Name: 고해상도 호흡율은 투과성이 그대로 세포에서 미토콘드리아 기능을 평가하는 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 33 s
Description: 배우세요 고해상도 호흡측정법을 이용하여 투과성 세포에서 미토콘드리아 산소 소비량을 정밀 측정하는 방법을. 이 기술은 패혈증 및 신경계 질환 연구에 활용됩니다.

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이 연구는 스위스 국립과학재단(Swiss National Science Foundation, Grant nº 32003B_127619)의 지원을 받았습니다.

1. 세포 배양 <ol><li> 배양 인간 간암 인 HepG2 세포 6cm (25) 인큐베이터 (5 % CO에서 37 ° C에서 10 %의 열 - 불 활성화 소 태아 혈청 (FBS) 및 1 % 페니실린 - 스트렙토 마이신을 함유하는 둘 베코 변형 이글 배지 (DMEM)에서이 세포 배양 플라스크 2, 95 % 공기) (시딩 밀도 : 1 × 10 6 세포 25 당 cm 2 세포 배양 플라스크, 37 ° C 배양기에서 배양 시간 : 48 시간, 포화 상태의 세포 밀도 : 25 cm 당 4-5 × 10 6 세포 2 세포 배양 플라스크). </li><li> 세포가 90 % ~ 95 %에 합류 할 때 실험을 수행합니다. </li></ol> 폴라로그래피 산소 센서 2. 높은 해상도 호흡율 교정 <ol><li> 피펫 2.1 oxygraph 챔버로 호흡 버퍼 용액과 연속적으로 안정한 산소 플럭스 신호까지 1 시간 동안 37 ° C에서 챔버 (700 RPM)에 존재하는 자기 교반 막대를 사용하여 상기 버퍼 교반폴라로 그래프 산소 센서를 얻을 수있다. 주 : 각 oxygraph 챔버 측정 산소 농도 내 폴라로그래피 산소 전극과 각 챔버 내에 산소 소비량 (유량)을 구한다. 산소 농도 및 산소 소모 속도 (광속)은 데이터 획득 및 분석 소프트웨어를 사용하는 컴퓨터에 온라인으로 실시간으로 표시된다. </li><li> 제조자의 프로토콜에 따라 14 폴라 산소 센서의 공기 보정을 수행한다. 주 : 공기 포화 실험 온도에서 미디어 호흡 매체와 산소 농도 폴라 산소 센서의 교정 번만 매일 아침에 수행된다. 이후 미디어 챔버 및 호흡 신선한 배지에 재현 탁시키고 세포를 제거 할 수는 oxygraph 챔버에 첨가하고, 호흡 속도가 측정된다. 첫 번째 실험 후, 챔버는 세정 될 수 있으며, 추가의 실험 시리즈 t에서 수행 될 수있다추가 교정없이 그는 동일한 챔버. </li></ol> 부착 세포, 계산 세포의 3 트립신 <ol><li> 실험 날에, 25cm 2 세포 배양 플라스크에서 DMEM 대기음. </li><li> 인산 완충 식염수 5 ㎖ (PBS)로 배양 플라스크에서 세포 배양 단층을 헹군다. </li><li> 피펫 0.5 배양 플라스크에서 세포 단층에 (37 ° C의 물 중탕에서 37 ℃로 데워진) 트립신 용액 25 ㎎ / ㎖의 용액 및 인큐베이터 (5 % CO 2에서 37 ° C에서 5 분 동안 배양 95 % 공기). </li><li> DMEM이 세포 배양 플라스크에서 분리 된 세포에 10 % FBS를 함유하고 피펫 팅하여 세포를 정지 피펫 5 ㎖. </li><li> 전송 실온에서 350 × g으로 5 분에서 15 mL의 원심 분리 튜브에서 원심 분리로 세포를 재현 탁시키고 상등액을 가만히 따르다. </li><li> 호흡 버퍼 (13) (T 수 1)의 1 ml의 세포 펠렛을 재현 탁. </li><l<html> 난&gt; 세포 계수기를 사용하여 세포를 세어 1 × 106 세포 / ml의 최종 농도로 호흡 버퍼에이를 재현 탁. 세포 호흡 속도가 휴대폰 번호로 정규화되기 때문에, 정확하고 정밀한 셀 카운터 세포를 계산합니다. </li></ol> 4. 고해상도 호흡율 <ol><li> 공기 교정 (만 회 실행이 2.1-2.2 단계) 후, oxygraph의 챔버로부터 호흡 매체를 흡인 챔버 단계 3.7에서 세포 현탁액 (1 × 106 세포 / ml) 2.1 ml에 추가한다. </li><li> 스토퍼를 삽입하여 oxygraph 실을 닫습니다. </li><li> 계속해서 37 ℃에서 챔버 (700 RPM)에 존재하는 자기 교반 막대를 이용하여 세포를 교반 안정된 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡을 기록한다. 주 : 산소 농도 및 산소 플럭스 신호는 데이터 수집 및 분석을위한 소프트웨어를 사용하는 컴퓨터에 온라인으로 실시간으로 표시되는S = &quot;외부 참조&quot;&gt; 14. </li><li> 그 후, 다음과 같은 프로토콜을 사용하여 스토퍼 티탄 주입 포트를 통해 미토콘드리아 호흡 기질 및 억제제를 주입. </li></ol> 호흡율에 의해 본래 세포의 5 디기 토닌 적정 <ol><li> 단계 프로토콜 4.3-4.1에서 설명한 절차 후 oxygraph 챔버 함유 세포 현탁액 (1 × 106 / ㎖)를 준비한다. </li><li> 주사기를 사용하여 챔버 스토퍼 티탄 주입구 세포 현탁액을 포함하는 oxygraph 챔버에 0.2 밀리미터 로테 논 (0.2 μM) &#39;주의&#39;2 μl를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡 기록 . 주 : 다음 단계에서의 모든 주사가 ​​주사기를 사용하여 스토퍼 티탄 주입 포트를 통해 수행된다. 로테의 첨가는 선택적이다 (이것은 역 전자 흐름을 방지 함) 및 디기 토닌 적정 실험을 생략 할 수 있고, 볼6.3 단계. </li><li> oxygraph 챔버에 1 M 숙시 네이트 (10 mM)을 20 μl를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡을 기록한다. </li><li> oxygraph 챔버에 0.5 M ADP (2.5 mM)을 10 μl를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡을 기록한다. </li><li> oxygraph 챔버 내로 2 mM의 디기 토닌 (2 μM) 2 μl를 주입하고, 산소 안정된 신호가 얻어 질 때까지 2-5 분 동안 세포 호흡을 기록한다. </li><li> 또 디기 토닌 oxygraph 챔버로 2 mm의 2 μL를 주입하고 안정된 산소 신호가 달성 될 때까지 2-5 분 동안 세포 호흡을 기록한다. 