Name: Chipy mikroprzepływowe sterowane za pomocą elastomerowych układów mikrozaworów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-10-01T00:00:00.000+00:00
Duration: 18 min 11 s
Description: Poznaj metodę tworzenia mikrozaworów PDMS do precyzyjnego sterowania płynami w układach mikroprzepływowych. Technika ta umożliwia automatyzację eksperymentów biologicznych z dokładnością subnanolitrową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez grant #EB003307 National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering oraz przez National Science Foundation Career Award przyznany A.F.

Projektowanie urządzeń mikroprzepływowych przy użyciu oprogramowania CorelDraw lub AutoCAD
Zasada działania urządzeń opartych na mikrozaworach z PDMS: Urządzenia składają się z trzech warstw: warstwy fluidycznej zawierającej mikrobiorniki o różnych rozmiarach, „warstwy sterującej” zawierającej mikrokanały niezbędne do aktywowania ścieżki fluidycznej za pomocą mikrozaworów oraz środkowej, cienkiej membrany z PDMS, która jest połączona z warstwą sterującą. W stanie spoczynku, ze względu na podatność i hydrofobowość PDMS, membrana (odwracalnie) uszczelnia gniazdo, dzięki czemu komory pozostają od siebie odizolowane bez dostarczania energii. Zawory można otwierać poprzez przyłożenie ciśnienia ujemnego (np. próżni instalacyjnej), co powoduje odgięcie membrany z PDMS w dół i jej oddzielenie od powierzchni wspierającej ściankę między dwiema komorami fluidycznymi, co w ten sposób łączy ścieżkę fluidyczną. Zamknięcie zaworu odbywa się poprzez zmianę ustawienia ciśnienia z próżni na ciśnienie atmosferyczne.
Wzory warstwy płynowej i warstwy sterującej zostały zaprojektowane przy użyciu oprogramowania CorelDraw lub AutoCAD. Maski zawierające te projekty zostały wydrukowane w wysokiej rozdzielczości (od 8 000 do 20 000 dpi) na foliach przezroczystych za pośrednictwem usług komercyjnych (CAD/Art services, Bandon, OR) (maski nie pokazane).
Wytwarzanie matryc krzemowych przy użyciu standardowej fotolitografii SU-8
<ol>
<li>Do stworzenia „matryc” z SU-8 (SU-8 2050, MicroChem, Newton, MA) dla warstwy mikrofluidycznej i warstwy sterowania zaworami zastosowano standardowe metody fotolitografii SU-8 w pomieszczeniu czystym (nie pokazano w tym filmie). </li>
<li>Aby ułatwić oddzielenie, przed replikacją w PDMS matryce z SU-8 poddano silanizacji poprzez ekspozycję na opary fluorosilanu ((tridecafluoro-1,1,2,2,-tetrahydrooctyl)-1-trichlorosilan (TFOCS)) w słoiku z deskrykatorem (bez granulek osuszających) podłączonym do źródła próżni. Ze względu na korozyjny charakter oparów TFOCS, komora deskrykatora musi znajdować się w dygestorium. </li>
<li>Wewnątrz komory deskrykatora należy umieścić niewielki fragment chłonnego ręcznika papierowego. Na ręcznik papierowy należy nanieść kroplę TFOCS, a następnie odessać powietrze z komory. Próżnię należy stosować przez 1 min, po czym ją wyłączyć. Zamknąć dopływ próżni i pozostawić na 30 min w celu osadzenia warstwy. Matryce należy przechowywać w zamkniętych pojemnikach do późniejszego użycia.</li>
</ol>
Odlewanie replik PDMS z matryc
<ol>
<li>Warstwę fluidyczną oraz warstwę sterującą wykonuje się metodą odlewania replikacyjnego PDMS z matryc SU-8. </li>
<li>Po dokładnym wymieszaniu prepolimeru PDMS i utwardzacza (stosunek masowy 10:1), odgazowuje się mieszaninę w deskryptorze przez 10-15 min, aż do całkowitego usunięcia pęcherzyków powietrza. </li>
<li>Silikonowe rurki należy pociąć na kawałki o długości 1-2 cm. Należy dobrać odpowiednią średnicę rurek w zależności od zastosowania. W niniejszym protokole stosujemy rurki o średnicy wewnętrznej 1,14 mm, aby ułatwić późniejsze połączenie z rurkami o średnicy zewnętrznej 1/16 cala. </li>
<li>Za pomocą kleju Duco® Cement należy przykleić rurki do obszarów wlotowych matrycy SU-8 warstwy sterującej. Należy uważać, aby nie użyć zbyt dużej ilości kleju, ponieważ rurki silikonowe są wykonane z tych samych komponentów co PDMS i zostaną one zatopione w mikrofluidycznym urządzeniu z PDMS, tworząc szczelne wloty i wyloty dla powietrza i cieczy. </li>
<li>W naszym urządzeniu obszary wlotowe są zaprojektowane na maskach obu warstw – fluidycznej i sterującej, jednak wloty z rurek silikonowych są odlewane tylko w jednej warstwie urządzenia (na przykład w warstwie sterującej). Aby utworzyć wloty do warstwy fluidycznej, ręcznie usuwamy lub przebijamy fragmenty membrany pokrywające obszary wlotowe. Dzięki temu, po wyrównaniu i montażu, wszystkie mikrokanały (zarówno te prowadzące przepływ, jak i te sterujące zaworami) są dostępne od góry urządzenia, co sprawia, że dolna powierzchnia jest płaska, umożliwiając obrazowanie urządzenia na standardowym stoliku mikroskopu. </li>
