Name: Mikroprzepływowa pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-21T17:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 13 s
Description: Poznaj metodę pułapki hydrodynamicznej do izolacji pojedynczych cząstek w mikroprzepływowym urządzeniu z aktywną kontrolą przepływu. Technika umożliwia precyzyjne uwięzienie mikro- i nanocząstek w roztworach rozcieńczonych i stężonych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy zespołowi Kenisa z University of Illinois w Urbana-Champaign za pomocne dyskusje oraz za udostępnienie zaplecza czystych pomieszczeń.
Praca ta została sfinansowana z grantu NIH Pathway to Independence PI Award, nr 4R00HG004183-03 (Charles M. Schroeder i Melikhan Tanyeri).
Praca ta została sfinansowana przez National Science Foundation w ramach stypendium badawczego dla doktorantów przyznanego Ericowi M. Johnson-Chavarrii.

Pułapka hydrodynamiczna składa się z dwuwarstwowego hybrydowego urządzenia mikrofluidycznego (polidimetylosiloksan (PDMS) /szkło) służącego do ograniczania cząsteczek. Kroki 1-2 opisują wykonanie urządzeń mikrofluidycznych, a kroki 3-4 omawiają konstrukcję i działanie urządzenia.
1. Wykonanie formy z SU-8 (nie pokazano w materiale wideo)
<ol>
	<li>Oczyścić dwa wafle krzemowe (średnica 3") acetonem i alkoholem izopropylowym (IPA).</li>
	<li>Osuszyć wafle strumieniem N2 i umieścić je na płycie grzejnej w temperaturze 65°C przez 1 min, aby usunąć resztkową wilgoć.</li>
	<li>Nanieść metodą spin-coatingu na wafel nr 1 fotorezyst (PR) SU-8 2050 przez 30 s przy 4000 rpm, aby utworzyć formę o grubości ~40 μm dla warstwy fluidycznej. Nanieść metodą spin-coatingu na wafel nr 2 PR przez 30 s przy 1500 rpm, aby utworzyć formę o grubości ~150 μm dla warstwy sterującej.</li>
	<li>Wstępnie wyprać wafel nr 1 w temperaturze 65°C przez 3 min, a następnie w 95°C przez 6 min. Wstępnie wyprać wafel nr 2 w temperaturze 65°C przez 5 min, a następnie w 95°C przez 20 min.</li>
	<li>Naświetlić wafle promieniami UV przy użyciu odpowiednich masek (wafel nr 1: porty i kanały fluidyczne, wafel nr 2: port i warstwa sterująca) i przy właściwej intensywności naświetlania (odpowiednio ~150 mJ/cm2 i ~260 mJ/cm2).</li>
	<li>Wyprać po naświetlaniu wafel nr 1 w temperaturze 65°C przez 1 min, a następnie w 95°C przez 6 min. Wyprać po naświetlaniu wafel nr 2 w temperaturze 65°C przez 5 min, a następnie w 95°C przez 10 min.</li>
	<li>Wywołać wafle w octanie metylu glikolu propylenowego (PGMEA), aż do usunięcia nieutwardzonego PR. Przepłukać wafle IPA i osuszyć strumieniem N2.</li>
</ol>
2. Fabrykacja urządzenia mikroprzepływowego
<ol>
	<li>Przeprowadź silanizację powierzchni form SU-8, umieszczając wafle w eksykatorze pod próżnią przez ok. 10 min wraz ze szklaną płytką zawierającą kilka kropli trichlorosilanu. Silanizacja powierzchni ułatwia oddzielanie replik (PDMS) od form SU-8.</li>
	<li>Wymieszaj i odgazuj PDMS w stosunkach baza:sieciujący 15:1 oraz 5:1 odpowiednio dla warstwy fluidycznej i kontrolnej.</li>
	<li>Naniesienie metodą spin-coatingu mieszaniny PDMS 15:1 na formę warstwy fluidycznej (wafel nr 1) przez 30 s przy 750 rpm, a następnie umieść wafel w szalce Petriego. Umieść formę warstwy kontrolnej w szalce Petriego i wlej mieszaninę PDMS 5:1 na formę do grubości ok. 4 mm.</li>
	<li>Wygrzej wafle/PDMS przez 30 min w 70°C, aby częściowo utwardzić warstwy PDMS.</li>
	<li>Po ochłodzeniu wafli/PDMS do temperatury pokojowej, wytnij skalpelem z szalki Petriego replikę PDMS, która będzie tworzyć warstwę kontrolną (wafel nr 2), i oddziel ją od formy SU-8. Wybij igłą 21G otwór dostępowy do mikrokanału, który będzie pełnił funkcję membranowego zaworu na chipie.</li>
	<li>Umieść replikę PDMS z warstwą kontrolną na waflu nr 1 (na którym znajduje się naniesiona metodą spin-coatingu warstwa fluidyczna PDMS). Ostrożnie wyrównaj i połącz warstwę kontrolną z warstwą fluidyczną przy użyciu mikroskopu stereoskopowego. Upewnij się, że wszystkie pęcherzyki powietrza między warstwami zostały usunięte, i wygrzewaj w 70°C przez noc, aby w pełni utwardzić obie warstwy. Ten etap wygrzewania pozwoli uzyskać monolityczny blok PDMS składający się z dwóch warstw.</li>
	<li>Po ochłodzeniu do temperatury pokojowej, wytnij i oddziel skalpelem replikę PDMS zawierającą zarówno warstwę kontrolną, jak i fluidyczną od formy SU-8. Usuń nadmiar PDMS i oddziel poszczególne jednostki urządzenia za pomocą żyletki. Wybij igłą 21G otwory dostępowe do mikrokanałów w warstwie fluidycznej.</li>
	<li>Zwiąż blok PDMS z szkiełkiem nakrywką, aby uzyskać kompletne urządzenie. Najpierw oczyść szkiełko nakrywkowe (nr 1.5, 24 x 45 mm) acetonem i IPA. Następnie poddaj powierzchnie szkiełka nakrywkowego i repliki PDMS działaniu plazmy tlenowej pod ciśnieniem 500 mTorr przez 30 s i natychmiast doprowadź do kontaktu obu powierzchni, aby utworzyć nieodwracalne uszczelnienie.</li>
	<li>Wygrzewaj urządzenia przez noc, aby zwiększyć siłę wiązania między warstwami PDMS a szkiełkiem nakrywkowym.</li>
</ol>
Kroki 3-4 opisują implementację pułapki hydrodynamicznej przy użyciu opisanego powyżej urządzenia mikrofluidycznego.
3. Układ eksperymentalny pułapki hydrodynamicznej
<ol>
	<li>Umieść urządzenie mikroprzepływowe na stoliku mikroskopu odwróconego i przymocuj je za pomocą uchwytów stolika.</li>
	<li>Napełnij oddzielnie dwie strzykawki gazoszczelne buforem oraz roztworem próbki i umieść je w pompie strzykawkowej Harvard Apparatus (PHD 2000 Programmable). Bufor i roztwory próbki są dostarczane do urządzenia mikroprzepływowego odpowiednio przez strzykawkę 1 ml i 250 μl. Jako roztwór buforowy zazwyczaj stosuje się 50 mM bufor Tris/Tris HCl (pH 8.0) zawierający 0,02% v/v Triton X-100. Roztwór próbki stanowi zawiesina cząsteczek (np. fluorescencyjnych kulek polistyrenowych) w roztworze buforowym.</li>