주 : 세포 디기 토닌 단계적 첨가 셀룰러 산소 소비량의 증가 및 증가 산소 플럭스 신호를 유도 할 것이다. </li><li> 챔버에 2 mM의 디기 토닌 단계적 (2-4 μm의 각 단계)의 2-4 μl를 주입 계속합니다. 각 단계 후, 2-5m에 대한 세포 호흡을 기록안정된 산소 플럭스 신호가 달성 될 때까지이다. 주 : 산소 유량 신호가 최대 레벨에 도달 디기 토닌의 상기 주사 호흡 속도를 증가시키지 않는 경우 디기 토닌 분사 중지. 독자는 단계 6.2 및 실험은 다음 프로토콜 7.2 자신 시약 및 사용 얻어진 최적 디기 토닌 농도를 사용하여 실험실에서 디기 토닌 최적 농도를 결정한다. </li></ol> 미토콘드리아 외막 무결성 6. 평가 : 시토크롬 C <ol><li> 단계 프로토콜 4.3-4.1에서 설명한 절차 후 oxygraph 챔버 함유 세포 현탁액 (1 × 106 / ㎖)를 준비한다. </li><li> 세포 현탁액 (1 × 106 / ㎖)를 함유하는 oxygraph 챔버에 8 밀리미터 디기 토닌 (8 μM) 2 μl를 주입하고 5 분간 세포를 Permeabilize 하시려면. </li><li> oxygraph 챔버에 1 M 숙시 네이트 (10 mM)을 20 μl를 주입 한 세포 respirat 기록안정된 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 이온. </li><li> oxygraph 챔버에 0.5 M ADP (2.5 mM)을 10 μl를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡을 기록한다. 주 : 세포 ADP의 첨가는 단지 I 자극 산소 소비량의 증가를 유발하고, 산소 유량 신호 증가 및 안정화 될 것이다. </li><li> oxygraph 챔버에 4 mM의 시토크롬 C (10 μM)의 5 μL를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 얻어 질 때까지 5 ~ 10 분 동안 세포 호흡을 기록한다. </li><li> 마지막 4 ㎎ / ㎖ oligomycin (2 μg의 / ㎖) 1 μl를 주입하고 안정한 산소 플럭스 신호가 도달 할 때까지 세포 호흡을 기록한다. </li></ol> 7. 최대한 ADP 자극 호흡 투과성이 인 HepG2 세포의 (주 3) <ol><li> 단계 프로토콜 4.3-4.1에서 설명한 절차 후 oxygraph 챔버 함유 세포 현탁액 (1 × 106 / ㎖)를 준비한다.</li><li> 세포 현탁액을 포함하는 oxygraph 챔버에 8 밀리미터 디기 토닌 (8 μM) 2 μl를 주입하고 5 분간 세포를 Permeabilize 하시려면. </li><li> 말산 0.8 M (5 mM)을 12.5 μL와 oxygraph 챔버로 글루탐산이 M (10 mM)을 10 μl를 주입한다. 안정된 산소 플럭스 신호까지 녹음 세포 호흡이 달성된다. </li><li> oxygraph 챔버에 0.5 M ADP (2.5 mM)을 10 μl를 주입하고, 산소 유량의 신호가 증가 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. 주 : 세포 ADP의 첨가는 산소 소비의 증가 및 증가 산소 플럭스 신호를 유도 할 것이다. </li><li> oxygraph 챔버에 0.2 밀리미터 로테 논 (0.2 μM) &#39;주의&#39;2 μl를 주입하고, 산소 유량의 신호가 감소 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li><li> 그 후, oxygraph 챔버로 1 M 숙시 네이트 (10 mM)을 20 μL를 투입하고, 산소 유량의 신호가 증가 할 때까지 세포 호흡 기록및 안정화시킨다. </li><li> 그리고, oxygraph 챔버로 A (5 μM) &#39;주의&#39;antimycin 5mM의 2 μl를 주입하고, 산소 유량의 신호가 감소 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li><li> 이어서 0.8mm의 아스 코르 베이트 (1 mM)을 2.5 μl를 주입 한 직후 oxygraph 챔버로 0.2 mM의 TMPD (0.25 mM)을 2.5 μl를 주입하고, 산소 유량의 신호가 증가 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li><li> 마지막 oxygraph 챔버에 1 M 소듐 아자 이드 (5 mM)을 &#39;주의&#39;10 μL를 투입하고, 산소 유량의 신호가 감소 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li></ol> 본래 세포의 8 산소 소비 <ol><li> 단계 프로토콜 4.3-4.1에서 설명한 절차 후 oxygraph 챔버 함유 세포 현탁액 (1 × 106 / ㎖)를 준비한다. </li><li> oxygraph 챔버 포함하는 세포 현탁액의에 4 ㎎ / ㎖ oligomycin (2 μg의 / ㎖) 1 μl를 주입안정된 산소 플럭스 신호 D까지 기록 세포 호흡이 달성된다. </li><li> 나중에 oxygraph 챔버 내로 FCCP 0.2 밀리미터 (0.1 μM) &#39;주의&#39;1 μl를 주입하고, 산소 유량의 신호가 증가 할 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li><li> oxygraph 챔버 내로 FCCP 0.2 밀리미터 (0.4 μM) 3 μl를 주입하고, 상기 산소 유량 신호가 증가 될 때까지 세포 호흡 기록 및 안정화시킨다. </li><li> 산소 플럭스 신호는 다음의 최대 수준의 더 이상의 증가하고, 도달 할 때까지 oxygraph 챔버로 (챔버 내에서 0.1~2 μM 최종 농도) 0.2 내지 1 mM의 FCCP 중 1-3 μl를 주입하여 0.1 μM 내지 0.3 단계 FCCP를 적정 하락이 시작됩니다. 주 : 산소 신호가 최대 레벨에 도달 할 때 시작 감소 FCCP를 분사 중지. </li><li> 이어서, 0.2 밀리미터 로테 논 (0.2 μM)와 챔버로 A (5 μM)를 antimycin 5mM의 2 μL 2 μL를 주입. 녹음 호흡 t까지고 산소 플럭스 신호가 감소하고 안정화시킨다. </li></ol>