<li>Odgazowany PDMS należy ostrożnie wlać na obie matryce, w przypadku matrycy warstwy sterującej – wokół rurek. Ponownie odgazować w deskryptorze. Po zakończeniu odgazowania umieścić w piekarniku w temperaturze 65°C na &gt; 1 godzinę w celu utwardzenia. </li>
<li>Wyjąć z piekarnika matryce pokryte utwardzonym PDMS. </li>
<li>Wyciąć poszczególne urządzenia z matryc (każda matryca zawiera trzy identyczne urządzenia) i je odkleić. </li>
<li>Usunąć klej z obszarów wlotowych za pomocą igły lub pęsety. </li>
<li>Przenieść warstwę sterującą z PDMS do pomieszczenia czystego (cleanroom).</li>
</ol>
Wytwarzanie cienkich membran PDMS
<ol>
<li>Zgodnie z zasadą działania urządzenia, warstwa środkowa składa się z membrany PDMS o grubości ~12 μm. </li>
<li>Wymieszać prepolimer PDMS z utwardzaczem w stosunku masowym 10:1, a następnie dodać heksan (stosunek masowy 3:1) i wymieszać za pomocą wibratora vortex. </li>
<li>Przenieść pracę do pomieszczenia czystego. (Środowisko wolne od kurzu jest kluczowe dla zapewnienia braku defektów w membranach PDMS; cząsteczki kurzu mogą prowadzić do powstania otworów w membranach i/lub wadliwego związania z formą replikacyjną). </li>
<li>Umieścić zylaryzowany podłoże krzemowe o średnicy 3 cali na uchwycie próżniowym wirówki Solitec. Podłoże musi zostać zylaryzowane (zderywatyzowane fluorosilanem) przed wirowaniem PDMS, aby ułatwić oddzielenie PDMS od powierzchni krzemowej. Teflonowa misa wokół uchwytu została owinięta folią plastikową w celu łatwego czyszczenia. </li>
<li>Nanieść 2-3 ml mieszaniny PDMS/heksan na podłoże, używając igły 18G (aby zminimalizować powstawanie pęcherzyków powietrza). </li>
<li>Ustawić parametry wirowania. Wirować z prędkością 7000 rpm przez 30 sec, co pozwoli uzyskać film PDMS o grubości ~12 μm. </li>
<li>Podgrzać podłoże w temperaturze 85°C przez 4 min na płycie grzejnej, aby utwardzić film PDMS.</li>
</ol>
Bondowanie i montaż wielowarstwowego urządzenia PDMS
<ol>
<li>Umieść warstwę sterującą i membranę PDMS w komorze do plazmy tlenowej. Włącz plazmę na 30 s (ciśnienie tlenu 30 psi, natężenie przepływu 3-5 SCFH, 550 W). Bezzwłocznie (w ciągu 5 minut) po aktywacji tlenowej doprowadź warstwę sterującą do kontaktu z membraną PDMS. Parametry systemu, takie jak ciśnienie tlenu, natężenie przepływu, moc plazmy i czas obróbki, są konfigurowane empirycznie w zależności od konkretnego zastosowania. </li>
<li>Odczekaj 5 min, a następnie zdejmij warstwę sterującą wraz z membraną z podłoża krzemowego. </li>
<li>Usuń membrany z obszarów wlotowych, aby obie warstwy – sterująca i fluidyczna – były dostępne od góry za pomocą rurek. </li>
<li>Pod stereoskopem wyrównaj warstwę sterującą (z rurkami jako wlotami) z warstwą fluidyczną (płaską). Ponieważ PDMS uszczelnia się z PDMS, trwałe wiązanie nie jest wymagane.</li>
</ol>
Sterowane komputerowo otwieranie i zamykanie mikrozaworów z PDMS za pomocą próżni lub ciśnienia
<ol>
<li>Po wyrównaniu i montażu urządzenia wstaw rurki Tygon o średnicy zewnętrznej 1/16 inch (średnica wewnętrzna 1/32 inch) do silikonowych wlotów o średnicy wewnętrznej 1,14 mm i podłącz wloty do źródeł ciśnienia lub zbiorników z płynem. </li>
<li>W przypadku otwierania i zamykania zaworów ciśnienia steruje linia próżni oraz linia sprężonego powietrza, podłączone za pomocą dwóch regulatorów ciśnienia do zestawu miniaturowych trójdrożnych zaworów elektromagnetycznych. </li>
<li>Zawory elektromagnetyczne są podłączone do sprzętu do akwizycji danych firmy National Instruments, sterowanego za pomocą oprogramowania Labview. </li>
<li>Praca urządzenia oraz ugięcie membrany są wizualizowane za pomocą kolorowej kamery CCD (SPOT RT, Diagnostic Instruments, Sterling Heights, MI).</li>
</ol>
Równoległe mieszanie dwóch barwników o różnych kolorach w różnych określonych objętościach nanolitrowych
Prezentujemy działanie mieszalnika równoległego, który umożliwia przechowywanie i mieszanie precyzyjnych objętości roztworów wodnych w skali poniżej nanolitra w różnych proporcjach mieszania:
<ol>
<li>Warstwa płynowa zawiera dwa układy mikrokomorek: w układzie A rozmiar mikrokomorek zmniejsza się, zaczynając od lewej strony, od 200 µm x 400 µm do 200 µm x 40 µm; A10 jest komorką o wymiarach 500 µm x 40 µm i służy wyłącznie do połączenia płynowego w układzie A; na prawo od komorki A10 znajduje się zestaw komorek o symetrycznie zwiększających się rozmiarach. Komorki w układzie B są zaprojektowane tak, aby suma objętości dowolnych dwóch sąsiadujących komorek w różnych rzędach była zawsze równa. A0, A0r oraz B10, B10r stanowią odpowiednio kontrole dla roztworów A i B bez mieszania. </li>
