Name: 치수의의 평가에 대한 직접 펄프 캐핑 모델의 개발 상처 치유와 마우스의 수복 상아질 형성 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: 학습하세요 생쥐 직접 펄프 캐핑 기법을 통해 치수 상처 치유와 수복 상아질 형성 과정을 연구하는 방법을. 이 프로토콜은 치수 생물학 연구와 치과 재료 개발에 활용됩니다.

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이 연구는 NIDCR / NIH에서 R01DE023348 (RHK)와 캘리포니아 대학 로스 앤젤레스 부문의 학술 상원의 연구에 이사회에서 학부 연구 그랜트 (RHK)에 의해 지원되었다.

마우스는 잭슨 연구소에서 구입하여 실험 동물 의학의 UCLA과 (DLAM)에서 병원균이없는 동식물 사육장에 보관 하였다. 실험은 교육감의 동물 연구위원회 (ARC 번호 2016-037)에서 승인 된 기관의 지침에 따라 수행 하였다. 1. 마우스 마취 <ol><li> 8 주 된 암컷 C57 / BL6 마우스를 사용하여 (n = 3)를 나타낸다. </li><li> 케타민 (마우스 체중의 80 ~ 120 ㎎ / ㎏) / 자일 라진 (5 밀리그램 / 마우스 체중 kg) 솔루션을 사용하여 마우스를 마취 및 10 ㎖ / kg의 용량으로 복강 내 (IP) 투여. </li><li> 케타민 준비 (80-120 ㎎ / ㎏) / 자일 라진 (5 ㎎ / ㎏) 용액 및 10 ㎖ / kg의 용량으로 복강 내 (IP)을 투여. </li><li> 쥐가 완전히 발가락 핀치를 수행하여 마취되어 있는지 확인합니다. </li></ol> 2. 펄프 캐핑 절차 <ol><li> 마우스의 입에서 입 홀더를 배치합니다. </li><li> 그는 그 같은 테이블에 입 홀더를 고정광고가 위쪽으로 직면하고있다. </li><li> 첫 번째 상악 대구치가 완전히 볼 수 있도록 입의 상단에있는 현미경 (10X)를 놓습니다. </li><li> 펄프 투명 상아질 통해 보일 때까지 20 rpm으로 고속 핸드 피스의 ¼ 라운드 버를 사용하여, 중간 치아의 에나멜 부분을 제거한다. 버와 펄프를 노출시키지 마십시오. </li><li> A # 15 근관 K-파일 (150 μm의 직경)를 사용하여 상아질을 통해 천공 및 펄프를 노출합니다. 참고 : 상아질 파편이 펄프로 밀어되지 않도록 특별한주의가 요구됩니다. 이 분기마다 K 파일을 회전하고 출력이 K-파일 당겨 회피 할 수있다. </li><li> 제조업체의 지침에 따라 멸균 H 2 O와 MTA를 섞는다. 제공 및 탐색기의 끝 노출 된 펄프에 MTA에 배치합니다. 부드러운 감청에 의해 노출 된 펄프로 MTA를 포장하는 종이 포인트 (미세)의 뒷면을 사용합니다. 용지 점의 두꺼운 측이 평평하기 때문에 허용노출 된 펄프에 MTA의 적절한 응축. </li><li> 단지 치아를 커버하는 35 % 인산 에칭액을 배치하여 15 초 동안 에칭 치아. 이 잇몸 조직을 자극 할 수 있으므로, 에칭의 배치를 제한하기 위해 특별한주의하십시오. 주 : 에칭액 주사기오고 치과 접착제 치아에 마이크로 기계식 결합을 매개하는 데에 흐를 수 있도록 치아 표면을 거칠게하는 데 사용된다. 그들은 점성 때문에 독립적 치아에 직접 적은 양을 적용함으로써 할 수있다. </li><li> 에칭 제를 제거하는 음의 압력을 흡입을 사용합니다. 가볍게 에칭의 잔류 물을 제거하기 위해 H 2 O에 배어있는 면봉을 사용합니다. 에칭이 완전히 치아에서 제거 될 때까지이 단계를 반복합니다. </li><li> 압축 공기 살포기를 사용하여 부드럽게 치아를 건조. </li><li> 용지 포인트의 뒷면을 사용하여 치과 용 접착제를 적용한다. </li><li> 3 초 동안 압축 공기를 이용하여 상기 접착제 층이 얇게. </li><li> 기음URE 경화 백라이트 유닛을 사용하여 20 초 동안 치과 용 접착제. </li><li> MTA와 모자를 씌웠다 치아에 소량의 유동성 복합 놓습니다. 