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본 프로토콜의 목적은 미토콘드리아 호흡 사슬 복합체 &#39;(I-IV) 호흡 속도, 최대 미토콘드리아 전자 전달계 용량 및 미토콘드리아 외막 무결성을 측정하는 고해상도 호흡율을 사용 하였다. 본 프로토콜 내에서 몇 가지 중요한 단계가 있습니다. 우선, 세포 산소 소모 속도는 일반적으로 세포의 개수로 표준화되어있다 (pmol의 / [셀 초 X 참조). 따라서, 셀룰러 산소 소비를 모니터링하기 전에, 세포 수가 정확하고 신뢰성있는 측정을 가능하게하는 장치를 사용하는 것이 중요하다. 본 프로토콜에서 자동 세포 계수기 (단계 물질의 프로토콜과 표 3.7) 사용되어왔다. 특히 투과성이 셀에 두 번째 중요한 단계는, 셀 (스텝 프로토콜 3.6)에 재현 탁된다 투과성이있는 호흡 버퍼의 선택이다. 휴대 permeabilization는 intracellula의 손실을 유도 할 수 있기 때문에R 이온, permeabilization 중에 사용 된 배지는 세포 내 환경과 호환되는 것이 매우 중...

미토콘드리아 특히 아데노신 삼인산 (ATP)를 생산하기 위해 산소를 사용하여, 세포 에너지 대사에서 중요한 역할을 수행. 그들은 세포 사멸에 여러 인간의 질병에 연루되어있다. 미토콘드리아의 산화 적 인산화 (OXPHOS)은 산소 소모와 ATP 합성과 전자 전달계 따라 전자 수송층을 결합한다. 미토콘드리아 트리 카르 복실 산 (TCA) 사이클은 니코틴 아미드 아데닌 디 뉴클레오티드 (NADH)과 플라 빈 아데닌 디 뉴클레오티드 등 에너지 풍부한 화합물 (FADH 2)에 단백질, 탄수화물과 지방의 변환에 참여하고있다. NADH와 FADH 2의 전자가 다음 호흡 전자 수송 체인 단백질 복합체로 전송됩니다 (I는 IV합니다) 미토콘드리아 내막에 있습니다. 또한, 두 개의 다른 산화 환원 경로가 전송 체인을 전자에 전자를 전송할 수 있습니다 : ⅰ) 미토콘드리아 전자 전송 flavoprotein (ETF)를 내부 미토의 행렬면에 위치지방산 β 산화에서 chondrial 막 및 소모품 전자; 및 ⅱ) 디 히드 록시 아세톤 포스페이트를 글리세로 산화하고, 미토콘드리아의 전자 전달계에 전자를 공급 글리세 미토콘드리아 탈수소 효소. 복합 IV (최종 전자 수용체)가 2 분자의 물에 산소를 변환 한 산소 분자에 전자를 전송한다. I는 IV로 호흡 전자 전달계 착체에서 전자의 이동이 미토콘드리아 내막에 걸쳐 전기 화학적 구배를 설정 막간 공간 미토콘드리아 매트릭스에서 양성자의 흐름으로 결합된다. 이후, 미토콘드리아 복잡한 V (ATP 신타) 위로 미토콘드리아 매트릭스 내로 수소 이온 및 ATP를 왕복 분자를 합성한다. OXPHOS 함수를 얻을 수있는 다양한 기술과 다양한 미토콘드리아 호흡 상태를 사용하여 생체 내 및 시험관 내에서 평가할 수있다. 격리 된 미토콘드리아 다음 respirato에서RY 상태가 측정 될 수있다 : ⅰ) 기부 미토콘드리아 호흡 (주 1) 미토콘드리아 호흡 쇄 단지 특정 기질을 첨가 한 후, ⅱ) 산소 소비량 (주 2) ⅲ) 최대 미토콘드리아 산소 소비량의 농도를 포화의 추가 후에 아데노신이 인산 (ADP) (주 3), ATP로 변환 ADP 소비 (후 ⅳ) 휴식 호흡) (주 4). 그대로 셀에 다음과 같은 호흡 상태를 측정 할 수있다 : ⅰ) 기저 세포의 산소 소비 내생 기판과 ADP의 존재, ⅱ) oligomycin의 존재 기저 세포의 산소 소비 (oligomycin를 구분 호흡) 및 oligomycin에 민감한 호흡 (ATP 회전율) antimycin A 및 로테 논을 첨가 한 후, III) FCCP 비결 호흡 및 IV) 비 미토콘드리아 호흡. 투과성이 셀에서, 전자 전달계 착체와 ADP의 특정 기질을 첨가하고, 최대 복잡한 의존 호흡 등급의 수UCH와 같은 복잡한 I-은, II-및 IV-따라 호흡 속도는 측정 할 수있다. 세포 호흡의 측정은 단지 I-IV, 미토콘드리아 무결성과 에너지 대사 1, 2, 3에 특정 미토콘드리아의 호흡 능력에 중요한 통찰력을 제공합니다. 고정밀, 해상도 및 감도가 미토콘드리아의 산소 소비량의 측정을 가능하게하는 장치 중 하나가 고해상도 oxygraph 4이다. 고해상도 oxygraph 장치는 주입 포트와 두 개의 챔버를 포함하고, 각 챔버는 폴라 산소 센서가 장착된다. 셀룰러 또는 격리 된 미토콘드리아 현탁액은 호흡계에 지속적으로 교반된다. 미토콘드리아 복잡한 활동 미토콘드리아 기능, 기판 및 억제제를 평가하기 위해 표준 프로토콜 다음 추가 할 수 있습니다. 