Name: Scheiden Kralen en cellen in Multi-channel Microfluïdische apparaten met behulp van Dielectrophoresis en Laminar Flow (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-04T18:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Leer cellen en kralen scheiden in microfluïdische apparaten met behulp van diëlektroforese en PCB-elektroden. Deze methode maakt contactloze manipulatie mogelijk voor diverse biowetenschappelijke toepassingen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

We drukken waardering voor Woo-Jin Chang voor het verstrekken van de trifurcating kanalen voor DEP bediening en Mitchell Collens voor zijn hulp bij het installeren van apparatuur. Het werk werd ondersteund door de Amerikaanse NSF door Grant OISE-0951647 en door Taiwan NSC door Grant 99-2911-1-002-007.

Een algemeen schema van de apparatuur in te stellen is weergegeven in figuur 1A. De PCB-assemblage monster is nader uitgewerkt in een dwarsdoorsnede schematisch in figuur 1B. 1. Voorbereiden PCB Elektroden: <ol><li> Ontwerp PCB elektroden om de gewenste geometrie naar een niet-uniform elektrisch veld te genereren. Op maat PCB elektrode chips kunnen worden besteld via commerciële fabricage faciliteiten (figuur 1C). </li><li> Bereid geprefabriceerde PCB elektroden door solderen 16-gauge draad aan het einde van elke afgedrukte metalen elektrode (Figuur 1D). <ol><li> Plaats de draad op het uiteinde van de elektrode. Houd de draad op zijn plaats op het metalen gedeelte van de printplaat met de hete soldeerpunt om de draad hitte. </li><li> Feed een kleine hoeveelheid soldeer in het verwarmde draad aan de draad te vullen met soldeer. </li><li> Nadat de draad is gevuld met soldeer, verwijder de soldeerbout, die de draad op zijn plaats, terwijl het soldeer afkoelt. </li></ol></li><li> Herhaal het soldeerproces voor elke elektrische aansluiting op de printplaat (figuur 1D). </li></ol> 2. Bereid Microfluïdische kanalen: <ol><li> Polydimethylsiloxaan (PDMS)-gebaseerde microfluïdische kanalen zijn bereid met behulp van het PDMS elastomeer, Sylgard 184 van Dow Corning. Een meester schimmel die de kanalen definieert wordt meestal gemaakt door middel van standaard microfabricage processen met behulp van een silicium wafer en de SU-8 fotolak. </li><li> Meng de basis verbinding aan verharder in een verhouding 10:01 voor 5 minuten. </li><li> Giet de vloeistof PDMS op de prefab SU-8 meester mal en verwijder de luchtbellen door het blootstellen van vloeibare PDMS te stofzuigen voor een paar minuten. Herhaal vacuüm proces indien nodig volledig te verwijderen alle bubbels. </li><li> Cure de PDMS bij 70 ° C gedurende 2 uur. </li><li> Verwijder de PDMS plaat met microfluïdische kanalen van de wafer met een scheermesje, Zorg ervoor dat u wafer te breken. </li><li> Perforatiegaten voor de invoering van vloeistoffen en cellen in de microfluïdische apparaat. (Opmerking: Spuit pompen, zwaartekracht of oppervlakte-spanning gebaseerde flow kunnen allemaal worden gebruikt met DEP.) </li><li> Inspecteer de microfluïdische apparaat om te garanderen dat vrij is van stof en vuil. Het reinigen van de PDMS kan gemakkelijk worden bereikt met behulp van 3M Scotch Magic Tape. </li><li> Plasma bond de PDMS microfluïdische kanalen naar een schone No.0 dikte (80 tot 130 micrometer) dekglaasje aan. Verwarm de dekglaasje-microfluïdische montage op 100 ° C voor een minimum van 15 minuten. </li></ol> 3. Bereid Low-geleidbaarheid Media: <ol><li> Low-geleiding media wordt bereid door het mengen van 8,5% sucrose + 0,3% glucose (w / v) in gedeïoniseerd (DI) water 1. Let op:. We hebben eerder aangetoond dat cellen kunnen worden gekweekt voor de dag in de conventionele media voor celkweek na blootstelling aan een lage geleidbaarheid voor een korte periode (ongeveer 30 min) 11 </li></ol> 4. Monteer Microfluïdische Kanalen Onto PCB elektroden: <ol><li> Plaats een kleine hoeveelheid (ongeveer 10 pi) van minerale olie op de printplaat te strak contact tussen de PCB en het dekglaasje te verzekeren. Opmerking: Een optionele stap voor het verminderen van elektrode visualisatie is het bekleden van de PCB oppervlak met een zeer dunne laag van de zwarte viltstift of verf. </li><li> Plaats het dekglaasje-microfluïdische kanaal montage op de geoliede PCB, met dekglas het vormen van contact met de olie (dekglaasje naar beneden). Druk de dekglaasje-microfluïdische montage tot een goed contact te waarborgen en luchtbellen die kan afbreuk doen aan cel en hiel visualisatie te minimaliseren. Een voorbeeld van de ingevulde apparaat wordt weergegeven in figuur 1D. </li></ol> 5. Sorteren en Concentrate Kralen en cellen met behulp van DEP: <ol><li> Vul de microfluïdische kanalen met DI-water of lage geleidbaarheid media, het plasma hechting proces vergemakkelijkt het eenvoudig laden van waterige oplossingen in de microfluïdische kanalen door tijdelijk het maken van de normaal hydrofoob oppervlak hydrofiel PDMS. </li><li> Introduceer cellen en / of polystyreen parels in het kanaal reservoir (figuur 1C). Hier gebruiken we de menselijke colon adenocarcinoma (HT-29) cellen. </li><li> Sluit de uitgang van een functiegenerator op de ingang van een AC-versterker en sluit vervolgens de uitgang van de versterker naar de elektrode draden. Bestrijken alle elektrische draden en oppervlakken van de installatie met elektrische tape om gebruikers te beschermen tegen de mogelijke blootstelling aan schokken. Een schematisch diagram van de apparatuur in te stellen is weergegeven in figuur 1A. </li><li> Stel de functie generator om een ​​sinusgolf uitgang van 1,0-1,5 MHz te produceren. De amplitude van de productie moet worden aangepast voor de RF-vermogen versterker een vermogen van 80-100V te produceren op de printplaat. De RF-vermogensversterker in dit werk vereist een ingangsspanning rond 220-330 mV. Om aparte cellen en kralen, moeten de laminaire debiet compatibel zijn met de DEP kracht om de cellen en kralen in het hoofdkanaal (breedte w = 100 micrometer, hoogte h = 27 micrometer) te verplaatsen naar de doelgroep kanalen (breedte w = 100 micrometer , hoogte h = 27 micrometer). Let op: overleg met PCB fabrikant aan de m vast te stellenaximum bedrijfsspanningen om kwesties zoals PCB oververhitting of smelten te voorkomen. Controleer de fabrikanten de specificaties voor de functie generator en eindversterker fabrikanten om een ​​veilige exploitatie instellingen bepalen. </li><li> Initiëren DEP te sorteren cellen en kralen. Cellen ervaring een positieve-DEP terwijl polystyreen parels ervaring een negatief-DEP in een niet-uniform elektrisch veld binnen de opgegeven frequenties. Dit maakt DEP-force-geactiveerde bioactuation en scheiding van cellen en andere deeltjes in microfluïdische apparaten met behulp van betaalbare en herbruikbare PCB's als elektroden. </li></ol> 6. Representatieve resultaten: Wanneer DEP effectief is bij bedienen van cellen of deeltjes, is een robuuste afstemming binnen de niet-uniforme elektrische velden waargenomen voor statische baden of langzaam vloeistof snelheden. Onder de voorwaarden van de hogere snelheden vloeistof, de cel of het deeltje gedrag is afhankelijk van de relatieve oriëntatie van de axiale stroom naar het elektrische veld en de stroomsnelheid. Daarnaast is de cel en deeltje gedrag zijn ook afhankelijk van de elektrische veldsterkte en de mate van niet-uniformiteit binnen het elektrische veld. Typische gedrag van cellen of deeltjes zijn 'parel kettingen,' fietsen, stalling, of draaien. Voorwaarden die compromis of af te schaffen DEP de aanwezigheid van zouten of andere ionische moleculen in de vloeistof, zwakke