Name: Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Poznaj mikroprzepływową technikę wychwytywania kryształów w chipach PDMS z kontrolowaną obróbką chemiczną. Ta metoda umożliwia precyzyjne badanie reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach molekularnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować za wsparcie finansowe ze strony Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (SNF) poprzez projekt nr 200021_160174.

Uwaga: Dwie warstwy dwuwarstwowego urządzenia mikroprzepływowego są projektowane za pomocą oprogramowania do rysowania, np. AutoCAD, i drukowane w celu utworzenia masek filmowych o wysokiej rozdzielczości, z limitem dokładności 5 μm. Formy wzorcowe są tworzone przez litografię SU-8 na 4-calowych płytkach krzemowych, co pozwala na produkcję struktur o wysokości 50 μm.
1. Mistrzowska produkcja form za pomocą fotolitografii SU-8
<ol>
	<li>Umieść wafel krzemowy na płycie grzejnej ustawionej w temperaturze 200 °C na 10 minut, aby się odwodnił. 
	Uwaga: Odwodnienie wafla krzemowego zapewnia lepszy kontakt i zapewnia rozprowadzanie fotorezystu SU-8 podczas etapu powlekania wirowego.</li>
	<li>Schłodzić odwodnioną wafel do temperatury pokojowej przez okres 3 minut.</li>
	<li>Załaduj wafel na powlekarkę wirową i umieść 4 ml fotorezystu SU-8 (około 1 ml SU-8 na cal podłoża) na środku płytki.
	<ol>
		<li>Najpierw rozprowadź osadzony SU-8 powoli z prędkością 500 obrotów na minutę (rpm) przez 10 sekund. Taka prędkość obrotowa zapewnia zwiększenie pokrycia SU-8 na całej powierzchni płytki.</li>
		<li>Po drugie, kontroluj grubość SU-8, obracając podłoże z większymi prędkościami. W obecnych eksperymentach użyj prędkości wirowania 3,000 obr./min przez 30 sekund, aby wygenerować cechy SU-8 o wysokości 50 μm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ostrożnie przetrzyj krawędź wafla bawełnianą chusteczką podczas wirowania z niską prędkością obrotową (zwykle 100 obr./min).</li>
	<li>Podgrzej wirującą płytkę na płycie grzejnej w temperaturze 95 °C przez 15 minut, aby usunąć resztki rozpuszczalnika z SU-8 (tj. "miękkie pieczenie"). 
	Uwaga: Obecność wzorów lub "zmarszczek" w warstwie rezystancyjnej wskazuje na niepełne usunięcie rozpuszczalnika.</li>
	<li>Schłodź upieczoną wafel z powrotem do temperatury pokojowej i zetknij się z waflem po stronie zadrukowanej emulsją z waflem przed ekspozycją.</li>
	<li>Włącz lampę UV i jednostkę naświetlania i pozwól systemowi ustabilizować się w ciągu 10 minut. Zmierz natężenie lampy przy 365 nm za pomocą optometru UV i oszacuj wymagany czas ekspozycji (zgodnie z czasem = energia/intensywność ekspozycji przy 365 nm). 
	Uwaga: Energia ekspozycji w obecnych eksperymentach została obliczona na 250 mJ/cm2.</li>
	<li>Wystaw fotomaskę na płytce powlekanej wirowo na działanie światła UV przez czas oszacowany w poprzednim kroku. Tutaj naświetlaj przez 79,6 sek.</li>
	<li>Bezpośrednio po ekspozycji piecz naświetloną płytkę na płycie grzejnej w temperaturze 65 °C przez 1 minutę, a następnie w temperaturze 95 °C przez 5 minut. Na tym etapie reakcja jest inicjowana światłem UV i zakończona po upieczeniu.</li>
	<li>Upieczony wafel pozostaw do ostygnięcia do temperatury pokojowej przez okres 3 minut.</li>
	<li>Rozwinąć nieusieciowany SU-8 na płytce, rozpuszczając go w wywoływaczu SU-8 w ciągu 8 minut. Aby zapewnić całkowite usunięcie nieusieciowanego SU-8, podziel proces na dwa etapy.
	<ol>
		<li>W pierwszym zanurz płytkę w roztworze wywoływacza na 5 minut, usuwając większość nieusieciowanego SU-8.</li>
		<li>Następnie zanurz wafel w świeżym roztworze wywoływacza na 3 minuty, aby rozpuścić pozostały nieusieciowany SU-8 (zwykle uwięziony między usieciowanymi strukturami).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opracowaną płytkę należy przepłukać izopropanolem i pozostawić płytkę o wzorzystych strukturach (zwanych dalej "wzorcem") do wyschnięcia. Obserwacja mlecznej pozostałości po spłukaniu formy wzorcowej wskazuje, że rozwój jest niekompletny.</li>
	<li>Podgrzej wysuszoną formę wzorcową na gorącej płycie w temperaturze 200 °C przez 2-5 minut, aby "upiec na twardo" podłoże i potencjalne pęknięcia rezystu.</li>
	<li>Pozwól wyprodukowanej formie głównej ostygnąć do temperatury pokojowej.</li>
	<li>Umieść formę wzorcową w eksykatorze (podłączonym do pompy próżniowej) wewnątrz dygestorium.</li>
	<li>Wlać 100 μl chlorku trimetylosililu (TMCS) do szklanej zlewki i umieścić ją w eksykatorze. 
	UWAGA: TMCS jest łatwopalny, i toksyczny; W związku z tym czynności związane z obsługą powinny być wykonywane pod wyciągiem, przy założeniu rękawic ochronnych, okularów ochronnych i fartucha laboratoryjnego.</li>
	<li>Umieść eksykator w próżni i odczekaj co najmniej 1 godzinę, aby para TMCS mogła osiąść na powierzchni formy głównej.</li>
	<li>Po 1 godzinie powoli wyrównać ciśnienie w eksykatorze i otworzyć na atmosferę. 
	UWAGA: Nie oddychać bezpośrednio nad otwartym eksykatorem.</li>
	<li>Usunąć silanizowany master i zamknąć eksykator.</li>
</ol>
2. Produkcja dwuwarstwowych urządzeń mikroprzepływowych
Uwaga: Protokół jest szczególnie wrażliwy na czas i temperaturę. Nieprzestrzeganie ram czasowych i temperatury może prowadzić do wytworzenia niepołączonych, a tym samym niefunkcjonalnych urządzeń.
<ol>
	<li>Wlej mieszaninę elastomeru PDMS i utwardzacza (o masie 5:1) do jednorazowego naczynia wagowego i całkowicie wymieszaj plastikową szpatułką. W obecnych doświadczeniach należy użyć 50 g elastomeru i 10 g utwardzacza, aby utworzyć warstwę PDMS o wysokości około 5 mm19,26.</li>
	<li>Umieścić dobrze wymieszany PDMS w eksykatorze pod próżnią w celu odgazowania i usunięcia uwięzionych pęcherzyków na 15 minut.</li>
	<li>Wymieszać elastomer PDMS i utwardzacz (o masie 20:1) w jednorazowym naczyniu wagowym (np. 10 g elastomeru i 0,5 g utwardzacza)19,26.</li>