기질 및 억제제 주입 INT으로 적정 할 수있다상기 oxygraph의 실, 산소 소비 속도 O를 소프트웨어를 사용하여 계산하고 세포의 수를 초당 picomoles로 표시됩니다. 고해상도 호흡율이 증가 감도 및 손상 또는 투과성이 세포와 같은 생물학적 시료의 작은 숫자와 함께 작동하는 기능을 포함하여 전통과 기존의 폴라 산소 전극 장치에 비해 몇 가지 장점을 제공한다. 또한, 각 장치는 두 개의 챔버를 포함하고, 호흡 속도는 산소 농도의 비교를 동시에 기록 할 수있다. 고해상도 oxygraph는 전통적인 산소 폴라 전극 장치에 비해 장치의 챔버에서의 산소 환원 누설의 이점을 갖는다. 최근 셀룰러 산소 소비를 측정하기 위해 개발 된 또 다른 장치는 96 웰 세포 유동 분석기 5이다. 세포 외 플럭스 분석기 대신 폴라 센서의 형광을 갖추고 있습니다. 외의 장점고해상도 oxygraph I이다)은 II)가 24 및 고 처리량 스크리닝을위한 96 개의 웰 플레이트에서 산소 소비를 측정하는 것이 가능하고, 크게 자동화 된 장치에 비해 플럭스 분석 따라서 생물학적 샘플의 하부 양을 필요 및 ⅲ) 휴대 당분 플럭스의 추가 측정이 가능합니다. 고해상도 oxygraph에 비해 세포 외 플럭스 분석기의 단점) 장치와 같은 비 재사용 형광 플레이트와 같은 소모품의 고비용 I를, 그리고 ⅱ) 분석 당 네 화합물 / 웰 주사있다 따라서 시스템은 기판 uncoupler 억제제 적정 프로토콜 가능하지 않습니다. 본 연구에서는 미토콘드리아 호흡을 결정하는 고분해능 호흡율을 사용한다. 셀룰러 산소 소비 실험을 위해, 세포 complexe에 전자를 공급하기위한 외인성 ADP와 산화 미토콘드리아 기질의 진입을 허용하는 투과성이있다호흡기의의. 이 방법은 (많은 기판 세포 impermeant 있습니다) 손상 세포에 비해 뚜렷한 장점입니다 개인 미토콘드리아 단지 호흡 용량의 해부를 할 수 있습니다. 그러나, 세포막 permeabilization은 세포 외 배지로 평형화 세포질 및 세포 외 공간 매질 (세포질 용질 세척) 및 세포 내 공간의 조성물의 장벽을 방해 할 것이다. 손상 된 세포 투과성이 세포의 단점 중 하나는 세제 과량 셀 permeabilization 중에 사용될 경우 미토콘드리아 외막이 손상 될 수 있다는 것이다. 완전한 세포, 기저은 그대로 세포의 결합 및 비 결합 된 호흡을 측정 할 수있다. 이 방법은 통합 된 셀의 호흡 기능을 재생하며 최대 미토콘드리아 전자 견인에 대한 정보를 제공하는 외인성 기질 및 ADP의 첨가없이 그대로 세포의 산소 소비량을 평가RT 용량 6, 7. 투과성이 셀 위에 그대로 셀의 장점 중 하나는 셀룰러 환경이 파괴되지 않고, 미토콘드리아는 세포의 전체 성분과 접촉한다는 것이다. 세포 원형질막 Permeabilize 하시려면 위해 이러한 디기 토닌 세제 8을 사용 하였다. 디기 토닌 과도한 양이 이용되는 경우에는, 미토콘드리아 외막 완전성이 손상 될 수있다. 세포 투과성이 손상되지 않도록 미토콘드리아 외막의 무결성을 확인하기 위해, 디기 토닌 적정 셀룰러 ​​permeabilization 대한 최적 농도를 결정하기 위해 수행된다. 이 실험을 위해, 세포 호흡 배지에 재현 탁하고 디기 토닌 농도를 측정하고 미토콘드리아 기질 및 ADP 및 호흡 비율의 존재하에 호흡율으로 적정한다. 본래 비 투과성이 세포 호흡 mitocho의 존재 하에서 자극되지ndrial 기판 및 ADP. 그러나, 이후 단계적 디기 토닌 적정 플라즈마 막 점진적 permeabilization 수율 것이고, 최적의 디기 토닌 농도가 얻어진다. 이는 전체 permeabilization에 호흡까지의 증가에 의해 표시됩니다. 품질 및 미토콘드리아 외막 무결성 외인성 시토크롬 C (2), (9)를 첨가하여 확인할 수있다. 시토크롬 C는 미토콘드리아 전자 전달계 10, 11, 12 및 12 kDa의 전자 운반 단백질이다. 이 미토콘드리아 막간 공간에서 지역화, 복잡한 IV 복잡한 III에서 전자를 운반, 산소 소비에 참여하고있다. 미토콘드리아 외막이 손상되면, 시토크롬 C가 해제되고, 미토콘드리아의 산소 소비량이 감소된다. 외인성 시토크롬 C를 첨가하면, 미토콘드리아의 호흡에있는 증가는 나타낸다미토콘드리아 외막을 중단. 투과성이 세포, 기질 및 미토콘드리아 복잡한 활동의 억제에서 다양한 프로토콜 3, 9 다음에 추가됩니다. 미토콘드리아 호흡 복잡한 구동 비율을 조사하기 위해, 예를 들어, 다음의 프로토콜을 사용할 수있다. 세포 투과성으로 한 후, 제 복합체 I은 호흡 사슬 기판으로서 NADH를 생성 한 이후, ADP는 ATP (주 3 중으로 전환 첨가 복잡한 I.의 활성화를 자극 기판 말산 및 글루타메이트에 의해 자극 복잡한 I-따라 호흡). 