치아 홈에 복합 흐름에 탐색기의 팁을 사용합니다. </li><li> 이를 중합 광 경화 유닛을 이용하여 30 초 동안 복합 치료. 복합 완전히 경화 하드 탐색기를 사용하고 있는지 확인합니다. </li></ol> 3. 수술 후 케어 <ol><li> 즉시 펄프 캐핑 시술 후 카프로 펜 (5 ㎎ / ㎏) 피하 (SC)를 관리 할 수 ​​있습니다. </li><li> 그들이 일어나 전에 따뜻한 동물을 유지하기 위해 낮은 전력으로 가열 패드에서 마우스를 놓습니다. </li><li> 주택의 동식물 사육장에 마우스를 돌려줍니다. </li></ol> 4. 조직 조달 <ol><li> 오 후 - 육주, 이소 플루 란과 완벽한 마취 상태에서 자궁 전위에 의해 쥐를 안락사. </li><li> 조심스럽게 두개골의 바닥에서 상악를 제거하고 50 mL의 관에 넣어. entir 수정밤새 39 ° C에서 펄프 캡핑 치아와 PBS에서 4 % 파라 포름 알데히드, pH가 7.4 반대측 캡핑 치아를 모두 포함하고, 그 다음 70 % 에탄올 용액에 보관 전자 상악. 참고 : 파라 포름 알데히드는 독성 및 발암 성이다. 표준 운영 절차 (SOP)에 설명 된대로 적절한 사용 파라 포름 알데히드를 모니터링해야한다. </li><li> μCT 검사를 사용하여 마우스 상악를 스캔합니다. 70 % 에탄올에 적신 거즈로 샘플을 포장하고, 15 mL의 세포 배양 튜브에 배치, 스캔하는 동안 상악을 확보합니다. </li></ol> 5. μCT 검색 <ol><li> μCT 검사를위한 샘플을 준비합니다. 간단히, 70 % 에탄올에 적신 거즈로 샘플을 포장 및 일반 15 mL의 세포 배양 원뿔 튜브를 고정합니다. 제조업체의 지침에 설명 된 바와 같이, μCT 스캔 무대에 튜브를 장착합니다. </li><li> 145 μA의 전류 55 KVP의 전압, 및 (2)의 노광 시간으로 X 선 소스를 설정00 밀리. </li><li> 20 μm의 해상도와 0.5 mm 알루미늄 필터로 μCT 스캐너로 이미지 수집을 수행합니다. </li><li> 이미지를 재구성하고 (11)를 시각화. </li><li> μCT 검사가 완료되면 2 주 동안 5 % EDTA와 PBS에서 4 %의 자당 (PH 7.4)와 탈회를 시작합니다. </li></ol> 6. 조직 가공 및 염색 <ol><li> 파라핀의 탈회 조직을 포함. 삽입하기 전에, 바로 첫 번째 어금니에 전방 시상 절단하여 상악 트림. 매립하면서 제 몰의 종단면은 절단면이되도록 하향으로이 표면의 위치. </li><li> 마이크로톰을 사용하여, 5 μm의 두께의 슬라이드를 준비합니다. 펄프 캐핑 영역은 일반적으로 표식으로서 사용될 수 distopalatal (DP) 루트와 일치한다. 광학 현미경 하에서 조직 학적 검사 및 μCT 이미지를 비교하여 관심의 정확한 영역을 결정합니다. </li><li> H &amp; E 염색, depara에 대한ffinize 자일 렌 (2 배)와 직렬로 희석 한 에탄올 (100 % EtOH로 배, 95 % EtOH로 배, 70 % EtOH로 1 배)로 슬라이드를 재수. </li><li> 수돗물을 실행에 슬라이드를 씻어. </li><li> 2.5 분 헤 마톡 실린 용액으로 얼룩 및 수돗물로 씻어냅니다. </li><li> 1 분 동안 95 % 에탄올에서 슬라이드 딥. </li><li> 1 분 에오신 용액으로 얼룩 및 수돗물로 씻어냅니다. </li><li> 희석 한 에탄올 (70 % EtOH로 1 배, 95 % EtOH로 2 배, 및 100 % EtOH로 3X) 및 크실렌 (3x)로 탈수. </li><li> 솔루션을 장착와 슬라이드를 탑재합니다. </li></ol>

