The evolution of autophagy proteins-Diversification in eukaryotes and potential ancestors in prokaryotes. Journal of Cell Science. 134 (13), (2021).
  9. Scott, R. C., Schuldiner, O., Neufeld, T. P. Role and regulation of starvation-induced autophagy in the Drosophila fat body. Developmental Cell. 7 (2), 167-178 (2004).
  10. Liu, W., et al. Mitochondrial protein import regulates cytosolic protein homeostasis and neuronal integrity. Autophagy. 14 (8), 1293-1309 (2018).
  11. Ichimura, Y., et al. A ubiquitin-like system mediates protein lipidation. Nature. 408 (6811), 488-492 (2000).
  12. Rusten, T. E., et al. Programmed autophagy in the Drosophila fat body is induced by ecdysone through regulation of the PI3K pathway. Developmental Cell. 7 (2), 179-192 (2004).
  13. Nishida, Y., et al. Discovery of Atg5/Atg7-independent alternative macroautophagy. Nature. 461 (7264), 654-658 (2009).
  14. Ravikumar, B., et al. Regulation of mammalian autophagy in physiology and pathophysiology. Physiological Reviews. 90 (4), 1383-1435 (2010).
  15. Xie, Z., Nair, U., Klionsky, D. J. Atg8 controls phagophore expansion during autophagosome formation. Molecular Biology of the Cell. 19 (8), 3290-3298 (2008).
  16. Shintani, T., Klionsky, D. J. Cargo proteins facilitate the formation of transport vesicles in the cytoplasm to vacuole targeting pathway. Journal of Biological Chemistry. 279 (29), 29889-29894 (2004).
  17. Russell, R. C., Yuan, H. X., Guan, K. L. Autophagy regulation by nutrient signaling. Cell Research. 24 (1), 42-57 (2014).
  18. Nagy, P., et al. How and why to study autophagy in Drosophila: It's more than just a garbage chute. Methods. 75, 151-161 (2015).
  19. Golic, K. G., Lindquist, S. The FLP recombinase of yeast catalyzes site-specific recombination in the Drosophila genome. Cell. 59 (3), 499-509 (1989).
  20. Senecoff, J. F., Cox, M. M. Directionality in FLP protein-promoted site-specific recombination is mediated by DNA-DNA pairing. Journal of Biological Chemistry. 261 (16), 7380-7386 (1986).
  21. Germani, F., Bergantinos, C., Johnston, L. A. Mosaic analysis in Drosophila. Genetics. 208 (2), 473-490 (2018).
  22. Zappia, M. P., et al. E2F/Dp inactivation in fat body cells triggers systemic metabolic changes. eLife. 10, 67753 (2021).
  23. Demerec, M. Biology of Drosophila. , Hafner Pub. Co. New York, NJ. (1965).
  24. Rizki, R. M., et al. Drosophila larval fat body surfaces. Wilhelm Roux's Archives of Developmental Biology. 192 (1), 1-7 (1983).
  25. Szeto, J., et al. ALIS are stress-induced protein storage compartments for substrates of the proteasome and autophagy. Autophagy. 2 (3), 189-199 (2006).
  26. Renna, M., et al. Chemical inducers of autophagy that enhance the clearance of mutant proteins in neurodegenerative diseases. Journal of Biological Chemistry. 285 (15), 11061-11067 (2010).
  27. Guo, S., et al. A large-scale RNA interference screen identifies genes that regulate autophagy at different stages. Scientific Reports. 8, 1-15 (2018).
  28. Tian, W., et al. An antibody for analysis of autophagy induction. Nature Methods. 17 (2), 232-239 (2020).
  29. Nezis, I. P. Selective autophagy in Drosophila. International Journal of Cell Biology. 2012, 146767 (2012).
  30. Chu, Y., et al. Fluorescent materials for monitoring mitochondrial biology. Materials. 14 (15), 4180 (2021).

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Ce mois-ci dans JoVE numéro 186
Analyse de l’autophagie induite par la famine dans le corps adipeux larvaire de <em>Drosophila melanogaster</em>
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