	<li>Zamocuj formę główną "warstwy kontrolnej" w ramie (w obecnych eksperymentach okrągły pierścień z politetrafluoroetylenu (PTFE) o średnicy 11 mm).</li>
	<li>Po 15 minutach umieścić mieszaninę PDMS w proporcji 20:1 w eksykatorze pod próżnią w celu odgazowania.</li>
	<li>W tym samym czasie, co w poprzednim kroku, wyjmij mieszaninę PDMS 5:1 z eksykatora i wlej ją na formę wzorcową "warstwy kontrolnej", która znajduje się wewnątrz okrągłej ramy. Umieść ramkę zawierającą PDMS i formę główną w eksykatorze również pod próżnią. Zatrzymaj nadwyżkę PDMS.</li>
	<li>Po 45 minutach (i 30 minutach po umieszczeniu obu mieszanin PDMS w eksykatorze) wyjąć obie mieszaniny PDMS z eksykatora i umieścić ramkę zawierającą 5:1 PDMS i formę wzorcową "warstwy kontrolnej" w piecu w temperaturze 80 °C.</li>
	<li>W tym samym czasie zacznij wirować powlekanie formy głównej "warstwy płynnej" mieszaniną PDMS 20:1. Prędkość obrotowa powłoki wirowej jest określana na podstawie żądanej wysokości i została podana w innym miejscu27. Dążyć do zakończenia powlekania wirowego po 60 minutach i zachować resztki PDMS.</li>
	<li>Po 60 minutach wstawić wirowanie formy "warstwy płynnej" pokrytej PDMS w proporcji 20:1 do pieca w temperaturze 80 °C.</li>
	<li>Po 75 minutach wyjmij obie formy główne z piekarnika.</li>
	<li>Oderwij tylko PDMS 5:1 od formy wzorcowej "warstwy kontrolnej", pokrój podłoże w kostkę ostrzem i przebij otwory na warstwy kontrolne za pomocą dziurkacza do biopsji 1 mm w miejscach wlotów określonych w projekcie. W tym przypadku warstwa kontrolna ma 24 mm długości i 24 mm szerokości.</li>
	<li>Usuń zanieczyszczenia z pokrojonych w kostkę frytek za pomocą taśmy klejącej.</li>
	<li>Ręcznie zmontuj pokrojone w kostkę i wykrawane chipy warstwy kontrolnej na wierzchu wirowania PDMS 20:1 pokrytego na formie głównej "warstwy płynu" za pomocą mikroskopu stereoskopowego o powiększeniu 500X (rysunek 1).</li>
	<li>Wlej i narysuj resztki PDMS wokół zmontowanych chipów, aby uzyskać grubszą warstwę PDMS, a tym samym ułatwić usunięcie połączonych warstw płynnych i kontrolnych na końcu.</li>
	<li>Umieść formę wzorcową "warstwy płynnej" zawierającą urządzenia dwuwarstwowe w piekarniku w temperaturze 80 °C i przechowuj przez noc.</li>
	<li>Następnego dnia wyjmij utwardzony zestaw z piekarnika i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej.</li>
	<li>Oderwij zespół PDMS od formy głównej "warstwy fluidycznej", pokrój w kostkę wyprodukowane urządzenia dwuwarstwowe za pomocą ostrza (24 mm długości i 24 mm szerokości) i przebij wloty/wyloty płynów za pomocą dziurkacza do biopsji 1,5 mm.</li>
	<li>Powierzchnię wiórów należy potraktować otwartymi kanałami i szklanymi szkiełkami nakrywkowymi (24 mm × 40 mm) wyładowaniem koronowym i natychmiast połączyć je ze sobą. Leczyć, przesuwając wyładowanie koronowe po płycie PDMS i szkiełku nakrywkowym przez 1 minutę. Alternatywnie można użyć stacjonarnego systemu plazmowego, aby ułatwić klejenie.</li>
	<li>Połączone dwuwarstwowe frytki należy przechowywać w piekarniku w temperaturze 70-80 °C przez co najmniej 4 godziny.</li>
</ol>
3. Zespół systemu mikroprzepływowego
<ol>
	<li>Po zmontowaniu urządzenia mikroprzepływowego podłącz wloty warstwy fluidycznej chipa do zbiorników fluidycznych (strzykawek) za pomocą rurki z politetrafluoroetylenu (PTFE) (średnica wewnętrzna 0,8 mm).</li>
	<li>Podłącz źródło zasilania ciśnieniem do wlotów warstwy sterującej za pomocą rurki z gumy silikonowej i metalowych złączy o średnicy zewnętrznej 1.6 mm.</li>
	<li>Otwieraj i zamykaj zawory, doprowadzając sprężone powietrze pod ciśnieniem 3 barów za pomocą źródła ciśnienia, które jest obsługiwane ręcznie. Dostarczaj płyny do kanałów za pomocą szeregu sterowanych komputerowo pomp strzykawkowych.</li>
	<li>Wizualizacja uruchamiania zaworów i pracy urządzenia za pomocą kamery o wysokiej rozdzielczości zamontowanej na odwróconym mikroskopie. Użyj powiększenia od 5x do 63x.</li>
</ol>
4. Manipulowanie reżimem przepływu laminarnego za pomocą pneumatycznego uruchamiania klatki
Uwaga: Warstwa fluidyczna składa się z dwóch kanałów wlotowych zbiegających się o szerokości 150 μm, do szerszego kanału głównego o szerokości 300 μm. Warstwa kontrolna ma szereg identycznych prostokątnych zaworów (250 μm × 200 μm), które znajdują się na górze głównego kanału przepływowego.
<ol>
	<li>Po podłączeniu zestawu do pompy strzykawkowej i pneumatycznych układów sterowania, wprowadzić wodny przepływ barwnika przez jeden z kanałów wlotowych o natężeniu przepływu 20 μl/min.</li>
	<li>Zamknij zawór, uruchamiając go przy ciśnieniu 3 barów.</li>
	<li>Należy pamiętać, że płyn może nadal przepływać wokół zaworu. Cecha ta jest istotna w osiąganiu kontrolowanej obróbki chemicznej uwięzionych struktur18,25.</li>
	<li>Otwórz zawór, zwalniając ciśnienie.</li>
	<li>Podczas gdy roztwór barwnika przepływa przez pierwszy kanał, wstrzyknąć kolejny płyn wodny do drugiego kanału wlotowego z prędkością 20 μl/min. Interfejs między dwoma przepływami wodnymi powstaje w wyniku reżimu przepływu laminarnego obecnego w urządzeniu mikroprzepływowym.</li>
	<li>Zamknij zawór, uruchamiając go przy ciśnieniu 3 barów. W takim przypadku uruchomienie zaworu zmienia granicę faz dwóch przepływów wodnych; wynik, który można wykorzystać do modyfikacji szlaku syntezy podczas tworzenia CP (vide infra)18,28.</li>
	<li>Zmień natężenie przepływu płynu na 30 μl/min i 10 μl/min i obserwuj przesunięte w dół lub w górę prowadzenie granicy faz generowanych między dwoma płynami.</li>
</ol>
5. Lokalizacja mikrocząsteczek
<ol>
	<li>Podłącz wyprodukowany dwuwarstwowy chip do pompy strzykawkowej i pneumatycznych systemów sterowania.</li>
	<li>Przygotować roztwór wodny zawierający 10% wag. cząstek fluorescencyjnych polistyrenu (o średnicy 5 μm, maksimum wzbudzenia i emisji przy 468 nm i 508 nm).</li>
	<li>Użyj źródła wzbudzenia laserowego działającego na długości fali 488 nm.</li>
	<li>Wprowadzić płyn zawierający cząstki stałe do dwóch kanałów wlotowych z łącznym natężeniem przepływu 20 μl/min.</li>