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현재 치과 펄프 줄기 세포 (DPSCs) (13)의 치성 분화에 치과 재료, 비계, 또는 성장 인자의 생체 내 효과를 검증 할 수 여러 가지 실험 모델이있다. 이 모델은 신장 캡슐 기관에 DPSCs의 자궁외자가 이식, 또는 비계 14, 15와 면역 저하 마우스로 DPSCs의 피하 이식을 포함한다. 그러나, 이들 방법은 DPSCs 그들의 원성 효과는 동소 펄프 환경에서 수행되지 않도록 제한된다. 한편, 치아의 펄프 펄프 캡핑 절차에 동소 이식 큰 동물 (16, 17)에 사용된다. 이러한 모델은 동소 환경 원성 잠재력을 평가하는데 유용한 있지만, 이들 모델의 사용은 펄프 상처 치유 및 수복 상아질 형성 제한된 기계적 통찰력을 제공하는 자연에서 주로 관찰된다. </P&gt; 본 논문에서는 생쥐에서 펄프 - 캡핑을 수행 할 수있는 구체적인 방법을 제시한다. 이 단계별 절차는 스캔 μCT와 분석, 펄프 캐핑 물질을 배...

치아우식증은 가장 흔한 구강 질환 중 하나이며 거의 모든 개인에서 치열에 대한 외과적 개입의 주요 원인입니다1,2. 외과적 개입과 치아 수복의 예후는 적절한 치수 반응과 성공적인 상처 치유에 크게 좌우됩니다. 실제로, 법랑질과 상아질 깊숙이 침투하는 치아 우식은 종종 수산화칼슘(Ca(OH)2) 또는 미네랄 삼산화물 응집체(MTA)를 포함한 수경 칼슘-규산염 시멘트(HCSC)와 같은 치과 재료로 "덮인" 기본 치수 조직의 노출로 이어집니다. 이러한 치수 캡핑 절차의 궁극적인 목표는 근본적인 치수 조직을 보호하고 치아의 기대 수명과 전반적인 구강 건강을 증가시키는 "생물학적 밀봉" 역할을 하는 물리적 장벽인 회복 상아질을 재생하여 치수 상처 치유를 촉진하는 것입니다. 그러나 치수상 상처 치유 및 회복 상아질 형성의 기본 메커니즘은 완전히 이해되지 않았습니다.
생체 내에서 치수상 상처 치유 및 회복 상아질 형성의 메커니즘을 더 잘 이해하기 위해 이전에는 원숭이, 개, 돼지3-5를 포함한 여러 동물이 사용되었습니다. 그 중에서도 랫드는 다른 동물에 비해 상대적으로 크기가 작기 때문에 자주 사용되지만, 이빨은 기술적인 어려움 없이 직접 펄프 캡핑을 수행할 수 있을 만큼 충분히 크다6-10. 이러한 동물 모델은 치수 반응 및 회복 상아질 형성을 조사하기 위한 인간 연구의 이상적인 대안입니다. 그러나 이들의 활용은 세포 수준에서의 관찰 연구로 제한되며, 분자 수준에서 회복 상아질을 형성하는 동안 기계론적 통찰력을 거의 제공하지 않습니다.
최근 유전 공학의 기술적 발전은 생체 내에서 인간 질병의 분자 메커니즘을 연구하는 데 중요한 역할을 하는 귀중하고 필수적인 연구 도구(과발현 또는 삭제된 유전자를 가진 쥐)를 제공했습니다. 세포 특이적 방식으로 전략적으로 유도할 수 있는 형질전환 또는 녹아웃 마우스의 다양한 균주의 수는 과학계에서 지속적으로 증가하고 있습니다. 따라서 이 쥐에서 치수상 상처 치유 및 회복 상아질 재생을 조사하는 것은 분자 수준에서 이러한 과정에 대한 이해를 촉진하는 데 크게 도움이 될 것입니다. 그러나 마우스 이빨에 펄프 캡핑 절차를 수행하는 것은 소형 크기로 인해 기술적으로 어렵기 때문에 마우스의 사용이 크게 감소합니다. 여기에서는 생체 내 치수 상처 치유 및 회복 상아질 형성을 평가하기 위해 마우스에서 직접 펄프 캡핑을 수행하는 재현 가능한 방법을 제시합니다.