elektrische veldsterkte, overmatige stroomsnelheden, dekglaasjes die te dik zijn, of geleidende oplossingen tussen de dekglaasje en PCB elektroden bevatten (bijvoorbeeld een gebarsten dekglaasje kunnen induceren het mengen van water en minerale olie). Hier, bij het gebruik van No.0 dikte dekglaasjes (80 tot 130 micrometer) en een elektrode-afstand van de (231 m), de helling van het plein van het elektrische veld intensiteit toegepast op het HT-29 cellen en kralen wordt geschat op tussen de twee -8-6 -8 V 2 / 3 micrometer 1. De DEP kracht kan worden geschat door het meten van de snelheid van het deeltje, gemanipuleerd door DEP in statische vloeistof (Figuur 2A-B). Door de kleine inertie van het deeltje en zeer visceuze omgeving van microfluïdische kanaal, zal de hydrodynamische weerstand kracht gelijk zijn aan, maar in tegengestelde richting met de DEP kracht. De gemiddelde snelheid van kraal in de lage-geleidbaarheid media is 34,5 micrometer / s met DEP spanning van 93 Vpp en 1,5 MHz. De hydrodynamische weerstand van kracht kan worden berekend met volgende formule 1. F slepen = 6πηRv De gemiddelde viscositeit η van de lage-geleidbaarheid media bij 20 ° C is 1,27 mPa • s en de kraal straal R is 7,5 micrometer. De hydrodynamische weerstand kracht voor de polystyreen microbeads wordt geschat op 6,19 pN. Om aan te tonen de mogelijkheid om parels bedienen binnen microfluïdische kanalen (figuur 2C-F), we begonnen de stroom van de low-geleidbaarheid media door het gebruik van oppervlaktespanning gemedieerde stromen. De gemiddelde snelheid in de kraal een ingangskanaal was 1540 um / sec, terwijl de gemiddelde snelheid binnen de afzonderlijke kanalen werd teruggebracht tot 565 micrometer / sec (figuur 2C). Met de inleiding van DEP, werden de parels bewaard worden in de centrale kanaal in plaats van vrijkomen in het zijkanaal. Dus, onder deze omstandigheden, de DEP troepen waren voldoende om de wrijving van de vloeistof te overwinnen in de twee nevengeulen. Hetzelfde principe werd ook gebruikt om de kralen af ​​te leiden van de centrale Cannel om een ​​enkele zijkanaal door simpelweg het veranderen van de oriëntatie van de kanalen en de kraal stroom aan die van de DEP elektroden (figuur 2E-F). Door vissen de metalen elektrode aan de kant van de single inlaatkanaal, toen DEP werd gestart, werden de kralen geleid naar de kant van het kanaal als de kralen benaderde de trifurcation punt. Daar wordt de DEP krachten voldoende waren om de kralen te trekken in een van de zijde kanalen waar de laminaire stroming bleef ze drijven beneden het kanaal (figuur 2F). Omdat de cellen en polystyreen korrels zijn duidelijke verschillen in hun vermogen om gepolariseerd en aangedreven worden in niet-uniforme elektrische velden, gebruiken we DEP de mogelijkheid om de on-chip scheiding van cellen en kralen, tegelijkertijd uit te voeren aan te tonen. We gebruikten dezelfde microfluïdische kanaal structuur-en PCB-elektrodes zoals geconfigureerd in figuur 2E-F, maar introduceerde een schorsing van HT-29 cellen en kralen in lage geleidbaarheid media in de interne inlaat kanaal (figuur 3). Wanneer DEP is ingevoerd, en onder deze omstandigheden, de HT-29 cellen werden behouden in de twee linker uitgang kanalen terwijl de kralen werden behouden in de individuele uitgangskanaal aan de rechterkant. Hier worden de cellen vertonen een karakteristieke 'parel-chaining' gedrag als ze worden verzameld in de linker uitgang kanaal. Af en toe een kraal en de cel te worden aan elkaar zijn bevestigd, waarin ze samen worden verzameld, vaak in de cel uitgangskanalen. Uit dit experimentAl de gegevens, bepalen we het sorteren tarief worden 713 deeltjes (cellen en kralen) per minuut, of het equivalent van 14.260 cellen en kralen in 20 minuten. Het aantal cellen en kralen opgevraagd is relevant en nuttig voor moleculaire biologie, imaging, biochemische en lab-on-a-chip toepassingen. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig1.jpg" alt="Figuur 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 1"> Figuur 1. PCB-gebaseerde DEP van cellen en deeltjes in microfluïdische kanalen. (A) Het installeren van apparatuur voor het DEP-gebaseerde bediening begint met een functie generator het bepalen van de frequentie en amplitude van het elektrische signaal, dan is een eindversterker aan de signaalsterkte van de boost elektrisch veld gegenereerd op de printplaat. (B) De microfluïdische apparaat montage voor sample bediening bestaat uit PDMS microfluïdische kanalen irreversibel gebonden aan een nee. 0 dikte dekglaasje (80 tot 130 micrometer) door zuurstof plasma, niet-geleidende media om de cellen en / of kralen baden. (C) De PCB elektroden gebruikt hier uit twee regio's waar de elektroden interdigitated een sterk niet-uniform elektrisch veld te genereren. (D) Het ingevulde apparaat: een PCB met een trifurcated microfluïdische apparaat op een dekglaasje, inzet toont het hele apparaat met elektroden draden. (CD) Voor schaal, PCB metingen zijn 8,4 cm (l), 2,1 cm (w), met 5 mm brede elektroden. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig2.jpg" alt="Figuur 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 2"> Figuur 2. Representatief beeld van cellen en kralen in kanalen voor en tijdens de DEP bediening. (A) 15 micrometer fluorescerende polystyreen parels in een low-geleidbaarheid media oplossing binnen een PDMS microfluïdische kanaal, zonder laminaire flow (tijd verstreken, 1.23 sec). (B) Bij DEP initiatie, de kralen migreren in de richting van de PCB elektrode patronen (zwarte strepen) in plaats van tussen de elektroden (tijd verstreken, 8.18 sec). (C) Kralen in dezelfde kanalen onder laminaire stroming zijn verdeeld over de drie afzonderlijke kanalen (tijd verstreken, 5,3 sec); wanneer DEP is gestart (D), de kralen in werking worden gesteld om alleen stroom in het centrale kanaal (tijd verstreken, 4.3 sec). (E) Door het veranderen van de oriëntatie van de kanalen op de printplaat elektroden, kan kralen differentieel worden gericht aan de zijkant kanalen (F) met behulp van DEP in plaats van het centrale kanaal, zoals aangegeven in (D). (EF) verstreken tijd is 8,23 sec en 5,16 sec, respectievelijk. Alle schaalniveaus bars = 100 micrometer. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig3.jpg" alt="Figuur 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figuur 3"> Figuur 3. Representatief beeld van cellen en kralen in kanalen voor en tijdens de DEP bediening. (AB) Voorafgaand aan de start DEP, een gemengde oplossing van het menselijk colon adenocarcinoma (HT-29) cellen en kralen van het ene kanaal naar 3 aparte kanalen. De open pijl geeft de richting van de laminaire stroming en kanalen worden beschreven met stippellijnen voor oriëntatie en verduidelijking. (CD) door het induceren van DEP, zijn kralen en cellen selectief bediend in afzonderlijke kanalen zoals geïdentificeerd. HT-29 cellen af ​​te sluiten van de centrale en linker kanaal dat de kralen af ​​te sluiten het juiste kanaal. Kenmerkend parel chaining van kralen en cellen wordt waargenomen tijdens DEP bediening. (A, C) differentieel interferentie contrast beeldvorming van cellen en kralen in microkanalen maakt de kralen goed zichtbaar. Glow schaal van intensiteit beelden (B, D) van dezelfde DIC beelden (A, C), het verbeteren van de visualisatie van cellen in kanalen. De reflecterende metalen elektroden ((A, C) lichte streep en (B, D) geel en groen) geven een prominent herkenningspunt voor het uitlijnen van microkanalen op de elektroden voor een effectieve DEP-gebaseerde bediening. Schaal bars = 100 micrometer.