	<li>Odczekaj 2 minuty, aż ustabilizuje się przepływ.</li>
	<li>Uruchomić zawór pod ciśnieniem 3 barów, aby go zamknąć. Kilka cząstek zostanie uwięzionych pod zaworem i zlokalizowanych na powierzchni, podczas gdy przepływ jest utrzymywany.</li>
</ol>
6. Wytwarzanie i kontrolowana redukcja polimeru koordynacyjnego (CP)
<ol>
	<li>Przygotować 2,5 mM wodny roztwór azotanu srebra (AgNO3).</li>
	<li>Przygotuj 2,5 mM wodny roztwór cysteiny (Cys).</li>
	<li>Przygotować nasycony roztwór kwasu askorbinowego w etanolu18.</li>
	<li>Użyj tego samego dwuwarstwowego chipa i wstrzyknij dwa odczynniki do dwóch kanałów wlotowych (po jednym odczynniku na wlot) każdy z natężeniem przepływu 50 μl/min.</li>
	<li>Obserwuj powstawanie CP srebra i cysteiny (Ag(I)Cys) na granicy dwóch współpłynących par.</li>
	<li>Uruchomić zawór pod ciśnieniem 3 barów, aby uwięzić uformowane CP Ag(I)Cys pod zaworem.</li>
	<li>Przepłukać wodę destylowaną do kanałów wlotowych z natężeniem przepływu 50 μl/min w celu zmycia nadmiaru odczynników używanych podczas procesu syntezy.</li>
	<li>Zwolnij ciśnienie i otwórz zawór. Wygenerowane CP pozostają pod zaworem w warunkach zatrzymanego przepływu.</li>
	<li>W celu przeprowadzenia kontrolowanej redukcji chemicznej uwięzionych Ag(I)Cys CPs, należy zwolnić ciśnienie zaworu przy ciśnieniu 1 bara i przepłukać nasycony roztwór kwasu askorbinowego w etanolu z prędkością przepływu 10 μl/min.</li>
	<li>Obserwuj wyraźną zmianę koloru, która przypisuje się redukcji Ag(I) do metalicznego srebra (Ag(0)) przez kwas askorbinowy18.</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Nicolet+iS5+User+Guide%22">Nicolet iS5 User Guide</a>. , (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zgłoszone podejście można łatwo zmodyfikować w celu wytworzenia różnych kształtów zaworów, aby umożliwić inne zastosowania, takie jak zatrzymywanie płynów. Rzeczywiście, elastyczność tego protokołu pozwala również na modyfikację grubości dolnej warstwy, a tym samym membrany PDMS, od kilkudziesięciu do kilkuset mikronów, aby spełnić dowolne zastosowanie. Co więcej, wymiary struktur w każdej warstwie urządzenia mogą być zoptymalizowane pod kątem pożądanego zastosowania, a różne wysokości konstrukcji na formach wzorcowych można łatwo osiągnąć, obracając fotorezystem z różnymi prędkościami. Obracanie fotorezystu z większą prędkością skutkuje cieńszymi strukturami. 
Aby lepiej wdrożyć protokół, niezbędne jest środowisko czystego pomieszczenia do produkcji form głównych; W przeciwnym razie procedura produkcyjna doprowadzi do wadliwych form głównych, a tym samym do bezużytecznych urządzeń mikroprzepływowych. W protokole tym należy podkreślić dwa kluczowe aspekty: i) stałą temperaturę pieca, którą należy dostosować do 80 °C oraz ii) zaprogramowany okres czasu między procesami, który musi być dokładnie przestrzegany. Każda modyfikacja temperatury i ram czasowych w protokole może prowadzić do powstania niepowiązanych chipów, a tym samym do niedziałających urządzeń.
Warunki "wolne od turbulentów", zwykle spotykane w układach mikroprzepływowych, zostały ostatnio wykorzystane do generowania mikrostruktur lub materiałów molekularnych wewnątrz30 i na zewnątrz jednowarstwowych chipów mikroprzepływowych31. W dwuwarstwowych chipach mikroprzepływowych reżim przepływu laminarnego, a co za tym idzie, interfejs generowany między ciągłymi przepływami współprzepływowymi może być manipulowany za pomocą klatek pneumatycznych18,28. Urządzenia te zapewniają również skuteczną kontrolę nad szlakiem syntetycznym, co z kolei prowadzi do precyzyjnej lokalizacji i pułapkowania na powierzchniach18. 
Jak wspomniano wcześniej, uruchamianie pneumatyczne w dwuwarstwowych chipach mikroprzepływowych było wcześniej wykorzystywane do różnych zastosowań, takich jak pułapkowanie komórek20, badania aktywności enzymatycznej21 i krystalizacja białek24. Jednak głównym celem zgłoszonego podejścia jest zaproponowanie platformy, która będzie wykorzystywana do wychwytywania i kierowania szlakiem koordynacyjnym krystalicznego materiału molekularnego oraz kontrolowania reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach na chipie18,25. 
Opisana metoda pozwala nie tylko na uwięzienie struktur anizotropowych, ale może być stosowana do lokalizowania cząstek na powierzchniach. Przyszłe badania mogą być skutecznie ukierunkowane na projektowanie nowych kształtów zaworów do dodatkowych zastosowań w biologii, materiałoznawstwie i technologiach czujników. Połączenie różnych kształtów zaworów, a także zmienionych wysokości kanałów i grubości membran może być wykorzystane do spełnienia określonych zastosowań, takich jak badania chemiczne oparte na mieszaniu dyfuzyjnym i lokalizacji wzrostu materiału.
Kolejnym zastosowaniem opisanych platform mikroprzepływowych jest kontrolowane domieszkowanie chemiczne kryształów, co może prowadzić do zracjonalizowanego powstawania granic faz w strukturach krystalicznych19. Podejście to przewiduje również szeroki zakres obróbki końcowej struktur uwięzionych na chipie; Metodyka, która bez wątpienia otworzy nowe horyzonty w inżynierii materiałowej.
Należy podkreślić, że liczba technologii umożliwiających kontrolowane reakcje chemiczne w warunkach dynamicznych i na materii krystalicznej jest obecnie bardzo ograniczona, co czyni to podejście bardzo atrakcyjnym w dziedzinach związanych z materiałami. Jednak głównym ograniczeniem tej technologii jest zastosowanie PDMS. Elastomer PDMS jest niekompatybilny z wieloma rozpuszczalnikami organicznymi, co ogranicza liczbę reakcji, które można przeprowadzić wewnątrz tych mikroprzepływowych chipów. W przyszłości opracowanie innych elastomerów, które mogą tolerować i być stabilne w stosunku do większej liczby rozpuszczalników organicznych, będzie wysoce konieczne, aby rozszerzyć tę dziedzinę badań na inne materiały i chemikalia.