	<li>Ustanów połączenia hydrauliczne między strzykawkami (dostarczającymi próbki i buforu) a urządzeniem mikroprzepływowym. Połącz strzykawki z rurkami z perfluoroalkoilsanu (PFA) o średnicy zewnętrznej (OD) 1/16" i średnicy wewnętrznej (ID) 0,020" za pomocą adapterów Luer-Lock. Połącz drugi koniec rurek PFA z portami wlotowymi urządzenia mikroprzepływowego za pomocą metalowych rurek o rozmiarze 24 gauge. Pomiędzy strzykawką z próbką a portem próbkowym w urządzeniu mikroprzepływowym można umieścić zawór T w celu kontrolowania dostarczania próbki.</li>
	<li>Ustanów połączenia hydrauliczne dla kanałów wylotowych w urządzeniu mikroprzepływowym. Połącz dwa kanały wylotowe z rurkami PFA (1/16" OD x 0,020" ID) przy użyciu metalowych rurek o rozmiarze 24 gauge. Rurki PFA dla wylotów powinny mieć taką samą długość. Zanurz oba wylotowe rurki w probówce wirówkowej 1,5 mL wypełnionej roztworem buforowym, co służy utrzymaniu stałego spadku ciśnienia między strzykawkami a kanałami wylotowymi.</li>
	<li>Wypełnij zawór na chipie fluorowanym olejem nośnym za pomocą plastikowej strzykawki 3 mL Luer-Lock, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do warstwy hydraulicznej podczas pracy. Powietrze w komorze zaworu jest wypychane przez membranę PDMS do mikrokanału w warstwie hydraulicznej, a następnie usuwane z urządzenia wraz z przepływem cieczy przez porty wylotowe.</li>
	<li>Podłącz zasilanie sprężonym gazem obojętnym (azotem) do portu w warstwie sterującej w celu obsługi zaworu na chipie. W tym celu używamy butli z azotem (2200 psi) i elektronicznego regulatora ciśnienia, aby dostarczyć ciśnienie 0-30 psi do zaworu na chipie w urządzeniu mikroprzepływowym. Butla z azotem jest połączona z regulatorem ciśnienia rurką o wymiarach ¼" OD x 0,170" ID. Regulator ciśnienia jest połączony z urządzeniem mikroprzepływowym za pomocą rurki PFA 1/16" OD x 0,020" ID z metalową rurką 24 gauge na jej końcu.</li>
	<li>Przepłucz połączenia hydrauliczne i urządzenie mikroprzepływowe 0,5 mL roztworu buforowego, aby upewnić się, że wszystkie pęcherzyki powietrza zostały usunięte z systemu, w tym z kanałów wylotowych. Typowe szybkości przepływu stosowane do usuwania pęcherzyków mieszczą się w zakresie 2000-5000 μL/hr. Po wypłukaniu pęcherzyków powietrza z kanałów mikroprzepływowych zmniejsz szybkość przepływu do 50-100 μL/hr, co jest typową objętościową szybkością przepływu dla wychwytywania cząsteczek.</li>
	<li>W tym momencie połączenia hydrauliczne są ustanowione, roztwór próbki i bufor są dostarczane do urządzenia mikroprzepływowego ze stałą szybkością przepływu (50-100 μL/hr), a urządzenie jest gotowe do hydrodynamicznego wychwytywania.</li>
</ol>
4. Procedura pułapkowania hydrodynamicznego
<ol>
	<li>Uruchom dedykowany kod LabVIEW, który automatyzuje chwytanie cząsteczek (patrz Uwaga dotycząca użytkowania kodu LabVIEW poniżej).</li>
	<li>Za pomocą stolika przesuwnego mikroskopu w osi x-y ustaw obszar chwytania (cross-slot) w centrum pola widzenia kamery. Ustaw obszar chwytania w ognisku obiektywu i dostosuj ustawienia kamery, aby zoptymalizować warunki obrazowania.</li>
	<li>Wybierz prostokątny obszar zainteresowania (ROI) w polu widzenia kamery w taki sposób, aby środek ROI znajdował się w pozycji centrum pułapki.</li>
	<li>Zainicjuj ciśnienie offsetowe przyłożone do zaworu zintegrowanego z układem. W jednym z kanałów wylotowych wprowadzono zwężenie o szerokości 100-200 μm, aby zapewnić ciśnienie offsetowe dla zaworu zintegrowanego z układem. Stałe ciśnienie offsetowe umożliwia zaworowi zintegrowanemu z układem regulację pozycji punktu stagnacji w pobliżu centrum cross-slotu kanału. W większości eksperymentów ciśnienie offsetowe ustawia się w zakresie 0-12 psi, w zależności od wymiarów kanału (wysokości i szerokości), szerokości zwężenia oraz specyfikacji zaworu zintegrowanego z układem (rozmiaru zaworu, grubości membrany itp.).</li>
	<li>Uruchom regulator sprzężenia zwrotnego i dostosuj wzmocnienie proporcjonalne, aby zoptymalizować odpowiedź pułapki. Regulator sprzężenia zwrotnego będzie regulować ciśnienie przyłożone do zaworu zintegrowanego z układem w celu zmiany pozycji punktu stagnacji, co minimalizuje błąd lub odległość między pozycją cząsteczki a wartością zadaną (centrum pułapki). W zależności od natężenia przepływu i pozycji zaworu zintegrowanego z układem istnieje optymalna wartość wzmocnienia proporcjonalnego, która zwiększa stabilność pułapki i eliminuje niepożądane oscylacje cząsteczki.</li>
	<li>Chwyć cząsteczkę. Kod LabVIEW automatycznie chwyci jedną z cząsteczek wchodzących do obszaru chwytania. Po schwytaniu pożądanej cząsteczki można, w razie potrzeby, odciąć przepływ próbki i odizolować schwytaną cząsteczkę w roztworze buforowym.</li>
	<li>Monitoruj schwytaną cząsteczkę i utrzymuj jej ostrość w płaszczyźnie obrazu, korzystając z manualnego ustawiania ostrości lub zautomatyzowanego systemu ostrzenia mikroskopu. Może być konieczne niewielkie dostosowanie wzmocnienia proporcjonalnego regulatora sprzężenia zwrotnego, aby zapewnić stabilność pułapki podczas długotrwałego procesu chwytania (od kilku minut do kilku godzin).</li>
</ol>
Kod LabVIEW: Uwaga dotycząca użytkowania kontrolera sprzężenia zwrotnego
Zautomatyzowane chwytanie cząstek realizowane jest za pomocą liniowego algorytmu sterowania z pętlą sprzężenia zwrotnego, zaimplementowanego w niestandardowym kodzie LabVIEW. Kod LabVIEW przechwytuje obrazy z kamery CCD i przesyła potencjał elektryczny (napięcie) do regulatora ciśnienia, który aktywnie moduluje pozycję (stan częściowo otwarty/zamknięty) dynamicznego zaworu pneumatycznego zintegrowanego w układzie. Wraz ze zmianą pozycji zaworu regulowany jest przepływ hydrodynamiczny w jednej z linii wylotowych, co pozwala na zmianę położenia punktu stagnacji i umożliwia chwytanie hydrodynamiczne. Kroki w pętli sprzężenia zwrotnego są wykonywane sekwencyjnie i iteracyjnie z częstotliwością przechwytywania obrazów (10-60 Hz). Kod LabVIEW wykonuje następujące kroki podczas każdego cyklu pętli sprzężenia zwrotnego:
<ul>
	<li>Przechwytywanie obrazu. Obraz cząsteczki „docelowej” w obszarze pułapkowania urządzenia mikrofluidycznego jest pozyskiwany za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z obiektywem 10x (NA: 0.4) oraz kamery CCD.</li>
	<li>Śledzenie cząsteczek. Wyznaczana jest pozycja centroidu cząsteczki, a następnie uruchamiany jest algorytm śledzenia cząsteczek. Lokalizacja cząsteczek odbywa się poprzez dopasowanie profilu intensywności emisji cząsteczki do funkcji rozproszenia punktu (PSF), na podstawie której określa się pozycję centroidu.</li>
	<li>Kontrola pola przepływu. Zaktualizowane ciśnienie przeznaczone dla dynamicznego zaworu na chipie jest obliczane przy użyciu algorytmu sterowania sprzężonego z regulatorem proporcjonalnym. W ten sposób działanie zaworu polega na repozycjonowaniu punktu stagnacji, który wywiera siłę hydrodynamiczną na cząsteczkę, aby skierować ją w stronę centrum pułapki.</li>
</ul>
Kod LabVIEW rejestruje następujące dane dla każdego obrazu przechwyconego podczas pułapkowania cząsteczki: 1) upływ czasu, 2) pozycję centroidu (x,y) pułapkowanej cząsteczki, 3) pozycję centrum pułapki, 4) odległość cząsteczki od centrum pułapki, 5) ciśnienie przyłożone do zaworu na chipie. Dodatkowo kod rejestruje film z pułapkowaną cząsteczką w formacie pliku AVI.
5. Reprezentatywne wyniki
Za pomocą pułapki hydrodynamicznej uwięziliśmy fluorescencyjne kulki polistyrenowe o różnych rozmiarach (średnica 100, 540, 830 nm oraz 2,2 μm). Rysunek 1(a) przedstawia obraz cząstki uwięzionej w złączu krzyżowym w urządzeniu mikrofluidycznym. Trajektorię uwięzionej cząstki można wyznaczyć bezpośrednio z danych o położeniu centroidu zarejestrowanych przez kod LabVIEW podczas zdarzenia pułapkowania lub poprzez śledzenie i lokalizację uwięzionej cząstki z zapisanego pliku wideo. Rysunek 1(b) pokazuje trajektorię uwięzionej cząstki (fluorescencyjna kulka polistyrenowa 2,2 μm) wzdłuż kierunku kanału wylotowego. Kulka jest początkowo uwięziona (kwadraty) przez 3 min, a następnie zostaje uwolniona z pułapki i ucieka wzdłuż jednego z kanałów wylotowych (koła). Trajektorie cząstek wzdłuż osi przepływu kompresyjnego (kierunek kanału wlotowego; dane nie pokazane) są podobne do trajektorii cząstek wzdłuż osi przepływu ekstensyjnego (kierunek wypływu), jak pokazano na Rysunku 1(b). Na Rysunku 1(c) przedstawiono histogram przemieszczenia cząstki z centrum pułapki dla uwięzionej kulki (średnica 2,2 μm) wzdłuż kierunków kanału wylotowego. Dzięki zastosowaniu algorytmu sterowania sprzężeniem zwrotnym opisanego w niniejszej pracy, uwięzione cząstki są ograniczone do zakresu ±1 μm od centrum pułapki wzdłuż kierunków kanałów wlotowego i wylotowego.
Schemat urządzenia mikroprzepływowego wykorzystywanego do pułapkowania hydrodynamicznego przedstawiono na rysunku 2. Zintegrowane urządzenie mikroprzepływowe składa się z warstwy płynowej i warstwy sterującej i jest wytwarzane przy użyciu standardowej wielowarstwowej litografii miękkiej, zgodnie z opisem w niniejszym artykule. Warstwa płynowa zawiera kanały buforowe i kanały dla próbek, a także geometrię kanału w kształcie krzyża, która ułatwia pułapkowanie hydrodynamiczne. Warstwa sterująca składa się z zaworu pneumatycznego umieszczonego nad jednym z kanałów wylotowych w warstwie płynowej, a warstwy sterująca i płynowa są oddzielone cienką membraną elastomerową. Podczas pracy urządzenia zawór w warstwie sterującej jest poddawany ciśnieniu azotu, co wypycha cienką membranę do warstwy płynowej, powodując tym samym zwężenie kanału wylotowego. Dynamiczny zawór pneumatyczny zwęża kanał wylotowy w zmiennym stopniu poprzez zmianę ciśnienia przyłożonego do warstwy sterującej, co reguluje względne natężenia przepływu w kanałach wylotowych i umożliwia precyzyjne sterowanie punktem stagnacji.
<img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig1.jpg" alt="Schemat eksperymentu z pułapką optyczną wraz z histogramem rozkładu cząstek i wykresem ruchu." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1: Pułapkowanie cząstek. (a) Obraz pojedynczej kuleczki uwięzionej w pułapce hydrodynamicznej. Oprócz kuleczki w centrum pułapki, w obszarze pułapkowania widocznych jest kilka nieuwięzionych kuleczek. (b) Trajektoria uwięzionej cząstki wzdłuż kanałów wylotowych (kwadraty). Po zwolnieniu cząstki z pułapki (strzałka), ucieka ona wzdłuż jednego z kanałów wylotowych (koła). (c) Histogram przemieszczeń uwięzionej kuleczki (średnica 2.2 μm) z centrum pułapki wzdłuż kanałów wylotowych.
<img src="/files/ftp_upload/2517/2517fig2.jpg" alt="Schemat układu mikrofluidycznego z zaworem pneumatycznym, ogniskowaniem próbki i pułapką do analiz lab-on-chip." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2: Schemat urządzenia mikrofluidycznego do pułapkowania hydrodynamicznego. Pułapka hydrodynamiczna została zbudowana w oparciu o dwuwarstwowe urządzenie mikrofluidyczne. Warstwa fluidyczna składa się z wlotu próbki, czterech wlotów buforu i dwóch wylotów odpadów. Warstwa sterująca zawiera pneumatyczny zawór membranowy umieszczony nad jednym z kanałów wylotowych w warstwie fluidycznej. Zwężenie w przeciwległym kanale wylotowym zapewnia ciśnienie przesunięcia dla zaworu pneumatycznego. Typowe wymiary kanałów mieszczą się w zakresie 100-500 μm. W obszarze (A) strumień z wlotu próbki jest ogniskowany przez dwa wloty buforu. W obszarze (B) przeciwstawne strumienie wlotowe zbiegają się w połączeniu krzyżowym, gdzie następuje pułapkowanie. Zawór pneumatyczny (C) znajduje się nad jednym z kanałów wylotowych. Położenie punktu stagnacji jest modulowane poprzez regulację ciśnienia w tym zaworze.