<li>Warstwa sterująca posiada dwa niezależnie sterowane zestawy zaworów. Zestaw zaworów {V1} służy do połączenia dwóch układów komorek z ich odpowiednimi wlotami, natomiast drugi zestaw zaworów {V2} służy do połączenia każdej pary komorek w obu układach. </li>
<li>Napełnij mikrokomorki, otwierając zestaw zaworów {V1}, aby umożliwić przepływ dwóch roztworów barwników odpowiednio do układów A i B. Przepływ roztworów można uzyskać ręcznie lub poprzez wytworzenie podciśnienia za pomocą zaworów elektromagnetycznych. Jeśli w mikrokomorkach powstaną pęcherzyki powietrza, można wtłoczyć więcej roztworu w celu ich usunięcia lub pozostawić urządzenie na kilka minut, aż pęcherzyki znikną dzięki przepuszczalności powietrza PDMS. </li>
<li>Zamknij zestaw zaworów {V1}, aby odizolować każdą komorkę w obu układach. </li>
<li>Otwórz zestaw zaworów {V2}, aby umożliwić mieszanie płynów między sąsiadującymi komorkami w różnych układach. Dla tych objętości mieszanie trwa tylko ok. 1-2 min. </li>
<li>Zamknij {V2}, aby wtłoczyć płyn z powrotem do każdej komorki płynowej, co spowoduje powrót komorek do ich pierwotnego kształtu. Ponieważ oba układy płynowe są zaprojektowane z komorkami o 11 różnych rozmiarach, w jednym kroku mieszania powstaje 11 różnych proporcji mieszania.</li>
</ol>
Zintegrowany system mikrofluidyczny do sterowanego komputerowo perfuzyjnego zasilania mikrofluidycznych kultur komórkowych
Prezentujemy system mikroprzepływowy umożliwiający zautomatyzowaną perfuzję wielu roztworów do jednej komory hodowli komórkowej. Wloty są kontrolowane przez mikrozawory, które mogą być aktywowane w dowolnej sekwencji pojedynczych wlotów, w różnych kombinacjach lub wszystkie jednocześnie. Urządzenie pozwala na wytwarzanie gradientów lub mieszanin różnych roztworów.
Urządzenie to składa się również z trzech warstw: warstwy fluidycznej, warstwy sterującej oraz środkowej cienkiej membrany z PDMS.
Alternatywne etapy wykonania tego urządzenia:
<ol>
<li>Otwory wlotowe dla kanałów płynowych i kanałów sterujących są wybijane za pomocą mikro-wybijaka Harris o średnicy 1,2 mm (Ted Pella, Inc.). Przewody są podłączane do wlotów przy użyciu stępionych igieł o rozmiarze 18 G, które są wkładane do PDMS poprzez warstwę sterującą. Pozwala to na gęstsze rozmieszczenie wlotów niż w przypadku zastosowania przewodów silikonowych. Elastyczność PDMS zapewnia szczelne zamknięcie wokół igieł, co umożliwia efektywne dostarczanie cieczy lub ciśnienia pneumatycznego. </li>
<li>Jak opisano wcześniej, wiązanie cienkiej membrany PDMS z warstwą sterującą jest realizowane poprzez ekspozycję na plazmę tlenową. </li>
<li>Warstwę płynową przygotowuje się metodą odlewania replikacyjnego z użyciem prepolimeru PDMS i sieciującego w stosunku 5:1, a następnie częściowo utwardza przez 25 minut w temperaturze 60°C w piecu konwekcyjnym. Na tym etapie częściowo utwardzona warstwa płynowa jest wciąż lepka, ale może zostać oddzielona od matrycy. </li>
<li>Warstwa płynowa jest ręcznie wyrównywana względem wcześniej zmontowanych warstw sterującej i membrany przy użyciu stereoskopu. Zmontowane urządzenie jest następnie umieszczane na płycie grzewczej na 5 minut w temperaturze 80ºC. Następnie linie sterujące zaworami są podłączone do automatycznego sterownika, a zawory są uruchamiane poprzez przyłożenie próżni, aż membrana oddzieli się od warstwy płynowej we wszystkich gniazdach zaworów. Po „oddzieleniu” zaworów, sterownik komputerowy jest ustawiony na cykliczne otwieranie i zamykanie zaworów, podczas gdy urządzenie jest dalej utwardzane na płycie grzewczej w temperaturze 80ºC przez co najmniej 1 godzinę. </li>
</ol>
Cechy naszego zintegrowanego systemu mikrofluidycznego: Urządzenie umożliwia zautomatyzowaną perfuzję 16 różnych roztworów do komory hodowli komórkowej przy użyciu zmodyfikowanego schematu zaworowego. Konstrukcja kanałów zapewnia zrównoważenie oporności wszystkich wlotów. Nasza konstrukcja mikrozaworów izoluje roztwory i kontroluje płukanie poprzez zintegrowane kanały do szybkiego usuwania cieczy, co ogranicza kontaminację krzyżową. Można aktywować zintegrowany mikser typu herringbone w celu wytworzenia mieszanin z różnych wlotów. Dodatkowo dostępne są cztery kanały o zmiennej oporności, które można aktywować w celu zmiany szybkości przepływu.