Materiały molekularne od dawna są badane w środowisku naukowym ze względu na ich szerokie zastosowanie w takich dziedzinach jak elektronika molekularna, optyka i czujniki1-4. Wśród nich przewodniki organiczne są szczególnie ekscytującą klasą materiałów molekularnych ze względu na ich centralną rolę w elastycznych wyświetlaczach i zintegrowanych urządzeniach funkcjonalnych5,6. Jednak metodologie stosowane w celu umożliwienia transportu ładunku elektronicznego w materiałach molekularnych są ograniczone do tworzenia kompleksów transportu ładunku (CTC) i soli transportujących ładunek (CTS)7-10. Często CTC i CTS są generowane metodami elektrochemicznymi lub w bezpośrednich chemicznych reakcjach redoks; procesy, które utrudniają kontrolowaną transformację ugrupowań dawcy lub akceptora w bardziej złożone architektury, w których można wyobrazić sobie wielofunkcyjność. W związku z tym wyjaśnienie nowych systematycznych metod kontrolowanego wytwarzania i manipulowania materiałami molekularnymi pozostaje poważnym wyzwaniem w dziedzinie materiałoznawstwa i inżynierii molekularnej, a jeśli się powiedzie, bez wątpienia doprowadzi do powstania nowych funkcji i nowatorskich zastosowań technologicznych.
W tym kontekście, technologie mikroprzepływowe zostały ostatnio wykorzystane do syntezy materiałów molekularnych ze względu na ich zdolność do kontrolowania wymiany ciepła i masy, a także objętości reakcji-dyfuzji odczynników podczas procesu syntezy11,12. Mówiąc prościej, w przepływach ciągłych i przy niskich liczbach Reynoldsa można osiągnąć stabilny interfejs między dwoma lub więcej strumieniami odczynników, co pozwala na utworzenie dobrze kontrolowanej strefy reakcji wewnątrz ścieżki przepływu, gdzie mieszanie następuje tylko poprzez dyfuzję13-16. Rzeczywiście, wcześniej zastosowaliśmy przepływy laminarne do zlokalizowania szlaku syntezy krystalicznych materiałów molekularnych, takich jak polimery koordynacyjne (CP) w kanałach mikroprzepływowych17. Chociaż metodologia ta okazała się bardzo obiecująca w tworzeniu nowych nanostruktur CP, bezpośrednia integracja takich struktur na powierzchniach, a także kontrolowana obróbka chemiczna po ich utworzeniu nie została jeszcze zrealizowana in situ18. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, wykazaliśmy niedawno, że w tym zakresie można korzystnie zastosować uruchamianie mikroprzepływowych klatek pneumatycznych (lub zaworów) wbudowanych w dwuwarstwowe urządzenia mikroprzepływowe. Od czasu pionierskich prac grupy19 Quake'a, mikroprzepływowe zawory pneumatyczne były często używane do wychwytywania i izolowania pojedynczych komórek20, badań aktywności enzymatycznej21, wychwytywania małych objętości płynów22, lokalizacji materiałów funkcjonalnych na powierzchniach23 i krystalizacji białek24. Wykazaliśmy jednak, że dwuwarstwowe urządzenia mikroprzepływowe mogą być używane do wychwytywania, lokalizowania i integrowania struktur uformowanych in situ w celu odczytu komponentów i powierzchni18. Co więcej, wykazaliśmy również, że taka technologia może być wykorzystywana do wykonywania kontrolowanych zabiegów chemicznych na uwięzionych strukturach, umożliwiając zarówno "mikroprzepływową wymianę ligandów"18, jak i kontrolowane domieszkowanie chemiczne kryształów organicznych18,25. W obu przypadkach CTC mogą być syntetyzowane w kontrolowanych warunkach mikroprzepływowych, a w najnowszym badaniu wielofunkcyjność można opisać w tym samym materiale. W tym miejscu demonstrujemy wydajność tych dwuwarstwowych urządzeń mikroprzepływowych wykorzystujących przepływy obciążone barwnikiem, generujemy i kontrolujemy ścieżkę koordynacyjną CP, a także jej lokalizację na powierzchni kanału mikroprzepływowego, a na koniec oceniamy kontrolowane zabiegi chemiczne na strukturach uwięzionych na chipie.