<table><tbody><tr><td>BM-LED 스테레오 현미경</td><td>MEIJI 테크노</td><td></td><td>현미경&nbsp;</td></tr><tr><td>옵티마 MCX-LED&nbsp;</td><td>Bien Air Dental</td><td>1700588-001</td><td>일렉트릭 모터 엔진</td></tr><tr><td>이소 플루란</td><td>Henry schein 동물 건강</td><td>NDC 11695-0500-2</td><td></td></tr><tr><td>1/4 라운드 버</td><td>Brasseler</td><td>001092T0</td><td></td></tr><tr><td>Endodontic K-file</td><td>Roydent</td><td>98947</td><td></td></tr><tr><td>ProRoot MTA</td><td>Dentsply</td><td>PROROOT5W</td><td>MTA</td></tr><tr><td>종이 포인트</td><td>Henry schein</td><td>100-3941</td><td></td></tr><tr><td>울트라 에치</td><td>Ultradent 제품 Inc.</td><td></td><td>인산 에칭액</td></tr><tr><td>OptiBond SoloPlus</td><td>Kerr</td><td>29669</td><td>접착제</td></tr><tr><td>Coltolux LED</td><td>Coltene/whaledent Inc.</td><td>C7970100115</td><td>경화광 유닛</td></tr><tr><td>특성화 틴트</td><td>Bisco</td><td>T-14012</td><td>유동 복합재</td></tr><tr><td>Skyscan</td><td>Breuker</td><td>1275</td><td>uCT 스캐너</td></tr><tr><td>Microm</td><td>Thermo</td><td>HM355S</td><td>Microtome</td></tr><tr><td>Hematoxyline-1</td><td>Thermo Scientific</td><td>7221</td><td></td></tr><tr><td>Eosin-Y</td><td>Thermo Scientific</td><td>7111</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal 60</td><td>Thermo Scientific</td><td>8310-16</td><td>마운팅 솔루션</td></tr></tbody></table>

치수의의 평가에 대한 직접 펄프 캐핑 모델의 개발 상처 치유와 마우스의 수복 상아질 형성

Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice

치과 치수는 법랑질과 상아질로 완전히 보호되는 치아의 중요한 기관입니다. 충치성 또는 의인성 부상으로 인해 치수가 노출된 경우, 치수의 상처 치유를 촉진하기 위해 생체 적합성 물질로 덮는 경우가 많습니다. 궁극적인 목표는 "생물학적 밀봉"으로 기능하고 근본적인 치수조직을 보호하는 물리적 장벽인 회복 상아질을 재생하는 것입니다. 이 직접 치수 캡핑 절차는 치과에서 오랫동안 사용되어 왔지만, 치수 상처 치유 및 회복 상아질 형성의 기본 분자 메커니즘은 여전히 잘 이해되지 않았습니다. 회복성 상아질을 유도하기 위해 펄프 캡핑은 대형 동물에서 실험적으로 수행되었지만 생쥐에서는 그렇지 않았는데, 아마도 작은 크기와 그에 따른 기술적 어려움 때문일 것입니다. 여기에서는 Class-I-like cavity의 준비, pulp-capping 재료의 배치 및 치과 복합재를 사용한 수복 절차를 포함하여 마우스에서 펄프 캡핑 절차를 수행하는 상세한 단계별 방법을 제시합니다. 당사의 펄프 캡핑 마우스 모델은 연구 커뮤니티에서 널리 사용 가능한 형질전환 또는 녹아웃 마우스를 사용할 수 있도록 함으로써 생체 내 회복 상아질의 맥락에서 치수 상처 치유의 기본 분자 메커니즘을 조사하는 데 중요한 역할을 할 것입니다.

여기서는 마우스 치아 캐핑 펄프 수행 단계별 과정을 나타내었다. 마우스에서 캐핑 펄프의 중요한 측면 중 하나는 적절한 장치를 가지고있다. 이와 관련하여, 10 배의 전력 배율 현미경을 갖는 것이 필수적 (도 1a)이다. 치아의 클래스 I-같은 준비를 만들려면, 우리는 20 만 rpm으로 (그림 1B)에서 전기 고속 핸드 피스의 ¼ 라운드 버를 사용했다. 대안 적으로, 압축 공기를 사용하는 것을 포함하여 다른 엔진은, 치아를 제조 할 수있다. 그림 2A-2E에서, 펄프 캡을 수행하기위한 대표적인 단계가 표시됩니다. 클래스-I-같은 준비 (그림 2B)를 수행 하였다. 물 스프레이 절차를 수행하는 동안 쥐를 익사 수 있기 때문에, 그것의 사용은 ...