<ol><li>Li, N., Hsu, C. H., Folch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+mixing+of+photolithographically-defined+nanoliter+volumes+using+elastomeric+microvalve+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Parallel mixing of photolithographically-defined nanoliter volumes using elastomeric microvalve arrays.</a> Electrophoresis. 26 (19), 3858-3864 (2005).</li>
<li>Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+large-scale+integration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Microfluidic large-scale integration.</a> Science. 298 (5593), 580-584 (2002).</li>
</ol>

Główne zalety naszej konstrukcji mikrozaworu:
<ol>
<li>Do zamknięcia ścieżki płynowej nie jest wymagane dodatkowe źródło energii, dzięki czemu załadowane urządzenie jest wysoce przenośne; oraz</li>
<li>Urządzenie można wykonać jako repliki z PDMS z form SU-8 wzorowanych fotolitograficznie, co pozwala na mikrofabrykację głębokich (do 1 mm) kanałów z pionowymi ściankami bocznymi (tj. wysokość elementów może być określona niezależnie od ich szerokości), co przekłada się na bardzo precyzyjne detale.</li>
</ol>
<p class...

<table><tbody><tr><td>Czyste wafle krzemowe</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Silicon Sense Inc.</td><td>3P0110TEST</td><td>średnica 3-inch, P/Bor</td></tr><tr><td>&quot;Matryce&quot; zawierające wzory SU-8</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td></td><td></td><td>Wykonane wewnętrznie przy użyciu standardowych procedur fotolitografii</td></tr><tr><td>Eksykatory (2)</td><td>Sprzęt</td><td>VWR international</td><td>24987-048</td><td>Jeden do silanizacji, jeden do usuwania pęcherzyków powietrza z PDMS.</td></tr><tr><td>Waga analityczna</td><td>Sprzęt</td><td>OHAUS Corp.</td><td>SC6010</td><td></td></tr><tr><td>Piec</td><td>Sprzęt</td><td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td><td>1330GM</td><td></td></tr><tr><td>MiniVortexer</td><td>Sprzęt</td><td>VWR international</td><td>58816-121</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka do nakładania warstw (Spinner)</td><td>Sprzęt</td><td>Headway Research Inc.</td><td>PWM32</td><td></td></tr><tr><td>Trawiacz plazmowy</td><td>Sprzęt</td><td>Plasmatic Systems, Inc.</td><td>Plasma Preen II-973</td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Sprzęt</td><td>Torre Pines Scientific</td><td>HP30A</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Mikroskop</td><td>Nikon Instruments</td><td>TMZ1500</td><td></td></tr><tr><td>Kamera CCD</td><td>Sprzęt</td><td>Diagnostic Instruments</td><td>SPOT RT</td><td></td></tr><tr><td>Zawory elektromagnetyczne</td><td>Sprzęt</td><td>Lee Company</td><td>LHDA0511111H</td><td></td></tr><tr><td>Karta akwizycji danych</td><td>Sprzęt</td><td>National Instruments</td><td>PCI 6025E, CB-50LP</td><td></td></tr><tr><td>LabView</td><td>Oprogramowanie</td><td>National Instruments</td><td>Wersja 8.0</td><td></td></tr><tr><td>Tridecafluoro-1,1,2,2,-tetrahydrooktylo)-1-trichlorosilan</td><td>Odczynnik</td><td>United Chemical Technologies</td><td>T2492</td><td>Silanizację należy przeprowadzić w dygestorium chemicznym.</td></tr><tr><td>Prepolimer PDMS i utwardzacz</td><td>Odczynnik</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Heksan</td><td>Odczynnik</td><td>EMD Millipore</td><td>HX0295-6</td><td></td></tr><tr><td>Barwniki</td><td>Odczynnik</td><td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td><td>FD&amp;amp;C 110, 135, 150</td><td>Niebieski #1, Żółty #5, Czerwony #3.</td></tr><tr><td>Jednorazowe pipety transferowe 3 ml</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-20</td><td></td></tr><tr><td>Chusteczki Kimwipes</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Łódeczki ważkowe</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>VWR international</td><td>12577-027</td><td></td></tr><tr><td>Szpatułka drewniana (do depresji języka)</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-700-555</td><td></td></tr><tr><td>Szalki P100</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772E</td><td></td></tr><tr><td>Przewody silikonowe (średnica wewnętrzna (I.D.) 1.14 mm)</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Cole-Parmer</td><td>07625-30</td><td></td></tr><tr><td>Przewody Tygon (O.D. 1/16 in; I.D. 1/32 in)</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Cole-Parmer</td><td>06418-02</td><td></td></tr><tr><td>Cement Duco</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Devcon Inc.</td><td>6245</td><td></td></tr><tr><td>Żyletka</td><td>Narzędzia</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Igły</td><td>Narzędzia</td><td>Fisher Scientific</td><td>0053482 (25 Gauge)</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta #5</td><td>Narzędzia</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Probówka do wirowania 50 ml</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-526B</td><td></td></tr><tr><td>Folia uszczelniająca</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>AEP Industries Inc.</td><td>0153877</td><td></td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirowania 1.5 ml</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-406-16</td><td></td></tr><tr><td>Probówki do wirowania 15 ml</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>BD Biosciences</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>Fioletowe rękawiczki nitrylowe bezpudrowe</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>VWR international</td><td>40101-348</td><td></td></tr><tr><td>Biopsyjny wycinak Harrisa 1.2 mm</td><td>Narzędzia</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>15074</td><td></td></tr></tbody></table>

chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Zminiaturyzowane systemy mikroprzepływowe stanowią proste i skuteczne rozwiązania dla niskokosztowej diagnostyki w miejscu opieki (point-of-care) oraz wysokoprzepustowych testów biomedycznych. Stabilna kontrola przepływu i precyzyjne objętości płynów to dwa krytyczne wymagania w tych zastosowaniach. Opracowaliśmy chipy mikroprzepływowe wyposażone w macierze mikrozaworów z elastomerowego polidimetylosiloksanu (PDMS), które: 1) nie wymagają dodatkowego źródła energii do zamknięcia drogi przepływu, dzięki czemu napełnione urządzenie jest wysoce przenośne; oraz 2) umożliwiają mikrofabrykację głębokich (do 1 mm) kanałów z pionowymi ściankami bocznymi, co pozwala na uzyskanie bardzo precyzyjnych struktur.

Urządzenia oparte na mikrozaworach z PDMS składają się z trzech warstw: warstwy fluidycznej zawierającej ścieżki przepływu i mikrokomory o różnych rozmiarach, warstwy sterującej zawierającej mikrokanały niezbędne do uruchamiania ścieżek przepływu za pomocą mikrozaworów oraz środkowej cienkiej membrany z PDMS, która jest związana z warstwą sterującą. Warstwa fluidyczna i warstwy sterujące są wytwarzane metodą odlewania replikacyjnego PDMS z matryc z fotorezystu SU-8, a cienka membrana z PDMS jest tworzona poprzez wirowanie PDMS na określonej wysokości. Warstwa sterująca jest wiązana z cienką membraną z PDMS po aktywacji tlenowej obu elementów, a następnie montowana z warstwą fluidyczną. Mikrozawory są zamknięte w stanie spoczynku i mogą zostać otwarte poprzez przyłożenie podciśnienia (np. próżni instalacyjnej). Zamykanie i otwieranie mikrozaworów jest zautomatyzowane za pomocą zaworów elektromagnetycznych sterowanych przez oprogramowanie komputerowe.

W niniejszej pracy prezentujemy dwa mikrofluidyczne chipy oparte na mikrozaworach, przeznaczone do dwóch różnych zastosowań. Pierwszy chip umożliwia przechowywanie i mieszanie precyzyjnych objętości roztworów wodnych poniżej 1 nL w różnych proporcjach mieszania. Drugi chip pozwala na sterowaną komputerowo perfuzję mikrofluidycznych kultur komórkowych.

Urządzenia te są łatwe do wykonania i proste w sterowaniu. Ze względu na biozgodność PDMS, mikroczipy te mogą znaleźć szerokie zastosowanie w miniaturyzowanych testach diagnostycznych, a także w podstawowych badaniach z zakresu biologii komórki.

Prezentujemy protokoły wytwarzania i automatyzacji macierzy mikrozaworów opartych na elastomerowym polidimetylosiloksanie (PDMS), które nie wymagają dodatkowej energii do zamknięcia i charakteryzują się precyzyjnymi objętościami zdefiniowanymi fotolitograficznie. Przedstawiono równoległy mieszalnik o objętości subnanolitrowej oraz zintegrowany mikrofluidyczny system perfuzyjny.

Chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

Zminiaturyzowane systemy mikroprzepływowe stanowią proste i skuteczne rozwiązania dla niskokosztowej diagnostyki w punkcie opieki (point-of-care) oraz wysokoprzepustowych analiz biomedycznych.