안정된 신호가 도달하면, 로테 논은 (미토콘드리아 복잡한 내가 억제제) 로테 논은 FADH 2 숙시 네이트 뒤에 복잡한 I.을 억제하고 복잡한 II (주 3, 활성 복잡한 II에 의존하는 호흡)을 활성화하기 위해 투여된다. 복잡한 IV 의존 호흡 제 복합체 III을 측정하기 위해,의존성은 호흡 antimycin의 A (미토콘드리아 복합 III 억제제)을 추가함으로써 억제된다. 그 후, 복잡한 IV에 의존하는 호흡은 아스코르브 산염과 tetramethylphenylendiamine (TMPD)을 투여하여 자극한다. TMPD 따라서 최대 복잡한 IV 의존 호흡률 (주 3) 이전에 아 지드 화 나트륨, 미토콘드리아 복잡한 IV 억제제의 첨가 후 호흡 속도를 감산함으로써 계산되고, 호흡 버퍼에 자동 산화 할 수있다. 호흡 실험은 대조군 (자극되지 않은 세포)로서 병렬 하나의 oxygraph 두 챔버, 다른 함유 자극 세포에서 수행 될 수있다. 이들 산소 소비량이 oxygraph 챔버 측정 전에 물론, 세포는 미토콘드리아 기능에 영향을주는 약물, 예를 들면 다양한 방법으로 사전 처리 될 수있다. 이 프로토콜은 개별 미토콘드리아 호흡 사슬 복합체의 기능 시험을 허용한다. 또한, 하나의 최대 ADP를 자극 측정 할호흡 팔미 형태 외인성 지방산을 이용하여 투과성이 세포의 (상태 3). (1 몰비 팔미 테이트 : BSA 6)이 프로토콜에서, 소듐 팔미 테이트의 농축 주식 울트라 지방산 자유 소 혈청 알부민 (BSA)와 접합된다. 이후, 제 디기 토닌 및 미토콘드리아 호흡으로 투과성이있다 세포 카르니틴의 첨가에 의해 평가되고, ADP (주 3 최대 호흡)을 첨가하여 팔미 테이트. 그리고,이 상태 oligomycin 4 (주 4O) 및 호흡 조절 비율 (RCR 값)을 모방하기 위해 추가 상태 3 / 상태를 40으로 산출된다. β 산화는 전자 전송 flavoprotein 및 β 히드 록시 - 부티 릴 CoA 탈수소 효소에 의해 전자 전달계에 전달되는 전자 어느 FADH 2 NADH의 (TCA 사이클에 진입) 아세틸 CoA를 제작 및 생성을 촉진한다. 미토콘드리아 팔미-BSA 프로토콜 지방 검사 연구자에 의해 사용될 수있다 지방산 대사의 중심이며 바와타이 산 산화. 그대로 세포에서 활성화 및 미토콘드리아 복잡한 활동의 억제제는 다른 프로토콜 6, 9 다음에 추가됩니다. 이들 실험의 경우, 외래의 기판 부재의 비 투과성이 셀들의 제 산소 소비량 (호흡률 인산화)을 측정한다. 그리고, 비 인산화 호흡률은 미토콘드리아 ATP 합성 효소의 억제제이다 oligomycin 첨가 후에 측정된다. 그 후, protonophore 보닐 시안화 P-trifluoromethoxyphenylhydrazone (FCCP)을 다양한 농도로 투여하고 최대 비 결합 미토콘드리아 호흡 속도가 측정된다. 이러한 FCCP 같은 Protonophores는 chemiosmotic 그라데이션을 방출하는 양성자의 수동 이동을 허용, 내부 막의 수소 이온 투과성의 증가를 유도 할 수있다. 양성자 투과성의 증가는 산화 호흡 (NO ATP 생산)으로 분리 및 O의 증가를 유도xygen 소비. 이후, 로테 논 및 antimycin A는 미토콘드리아 호흡 억제 첨가하고, 비 미토콘드리아 호흡 다른 호흡 속도로부터 감산된다. 산소 소모 속도는 (닫힘 산소 실) 체적 고유 산소 유량을 나누어 계산 IO 2 pmol의의 X 초 -1 X 10-6 셀 (백만 셀 당 산소 유량) JV, O로 표현할 수있다 2 pmol의의 X 초 -1 X ml의 -1] 세포 농도로 세포 챔버 (볼륨 당 세포의 수 [10 6 세포 ∙ ml의 1]) 15. 셀 당 질량으로 나눈 셀 질량 특정 산소 플럭스 JO 2 pmol의의 X 초 -1 X 밀리그램 -1] 셀당 흐름이고, IO 2 pmol의의 X 초 -1 X 10-6 셀], [밀리그램 ∙ 10 6 셀] 또는 볼륨 별 플럭스, JV, O 2 pmol의의 X 초 -1 X ㎖의 -1], 부피 당 질량으로 나눈 값매화 [mg의 ∙ ml의 1]. JO이 세포 단백질, 세포 건조 중량 또는 부피당 산소 플럭스이다. 고해상도 호흡율을 사용하여, 본 연구에서는, III) 미토콘드리아 호흡 사슬 복합체를 외인성 시토크롬 C를 사용하여) I를 전체 세포 세포막 permeabilization 최적 디기 토닌 농도 (디기 토닌 적정 분석), ⅱ) 미토콘드리아 외막 무결성 I를 결정하는 프로토콜을 기술 외인성 ADP 미토콘드리아 호흡 쇄 기판과의 존재 디기 토닌 - 투과성이 인 HepG2 세포에서의 II 및 IV 최대 호흡 속도 IV) 기저 외인성 기질의 첨가없이 결합되어 완전한 세포의 최대 비 결합 호흡 (최대 전자 수송 능력) 및 ADP는 일체형 셀의 호흡 기능을 재생.