<ol><li>Park, K., Suk, H. J., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dielectrophoresis-based+cell+manipulation+using+electrodes+on+a+reusable+printed+circuit+board%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Dielectrophoresis-based cell manipulation using electrodes on a reusable printed circuit board.</a> Lab Chip. 9, 2224-2224 (2009).</li>
<li>Nilsson, J., Evander, M., Hammarstrom, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((+et+al.%2C+Review+of+cell+and+particle+trapping+in+microfluidic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chim.+Acta%22%5BJournal%5D)"> et al., Review of cell and particle trapping in microfluidic systems.</a> Anal. Chim. Acta. 649, 141-141 (2009).</li>
<li>Fu, A. Y., Chou, H. P., Spence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+microfabricated+cell+sorter%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">An integrated microfabricated cell sorter.</a> Anal. Chem. 74, 2451-2451 (2002).</li>
<li>Rhee, S. W., Taylor, A. M., Cribbs, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((External+force-assisted+cell+positioning+inside+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed.+Microdevices%22%5BJournal%5D)">External force-assisted cell positioning inside microfluidic devices.</a> Biomed. Microdevices. 9, 15-15 (2007).</li>
<li>Zhang, H., Liu, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+tweezers+for+single+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">Optical tweezers for single cells.</a> J. R. Soc. Interface. 5, 671-671 (2008).</li>
<li>Hunt, T. P., Westervelt, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dielectrophoresis+tweezers+for+single+cell+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed.+Microdevices%22%5BJournal%5D)">Dielectrophoresis tweezers for single cell manipulation.</a> Biomed. Microdevices. 8, 227-227 (2006).</li>
<li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+equilibrium+method+for+continuous-flow+cell+sorting+using+dielectrophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">An equilibrium method for continuous-flow cell sorting using dielectrophoresis.</a> Anal. Chem. 80, 3135-3135 (2008).</li>
<li>Burgarella, S., Bianchessi, M., Merlo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modular+Platform+for+Cell+Characterization%2C+Handling+and+Sorting+by+Dielectrophoresis%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">A Modular Platform for Cell Characterization, Handling and Sorting by Dielectrophoresis.</a> Cytometry A. 77A, 189-18 (2010).</li>
<li>Shafiee, H., Sano, M. B., Henslee, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+isolation+of+live%2Fdead+cells+using+contactless+dielectrophoresis+%28cDEP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Selective isolation of live/dead cells using contactless dielectrophoresis (cDEP).</a> Lab Chip. 10, 438-438 (2010).</li>
<li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Throughput+Cell+and+Particle+Characterization+Using+Isodielectric+Separation%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">High-Throughput Cell and Particle Characterization Using Isodielectric Separation.</a> Anal. Chem. 81, 2446-2446 (2009).</li>
<li>Park, K., Jang, J., Irimia, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Living+cantilever+arrays%27+for+characterization+of+mass+of+single+live+cells+in+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Living cantilever arrays' for characterization of mass of single live cells in fluids.</a> Lab Chip. 8, 1034-1034 (2008).</li>
<li>Gomez-Sjoberg, R., Morisette, D. T., Bashir, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impedance+microbiology-on-a-chip%3A+Microfluidic+bioprocessor+for+rapid+detection+of+bacterial+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microelectromech.+Syst%22%5BJournal%5D)">Impedance microbiology-on-a-chip: Microfluidic bioprocessor for rapid detection of bacterial metabolism.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 829-829 (2005).</li>
<li>Li, H. B., Zheng, Y. N., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+modeling+of+a+microfluidic+dielectrophoresis+filter+for+biological+species%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microelectromech.+Syst%22%5BJournal%5D)">Characterization and modeling of a microfluidic dielectrophoresis filter for biological species.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 103-103 (2005).</li>
</ol>