Mikrofluidyka oferuje biologom komórkowym technologię umożliwiającą prowadzenie eksperymentów wysokoprzepustowych, w których wymagane jest precyzyjne dozowanie cieczy. Witam, jestem Nin Chen Lee z Folk Lab w Departamencie Bioinżynierii na Uniwersytecie Waszyngtońskim. Dzisiaj pokażę Państwu, jak wykonać mikrofluidyczne końcówki sterowane przez matrycę mikrozaworów PDMS.Urządzenie składa się z trzech warstw. Pierwsza warstwa to warstwa fluidyczna zawierająca mikrokomory o różnych rozmiarach, a druga warstwa to warstwa sterująca zawierająca kanały pomiędzy dwiema warstwami. Zastosowano cienką membranę z PMS ze względu na hydrofobowość i podatność PMS.Membrana uszczelnia styk z podłożem, izolując od siebie komory z cieczą. Po zastosowaniu podciśnienia w kanałach sterujących membrana z PDMS może się odkształcić i połączyć wcześniej odizolowane komory. Dzisiaj zaprezentuję równoległy mikser, który umożliwia mieszanie subnanolitrowych objętości roztworów wodnych w różnych proporcjach.Kolejny krok w naszym laboratorium zaprezentuje zintegrowany system mikroprzepływowy, który umożliwia perfuzję wielu roztworów do kultur komórkowych. Zacznijmy. Tutaj pokazuję matrycę z elementami PDMS na płytce krzemowej.Matryca została wykonana przy użyciu standardowych procedur fotograficznych z tych wzorców. Możemy wielokrotnie tworzyć repliki z PDMS. Aby ułatwić oddzielanie PDMS od matryc, musimy najpierw poddać matrycę procesowi silanizacji.Zazwyczaj przygotowujemy matrycę, używając materiałów F, ponieważ pracujemy z Florence Island. Najpierw umieszczam wafelek w aparacie i nakładam krople substancji forest, a następnie zamykam komorę desiccation, włączam pompę próżniową, pozostawiam pod próżnią na 1, 2 lub 3 minuty, a następnie wyłączam próżnię. Pozostawiam do odparowania na pół godziny, a następnie wyjmuję wafelek. Przed wykonaniem repliki z PDMS, musimy najpierw wymieszać prepolimer PDMS z utwardzaczem w stosunku 10:1.Odważam 31 g prepolimeru, a następnie odważam 3,1 g środków utwardzających i dokładnie mieszam je przez pięć minut. Gotowy produkt wyglądał w ten sposób. Po tym czasie umieszczam go w komorze próżniowej, aby odgazować PS przez 5 do 10 minut, aż stanie się on przejrzysty.Podczas odgazowywania PDMS mogę przykleić rurki silikonowe do obszaru warstwy sterującej. Wybieramy rurki silikonowe, ponieważ są one wykonane z tego samego materiału co PDMS, dzięki czemu mogą zostać później wtopione w urządzenie, tworząc szczelne i odporne na wycieki połączenie. Teraz nakładam niewielką ilość kleju D cement na końcówkę małego odcinka rurki silikonowej i dociskam ją do obszaru wlotowego matrycy.Aby rurki nie zginały się nad wzmacniaczami, rurki silikonowe muszą być przecięte bardzo prosto, a na ich wierzch nie należy nakładać zbyt dużej ilości kleju. Wyjaśnij, w jaki sposób dociskasz klej. Zobaczmy zatem. Regiony zostają utworzone zarówno na otworze wentylacyjnym, jak i po zdjęciu pokrywy.PS został już przygotowany. Wyleję PS na matrycę. Należy uważać, aby odsunąć PGA otaczające rurki.Teraz wlewam materiał na drugą matrycę, która posiada cechy warstwy płynnej. Po wylaniu PS na matryce, muszą one zostać ponownie odpowietrzone w wibratorze (dust kicker) przez 5 do 10 minut. Po odpowietrzeniu utwardzamy PMS w piecu w temperaturze od 65 do 70 °C przez czas od 1 godziny do 24 godzin.Dobrze. Po dwóch godzinach polimer silikonowy (PMS) uległ utwardzeniu. Teraz wycinamy urządzenie z PMS z matrycy SU i usuwamy warstwę kontrolną.Po zamontowaniu rurek usuwamy klej z obszarów wlotowych. W naszych urządzeniach obszary wlotowe są tworzone zarówno w trzech warstwach, jak i warstwach sterujących, ale silikonowe rurki montujemy tylko w jednej warstwie.Na przykład, tutaj tylko na warstwie kontrolnej. Aby uzyskać dostęp do warstwy z cieczą, możemy przebić membranę pod rurkami silikonowymi. Dzięki temu możemy uzyskać dostęp do wszystkich tych urządzeń od góry, co ułatwia prowadzenie mikroskopii przy użyciu stereoskopu oraz tradycyjnego mikroskopu odwróconego.Przechodzimy teraz do pomieszczenia C. W celu przygotowania membran CTM S, zaprezentuję sposób wirowania membran PDF przy użyciu wirówki headway. Przed umieszczeniem wafla na górze uchwytu, przykryłem podstawę folią plastikową i położyłem pod nią ręcznik papierowy, aby ułatwić późniejsze sprzątanie ewentualnych zabrudzeń.Jeśli proces został sfinalizowany, analogicznie do tego, co robiliśmy wcześniej z matrycami, po oczyszczeniu w próżni, nanoszę około 2 ml PDMS na wafel krzemowy. Ponieważ chcemy uzyskać membranę o grubości od 11 do 12 µm, wafel jest wirowany z prędkością 7 000 rpm przez 20 sekund. W tym momencie można powiedzieć: tutaj widać wafel podczas wirowania. Wirowanie trwa przez wyznaczony czas. Po wirowaniu umieszczamy wafel na płycie grzewczej w temperaturze 85 °C na cztery minuty. W ten sposób membrana PDMS została utwardzona.Następnie utleniamy membranę P DM S oraz warstwę kontrolną w