<table><tbody><tr><td>ADP</td><td>Sigma</td><td>A 4386</td><td>Chemical</td></tr><tr><td>Antimycin A</td><td>Sigma</td><td>A 8674</td><td>Chemical, 에탄올에 용해</td></tr><tr><td>Ascorbate</td><td>Merck</td><td>1.00127</td><td>Chemical</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A 6003</td><td>Chemical</td></tr><tr><td>FCCP</td><td>Sigma</td><td>C 2920</td><td>Chemical, 에탄올에 용해</td></tr><tr><td>Countess 자동 세포 계수기&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>n/a</td><td>자동 세포 계수 기기</td></tr><tr><td>Cytochrome c</td><td>Sigma</td><td>C 7752</td><td>화학</td></tr><tr><td>Digitonin</td><td>Sigma</td><td>D 5628</td><td>화학, DMSO</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco 31966021</td><td></td><td>매체</td></tr>에 용해 <tr><td>EGTA</td><td>fluka</td><td>3779</td><td>화학 FBS</td></tr><tr><td></td><td>Gibco</td><td>26010-074</td><td>매체 성분</td></tr><tr><td>글루타메이트</td><td>시그마</td><td>G 1626</td><td>화학</td></tr><tr><td>Hepes</td><td>Sigma</td><td>H 7523</td><td>화학</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Merck</td><td>1.04936</td><td>화학</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Merck</td><td>1.04873</td><td>화학</td></tr><tr><td>물질 K-락토바이오네이</td>트 <td>시그마</td><td>L 2398</td><td>화학 MgCl</td></tr><tr><td>2 </td><td>Sigma</td><td>M 9272</td><td>화학</td></tr><tr><td>O2k-코어: Oxygraph-2K&nbsp;</td><td>Oroboros Instruments</td><td>10000-02</td><td>고해상도 호흡 측정기</td></tr><tr><td>Oligomycin</td><td>Sigma</td><td>O 4876</td><td>화학 물질, 에탄올에 용해</td></tr><tr><td>페니실린 - 스트렙토 마이신</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td>화학 물질</td></tr><tr><td>아지드 화 나트륨</td><td>시그마</td><td>S2002</td><td>화학</td></tr><tr><td>물질 로테논</td><td>시그마</td><td>R 8875</td><td>화학, 에탄올</td></tr><tr><td>에 용해석시네이</td>트 <td>시그마</td><td>S 2378</td><td>케미컬</td></tr><tr><td>타우린</td><td>시그마</td><td>T 8691</td><td>케미컬</td></tr><tr><td>TMPD</td><td>시그마</td><td>T 3134</td><td>케미컬</td></tr><tr><td>트립신</td><td>시그마</td><td>T 4674</td><td>케미컬</td></tr></tbody></table>