Cel manipulatie in microfluïdische apparaten is wenselijk voor het sorteren of selectieve plaatsing van enkele cellen of voor bevolkingsonderzoek. Twee Laminaire stroming wordt gebruikt in combinatie met kleppen en pompen om cellen binnen microfluïdische apparaten te manipuleren. Echter, deze methoden alleen zijn uitdagend en gedetailleerde fabricage processen en vaardigheden 3 centrifugatie kan de vraag naar cel plaatsen, maar simultane beeldvorming is een uitdaging te vereenvoudigen;. Bovendien het kanaal architectuur voor het centrifugeren moet zorgvuldig worden gezien bij het ​​ontwerpen van de gewenste manipulaties en overweegt effecten van centripetale krachten. 4 Laser pincet kan gebruikt worden voor plaatsing cel, maar de methode is duur en niet vatbaar voor high-throughput celsortering. vijf Toch heeft DEP is aangetoond als een doeltreffend systeem van "elektrische pincet" voor een effectieve cel opstelling, karakterisering en manipulatie. 6,7 In het bijzonder, is DEP is gebruikt om selectief te vangen en sorteren cellen voor on-chip verwerking van levende en dode cellen, 7-10 en voor het verzamelen van cellen op resonantie sensoren voor het meten van celmassa. 11 We hebben eerder aangetoond dat door het verhogen van de DEP werking op bacteriën of kralen boven de vloeibare sleepkracht, kan de on-chip de concentratie en de vangst van polystyreen parels en Listeria monocytogenes V7 worden bereikt. 12 Gemengde populaties van E. coli en L. monocytogenes bacteriën kunnen ook worden gericht en vrijgegeven door DEP pulsen. Bovendien kunnen grotere deeltjes differentieel worden vastgelegd en concentreerde zich op de elektroden op basis van de grote deeltjesgrootte, terwijl de kleinere deeltjes zijn niet te vangen, maar zijn verwijderd met het vloeibare stroom. 13 Wanneer DEP krachten niet de vloeibare slepen krachten op de deeltjes, het overwinnen kraal of cel is niet vastgelegd, maar worden verplaatst binnen de vloeibare stroom. Zoals weergegeven in figuur 2C, kan kralen worden geconcentreerd in de centrale regio van de vloeistofstroom voldoende om de parels te behouden in het centrale kanaal. Dit zou te wijten aan het gecombineerde effect van de deeltjes-to-deeltje invloeden binnen het elektrische veld, vocht snelheden groter dan DEP te slepen krachten, de combinatie van deze, of een andere ongedefinieerde effect. Nieuwe ontwikkelingen in de contactloze DEP staat voor het maximaliseren van cel-capture en manipulatie met de minimaal vereiste veld, waardoor het beschermen van soorten cellen, de grootste mate, tijdens de DEP manipulatie. 1,9 Contactloze DEP biedt belofte aan de microfluidics gemeenschap voor het sorteren, verzamelen en positionering cellen binnen microfluïdische apparaten. We verwachten dat met de toegenomen vraag naar, en de implementatie van DEP voor manipulatie binnen microfluïdische apparaten, verdere ontdekkingen en innovaties zal het begrip en de invloed van de DEP krachten uit te breiden. PCB's kunnen worden vervaardigd door middel van high-volume processen tegen een betaalbare prijs met een snelle fabricage doorlooptijd, waardoor ze goed platforms voor commercialisering. Daarnaast, PCB's zijn eenvoudig te gebruiken en toegankelijk voor wetenschappers in een waaier van disciplines voor on-chip cel manipulaties en sorteren. Bij het ontwerpen van de lay-out van de printplaat elektroden, moet rekening worden gehouden met de gewenste deeltjesgrootte / cel traject. Belangrijke factoren ter overweging zijn deeltjesgrootte en type (kraal en / of cel), type cel, microkanaal grootte, stroomsnelheid, elektrode-afstand (die bepaalt de elektrische veldsterkte), dekglaasje dikte, en de vloeistof geleidbaarheid. Deze factoren van invloed op de kracht die nodig is en beschikbaar is voor het deeltje of cel, en uiteindelijk de scheiding efficiency te manipuleren. Ons protocol hier wordt gepresenteerd toont een effectieve opzet voor het initiëren DEP voor microsfeer en cel scheiding. Voor mogelijke toepassingen, gebruikers moeten de architectuur van de microfluïdische kanaal ontwerp overeenkomen met het gewenste debiet paden voor cellen en kralen, evenals de elektrode patronen om de efficiëntie te optimaliseren voor elke toepassing. Elektrode-afstand en dikte van dekglaasje kan gebruikt worden op basis van de eerder gerapporteerde richtlijnen bij het ​​ontwerpen van de microfluïdische kanaal lay-out 1. De geleidbaarheid en permittiviteit van de cel / deeltje en de omringende media moeten verschillend genoeg zijn om positieve of negatieve DEP te vergemakkelijken, terwijl de cellen intact. De polariteit van DEP voor een bolvormig deeltje kan worden bepaald op basis van het reële deel van een complex waarde van de volgende Clausius-Mosotti factor bij de frequentie ω van DEP spanning. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545eq1.jpg" alt="Vergelijking 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Vergelijking 1"> Vergelijking 1 In deze vergelijking ε, is permittiviteit, σ is geleidbaarheid, en ε * is complex permittiviteit. De indices p en mduiden het deeltje en de media, respectievelijk. Als een cel een hogere permittiviteit dan de media, of het reële deel van de Clausius-Mosotti factor wordt positief, het deeltje wordt meer gepolariseerd dan de omringende media. Als gevolg van een niet-uniform elektrisch veld, van het deeltje polarisatie wordt non-uniform en dit creëert een positieve DEP (+ DEP) kracht die de cel trekt in de richting van de regio met een hoger elektrisch veld intensiteit. Als een cel een lagere permittiviteit dan de omringende media, of het reële deel van de Clausius-Mosotti factor negatief wordt, zal het ondergaan negatief DEP (-DEP), en de cel wordt gedwongen in de richting van de minimale veld regio. Als de cel en de media hebben ongeveer dezelfde complex permittiviteit, kan geen kracht worden gegenereerd om de cel te manipuleren. Om deze reden, zuiver water is een favoriete media voor de DEP deeltje manipulatie. Echter, om te voorkomen dat de osmotische stress op de cel van zuiver water, was een lage geleidbaarheid media geformuleerd om de geleidbaarheid ongewijzigd, maar om osmolariteit te verhogen tot osmotische stress verminderen naar de cellen. Conventionele media voor celkweek of fysiologische buffers, zoals DMEM of PBS, hebben een hoge geleidbaarheid, die niet geschikt is voor de DEP manipulatie. We hebben ook eerder aangetoond dat cellen kunnen worden vastgelegd op sensoren met DEP het gebruik van lage-geleidbaarheid media. Na een korte periode voor celhechting, kan de lage geleidbaarheid media worden vervangen voor de vereiste celkweek media naar cel groei te ondersteunen voor de dag. 11 Vanuit onze ervaring, fluorescerende kralen zijn zeer helder met betrekking tot de levende cellen fluorescentie, dus het kan een uitdaging om de kraal intensiteit af te stemmen op de intensiteit van een woon-en fluorescerend cel. Ter verbetering van de visualisatie van zowel de cellen en de kralen, gebruikten we DIC microscopie op een rechtopstaande microscoop voor beeldvorming beide. Om de cellen en kralen, we de gegevens in een intensiteit glow-schaal beeld, dat de gegevens in een breed kleurenspectrum voor beter zicht behoudt. Dus, bij het ontwerpen van de studie van belang zijn, moeten de imaging parameters en middelen worden overwogen. Samengevat, we zien de mogelijkheid om selectief kralen en cellen bedienen in afzonderlijke kanalen met behulp van DEP. Met de toenemende nut van microfluïdische kanalen voor celbiologie, biochemie en biotechnologie-toepassingen, DEP is een wenselijke optie voor cel-inzameling, plaatsing en sorteren. De PCB elektroden fabricage is goedkoop en handig, de elektroden zijn eenvoudig te gebruiken, en de snelle fabricage tijden zijn ideaal voor de implementatie van DEP.