piecu plazmowym. Moc platyny ustawiamy na 75%, stosując ciśnienie tlenu 30 PSI oraz przepływ wynoszący pięć. Parametry te można zawsze dostosować w zależności od konkretnego zastosowania.Włącz urządzenie, a następnie uruchom plazmę na 30 sekund. Teraz umieść warstwę kontrolną na membranie. Doprowadź do ich kontaktu; w ciągu kilku minut warstwa kontrolna zostanie trwale połączona z membraną.Po kilku minutach należy usunąć warstwę kontrolną wraz z membraną. Dobrze, teraz możemy dopasować warstwę kontrolną do warstwy całkowicie przezroczystej. Ponieważ nie znajdujemy się już w pomieszczeniu czystym, używamy końcówki z taśmą klejącą, aby usunąć kurz z warstwy całkowicie przezroczystej.Należy również usunąć membranę z obszaru wlotowego warstw sterujących. Ma to na celu umożliwienie dostępu do znajdującej się poniżej warstwy płynnej. W tym celu należy umieścić warstwę sterującą z membraną na wierzchu warstwy płynnej.Sprawdź wszystkie komory z cieczą oraz zawory. Upewnij się, że wszystkie są wyrównane od lewej do prawej strony. Jeśli nie są wyrównane, można usunąć warstwę sterującą i powtórzyć czynność.Tutaj widać, że warstwa płynna i warstwa sterująca są wyrównane. Teraz wprowadzę cieńsze rurki do tych wlotów, aby połączyć je ze źródłami płynów oraz źródłami ciśnienia. Następnie podłączę zawory do źródła ciśnienia, a wloty płynów do źródła płynów.Mamy tutaj dwa różne barwniki, niebieski i żółty, służące do otwierania i zamykania mikrozaworów PDMS. Wykorzystujemy zawory elektromagnetyczne podłączone do źródła próżni oraz sprężonego powietrza, a sterowanie zaworami odbywa się za pomocą oprogramowania LightView. W tej chwili otwieram zestaw zaworów numer jeden.Możemy zauważyć ugięcie membran z PDMS, co oznacza, że zawory są otwarte. Teraz zamykam pierwszy zestaw zaworów, a następnie otwieram i zamykam drugi zestaw. Obecnie wszystkie mikrozawory działają prawidłowo.Napełnię komory mikrofluidyczne dwoma różnymi barwnikami. Otworę pierwszy zestaw zaworów, a następnie użyję podciśnienia, aby wciągnąć oba barwniki do komór. Po napełnieniu komór barwnikami zamknę pierwszy zestaw zaworów, aby odizolować każdą z komór, a następnie uruchomię zestaw zaworów.Po drugie, należy wymieszać pary w obu tablicach. Otwarcie zaworu i mieszanie trwają zazwyczaj od jednej do dwóch minut. Zaprojektowaliśmy komory w 10 różnych rozmiarach.Mamy zatem stosunek mieszania dla 11 różnych proporcji. Po zakończeniu mieszania zamykam zawór, dzięki czemu można zobaczyć poszczególne komory, w których znajdują się różne stosunki mieszania.Kolor zmienił się z niebieskiego na zielony, a następnie na bardziej żółty. Po wykonaniu urządzenia te mogą potencjalnie zostać wykorzystane w testach biomedycznych, takich jak przesiewanie leków, lub w badaniach z zakresu biologii komórki, na przykład w analizie chemotaksji lub odpowiedzi komórek na różne stężenia substancji chemicznych, czynników wzrostu lub leków. Nazywam się Chris Sip i zaprezentuję urządzenie będące zintegrowanym mikrofluidycznym systemem perfuzyjnym, który jest bardzo podobny do urządzenia pokazanego wcześniej podczas procesu wytwarzania.Jedyną i główną różnicą jest to, że zamiast oddzielnych komór rozdzielonych zaworem, w których mieszanie zachodzi drogą dyfuzji, mamy wiele wlotów, które zbiegają się i są kontrolowane przez zawory w ramach schematu zaworowania multipleksowego. Zaprezentuję selektywne sterowanie zaworami, co pozwoli na włączanie lub wyłączanie różnych wlotów. Dodatkowo pokażę działanie zintegrowanego kanału mieszającego oraz sterowanie gradientami.Na górze ekranu widocznych jest 16 wlotów, które zbiegają się, a przepływ odbywa się z góry w dół przez ten pionowy kanał do sieci rozgałęzień, którą jest komora do hodowli komórkowej. Obecnie widzimy, że we wlotach pojawia się niebieski barwnik, który przepływa, a profil przepływu laminarnego jest widoczny podczas przechodzenia przez komorę. Teraz stosujemy kombinację koloru niebieskiego i żółtego, a następnie możemy to zmienić, aby stworzyć przeciwstawną kombinację.Możemy skierować nasz gradient na prawą stronę. Możemy również tworzyć inne rodzaje gradientów. Obecnie prezentowane jest szybkie przełączanie zaworów, co pozwala na sprawne przechodzenie między różnymi roztworami.Obecnie wprowadzamy barwnik niebieski i żółty przez ten homogenizator, w wyniku czego w komorze otrzymujemy roztwór zielony; możemy również przełączać dowolną liczbę różnych wlotów. W tym przypadku uruchamiamy wlot czerwony, który zastępuje cały zielony roztwór. W dzisiejszym materiale pokazałem Państwu, jak tworzyć urządzenia oparte na mikrozaworach nożnych oraz zademonstrowałem mieszanie dwóch kolorowych barwników w różnych proporcjach w objętościach poniżej jednego litra.Chris z naszego laboratorium zaprezentował również zintegrowane systemy mikroprzepływowe do perfuzji różnych roztworów. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu własnych eksperymentów.