고해상도 호흡율은 투과성이 그대로 세포에서 미토콘드리아 기능을 평가하는

High-resolution Respirometry to Assess Mitochondrial Function in Permeabilized and Intact Cells

고해상도 산소 그래프는 생물학적 샘플(온전하고 투과화된 세포, 조직 또는 분리된 미토콘드리아)에서 매우 높은 해상도와 감도로 폐쇄 챔버 시스템에서 세포 산소 소비량을 측정하는 장치입니다. 고해상도 산소 그래프 장치에는 두 개의 챔버가 장착되어 있으며 폴라로그래픽 산소 센서를 사용하여 산소 농도를 측정하고 각 챔버 내의 산소 소비량을 계산합니다. 산소 소비율은 소프트웨어를 사용하여 계산되며 세포 수당 초당 피코몰로 표시됩니다. 각 고분해능 산소계 챔버에는 주입 포트가 있는 스토퍼가 포함되어 있어 원형질막 투과를 위한 효과적이고 최적의 농도를 결정하기 위한 기질-분리-억제제 적정 또는 세제 적정 프로토콜에 이상적입니다. 이 기술은 다양한 세포 유형에서 호흡을 측정하는 데 적용할 수 있으며 미토콘드리아 품질 및 무결성, 최대 미토콘드리아 호흡 전자 전달 시스템 용량에 대한 정보도 제공합니다.

디기 토닌 적정 실험 : 셀룰러 Permeabilization을위한 최적의 디기 토닌 농도의 결정 디기 토닌의 적정 인 HepG2 세포 투과성으로위한 최적 농도를 결정하기 위해 수행된다. 이들 실험의 경우, 디기 토닌가 로테 논, 숙신산 (미토콘드리아 복합체 II 기판)와 ADP의 포화 량의 존재하에 완전한 세포에서 적정하고, 호흡 속도 기준선 각 후에 측정된다 (복합체 II 의존 상태 3 유도) 적정 (도 1a 및도 1b). 이 실험의 결과는 디기 토닌의 부재 하에서, 세포 호흡 미토콘드리아 기질 및 ADP의 존재 하에서 자극되지 매우 낮은 그대로 비 투과성이 세포 호흡 것을 보여준다. 그러나, 디기 토닌 단계적으로 첨가하면, 세포 세포막은 투과 가능하고 mitochon되고숙시 네이트와 ADP가 세포를 ...

고해상도 호흡율은 미토콘드리아의 산소 소비를 결정하는 데 사용된다. 이것은 미토콘드리아 호흡 사슬 복합체 &#39;(I-IV) 호흡 속도, 최대 미토콘드리아 전자 전달계 용량 및 미토콘드리아 외막 무결성을 결정하기위한 간단한 기술이다.

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in ...

이 절차의 전반적인 목표는 고해상도 호흡계를 사용하여 미토콘드리아 산소 소비량을 측정하는 것입니다. 이 방법은 다음과 같은 미토콘드리아 기능 장애와 관련된 증후군 및 질병의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다. 패혈증, 다양한 신경 질환 및 노화 관련 장애. 이 기술의 주요 장점은 더 높은 감도와 온전한 세포 또는 투과성 세포와 같은 소수의 생물학적 샘플을 사용한 결합 억제제 적정 실험에서 기질을 수행할 수 있는 능력을 가지고 있다는 것입니다.절차를 시연하는 사람은 제 연구실의 기술자인 Sandra Nansoz가 맡을 것입니다. 절차를 시작하기 전에 폴라로그래픽 산소 센서를 공기 보정한 다음 호흡 완충액의 세포를 1밀리리터당 6번째 세포의 1배로 재현탁시키고 산소 그래프의 한 챔버에 있는 호흡 매체를 2.1ml의 세포 현탁액으로 교체합니다. 스토퍼로 챔버를 닫고 챔버의 자기 교반 막대를 분당 700회 회전으로 설정합니다.그런 다음 안정적인 산소 플럭스 신호가 얻어질 때까지 5-10분 동안 세포 호흡을 기록합니다. 다음으로, 주사기를 사용하여 티타늄 주입구를 통해 2마이크로리터의 로테논을 옥시그래프 챔버에 주입하고 5-10분 동안 세포 호흡을 기록합니다. 안정적인 산소 플럭스 신호가 달성되면 20마이크로리터의 1몰 숙시네이트를 주입한 다음 10마이크로리터의 0.5몰 ADP를 주입합니다.그런 다음 2 밀리 몰 디지 토닌 2 마이크로 리터를 2 부피로 주입하고 각 주입 후 2-5 분 동안 세포 호흡을 기록 한 다음 산소 플럭스 신호가 최대 수준에 도달하고 추가 디지토 닌 주입이 호흡수를 증가시키지 않을 때까지 2-4 마이크로 리터의 2 밀리 몰 디지토닌을 단계적으로 주입합니다. 미토콘드리아 외막의 무결성을 평가하기 위해 방금 설명한 대로 옥시그래프 챔버를 준비하고 2마이크로리터의 8밀리몰 디지토닌을 주입하여 세포를 투과화합니다. 5분 후, 20마이크로리터의 1몰 숙시네이트를 주입하고 안정적인 산소 플럭스 신호가 얻어질 때까지 5-10분 동안 세포 호흡을 기록합니다.그런 다음 10 마이크로 리터의 0.5 몰 ADP를 주입하여 복합 2를 자극하고 산소 소비량 증가를 유도합니다. 안정적인 플럭스 신호가 달성되면 5마이크로리터의 4밀리몰 시토크롬 c를 주입한 다음 1마이크로리터의 리가마이신을 1밀리리터당 4밀리그램으로 주입합니다. 간 간세포 암종 세포의 ADP 자극 호흡을 측정하기 위해, 방금 시연한 바와 같이

high-resolution-respirometry-to-assess-mitochondrial-function

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

미토콘드리아 절연 마우스 중심부에 mitochondrial 투과 전환 기공 개구의 측정을위한 spectrofluorometric 프로토콜이 여기에 제공됩니다. 검정은 미토콘드리아 칼슘의 동시 측정을...