우리는 치수의 상처 치유 및 생체 수복 상아질 형성 평가 마우스 치아에 직접 캐핑 펄프를 행하는 단계적인 방법을 설명한다.

Dental pulp is a vital organ of a tooth fully protected by enamel and dentin. When the pulp is exposed due to cariogenic or iatrogenic injuries, it is ...

이 프로토콜의 전반적인 목표는 마우스에서 직접 펄프 캡핑 절차를 제시하는 것입니다. 이 방법은 노출된 치수에 갇힌 펄프 캡핑 재료를 놓을 때 치수가 어떻게 치유되는지 또는 회복 상아질이 어떻게 형성되는지와 같은 치수 생물학의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 인간에서 수행되는 실제 직접 펄프 캡핑 절차를 정확히 동일한 방식으로 마우스에서도 수행할 수 있다는 것입니다.이 기술의 의미는 치아를 살리기 위해 재료 특성을 개선하는 것으로 확장되며, 그렇지 않으면 근관 치료와 같은 더 침습적인 치료법이 될 운명입니다. 시술을 위해 마우스를 적절하게 마취한 후 마우스 홀더를 입에 놓고 머리가 위를 향하도록 다른 쪽 끝을 테이블에 고정합니다. 좋은 조명과 입체경을 사용하여 첫 번째 상악 어금니를 관찰합니다.다음, 200, 000 분당 회전수에 고속 handpiece에 있는 내무반 둥근 bur를 사용하여, 치수가 투명한 상아질을 통해서 보일 때까지 이의 사기질의 중앙 지구를 제거하십시오. 펄프에 침투하지 않도록 주의하십시오. 다음으로, no를 사용합니다.15 근관 치료 K-file, 상아질을 통해 구멍을 뚫고 치수를 노출시킵니다. 펄프에 파편을 밀어 넣지 마십시오. 이것은 K-file을 분기별로 회전시킨 다음 K-file을 빼내면 피할 수 있습니다. 이제 MTA를 준비하고 탐색기를 사용하여 MTA를 전달한 다음 종이 포인트 뒷면과 부드럽게 두드려 노출된 영역에 포장합니다.다음으로, 35% 인산 에칭제가 적재된 주사기를 사용하여 치은 조직을 피하고 에칭제로 치아를 덮고 에칭액이 15초 동안 작동하도록 합니다. 15초 후 치아에서 에칭제를 빨아들이고 물에 적신 면 어플리케이터를 사용하여 남아 있는 에칭제를 닦아냅니다. 모든 에칭액이 제거될 때까지 빨고 닦습니다.그런 다음 종이 점의 뒷면을 사용하여 치과 용 접착제를 도포합니다. 몇 초 동안 압축 공기를 불어 접착층을 얇게 만듭니다. 그런 다음 적절한 빛으로 접착제를 30초 동안 경화시킵니다.이제 탐색기의 팁을 사용하여 소량의 복합재를 치아에 배치하여 복합재를 치아 홈으로 흐르게 합니다. 적용되면 30초 동안 복합재를 경화시킵니다. 마우스를 안락사시키고 상악골 전체를 제거한 후 pH 7.4의 PBS에서 턱을 4%파라포름알데히드에 넣습니다.조직을 하룻밤 동안 섭씨 4도에서 유지하고 다음 아침에 70% 에탄올로 옮겨 처리할 수 있을 때까지 보관하십

development-direct-pulp-capping-model-for-evaluation-pulpal-wound

Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

이 비디오는 트랜스웰 필터를 사용하여 삼차 뉴런과 1차 치아 치수 세포의 공동 배양을 확립하는 기술을 보여줍니다. 이렇게 물리적으로 분리된 상태에서 치수조직에서 얻은 중간엽 세포는 모공을 통과하는 부분비 신호 분자를 분비하여 중간엽 세포를 향한 뉴런의 분화 및 이동을 촉진하여 공동 배양 시스템을 구축합니다.