<table><tbody><tr><td>Sylgard 184 kit (PDMS)</td><td>Ellsworth Adhesives</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td>Dow Corning Sylgard</td></tr><tr><td>16 awg aansluitdraad</td><td>Belden</td><td>8521</td><td>(Type MW) Mil-W-76C-PVC</td></tr><tr><td>Gold seal dekglas</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>260320</td><td>Nr. 0 dikte, 24 x 60 mm</td></tr><tr><td>Miltex biopsietang</td><td>VWR international</td><td>95039-104</td><td>Miltex, diverse maten</td></tr><tr><td>Aangepaste PCB-elektroden</td><td>Bay Area Circuits</td><td>Aangepaste onderdelen</td><td></td></tr><tr><td>Minerale olie</td><td>Fisher Scientific</td><td>O121-1</td><td></td></tr><tr><td>Gedeïoniseerd water</td><td>Huis DI-watervoorziening</td><td>Geen</td><td>Gebruik gefilterd DI-water</td></tr><tr><td>D-Glucose anhydrisch granulair AR</td><td>Mallinckrodt Baker Inc.</td><td>4912-06</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose, kristal</td><td>Mallinckrodt Baker Inc.</td><td>8360-06</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescerende polymeer microsferen</td><td>Bangs Laboratories</td><td>FS07F/9277</td><td>15&amp;#x03BC;m Dragon green microsferen</td></tr><tr><td>HT-29 cellijn</td><td>ATCC</td><td>HTB-38D</td><td>Humaan colonadenocarcinoom</td></tr><tr><td>Trypsine 0,05% EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25300054</td><td></td></tr><tr><td>Eclipse E600FN rechtopstaande microscoop</td><td>Nikon Instruments</td><td>Eclipse E600FN</td><td></td></tr><tr><td>Phantom V310 hogesnelheidscamera</td><td>Phantom</td><td>V310</td><td></td></tr><tr><td>BX51 rechtopstaande onderzoeksmicroscoop</td><td>Olympus Corporation</td><td>BX51</td><td></td></tr><tr><td>SpotFlex kleurencamera met hoge resolutie</td><td>Diagnostic Instruments</td><td>FX1520</td><td></td></tr><tr><td>Functiegenerator</td><td>Agilent Technologies</td><td>3325A</td><td></td></tr><tr><td>RF-vermogensversterker</td><td>EIN</td><td>2100L</td><td></td></tr></tbody></table>

scheiden kralen en cellen in multi-channel microfluïdische apparaten met behulp van dielectrophoresis en laminar flow

Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Microfluïdische apparaten hebben geavanceerde mobiele studies door middel van een dynamische vloeibare omgeving op de schaal van de cel voor het bestuderen, manipuleren, sorteren en tellen van cellen. Echter, het manipuleren van de cel binnen de vloeibare domeinnaam blijft een uitdaging en vergt ingewikkelde fabricage protocollen voor het vormen van kleppen en elektroden, of eisen speciale apparatuur zoals optisch pincet. Hier tonen we aan dat de conventionele printplaten (PCB&#39;s) kan worden gebruikt voor de non-contact manipulatie van cellen door gebruik te dielectrophoresis (DEP) voor de kraal en cel manipulatie in laminaire stroming velden voor bioactuation, en voor cel-en kraal scheiding in multichannel microfluïdische apparaten. Eerst presenteren we het protocol voor het monteren van de DEP elektroden en microfluïdische apparaten, en de voorbereiding van de cellen voor DEP. Dan hebben we karakteriseren van de DEP-werking met polystyreen parels. Ten slotte tonen we representatieve resultaten van de kraal en cel-scheiding in een multichannel microfluïdische apparaat. Samengevat, DEP is een effectieve methode voor het manipuleren van deeltjes (korrels of cellen) binnen microfluïdische apparaten.

Dielectrophoresis (DEP) is een effectieve methode om cellen te manipuleren. Printed circuit boards (PCB&#39;s) kan bieden goedkope, herbruikbare en effectief elektroden voor contact-free celmanipulatie binnen microfluïdische apparaten. Door het combineren van PDMS-based microfluïdische kanalen met dekglaasjes op PCB&#39;s, tonen we aan kralen en cel-manipulatie en scheiding binnen multichannel microfluïdische apparaten.

Scheiden Kralen en cellen in Multi-channel Microfluïdische apparaten met behulp van Dielectrophoresis en Laminar Flow

Microfluidische apparaten hebben celonderzoeken vooruitgeholpen door een dynamische vloeistofomgeving op celschaal te bieden voor het bestuderen, manipuleren, sorteren ...