<ol><li>Tanyeri, M., Johnson-Chavarria, E. M., Schroeder, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrodynamic+Trap+for+Single+Particles+and+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Hydrodynamic Trap for Single Particles and Cells.</a> Applied Physics Letters. 96, 224101-224101 (2010).</li>
<li>Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+a+Single-Beam+Gradient+Force+Optical+Trap+for+Dielectric+Particles%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Observation of a Single-Beam Gradient Force Optical Trap for Dielectric Particles.</a> Optics Letters. 11, 288-290 (1986).</li>
<li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22Review+of+Scientific+Instruments%22%5BJournal%5D)">Optical trapping.</a> Review of Scientific Instruments. 75, 2787-2809 (2004).</li>
<li>Gosse, C., Croquette, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+tweezers%3A+Micromanipulation+and+force+measurement+at+the+molecular+level%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Magnetic tweezers: Micromanipulation and force measurement at the molecular level.</a> Biophysical Journal. 82, 3314-3329 (2002).</li>
<li>Chiou, P. Y., Ohta, A. T., Wu, M. C., C, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+parallel+manipulation+of+single+cells+and+microparticles+using+optical+images%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Massively parallel manipulation of single cells and microparticles using optical images.</a> Nature. 436, 370-372 (2005).</li>
<li>Cohen, A. E., Moerner, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+trapping+and+manipulating+nanoscale+objects+in+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Physics+Letters%22%5BJournal%5D)">Method for trapping and manipulating nanoscale objects in solution.</a> Applied Physics Letters. 86, 093109-09 (2005).</li>
<li>Evander, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+acoustic+cell+trapping+in+a+microfluidic+perfusion+system+for+online+bioassays%26quot%3B%2C+Analytical+Chemistry+79%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Noninvasive acoustic cell trapping in a microfluidic perfusion system for online bioassays&quot;, Analytical Chemistry 79.</a> , 2984-2991 (2007).</li>
<li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li>
<li>Kim, M. C., Wang, Z. H., Lam, R. H. W., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+a+better+cell+trap%3A+Applying+Lagrangian+modeling+to+the+design+of+microfluidic+devices+for+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physics%22%5BJournal%5D)">Building a better cell trap: Applying Lagrangian modeling to the design of microfluidic devices for cell biology.</a> Journal of Applied Physics. 103, (2008).</li>
<li>Lutz, B. R., Chen, J., Schwartz, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrodynamic+tweezers%3A+1.+Noncontact+trapping+of+single+cells+using+steady+streaming+microeddies%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Hydrodynamic tweezers: 1. Noncontact trapping of single cells using steady streaming microeddies.</a> Analytical Chemistry. 78, 5429-5435 (2006).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Obecne mikrofluidyczne metody manipulacji cząstkami oparte na przepływie hydrodynamicznym można podzielić na metody kontaktowe i bezkontaktowe. Metody kontaktowe wykorzystują przepływ płynu do fizycznego ograniczania i unieruchamiania cząstek przy ściankach mikrofabrykowanych kanałów 9, podczas gdy metody bezkontaktowe opierają się na przepływie cyrkulacyjnym lub mikrozawirowaniach 10. W niniejszej pracy przedstawiamy metodę pułapkowania cząstek w wolnym roztworze przy użyciu wyłącznie działania prz...