미토콘드리아 절연 마우스 중심부에 투과율 전환 기공 영업의 다중 매개 변수 측정

여기서, 마취된 돼지에서 대퇴사두근 표본을 채취하고 미토콘드리아를 차등 원심분리로 분리합니다. 그런 다음 미토콘드리아 호흡 사슬 복합체 I, II 및 IV의 호흡수를 고해상도 호흡 측정을 사용하여 결정합니다.

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이 프로토콜의 목표 고해상도 respirometry를 사용 하 여 그대로 832/13 베타 세포에 천연 화합물의 미토 콘 드리 아 호흡을 중재 하는 포도 당 변경의 효과 측정 하는 것입니다.

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고분해능 호흡계를 사용하여 산화 인산화를 평가하는 것은 미토콘드리아와 세포 에너지 대사의 기능 분석의 필수적인 부분이되었습니다. 여기에서는 챔버 및 마이크로 플레이트 기반 고해상도 호흡계를 사용하여 세포 에너지 대사를 분석하기위한 프로토콜을 제시하고 각 장치의 주요 이점에 대해 논의합니다.

챔버 및 플레이트 기반 호흡계를 사용하여 세포 및 조직의 생물 에너지를 평가하기위한 고해상도 호흡 측정법

형광 센서에 결합된 고분해능 호흡법은 미토콘드리아 산소 소비량과 반응성 산소 종(ROS) 생성을 결정합니다. 본 프로토콜은 투과화된 좌골 신경에서 미토콘드리아 호흡률 및 ROS 생산을 평가하는 기술을 기술한다.

고해상도 호흡 측정법에 의한 좌골 신경의 미토콘드리아 기능 평가

말은 뛰어난 유산소 운동 능력을 가지고 있어 말 골격근을 말 운동 생리학 연구와 포유류 미토콘드리아 생리학 연구 모두에 중요한 조직으로 만듭니다. 이 기사에서는 말 골격근의 미토콘드리아 기능을 종합적으로 평가하는 기술을 설명합니다.

말 골격근의 고분해능 불소 호흡 측정

고분해능 호흡 측정법에 의한 정자 미토콘드리아 기능 분석은 밀폐 챔버 시스템에서 자유롭게 움직이는 정자의 산소 소비량을 측정할 수 있습니다. 이 기술은 정자 미토콘드리아 특성 및 무결성에 대한 정보를 제공하는 인간 정자의 호흡을 측정하는 데 적용할 수 있습니다.

인간 정자의 미토콘드리아 기능을 평가하기 위한 고분해능 호흡 측정법

여기에서는 인간 또는 생쥐 근육의 신선한 투과화된 골격근 섬유에서 미토콘드리아 산화 인산화를 측정하는 포괄적인 방법을 설명합니다. 이 방법을 사용하면 미토콘드리아 호흡을 실시간으로 정량화하고 연료 선호도 및 대사 유연성을 평가하는 동시에 기존 미토콘드리아 네트워크와 멤브레인 무결성을 유지할 수 있습니다.

고분해능 호흡 측정법을 통한 인간 및 생쥐 골격근 섬유의 미토콘드리아 호흡 측정

면역 세포에서 생리학적으로 관련된 기질 농도 하에서 미토콘드리아 생체 에너지학을 연구하는 방법은 제한적입니다. 당사는 고분해능 폐활량 측정법을 사용하여 인간 T 세포, 단핵구 및 말초 단핵 세포의 에너지 수요에 대한 미토콘드리아 막 전위의 반응 변화를 평가하는 상세한 프로토콜을 제공합니다.

인간 면역 세포에서 미토콘드리아 막 전위의 동적 변화를 평가하기 위한 고분해능 폐활량 측정법

여기서, 우리는 고분해능 호흡 측정을 위한 0.5mL 챔버가 적절한 기기 O2 배경 보정이 적용되는 경우 2.0mL 챔버와 일치하는 결과를 보여준다는 것을 보여줍니다. 샘플이 덜 필요하므로 가용성이 제한되거나 호흡 능력이 낮은 연구에 유리합니다.

소용량 챔버에서 고해상도 호흡 측정

우리는 공명 라만 분광법(RRS)을 이용한 비침습적이고 실시간 미토콘드리아 건강을 모니터링하는 방법을 제시합니다. 우리는 RRS를 사용해 미토콘드리아 산화환원 상태를 정량화하고, 미토콘드리아 건강을 측정하는 지표인 공명 라만 축소 미토콘드리아 비율(3RMR)을 개발했는데, 이는 전통적인 혈액-가스 분석제보다 산소 변화에 더 빠른 반응을 보입니다.

공명 라만 분광법을 이용한 미토콘드리아 기능의 실시간 비침습적 평가

배우세요 고해상도 호흡측정법을 이용하여 투과성 세포에서 미토콘드리아 산소 소비량을 정밀 측정하는 방법을. 이 기술은 패혈증 및 신경계 질환 연구에 활용됩니다.

고해상도 호흡율은 투과성이 그대로 세포에서 미토콘드리아 기능을 평가하는

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