<table><tbody><tr><td>Maski filmowe o wysokiej rozdzielczości</td><td>Microlitho, Wielka Brytania</td> <td>-</td> <td>Funkcje do 5 &#956; m</td></tr><tr><td>SU8 fotorezystuł</td><td>MicroChem Corp., USA</td><td>SU8-3050-Wafle</td><td></td></tr> <tr><td>krzemowe</td><td>Silicon Materials Inc., Niemcy</td><td>4-calowe wafle krzemowe</td><td>Powierzchnia przednia: polerowana, Powierzchnia tylna: trawiony</td></tr><tr><td>Zestaw elastomerów silikonowych (PDMS)</td> <td>Dow Corning, USA</td><td>Sylgard&reg; 184-Spinner</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Suiss MicroTech, Niemcy</td><td>Błystka obrotowa Delta 80</td><td>-</td></tr><tr><td>Optometr UV</td><td>Gigahertz-Optik Inc., USA</td><td>X1-1-Mask</td><td></td></tr> <tr><td>Aligner</td><td>Suiss MicroTech, Niemcy</td><td>Karl Suss MA/BA6&nbsp;</td><td>-</td></tr><tr><td>Deweloper SU8</td><td>Micro resist technology GmbH, Niemcy</td><td>mr-Dev 600-Chlorek</td><td></td></tr> <tr><td>trimetylosililu&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>386529</td><td>&ge; 97%, UWAGA: Używaj go tylko pod wyciągiem.</td></tr><tr><td>Dziurkacz do biopsji</td><td>Miltex GmBH, Niemcy</td><td>33-31AA-P/25</td><td>1 mm</td></tr><tr><td>Dziurkacz do biopsji</td><td>Miltex GmBH, Niemcy</td><td>33-31A-P/25</td><td>1,5 mm</td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe</td><td>1,5 mm Menzel-Glaser, Niemcy</td><td>BB024040SC</td><td>24 mm i razy 60 mm, #5</td></tr><tr><td>Laboratoryjna obróbka koronowa</td><td>Electro-Technic Products, USA</td><td>BD-20ACV&nbsp;</td><td>-</td></tr><tr><td>Rurka PTKE</td><td>PCM S.A., Szwajcaria</td><td>AWG-TFS-XXX</td><td>AWG 20TFS, rolka 100&nbsp; m</td></tr><tr><td>Rurki z gumy silikonowej</td><td>Hi-Tek Products,</td> <td>UK-1</td> <td>mm ID</td></tr><tr><td>Pompy strzykawkowe neMESYS</td><td>Cetoni GmbH, Niemcy</td><td>Kamera niskociśnieniowa (290N)</td><td>-</td></tr><tr><td>wysoka rozdzielczość</td><td>Zeiss, Niemcy</td><td>Axiocam MRc</td><td></td></tr> <tr><td>5-Fluorescencyjny mikroskop odwrócony</td><td>Zeiss, Niemcy</td><td>Axio Observer A1</td><td>Działa na dwóch długościach fali, tj. , 350 nm i 488 nm</td></tr><tr><td>Zielone cząstki fluorescencyjne polistyrenu</td><td>Fisher Scientific, Szwajcaria</td><td>11523363</td><td>Rozmiar: 5.0 &#956; m, zawartość ciał stałych: 1%</td></tr><tr><td>Azotan srebra (AgNO3)</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>209139</td><td>&ge; 99,0%</td></tr><tr><td>L-cysteina (Cys)</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>W326305</td><td>&ge; 97.0%</td></tr><tr><td>Jednorazowe naczynie wagowe</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>Z154881</td><td>L & razy; W i czasy; H : 86&nbsp; mm i razy; 86&nbsp; mm i razy; 25&nbsp; mm</td></tr><tr><td>Jednorazowa szalka wagowa</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>Z708593</td><td>Sześciokątna, rozmiar XL</td></tr><tr><td>Plastikowa szpatułka</td><td>Semadeni, Szwajcaria</td><td>3340</td><td>L i razy; W : 135 mm x 14 mm</td></tr><tr><td>Barwnik, Bemacron ROT E-G</td><td>Bezema, Szwajcaria</td><td>BZ 911.231</td><td>Czerwony</td></tr><tr><td>mikroskop stereoskopowy</td><td>Wild Heerbrugg, Szwajcaria</td><td>Wild M8</td><td>500-krotne powiększenie</td></tr><tr><td>Jednorazowe skalpele</td><td>B. Braun, Szwajcaria</td><td>233-5320</td><td>Nr. 20</td></tr><tr><td>Kwas L-askorbinowy</td><td>Sigma-Aldrich, Szwajcaria</td><td>A4403</td><td>-</td></tr></tbody></table>

mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

Microfluidic Pneumatic Cages: A Novel Approach for In-chip Crystal Trapping, Manipulation and Controlled Chemical Treatment

Precyzyjna lokalizacja i kontrolowana obróbka chemiczna struktur na powierzchni są znaczącymi wyzwaniami dla powszechnych technologii laboratoryjnych. W tym miejscu wprowadzamy technologię opartą na mikroprzepływach, wykorzystującą dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe, które może wychwytywać i lokalizować struktury syntetyzowane in situ i ex situ na powierzchniach kanałów mikroprzepływowych. Co najważniejsze, pokazujemy, w jaki sposób takie urządzenie może być wykorzystywane do przeprowadzania kontrolowanych reakcji chemicznych na strukturach uwięzionych na chipie i pokazujemy, jak można precyzyjnie modyfikować za pomocą tej technologii szlak syntezy krystalicznego materiału molekularnego i jego pozycjonowanie w kanale mikroprzepływowym. Takie podejście stwarza nowe możliwości kontrolowanego montażu konstrukcji na powierzchni i ich późniejszej obróbki.

Dwuwarstwowe urządzenia mikrofluidyczne składają się z dwóch połączonych chipów mikrofluidycznych wykonanych z PDMS, jak pokazano na Rysunku 1. Pierwsza warstwa, która jest jednocześnie przytwierdzona do powierzchni, służy do przepływu cieczy (warstwa płynowa), natomiast druga warstwa, bezpośrednio połączona z pierwszą warstwą PDMS, służy do przepływu gazu (warstwa sterująca).
<img alt="Schemat i zdjęcie chipa mikroprzepływowego; wloty/wylot płynów, warstwa sterująca, konfiguracja z płytką szklaną." src="/files/ftp_upload/54193/54193fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe. (A) Schemat oraz (B) mikrofotografia dwuwarstwowego urządzenia mikroprzepływowego użytego w naszych badaniach. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54193/54193fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Wtryskiwanie gazu przez kanały w warstwie sterującej ściska warstwę cieczy w kierunku powierzchni (Rycina 2A i Rycina 2B), co umożliwia przechwytywanie i lokalizację struktur na powierzchni kanału mikrofluidycznego. Aktywacja membrany PDMS może być wykorzystana do generowania pneumatycznych klatek i/lub mikrozaworów sterowanych przez kontroler pneumatyczny. Jako przykładowe modele aktywacji membrany pokazujemy, w jaki sposób całkowite odkształcenie warstwy cieczy zapobiega cyrkulacji przepływu z barwnikiem pod zaworem po jego aktywacji (Rycina 2C) oraz przechwytywanie fluorescencyjnych mikrocząsteczek na powierzchni mikrokanału (Rycina 2D i 2E).
<img alt="Schemat działania chipa mikrofluidycznego przedstawiający kanały sterowania cieczą i aktywowane zawory." src="/files/ftp_upload/54193/54193fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Aktywacja membrany i pułapkowanie struktur. (A) Ilustracje z widoku bocznego i (B) z góry przedstawiające dwuwarstwowe urządzenie mikrofluidyczne przed (góra) i po (dół) aktywacji zaworu pneumatycznego. (C) Mikrografie dwuwarstwowego urządzenia mikrofluidycznego przed (góra) i po ściśnięciu warstwy cieczy (dół). Na dolnym panelu warstwa cieczy jest wypełniona wodnym roztworem barwnika rhodamine w celu lepszego zobrazowania aktywacji membrany. (D) Mikrografie w polu jasnym dwuwarstwowego urządzenia mikrofluidycznego przed (góra) i po (dół) aktywacji zaworu przy przepływie wodnego roztworu zawierającego fluorescencyjne cząsteczki polistyrenu (10 wt.%). (E) Obrazy fluorescencyjne odpowiadające mikrografiom z mikroskopu optycznego przedstawionym w punkcie D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54193/54193fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
Rysunek 3A ilustruje uwięzienie generowanych in situ polimerów koordynacyjnych (CPs) wewnątrz dwuwarstwowego urządzenia mikrofluidycznego poprzez aktywację pneumatycznej klatki. Należy zauważyć, że po aktywacji pierwszego zaworu powstaje nowa ścieżka koordynacyjna. Aktywacja zaworu zapewnia uwięzienie CP Ag(I)Cys generowanego na styku dwóch strumieni reagentów i ułatwia utworzenie nowej ścieżki koordynacyjnej (Rysunek 3A). Szczegółowa charakterystyka chemiczna CP Ag(I)Cys generowanego na styku dwóch strumieni reagentów została przedstawiona w poprzednich badaniach17,18. Dodatkowo, po usunięciu nadmiaru roztworów reagentów przepływem czystej wody (Rysunek 3B), do kanału mikrofluidycznego można dodać nasycony roztwór kwasu askorbinowego w etanolu w celu kontrolowanej redukcji chemicznej struktur uwięzionych na chipie (Rysunek 3C). Obniżenie ciśnienia zaworu z 3 bars do 1 bar sprzyja kontrolowanej obróbce chemicznej uwięzionego CP Ag(I)Cys pod obszarem zaciskanym18. Zmiana koloru uwięzionych CPs Ag(I)Cys na ciemnobrązowy jest przypisywana redukcji srebra jednowartościowego do metalu, zgodnie z wcześniejszymi obserwacjami18,29.
<img alt="Koordynacja zaworu mikrofluidycznego, pułapkowanie CP, schemat, dynamika płynów, kontrola ciśnienia, H2O, Asc Ac." src="/files/ftp_upload/54193/54193fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Pułapkowanie CP Ag(I)Cys i kontrolowana redukcja chemiczna. (A) Obraz z mikroskopu optycznego przedstawiający pułapkowanie zsyntetyzowanego in situ CP Ag(I)Cys i generowanie nowej ścieżki koordynacyjnej. (B) Mikrofotografia pułapkowanych CP pod obszarem zaciskowym po usunięciu nadmiaru roztworów reagentów przepływem wody, a w (C) mikrofotografia tego samego mikro-zaworu po procesie reakcji redukcji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54193/54193fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Tutaj opisujemy wytwarzanie i działanie dwuwarstwowego systemu mikroprzepływowego wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS). Pokazujemy potencjał tego urządzenia w zakresie wychwytywania, kierowania szlakiem koordynacyjnym krystalicznego materiału molekularnego i kontrolowania reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach na chipie.

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

The precise localization and controlled chemical treatment of structures on a surface are significant challenges for common laboratory technologies. ...