microfluidic-chips-controlled-with-elastomeric-microvalve-arrays

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Mikrofluidyna sterowania z mikrozaworami elastomerowymi

W niniejszym artykule przedstawiamy metodę ograniczania cząstek opartą na mikroprzepływach i przepływie hydrodynamicznym. Demonstrujemy stabilne pułapkowanie cząstek w punkcie stagnacji płynu przy użyciu mechanizmu sterowania sprzężeniem zwrotnym, co umożliwia ograniczanie i mikromanipulację dowolnymi cząstkami w zintegrowanym urządzeniu mikroprzepływowym.

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

W niniejszej pracy wyjaśniamy sposób wykonania i zastosowania mikropłynnego mieszalnika zdolnego do mieszania dwóch roztworów w czasie ~8 μs. Demonstrujemy również wykorzystanie tych mieszalników w detekcji spektroskopowej z użyciem fluorescencji UV oraz fluorescencyjnego transferu energii w rezonansie (FRET).

Miksery mikrofluidyczne do badania fałdowania białek

W tym artykule prezentujemy mikroprzepływowy chip do analizy pojedynczych komórek. Umożliwia ilościowe oznaczanie wewnątrzkomórkowych białek, enzymów, kofaktorów i drugich przekaźników za pomocą testów fluorescencyjnych lub testów immunologicznych.

Mikroprzepływowy chip do wszechstronnej analizy chemicznej pojedynczych komórek

W tym artykule opisujemy różne techniki dla platform szybkiego prototypowania mikroprzepływów. Proponowane techniki opierają się na epoksydach wrażliwych na promieniowanie ultrafioletowe (UV) i utwardzanych temperaturowo, rurkach na bazie polidimetylosiloksanu (PDMS), łączeniu drutem i anizotropowych foliach adhezyjnych. Przedstawione procedury montażu zostały opracowane zarówno dla urządzeń jednorazowego użytku, jak i systemów mikroprzepływowych wielokrotnego użytku.

Wysokowydajne, mikroprzepływowe, szybkie i tanie metody prototypowania

Tutaj opisujemy wytwarzanie i działanie dwuwarstwowego systemu mikroprzepływowego wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS). Pokazujemy potencjał tego urządzenia w zakresie wychwytywania, kierowania szlakiem koordynacyjnym krystalicznego materiału molekularnego i kontrolowania reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach na chipie.

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

Mikro-prefabrykowane urządzenia zintegrowane z komponentami fluidycznymi stanowią platformę in vitro do badań komórkowych naśladujących mikrośrodowisko in vivo. Opracowaliśmy mikroprzepływowe chipy na bazie polimetakrylanu metylu do badania reakcji komórkowych pod wpływem pojedynczych lub współistniejących bodźców naprężeń chemicznych/elektrycznych/ścinających.

Projektowanie urządzeń mikroprzepływowych do badania odpowiedzi komórkowych pod wpływem pojedynczych lub współistniejących bodźców naprężeń chemicznych/elektrycznych/ścinających

Wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe często wiążą się z wytwarzaniem form wzorcowych o skomplikowanej geometrii dla funkcjonalności. W tym artykule przedstawiono kompletny protokół wieloetapowej fotolitografii z zaworami i funkcjami o zmiennej wysokości, które można dostosować do dowolnego zastosowania. W ramach demonstracji wytwarzamy mikroprzepływowy generator kropel zdolny do wytwarzania kulek hydrożelowych.

Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Tutaj prezentujemy protokół, który opisuje wytwarzanie rozciągliwych, dwukanałowych, mikroprzepływowych urządzeń do hodowli komórek na poziomie narządów do rekapitulacji funkcjonalności na poziomie narządów in vitro.

Skalowalna produkcja rozciągliwych, dwukanałowych, mikroprzepływowych układów narządowych

Prezentujemy system mikroprzepływowy do wysokoprzepustowych badań nad złożonymi maszynami życia, który składa się z 1500 jednostek hodowlanych, szeregu ulepszonych pomp perystaltycznych i modułu mieszania na miejscu. Chip mikroprzepływowy pozwala na analizę wysoce złożonych i dynamicznych warunków mikrośrodowiskowych in vivo.

Generowanie dynamicznych warunków środowiskowych za pomocą wysokowydajnego urządzenia mikroprzepływowego

Tutaj dostarczamy chip mikroprzepływowy i automatycznie sterowany, wysoce wydajny system mikroprzepływowy krążenia, który podsumowuje początkowe mikrośrodowisko neowaskularyzacji, umożliwiając stymulację komórek śródbłonka (EC) przez wysokie naprężenie ścinające światło, fizjologiczny poziom przepływu przezśródbłonkowego i rozkład różnych czynników wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) jednocześnie.

Model mikroprzepływowy naśladujący początkowe zdarzenie neowaskularyzacji

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Poznaj metodę tworzenia mikrozaworów PDMS do precyzyjnego sterowania płynami w układach mikroprzepływowych. Technika ta umożliwia automatyzację eksperymentów biologicznych z dokładnością subnanolitrową.

Chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

Przeglądaj więcej filmów