교차 의사소통을 위한 치아 치수 세포와 삼차 신경 세포의 공동 배양 확립

생리와 병리 설정에서 치료 화합물을 평가하는 데 사용할 수있는 피부 상처 치유의 쥐 모델.

상처 치유의 생쥐 모델

여기서, 우리는 마우스에서 국소치성 치주염을 유도하는 프로토콜을 제시한다. 우리는 마우스의 치아에 구멍을 뚫고 국소 염증을 유발하기 위해 펄프를 노출시키는 방법을 보여줍니다. 마이크로 CT 및 조직학과 같은 이 염증의 본질을 조사하는 분석 방법도 입증됩니다.

마우스에 있는 정점 치주염 유도

여기서, 2개의 뮤린 상처 치유 모델이 기술되고, 하나는 세포 및 사이토카인 상처 치유 반응을 평가하기 위해 고안되고 다른 하나는 상처 폐쇄의 속도를 정량화하도록 설계된다. 이 방법은 가난한 상처 치유의 각종 양상에 의하여 기계장치를 결정하기 위하여 당뇨병과 같은 복잡한 질병 모형으로 이용될 수 있습니다.

등지성 폴리비닐 알코올 스폰지 이식 및 절제 꼬리 피부 상처 모델을 사용하여 급성 상처 치유의 평가.

이 프로토콜은 마우스에서 하악 제1대구치를 추출하는 방법에 대한 단계별 세부 사항을 보여줍니다. 턱뼈 치유 및 재생에 중점을 둔 연구자들에게 대안적인 방법을 제공합니다.

쥐 하악 어금니 추출 소켓 치유 모델 구축

이 기사에서는 혁신적인 구강 재갈을 사용하여 마우스에서 치수염 모델을 확립하기 위한 간소화된 프로토콜을 제시한 후 후속 조직학적 분석을 제공합니다.

Pulpitis 연구를 위한 새로운 구강 개그를 이용한 Murine Pulp Exposure Model 구축

이 연구는 두 가지 중요한 실험 기법을 제시합니다: 상처 봉합을 평가하기 위한 쥐 상처 모델의 구축과 세포 생존력을 보존하기 위해 쥐 피부에서 단세포 현탁액을 준비하는 것입니다.

마우스 상처 모델 및 단일 세포 현탁액 준비

미세경도는 기계적 특성이며 경질 조직 병태생리학을 평가하기 위한 정보 매개변수입니다. 여기에서는 설치류 구강 질환 모델에서 치아 및 치조골의 미세 경도 분석, 즉 치아 불소증 및 인자 유도 치주 골 흡수를 위한 표준화된 프로토콜(샘플 준비, 연마, 평평한 표면 및 압흔 부위)을 보여줍니다.

설치류 구강 질환 모델에서 치아 및 폐포골에 대한 미세 경도 측정

상처는 전 세계적인 보건 문제를 나타냅니다. 이 연구는 상처 측정 변동성을 최소화하기 위해 디지털 플레니메트리를 활용한 표준화된 사진 부스를 개발했습니다. 14일 동안 생쥐의 상처를 모니터링한 결과, 처음에는 상처 부위와 둘레가 증가한 후 점차 봉합되는 것으로 나타났습니다. 이 방법론은 전임상 모델에서 상처 봉합 동역학을 평가하는 데 도움이 될 수 있습니다.

마우스 모델에서 상처 봉합 동역학을 평가하기 위한 디지털 플레니메트리

작은 동물 이미징 기술은 직렬 진단 시험 및 생체 내에서 치료 적 개입을 허용한다. 최근, 응용 프로그램의 범위가 크게 확대하고 현재 대장 종양 발생의 평가, 상처 치유 및 염증의 모니터링이 포함되어 있습니다. 이 프로토콜은 쥐 내시경 검사의 이러한 다양한 응용 가능성을 보여줍니다.

에 대한 쥐의 내시경 생체 발암 및 소장의 평가의 멀티 모달 이미징 상처 치유 및 염증

학습하세요 생쥐 직접 펄프 캐핑 기법을 통해 치수 상처 치유와 수복 상아질 형성 과정을 연구하는 방법을. 이 프로토콜은 치수 생물학 연구와 치과 재료 개발에 활용됩니다.

치수의의 평가에 대한 직접 펄프 캐핑 모델의 개발 상처 치유와 마우스의 수복 상아질 형성

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