Ogólnym celem tego podejścia jest zademonstrowanie potencjału tego urządzenia w zakresie wychwytywania, kierowania ścieżką koordynacji krystalicznego materiału molekularnego oraz kontrolowania reakcji chemicznych w strukturach wychwyconych na chipie. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie nauki o materiałach, takie jak wpływ kontrolowanych zabiegów chemicznych na właściwości struktur samoorganizujących się. Należy podkreślić, że liczba technologii umożliwiających kontrolowaną obróbkę chemiczną w warunkach dynamicznych jest obecnie bardzo ograniczona, co czyni to podejście niezwykle atrakcyjnym w obszarze badań nad materiałami.Na początek należy przygotować silanizowaną formę główną z wykorzystaniem fotolitografii SU8. Cząstka zanieczyszczająca jest szczególnie wrażliwa zarówno na czas, jak i temperaturę. Jakikolwiek błąd w przestrzeganiu opisanego harmonogramu czasowego i temperatury może doprowadzić do wytworzenia urządzenia niewiązanego, a tym samym niefunkcjonalnego.Przygotuj mieszaninę PDMS, łącząc 50 g elastomeru i 10 g utwardzacza w jednorazowym naczyniu wagowym. Całkowicie wymieszaj składniki za pomocą plastikznej szpatułki. Następnie umieść dobrze wymieszany PDMS w deskrykatorze pod próżnią na 15 minut, aby odgazować mieszaninę i usunąć uwięzione pęcherzyki powietrza.Podczas odgazowywania pierwszej partii PDMS, przygotuj drugą partię, mieszając 10 g elastomeru i 0,5 g utwardzacza. Następnie zamocuj matrycę główną zawierającą warstwę kontrolną w okrągłej ramce PTFE o średnicy 11 mm. Po odgazowaniu mieszaniny PDMS w stosunku pięć do jednego, wyjmij ją z komory próżniowej.Teraz wlej mieszaninę PDMS w proporcji pięć do jednego na matrycę warstwy kontrolnej, aż mieszanina osiągnie poziom prostej pionowej ścianki ramy z PTFE. Następnie umieść ją w eksykatore. Jednocześnie umieść w eksykatore również mieszaninę PDMS w proporcji 20 do jednego i ponownie wytwórz próżnię.Odgazuj zarówno pokrytą formę matkę, jak i PDMS w stosunku 20:1 przez dodatkowe 30 minut. Następnie wyjmij oba elementy z deskryptora i umieść formę matkę warstwy kontrolnej w piekarniku uprzednio rozgrzanym do 80 °C. Podczas wypiekania warstwy kontrolnej umieść formę matkę warstwy fluidycznej na powlekaczu wirówkowym.Wlej około 4 mililitrów mieszaniny PDMS w stosunku 20:1 na matrycę główną warstwy fluidycznej i poddaj wafelek obróbce w wirówce przez 40 sekund przy 1200 rpms, aby uzyskać warstwę o grubości 60 mikrometrów. Po upływie godziny całkowitego czasu otwórz piec, umieść wafelek z naniesioną warstwą obok warstwy kontrolnej i wypalaj je razem przez dodatkowe 15 minut w temperaturze 80 stopni Celsjusza. Następnie, po upływie łącznie 75 minut, wyjmij oba wafelkii z pieca.Najpierw odwarstw warstwę kontrolną z mieszaniny PDMS w stosunku pięć do jednego. Wytnij chipy za pomocą żyletki. Następnie wykonaj otwory wlotowe, używając bioptera o średnicy 1 mm.Następnie za pomocą taśmy klejącej usuń wszelkie zanieczyszczenia z pociętych chipów warstwy kontrolnej. Po oczyszczeniu chipów użyj stereomikroskopu, aby wyrównać chip warstwy kontrolnej na wierzchu formy głównej warstwy fluidycznej. Następnie wlej i rozprowadź pozostałe PDMS wokół zmontowanych chipów.Następnie umieść cały układ w piecu w temperaturze 80 °C. Wypalaj zmontowane urządzenia przez noc. Następnego dnia wyjmij utwardzony zestaw z pieca i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej.Następnie oddziel zespół PDMS od formy matrycy warstwy płynowej. Po oddzieleniu od formy matrycy, potnij wykonane dwuwarstwowe urządzenia za pomocą skalpela i użyj wycinaka do biopsji o średnicy 1,5 millimeter, aby utworzyć wloty i wyloty płynowe. Następnie poddaj szkiełka podstawowe oraz warstwę płynową zmontowanego urządzenia działaniu wyładowania koronowego przez jedną minutę lub zastosuj plazmę tlenową, a następnie niezwłocznie połącz obie powierzchnie, aby ukończyć budowę urządzenia mikroprzepływowego.Wypiekaj złączone dwuwarstwowe chipy w piekarniku w temperaturze od 70 do 80 stopni Celsjusza przez co najmniej cztery godziny. Aby manipulować reżimem przepływu za pomocą pompy strzykawkowej i kontrolera pneumatycznego, najpierw podłącz wcześniej napełnione i umieszczone w pompie strzykawki do wlotów płynowych urządzenia mikrofluidycznego, a system kontrolera pneumatycznego do wlotów sterujących urządzenia mikrofluidycznego. Aby zwizualizować przepływ, napełnij jedną ze strzykawek wodnym barwnikiem i wprowadź go do komory z prędkością przepływu 20 µL na minutę.Następnie należy użyć pneumatycznego systemu sterowania, aby zamknąć zawór, aktywując go przy ciśnieniu trzech barów. Należy zauważyć, że po zamknięciu zaworu płyn może nadal przepływać wokół niego, co jest istotne dla zapewnienia kontrolowanej obróbki chemicznej uwięzionej struktury, takiej jak polimery koordynacyjne. Aby otworzyć zawór, wystarczy użyć systemu sterowania w celu zwolnienia ciśnienia.Podczas przepływu roztworu barwnika przez pierwszy kanał, wstrzyknij inny płyn wodny do drugiego kanału wlotowego z taką samą prędkością przepływu, aby utworzyć granicę między dwoma strumieniami wodnymi. Następnie zamknij zawór, uruchamiając go pod ciśnieniem trzech bar. Uruchomienie zaworu podczas podwójnego przepływu zmienia granicę między dwoma strumieniami wodnymi.Następnie zmień szybkości przepływu cieczy w dwóch strzykawkach odpowiednio na 30 µL/min oraz 10 µL/min, aby przesunąć granicę między obiema cieczami. W celu zwizualizowania zdolności zaworu do wychwytywania mikrocząstek, przygotuj najpierw wodny roztwór zawierający 10% wagowych fluorescencyjnych mikrocząstek polistyrenu. Wprowadź ciecz z zawiesiną cząstek do dwóch kanałów wlotowych z całkowitą szybkością przepływu 20 µL/min.Odczekaj dwie minuty do czasu ustabilizowania przepływu. Następnie wzbudź fluorescencyjne kuleczki za pomocą źródła o długości fali 488 nanometrów, aby uzyskać najlepszą widoczność kuleczek. Po przygotowaniu zamknij zawór, przykładając ciśnienie trzech barów.Obrazuj obszar zaworu, aby zaobserwować kilka cząstek uwięzionych pod zaworem oraz zlokalizowanych na powierzchni podczas utrzymywania przepływu. Wtryskiwanie gazu przez kanały w warstwie sterującej ściska warstwę cieczy w kierunku powierzchni. Można tego użyć do odchylenia płynów wokół obszaru kontrolowanego przez aktuator, co w tym przypadku jest wskazane przez brak barwnika rhodaminy.Te pneumatyczne siłowniki mogą być również wykorzystywane do wychwytywania cząsteczek lub komórek, takich jak te fluorescencyjne mikrocząstki, które zostały zatrzymane na powierzchni mikrokanału. Inną cechą tego urządzenia jest zdolność do wychwytywania generowanych wewnątrz NC2 polimerów koordynacyjnych poprzez aktywację pneumatycznej klatki. W tej konfiguracji wykorzystuje się dwa przepływy reagentów, a kontrolowana reakcja chemiczna zachodzi na granicy dwóch cieczy w przepływie laminarnym.Po uwięzieniu polimery koordynacyjne mogą być poddawane obróbce chemicznej w sposób kontrolowany przy użyciu zaworów pneumatycznych. Oglądając ten film, powinieneś posiadać biegłą wiedzę na temat efektywnego wytwarzania dwuwarstwowego urządzenia mikroprzepływowego, które może być wykorzystywane do przeprowadzania kontrolowanych reakcji chemicznych w różnych strukturach rurek. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest przestrzeganie ram czasowych oraz temperatury opisanych w niniejszym protokole.W przeciwnym razie podjęte działania mogą doprowadzić do wytworzenia urządzeń niewiązanych lub wadliwych, a w konsekwencji niefunkcjonalnych. Po opracowaniu technika ta otworzyła badaczom z dziedziny nauki o materiałach drogę do precyzyjnego eksplorowania różnych rodzajów kontrolowanych obróbek chemicznych wewnątrz kanałów z wykorzystaniem dwuwarstwowej platformy mikroprzepływowej.