Het algemene doel van deze procedure is om cellen en beads binnen microfluïdische apparaten te manipuleren met behulp van dielektroforese (DEP) via printplaten (PCB's). Dit wordt bereikt door eerst de PCB-elektroden en de microfluïdische kanalen te ontwerpen en voor te bereiden. De tweede stap van de procedure is het voorbereiden van de PCB-microfluïdische assemblage en de bead- en celoplossingen.De derde stap van de procedure is het vullen van de kanalen met medium met een lage geleidbaarheid, waarna de kralen en cellen worden geladen. De laatste stap van de procedure is het verbinden van de PCB-assemblage met de vermogensversterker en functiegenerator, om vervolgens de DEP te starten. Uiteindelijk kunnen resultaten worden verkregen die de scheiding en manipulatie van cellen en kralen in microfluïdische apparaten aantonen door middel van DEP.Over het algemeen zullen personen die nieuw zijn met deze methode moeite ondervinden, omdat de gebruiker de principes van DEP moet begrijpen om een effectieve elektrode te ontwikkelen die werkt met een microfluïdisch apparaat voor de gewenste cel- of bolletjesmanipulatie. Aan de andere kant maakt het gebruik van PCB's als elektroden de activering van cellen en bolletjes in microfluïdische apparaten toegankelijk voor een verscheidenheid aan wetenschappelijke disciplines. De eerste stap van deze procedure is het ontwerpen van de printplaat of PCB-elektroden met de gewenste geometrie om een niet-uniform elektrisch veld op te wekken.Wanneer het ontwerp is voltooid, bestelt u de aangepaste PCB-elektrodechips via een commerciële productiefaciliteit. Nadat de op maat gemaakte PCB is gearriveerd, opent u deze en inspecteert u deze voor deze demonstratie. De PCB is 8.4 centimeters lang en 2.1 centimeters breed.De metalelektroden zijn vijf millimeter breed. In dit voorbeeld hebben de elektroden twee lange metalen strips en twee dwarsgebieden van 4,5 millimeter lang waar de elektroden in elkaar grijpen. Deze interdigitatiegebieden genereren een sterk niet-uniform elektrisch veld om een verbinding tussen de stimulator en de PCB-elektrode te creëren.Plaats een draad van 16 gauge op het uiteinde van de elektrode. Gebruik een hete soldeerbout om de draad op het metalen gedeelte van de PCB vast te zetten. Hierdoor wordt de draad verhit.Houd de soldeer tegen de verhitte draad en laat een kleine hoeveelheid soldeer in de draad vloeien. Nadat de draad is gevuld met soldeer, verwijdert u de soldeerbout terwijl u de draad op zijn plaats houdt tot het soldeer is afgekoeld. Herhaal het soldeerproces voor de andere elektrische verbinding op de PCB.De volgende stap is het voorbereiden van microfluïdische kanalen met het gewenste vertakkingspatroon. Gebruik standaard microfabricagetechnieken om een mastermold te maken waarmee de kanalen worden gedefinieerd, met behulp van een siliciumwafer en SU-8 fotoresist. Deze mastermold heeft één ingangskanaal en drie doelkanalen.De breedte van de kanalen is 100 micrometers en de hoogte van de kanalen is 27 micrometers. Zodra de mastermold is gemaakt, mengt u het polymethyl LAANE of PDMS-elastomeer met een uithardingsmiddel in een gewichtsverhouding van 10 op 1 gedurende vijf minuten. Giet het vloeibare PDMS op de vooraf gefabriceerde SU eight mastermold en verwijder luchtbellen door het vloeibare PDMS drie minuten lang aan een vacuüm bloot te stellen.Herhaal het vacuümproces indien nodig om alle bellen volledig te verwijderen. Een stroom stikstofgas kan worden gebruikt om eventuele overgebleven bellen te verwijderen. Hard het PDMS uit in een oven bij 70 °C gedurende twee uur.Gebruik een scheermesje om de PDMS-slab met de microfluïdische kanalen van de wafer te verwijderen. Wees voorzichtig om de wafer niet te breken, met de kanaalruimte naar boven. Gebruik een biopsietpons om gaten te ponsen voor het introduceren van vloeistoffen en cellen in het microfluïdische apparaat. Trim.Verwijder alle overtollige PDMS. Inspecteer het microfluïdische device om er zeker van te zijn dat het vrij is van stof en vuil. Gebruik 3M Scotch Magic-tape om de PDMS te reinigen.Stel de PDMS-kanalen en een schoon dekglas nummer nul met een dikte van 80 tot 130 micrometer gedurende 1,5 minuut bloot aan plasmagas. Verwijder de PDMS-slab en het dekglas uit de plasmareiniger in een Petrischaal; bond de PDMS-microfluïdische kanalen met de basis naar beneden op het dekglas. Verhit de microfluïdische assemblage van het dekglas op een warmteplaat ingesteld op 100 degrees Celsius gedurende minimaal 15 minuten. De laatste stap bij het voorbereiden van het microfluïdische apparaat is het positioneren van de PDMS-kanalen en het dekglas boven de elektroden van de PCB.Begin met het aanbrengen van ongeveer 10 µL minerale olie op de PCB. Om een nauw contact tussen de PCB en het dekglas te garanderen, plaatst u de microfluidische kanaalassemblage met het dekglas op de geoliede PCB. Druk de microfluidische assemblage met het dekglas voorzichtig aan zodra deze de olie raakt om een goed contact te waarborgen en luchtbellen te minimaliseren, aangezien deze de visualisatie van cellen en kraaltjes kunnen belemmeren.Een andere belangrijke stap is het bereiden van het mediummengsel met lage geleidbaarheid, bestaande uit 8,5% sucrose en 0,3% glucose gewicht-per-volume in gedeïoniseerd water. Het microfluïdische apparaat is nu klaar voor gebruik; vul elk microfluïdisch kanaal indien nodig met 15 tot 20 µL van het medium met lage geleidbaarheid met behulp van een pipette. Gebruik vacuümaspiratie om eventuele luchtbellen in de kanalen te verwijderen.De volgende stap is het introduceren van de testdeeltjes in het microfluïdische apparaat. Deze demonstratie maakt gebruik van een suspensie van 550 polystyreenbolletjes per microliter medium met een lage geleidbaarheid; aangezien de bolletjes na verloop van tijd kunnen bezinken, moeten ze door agitatie opnieuw worden gesuspendeerd. Introduceer vervolgens met een pipet 200 microliters van de polystyreenbolletjessuspensie in het kanaal.De volgende stap is het voorbereiden van de elektroden en het verbinden van de uitgang van een functiegenerator met de ingang van een AC-versterker. Verbind vervolgens de uitgang van de versterker met de elektrodedraden. Bedek alle elektrische draden en oppervlakken van de opstelling met isolatietape om gebruikers te beschermen tegen mogelijke elektrische schokken.Stel de functiegenerator zo in dat er een sinusgolfuitgang van 1 tot 1,5 megahertz wordt gegenereerd. Start de DEP om te beginnen met het sorteren van de cellen en beads in deze opstelling. Het inlaatkanaal bevindt zich rechts en de drie doelkanalen splitsen zich bij de trifurcatie.De PCB-elektroden komen overeen met de zwarte strepen zonder laminaire stroming en zonder DEP. De kralen blijven in wezen stationair bij het starten van de DEP, maar zonder stroming. De kralen migreren naar de PCB-elektroden en weg van de ruimte tussen de elektroden wanneer de laminaire stroming is ingeschakeld.Wanneer de DEP is uitgeschakeld, worden de kralen die door de inlaatkanalen stromen verdeeld over de drie doelkanalen. Zodra de DEP wordt geactiveerd en de laminaire stroming is ingeschakeld, worden de kralen gestuurd om uitsluitend in het centrale kanaal te stromen. In de volgende video's is het microfluïdische apparaat boven de PCB-elektroden gedraaid, wat resulteerde in een verandering in de oriëntatie van de kanalen.Met betrekking tot de PCB-elektroden: het inlaatkanaal, dat voorheen loodrecht op de PCB-elektroden stond, bevindt zich nu bijna parallel aan de elektroden wanneer de laminaire stroming is ingeschakeld. Maar wanneer DEP is uitgeschakeld, treden de kraaltjes gelijkmatig in alle drie de doelkanalen binnen.Wanneer DEP wordt geïnitieerd, naderen de beads het trifurcatiepunt en trekt de DEP-kracht de beads in het zijkanaal boven de elektrode. De volgende reeks figuren in de video toont een mengsel van menselijke colonadenocarcinoom- of HT 29-cellen en fluorescerende beads in het microfluïdische apparaat. In deze DIC-afbeelding geeft de open pijl de richting van de laminaire stroming aan, en de kanalen zijn omlijnd met streeplijnen.De reflecterende metalelektroden zijn zichtbaar als de lichte achtergrondstreep; DIC-microscopie wordt gebruikt om de kralen af te beelden terwijl de intensiteit van de gloeiing wordt geschaald. De afbeeldingen worden gebruikt om de cellen beter zichtbaar te maken.Deze figuur is hetzelfde beeld als de andere figuur, maar dan weergegeven als een glow-scale intensiteitsbeeld, om zo zowel de cellen als de beads te visualiseren. De reflecterende metalen elektroden verschijnen in deze figuur als gele en groene strepen. Met DEP verlaten de beads het rechterkanaal, zoals getoond in het DIC-beeld, terwijl de HT 29-cellen het centrale en linkerkanaal verlaten, zoals te zien is in het glow-scale beeld voorafgaand aan het starten van de DEP. Een gemengde oplossing van cellen en beads stroomt van het ene inlaatkanaal naar de drie afzonderlijke doelkanalen.Na het induceren van DEP worden de bolletjes en cellen selectief in afzonderlijke kanalen gestuurd. Na het bekijken van deze video zou u een goed begrip moeten hebben van hoe u kunt beginnen met het implementeren van dielektroforese voor de manipulatie van cellen en bolletjes binnen microfluïdische apparaten.