<table><tbody><tr><td>tępa igła 21 G</td><td>Zephyrtronics</td><td>ZT-5-021-1-L</td><td>Wykonywanie otworów portowych w PDMS</td></tr><tr><td>plastikowa strzykawka 3 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309585</td><td>Do napełniania zaworu olejem</td></tr><tr><td>Wafle krzemowe</td><td>Podłoże krzemowe University Wafer</td><td></td><td> 3&amp;#8221; P(100) polerowany jednostronnie 380 &amp;#x03BC;stopień testu m</td></tr><tr><td>Kryształek szkiełka nakrywki</td><td>VWR international</td><td>48404-428</td><td>24 x 40 mm nr 1,5</td></tr><tr><td>karta DAQ</td><td>National Instruments</td><td>PCI 6229</td><td></td></tr><tr><td>Kuleczki fluorescencyjne</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-2056-2</td><td>2.2 &amp;#x03BC;m Nile red</td></tr><tr><td>Fluorinert </td><td>3M</td><td>FC 40</td><td>Fluorowany olej nośny</td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony</td><td>Olympus Corporation</td><td>IX-71</td><td></td></tr><tr><td>LabVIEW</td><td>National Instruments</td><td>Wersja 9.0f3 (32-bitowa)</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Leica Microsystems</td><td>MZ6</td><td>Do wyrównania warstwy kontrolnej PDMS względem warstwy fluido-dynamicznej.</td></tr><tr><td>Mechaniczna piec konwekcyjny</td><td>VWR international</td><td>1300U</td><td>Do urządzeń do wypalania w celu wytworzenia monolitycznych płyt PDMS składających się z dwóch warstw.</td></tr><tr><td>Przewody i złączki mikrofluidyczne</td><td>Upchurch Scientific</td><td></td><td>przewody PFA 1/16 x 0,020 cala oraz złączki super flangeless</td></tr><tr><td>PDMS</td><td>GE Healthcare</td><td>RTV 615 A&amp;amp;B</td><td></td></tr><tr><td>Komora plazmowa</td><td>Harrick Scientific Products, Inc.</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia</td><td>Udział powietrza</td><td>DQPV1</td><td></td></tr><tr><td>Powlekacz wirówkowy</td><td>Specjalistyczne systemy powłok</td><td>Powlekanie wirowaniem G3P-8</td><td></td></tr><tr><td>Fotorezyst</td><td>MicroChem Corp.</td><td>SU 8 2050</td><td></td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Programowalny PHD 2000</td><td></td></tr><tr><td>Kostka zaciskowa</td><td>National Instruments</td><td>BNC 2110</td><td>Dla wyjścia analogowego do regulatora ciśnienia i odczytu.</td></tr><tr><td>Źródło światła UV kolimowanego i system naświetlania</td><td>OAI</td><td>Udoskonalone źródło światła Model 30</td><td></td></tr></tbody></table>

mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

Zdolność do ograniczania i manipulowania pojedynczymi cząstkami w swobodnym roztworze jest kluczową technologią umożliwiającą rozwój nauki podstawowej i stosowanej. Metody pułapkowania cząstek oparte na technikach optycznych, magnetycznych, elektrokinetycznych i akustycznych doprowadziły do znaczących postępów w fizyce i biologii, od poziomu molekularnego po komórkowy. W niniejszym artykule przedstawiamy nową technikę pułapkowania i manipulowania cząstkami opartą na mikrofluidyce, wykorzystującą wyłącznie hydrodynamiczny przepływ cieczy. Za pomocą tej metody demonstrujemy pułapkowanie cząstek w skali mikro i nano w roztworach wodnych przez długi czas. Pułapka hydrodynamiczna składa się z zintegrowanego urządzenia mikrofluidycznego z geometrią kanału w kształcie krzyża, w którym zbiegają się dwa przeciwstawne strumienie laminarne, generując tym samym płaski przepływ rozciągający z punktem stagnacji cieczy (punktem o zerowej prędkości). W tym urządzeniu cząstki są ograniczane w centrum pułapki poprzez aktywną kontrolę pola przepływu, aby utrzymać pozycję cząstki w punkcie stagnacji cieczy. W ten sposób cząstki są skutecznie pułapkowane w swobodnym roztworze przy użyciu algorytmu sterowania sprzężeniem zwrotnym zaimplementowanego w specjalnie napisanym kodzie LabVIEW. Algorytm sterujący składa się z akwizycji obrazu cząstki w urządzeniu mikrofluidycznym, a następnie śledzenia cząstki, wyznaczania pozycji centroidu cząstki i aktywnej regulacji przepływu cieczy poprzez sterowanie ciśnieniem przyłożonym do pneumatycznego zaworu na chipie za pomocą regulatora ciśnienia. W ten sposób dynamiczny zawór dozujący na chipie służy do regulacji względnych szybkości przepływu w kanałach wylotowych, co umożliwia precyzyjną kontrolę pozycji punktu stagnacji i pułapkowanie cząstek. Hydrodynamiczna pułapka oparta na mikrofluidyce wykazuje szereg zalet jako metoda pułapkowania cząstek. Pułapkowanie hydrodynamiczne jest możliwe dla dowolnej cząstki, bez specyficznych wymagań dotyczących właściwości fizycznych lub chemicznych pułapkowanego obiektu. Ponadto pułapkowanie hydrodynamiczne umożliwia uwięzienie „pojedynczego” obiektu docelowego w skoncentrowanych lub gęstych zawiesinach cząstek, co jest trudne do osiągnięcia przy użyciu alternatywnych metod pułapkowania opartych na polach sił. Pułapka hydrodynamiczna jest przyjazna dla użytkownika, łatwa w implementacji i może zostać dodana do istniejących urządzeń mikrofluidycznych, aby ułatwić pułapkowanie i długotrwałą analizę cząstek. Ogólnie rzecz biorąc, pułapka hydrodynamiczna stanowi nową platformę do ograniczania, mikromanipulacji i obserwacji cząstek bez immobilizacji powierzchniowej, eliminując potrzebę stosowania potencjalnie perturbujących pól optycznych, magnetycznych i elektrycznych w pułapkowaniu małych cząstek w swobodnym roztworze.