microfluidic-pneumatic-cages-novel-approach-for-chip-crystal-trapping

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Prezentujemy protokoły wytwarzania i automatyzacji macierzy mikrozaworów opartych na elastomerowym polidimetylosiloksanie (PDMS), które nie wymagają dodatkowej energii do zamknięcia i charakteryzują się precyzyjnymi objętościami zdefiniowanymi fotolitograficznie. Przedstawiono równoległy mieszalnik o objętości subnanolitrowej oraz zintegrowany mikrofluidyczny system perfuzyjny.

Chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

W niniejszym artykule przedstawiamy metodę ograniczania cząstek opartą na mikroprzepływach i przepływie hydrodynamicznym. Demonstrujemy stabilne pułapkowanie cząstek w punkcie stagnacji płynu przy użyciu mechanizmu sterowania sprzężeniem zwrotnym, co umożliwia ograniczanie i mikromanipulację dowolnymi cząstkami w zintegrowanym urządzeniu mikroprzepływowym.

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

W tym artykule prezentujemy mikroprzepływowy chip do analizy pojedynczych komórek. Umożliwia ilościowe oznaczanie wewnątrzkomórkowych białek, enzymów, kofaktorów i drugich przekaźników za pomocą testów fluorescencyjnych lub testów immunologicznych.

Mikroprzepływowy chip do wszechstronnej analizy chemicznej pojedynczych komórek

Urządzenia milifluidyczne są wykorzystywane do kontrolowanej syntezy nanomateriałów, czasowo-rozdzielczej analizy mechanizmów reakcji i katalizy ciągłego przepływu.

Millifluidyka do syntezy chemicznej i czasowo-rozdzielczych badań mechanistycznych

Prezentujemy metodę szybkiego, odwracalnego unieruchamiania małych cząsteczek i funkcjonalizowanych zespołów nanocząstek do badań powierzchniowego rezonansu plazmonów (SPR), wykorzystując sekwencyjną bioortogonalną chemię cykloaddycji na chipie i wychwytywanie przeciwciała-antygen.

Mikroprzepływowa reakcja wychwytywania-cykloaddycji w układzie scalonym w celu odwracalnego unieruchomienia małych cząsteczek lub struktur wieloskładnikowych do zastosowań w biosensorach

Ten protokół opisuje architekturę systemu do wykonywania automatycznych separacji cząstek o małej objętości (0,15–1,5 ml) za pomocą urządzenia mikroprzepływowego i omawia metody optymalizacji wydajności i działania urządzenia akustycznego.

Platforma mikroprzepływowa do precyzyjnego przetwarzania próbek o małej objętości i jej wykorzystanie do wymiarowania oddzielnych cząstek biologicznych za pomocą mikrourządzenia akustycznego

Ten protokół opisuje szczegółowo, jak wytwarzać i obsługiwać urządzenia mikroprzepływowe do zbierania danych dyfrakcji rentgenowskiej w temperaturze pokojowej. Dodatkowo opisano, w jaki sposób monitorować krystalizację białek poprzez dynamiczne rozpraszanie światła oraz jak przetwarzać i analizować uzyskane dane dyfrakcyjne.

Chipy mikroprzepływowe do dyfrakcji rentgenowskiej kryształów in situ i dynamicznego rozpraszania światła in situ do krystalografii szeregowej

Ten artykuł szczegółowo opisuje protokół wytwarzania mikroprzepływowych chipów opracowanych do krystalizacji białek na chipie metodą dializy i eksperymentów dyfrakcji rentgenowskiej in situ. Proces mikroprodukcji umożliwia zintegrowanie półprzepuszczalnej membrany do dializy z regenerowanej celulozy z dowolnym odcięciem masy cząsteczkowej między dwiema warstwami chipa.

Krystalizacja białek na chipie za pomocą mikrodializy do badań dyfrakcji rentgenowskiej in situ

Obecny protokół opisuje pneumatyczną platformę mikroprzepływową, która może być używana do efektywnego koncentracji mikrocząstek.

Pneumatycznie napędzana platforma mikroprzepływowa do zagęszczania mikrocząstek

Mikrofluidyka to potężne narzędzie do tworzenia testów diagnostycznych. Jednak często wymagany jest drogi sprzęt i materiały, a także pracochłonne techniki wytwarzania i obsługi. W tym miejscu szczegółowo opisujemy protokół wytwarzania akrylowego urządzenia mikroprzepływowego do magnetycznych testów immunologicznych opartych na mikro- i nanocząsteczkach w tanich i prostych w użyciu.

Mikromielenie mikroprzepływowe urządzenia akrylowego sterowane numerycznie z ograniczeniem naprzemiennym dla testów immunologicznych opartych na nanocząstkach magnetycznych

Obecny protokół opisuje krystalizację mikroskopijnych kryształków lodu i hydratów klatratu w urządzeniach mikroprzepływowych, umożliwiając wymianę cieczy wokół utworzonych kryształów. Daje to niezrównane możliwości badania procesu krystalizacji i mechanizmów wiązania inhibitorów.

Mikroprzepływowe podejście do badania krystalizacji lodu i hydratów klatratu

Poznaj mikroprzepływową technikę wychwytywania kryształów w chipach PDMS z kontrolowaną obróbką chemiczną. Ta metoda umożliwia precyzyjne badanie reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach molekularnych.

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej (Wideo) | JoVE Journal

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

Przeglądaj więcej filmów