separating-beads-cells-multi-channel-microfluidic-devices-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bio-engineering

We een eenvoudige methode om microfluïdische inrichtingen kunnen toepassen soortgelijke dynamische omstandigheden meerdere verschillende stammen produceren zonder de noodzaak van een clean room of zachte lithografie.

Een microfluïdische apparaat voor het bestuderen van meerdere, afzonderlijke stammen

Contactloze dielectrophoresis (cDEP) realiseert sorteren en verrijking van deeltjes via hun intrinsieke diëlektrische eigenschappen. Fluidisch elektrode kanalen vervangen metalen elektroden traditioneel tot DEP, die voldoet cDEP om niet-schadelijke steriel karakterisering en het sorteren van de biologische deeltjes. We laten zien hoe je een cDEP microdevice bereiden en uit te voeren cel karakterisering en sorteren experimenten.

Label-free Isolatie en Verrijking van cellen door contactloze Dielectrophoresis

Dit protocol beschrijft een systeemarchitectuur voor het uitvoeren van geautomatiseerde scheidingen van kleine volumes (0,15–1,5 ml) deeltjes met behulp van een microfluïdisch apparaat, en bespreekt methoden om de prestaties en werking van acoustofluïdische apparaten te optimaliseren.

Een microfluïdische platform voor Precision Small-volume monster verwerking en het gebruik ervan te Grootte Aparte Biologische Deeltjes met een akoestische microdevice

We stellen een eenvoudige zelfassemblerende techniek voor van silica colloïdale nanodeeltjes om een nanofluïdische kruising te creëren tussen twee microkanalen in polydimethylsiloxaan (PDMS). Met behulp van deze techniek werd een nanoporeuze parelmembraan met een poriegrootte tot ~45 nm gebouwd binnen een microkanaal en toegepast op elektrokinetische preconcentratie van DNA-monsters.

Het creëren van Sub-50 Nm nanofluidic Knooppunten in PDMS microfluïdische chip via Self-assemblageproces van colloïdale deeltjes

Dit protocol beschrijft het gebruik van een inertiale-microfluidics gebaseerde buffer wisselkoersstrategie micro / nanodeeltjes gemanipuleerde cellen te zuiveren efficiënte uitputting van ongebonden deeltjes.

Microfluïdische Buffer Exchange voor Interference-free Micro / nanodeeltjes Cel engineering

Dit artikel presenteert een protocol voor het zaaien van schaarse bevolking van cellen gebruikt pipet-tips om druppel microfluidic apparaten ten behoeve van hogere efficiëntie van de inkapseling van cellen in druppeltjes.

Een pipet-Tip gebaseerde methode voor Seeding cellen Droplet Microfluidic Platforms

Dit artikel beschrijft de fabricage en werking van microfluïdische acoustophoretische chips met behulp van de microfluïdische acoustophoresis-techniek en aptamer-gemodificeerde microbeads die kunnen worden gebruikt voor snelle, efficiënte isolatie van Gram-negatieve bacteriën uit een medium.

Microfluïdische Acoustophorese voor flowthrough scheiding van gramnegatieve bacteriën met behulp van Aptamer Affinity Beads

Het huidige protocol beschrijft een pneumatisch microfluïdisch platform dat kan worden gebruikt voor een efficiënte microdeeltjesconcentratie.

Pneumatisch aangedreven microfluïdisch platform voor microdeeltjesconcentratie

Borstkankercellen vertonen verschillende diëlektrische eigenschappen in vergelijking met niet-tumor borstepitheelcellen. Er is verondersteld dat, op basis van dit verschil in diëlektrische eigenschappen, de twee populaties kunnen worden gescheiden voor immunotherapiedoeleinden. Om dit te ondersteunen, modelleren we een microfluïdisch apparaat om MCF-7- en MCF-10A-cellen te sorteren.

Microfluïdisch apparaat voor de scheiding van niet-gemetastaseerde (MCF-7) en niet-tumor (MCF-10A) borstkankercellen met behulp van AC-dielectroforese

Extracellulaire blaasjes zijn veelbelovend voor biomedische toepassingen, maar de huidige isolatiemethoden zijn tijdrovend en onpraktisch voor klinisch gebruik. In deze studie presenteren we een microfluïdisch apparaat dat de directe isolatie van extracellulaire blaasjes uit grote hoeveelheden biovloeistoffen op een continue manier met minimale stappen mogelijk maakt.

Isolatie in één stap van extracellulaire blaasjes uit monsters met een groot volume met een gespleten A4F-microfluïdisch apparaat

De fabricage van een dubbellaags apparaat op basis van polydimethylsiloxaan (PDMS) voor de productie van combinatorische bibliotheken in water-in-olie-emulsies (pluggen) wordt hier gepresenteerd. De benodigde hardware en software die nodig zijn om de productie van stekkers te automatiseren, worden gedetailleerd beschreven in het protocol en de productie van een kwantitatieve bibliotheek van fluorescentiestekkers wordt ook gedemonstreerd.

Dubbellaags microfluïdisch apparaat voor de productie van combinatorische pluggen

Leer cellen en kralen scheiden in microfluïdische apparaten met behulp van diëlektroforese en PCB-elektroden. Deze methode maakt contactloze manipulatie mogelijk voor diverse biowetenschappelijke toepassingen.

Scheiden Kralen en cellen in Multi-channel Microfluïdische apparaten met behulp van Dielectrophoresis en Laminar Flow

Meer video's verkennen