W niniejszym artykule przedstawiamy metodę ograniczania cząstek opartą na mikroprzepływach i przepływie hydrodynamicznym. Demonstrujemy stabilne pułapkowanie cząstek w punkcie stagnacji płynu przy użyciu mechanizmu sterowania sprzężeniem zwrotnym, co umożliwia ograniczanie i mikromanipulację dowolnymi cząstkami w zintegrowanym urządzeniu mikroprzepływowym.

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

Zdolność do ograniczania i manipulowania pojedynczymi cząstkami w wolnym roztworze jest kluczową technologią umożliwiającą rozwój nauki podstawowej i stosowanej. Metody ...

Ogólnym celem tej metody jest ograniczanie i manipulowanie pojedynczymi cząsteczkami w skali mikro i nano przy użyciu przepływu laminarnego w urządzeniu mikrofluidycznym. Pułapka hydrodynamiczna składa się z urządzenia mikrofluidycznego o geometrii kanałów w kształcie krzyża, co powoduje powstanie przepływu z punktem stagnacji na złączeniu mikrokanałów. Zawór zintegrowany z układem, znajdujący się w jednym z kanałów wylotowych, służy do aktywnego sterowania przepływem cieczy i wychwytywania cząsteczek.Cząstki są zatrzymywane w określonym przez użytkownika punkcie referencyjnym poprzez aktywną kontrolę położenia punktu stagnacji. Do śledzenia pozycji cząstek oraz regulacji zaworu na chipie w celu utrzymania cząstki w punkcie referencyjnym wykorzystuje się regulator sprzężenia zwrotnego. Dzięki zastosowaniu pułapki hydrodynamicznej pojedyncze cząstki są chwytane w rozcieńczonych lub stężonych roztworach i mogą być obrazowane przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej lub jasnego pola.Pojedyncza cząstka może zostać ograniczona do obszaru jednego mikrona od centrum pułapki, co przedstawiono na wykresie trajektorii cząstki oraz na histogramie przemieszczenia cząstki względem centrum pułapki. Cześć, jestem Eric Johnson Rio z laboratorium profesora Charlesa Schroera w Katedrze Inżynierii Chemicznej i Biomolekularnej oraz w Centrum Biofizyki i Biologii Obliczeniowej na Uniwersytecie Illinois. Cześć, nazywam się Ari, jestem badaczem postdoc w laboratorium Schroera.Witajcie, nazywam się Cheryl Schroeder i dzisiaj pokażemy Państwu, jak wykonać i zastosować urządzenie mikrofluidyczne do hydrodynamicznego wychwytywania pojedynczych cząstek. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak pułapki optyczne czy elektrokinetyczne, jest to, że wychwytywanie hydrodynamiczne odbywa się wyłącznie dzięki przepływowi cieczy, co eliminuje potencjalnie zakłócające pola sił podczas pułapkowania nanocząstek lub komórek. Technika ta ma potencjał przekształcić naukę podstawową i stosowaną, umożliwiając wychwytywanie cząstek w skali mikro i nano w wolnym roztworze, bez żadnych wymagań dotyczących właściwości chemicznych lub fizycznych wychwytywanej cząstki.Zacznijmy zatem. Aby ułatwić oddzielanie replik od form z SU-8, należy zmodyfikować powierzchnię form, umieszczając wafle w eksykatorze pod próżnią przez 10 minut wraz z szalką szklaną zawierającą kilka kropli trichlorosilanu, wykorzystując mieszaninę PDMS od Dow Corning dla warstw przepływowych i sterujących. Naniesienie metodą spin-coatingu mieszaniny PDMS w stosunku 15:1 na formę warstwy przepływowej należy przeprowadzić przez 30 sekund przy prędkości 750 RPM, a następnie umieścić wafel w szalce Petriego.Analogicznie, umieść formę warstwy kontrolnej w szalce Petriego i wlej na nią mieszaninę PDMS w stosunku pięć do jednego, osiągając grubość 4 mm. Aby częściowo utwardzić warstwy PDMS, wypiecz wafle/PDMS przez 30 min w temperaturze 70 °C, a następnie pozostaw je do ostygnięcia do temperatury pokojowej. Wytnij replikę PDMS skalpelem i odklej ją od formy z SU-8.Następnie za pomocą igły o rozmiarze 21 G wykonaj w PDMS otwór, który będzie służył jako port dostępu do mikrokanału pełniącego funkcję zintegrowanego z układem zaworu membranowego. Umieść replikę PDMS z warstwą sterującą na płytce z naniesioną metodą spin-coatingu fluidyczną warstwą PDMS. Przy użyciu stereomikroskopu ostrożnie wyrównaj i połącz warstwę sterującą z warstwą fluidyczną.Należy upewnić się, że między warstwami nie pozostały pęcherzyki powietrza, a następnie wypiekać w temperaturze 70 °C przez noc, aby w pełni utwardzić obie warstwy w monolityczną płytkę PDMS. Po ochłodzeniu do temperatury pokojowej za pomocą skalpela odciąć i odkleić replikę PDMS z formy SU-8, a następnie za pomocą żyletki usunąć nadmiar PDMS i oddzielić od siebie poszczególne jednostki urządzenia. Następnie wykonać otwory dostępowe do mikrokanałów w warstwie fluidycznej za pomocą igły o rozmiarze 21 G. Oczyścić szkiełko nakrywkowe acetonem i IPA, a następnie osuszyć strumieniem azotu.Potraktuj powierzchnie szkiełka podstawowego oraz repliki z PDMS plazmą tlenową pod ciśnieniem 500 millitorr przez 30 sekund. Następnie niezwłocznie doprowadź do kontaktu obu powierzchni, aby utworzyć nieodwracalne uszczelnienie. Na koniec wypiecz urządzenia przez noc, aby zwiększyć adhezję między warstwami PDMS a szkiełkiem podstawowym.W pierwszej kolejności należy umieścić urządzenie mikrofluidyczne na stoliku mikroskopu odwróconego i zabezpieczyć je uchwytami stolika. Następnie, aby dostarczyć roztwory do urządzenia mikrofluidycznego, należy napełnić strzykawkę szczelną gazowo o pojemności 1 ml buforem, a strzykawkę o pojemności 250 µL roztworem próbki. Do kontrolowania podawania próbki należy użyć zaworu T pomiędzy strzykawką z próbką a portem wlotowym próbki w urządzeniu mikrofluidycznym.Następnie należy ustanowić połączenia płynowe pomiędzy strzykawkami a urządzeniem mikrofluidycznym, używając rurek z perfluoropolimeru, adapterów typu luer lock oraz metalowych rurek o rozmiarze 24 G. Następnie należy ustanowić połączenia płynowe dla kanałów wylotowych w urządzeniu mikrofluidycznym, wykorzystując rurki PFA i metalowe rurki o rozmiarze 24 G. Aby utrzymać stały spadek ciśnienia pomiędzy strzykawkami a kanałami wylotowymi, rurki PFA dla wylotów powinny mieć taką samą długość i obie powinny być zanurzone w probówce wirówkowej o pojemności 1,5 ml wypełnionej roztworem buforowym.Napełnij zawór na chipie fluorowanym olejem nośnym, używając plastikowej strzykawki 3 ml z końcówką luer lock, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do warstwy fluidycznej podczas pracy. Wypchnij powietrze z komory zaworu przez membranę PDMS do mikrokanału w warstwie fluidycznej.Do obsługi zaworów na chipie. Podłączyć zasilanie sprężonym gazem obojętnym do portu w warstwie sterującej. Przepłukać połączenia płynowe oraz urządzenie mikrofluidyczne 0,5 milliliters roztworu buforowego, aby upewnić się, że z układu, w tym z kanałów wylotowych, usunięto wszystkie pęcherzyki powietrza.Typowe przepływy stosowane do usuwania pęcherzyków powietrza wynoszą od 2000 do 5000 µL/h. Po wypłukaniu pęcherzyków powietrza z kanałów mikrofluidycznych należy zmniejszyć przepływ do 50–100 µL/h, co stanowi typowy wolumetryczny przepływ dla wychwytywania cząstek. Następnie należy przełączyć zawór T, aby umożliwić przepływ próbki do urządzenia mikrofluidycznego. Należy uruchomić dedykowany kod LabVIEW, który automatyzuje proces wychwytywania cząstek poprzez implementację algorytmu liniowego sterowania sprzężeniem zwrotnym.Kod przechwytuje obrazy z kamery CCD i przesyła potencjał elektryczny do regulatora ciśnienia, który aktywnie moduluje położenie pneumatycznego zaworu na chipie. Używając stolika mikroskopu w osiach XY, ustaw obszar pułapkowania w centrum pola widzenia kamery. Ustaw obszar pułapkowania w ognisku obiektywu i dostosuj ustawienia kamery, aby zoptymalizować warunki obrazowania.Wybierz prostokątny obszar zainteresowania (ROI) w polu widzenia kamery w taki sposób, aby środek ROI znajdował się w pozycji środka pułapki. Następnie zainicjuj ciśnienie offsetowe przyłożone do zaworu na chipie. Zwężenie o szerokości od 100 do 200 mikronów znajduje się w przeciwległym kanale wylotowym.Zapewnia ciśnienie offsetowe dla pracy zaworu zintegrowanego w układzie. Uruchom kontroler sprzężenia zwrotnego i dostrój wzmocnienie proporcjonalne, aby zoptymalizować odpowiedź pułapki. W zależności od natężenia przepływu i położenia zaworu zintegrowanego w układzie istnieje optymalna wartość wzmocnienia proporcjonalnego, która zwiększa stabilność pułapki i eliminuje niepożądane oscylacje cząsteczek.Kod LabVIEW automatycznie przechwyci jedną z cząsteczek wnikających do obszaru pułapki. W tym filmie ruch cząsteczek w kierunku dopływu wynika z faktu, że strumień wlotowy próbki pozostaje otwarty, aby zmaksymalizować szczelność uwięzienia w tym kierunku. Użytkownik może zamknąć strumień próbki podczas pułapkowania, co zrównoważy przepływ do złącza kanału poprzecznego, umożliwi monitorowanie uwięzionej cząsteczki oraz utrzymanie jej w płaszczyźnie obrazu za pomocą ręcznego ustawiania ostrości lub zautomatyzowanego systemu mikroskopowego.Zintegrowane urządzenie mikrofluidyczne składa się z układu ogniskowania próbki, skrzyżowania szczelinowego oraz zaworu pneumatycznego; chwytanie odbywa się na skrzyżowaniu szczelinowym, a pozycja cząstki jest kontrolowana poprzez aktywną regulację pola przepływu na połączeniu mikrokanałów za pomocą zaworu pneumatycznego. Przedstawiono tutaj obraz pojedynczej kuleczki uwięzionej w pułapce hydrodynamicznej. Oprócz kuleczki w centrum pułapki, w obszarze chwytania na skrzyżowaniu szczelinowym widocznych jest kilka nieuwięzionych kuleczek.Mapowana jest trajektoria uwięzionej fluorescencyjnej kulki polistyrenowej o średnicy 2,2 mikrona. Cząstka jest początkowo uwięziona przez trzy minuty. Następnie zostaje zwolniona z pułapki i ucieka przez jeden z kanałów wylotowych.Histogram przemieszczenia uwięzionej kuleczki względem centrum pułapki w kierunku kanałów wylotowych wskazuje, że cząsteczka jest ograniczona do obszaru jednego mikrona od centrum pułapki. Przedstawiliśmy pułapkę EM jako metodę uwięzienia cząsteczek w skali mikro i nano w wolnym roztworie z wykorzystaniem przepływu w punkcie stagnacji generowanego wewnątrz urządzenia mikroprzepływowego. Pułapkowanie hydrodynamiczne umożliwia unieruchomienie pojedynczej cząsteczki docelowej w stężonych zawiesinach cząsteczek, co jest trudne do osiągnięcia przy użyciu alternatywnych metod pułapkowania opartych na polach sił.Po dalszym rozwoju ta nowa technika umożliwi badania naukowe w dziedzinach biofizyki, mechaniki komórki, dynamiki płynów, enzymologii i biologii systemowej. Dziękujemy za oglądanie i mamy nadzieję, że ta technika okaże się przydatna w Państwa eksperymentach.

a-microfluidic-based-hydrodynamic-trap-for-single-particles

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna na pojedyncze cząstki

Wychwytywanie komórek przy użyciu urządzenia mikrofluidycznego

Poniższe podejście do konfiguracji szczegółowo opisuje pułapkowanie optyczne nanocząstek dielektrycznych o niskiej mocy z wykorzystaniem podwójnego nanootworu w cienkiej warstwie metalu.

Optyczne pułapkowanie nanocząsteczek

Ten film demonstruje system mikroprzepływowy do testu immunologicznego opartego na magnetycznych nanocząsteczkach. System detekcji wykorzystuje urządzenie mikroprzepływowe zawierające pułapkę magnetyczną w swoich kanałach. Do kanałów wprowadzane są wstępnie uformowane immunokompleksy, składające się z pokrytych antygenem nanocząstek magnetycznych związanych z przeciwciałami pierwszorzędowymi i przeciwciałami drugorzędowymi sprzężonymi z peroksydazą. Immunokompleksy zostają wychwycone w...

Test immunologiczny oparty na nanocząstkach magnetycznych przy użyciu urządzenia mikroprzepływowego

Ten protokół opisuje architekturę systemu do wykonywania automatycznych separacji cząstek o małej objętości (0,15–1,5 ml) za pomocą urządzenia mikroprzepływowego i omawia metody optymalizacji wydajności i działania urządzenia akustycznego.

Platforma mikroprzepływowa do precyzyjnego przetwarzania próbek o małej objętości i jej wykorzystanie do wymiarowania oddzielnych cząstek biologicznych za pomocą mikrourządzenia akustycznego

Tutaj demonstrujemy prostą metodę produkcji mikrokropelek o kontrolowanej wielkości, monodyspersyjnych, typu woda w oleju (W/O) za pomocą kapilarnego odśrodkowego urządzenia mikroprzepływowego. Metoda ta wymaga jedynie niewielkiej objętości próbki i umożliwia produkcję o wysokiej wydajności. Spodziewamy się, że ta metoda będzie przydatna do szybkich analiz biochemicznych i komórkowych.

Kapilarne odśrodkowe urządzenie mikroprzepływowe do formowania mikrokropel monodyspersyjnych o kontrolowanej wielkości

Proponujemy prostą technikę samoorganizacji koloidalnych nanocząstek krzemionki w celu stworzenia nanofluidycznego połączenia między dwoma mikrokanałami w polidimetylosiloksanie (PDMS). Korzystając z tej techniki, nanoporowatą membranę perełkową o wielkości porów do ~45 nm wbudowano w mikrokanał i zastosowano do elektrokinetycznego wstępnego zagęszczenia próbek DNA.

Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych

Tutaj opisujemy wytwarzanie i działanie dwuwarstwowego systemu mikroprzepływowego wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS). Pokazujemy potencjał tego urządzenia w zakresie wychwytywania, kierowania szlakiem koordynacyjnym krystalicznego materiału molekularnego i kontrolowania reakcji chemicznych na uwięzionych strukturach na chipie.

Mikroprzepływowe klatki pneumatyczne: nowatorskie podejście do wychwytywania kryształów w chipach, manipulacji i kontrolowanej obróbki chemicznej

Prezentujemy platformę mikroprzepływową ze zintegrowaną siecią elektrod powierzchniowych, która łączy rezystancyjne wykrywanie impulsów (RPS) z wielokrotnym dostępem z podziałem kodu (CDMA), do wielokrotnego wykrywania i wymiarowania cząstek w wielu kanałach mikroprzepływowych.

Platforma mikroprzepływowa z multipleksowaną detekcją elektroniczną do przestrzennego śledzenia cząstek

Obecny protokół opisuje pneumatyczną platformę mikroprzepływową, która może być używana do efektywnego koncentracji mikrocząstek.

Pneumatycznie napędzana platforma mikroprzepływowa do zagęszczania mikrocząstek

Mikrofluidyka to potężne narzędzie do tworzenia testów diagnostycznych. Jednak często wymagany jest drogi sprzęt i materiały, a także pracochłonne techniki wytwarzania i obsługi. W tym miejscu szczegółowo opisujemy protokół wytwarzania akrylowego urządzenia mikroprzepływowego do magnetycznych testów immunologicznych opartych na mikro- i nanocząsteczkach w tanich i prostych w użyciu.

Mikromielenie mikroprzepływowe urządzenia akrylowego sterowane numerycznie z ograniczeniem naprzemiennym dla testów immunologicznych opartych na nanocząstkach magnetycznych

Wizualna, jednocząsteczkowa biochemia badana za pomocą komór mikroprzepływowych jest znacznie ułatwiona dzięki szklanemu cylindrowi, gazoszczelnym strzykawkom, stabilnym połączeniom rurek z komórkami przepływowymi i eliminacji pęcherzyków poprzez umieszczenie zaworów przełączających między strzykawkami a rurkami. Protokół opisuje podwójne pułapki optyczne, które umożliwiają wizualizację transakcji DNA i oddziaływań międzycząsteczkowych.

Zastosowanie podwójnej pęsety optycznej i mikrofluidyki do badań pojedynczych cząsteczek

Poznaj metodę pułapki hydrodynamicznej do izolacji pojedynczych cząstek w mikroprzepływowym urządzeniu z aktywną kontrolą przepływu. Technika umożliwia precyzyjne uwięzienie mikro- i nanocząstek w roztworach rozcieńczonych i stężonych.

Mikrofluidyczna pułapka hydrodynamiczna dla pojedynczych cząstek

Przeglądaj więcej filmów