Wideookulografia u myszy
19 lipca 2012
Wideookulografia to bardzo ilościowa metoda badania sprawności motorycznej oka, jak również uczenia się. Tutaj opisujemy, jak mierzyć wideookulografię u myszy. Zastosowanie tej techniki na normalnych, farmakologicznie leczonych lub genetycznie zmodyfikowanych myszach jest potężnym narzędziem badawczym do zbadania fizjologii leżącej u podstaw zachowań motorycznych.
Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie ikonografii wideo u myszy. Osiąga się to poprzez uprzednie wyposażenie myszy w konstrukcję postumentu na jego czaszce, która umożliwia unieruchomienie głowy w specjalnym ograniczniku głowy. Drugim krokiem jest umieszczenie myszy w konfiguracji video ocul i skalibrowanie systemu śledzenia źrenic wideo.
Następnie rejestrowane są ruchy gałek ocznych podczas aktywacji układu okoruchowego za pomocą dużego repertuaru bodźców kinetycznych przedsionkowych i wzrokowych. Ostatnim krokiem jest analiza tych ruchów gałek ocznych. Ostatecznie, ikonografia wideo O na normalnych, farmakologicznie leczonych lub genetycznie zmodyfikowanych myszach może być wykorzystana do zbadania fizjologii zachowań motorycznych.
Chociaż metoda ta może zapewnić wgląd w układ ruchowy oka, może być również stosowana do badania chorób o pochodzeniu móżdżkowym, przedsionkowym lub ocznym przy użyciu mutantów myszy, które naśladują ludzkie patologie. Aby rozpocząć tę procedurę, znieczul mysz w komorze gazowej mieszaniną izofu, fluoru i tlenu. Następnie utrzymuj znieczulenie, dostarczając gaz przez maskę.
Następnie użyj poduszki grzewczej i czujnika termicznego odbytu, aby utrzymać temperaturę ciała myszy na poziomie 37 stopni Celsjusza. Następnie nałóż maść do oczu, aby chronić oczy przed wysuszeniem, ogol futro grzbietowej czaszki i oczyść obszar operacyjny. Następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej, aby odsłonić grzbietową powierzchnię czaszki czaszki, oczyść i osusz powierzchnię.
Następnie nałóż kroplę kwasu fosforowego z bgma na Lambda. Po 15 sekundach usuń wytrawianie, a następnie oczyść powierzchnię czaszki solą fizjologiczną i ponownie wysusz. Nałóż kroplę opti bond prime na wierzch wytrawionej powierzchni czaszki i powietrze.
Suszyć przez 30 sekund. Następnie dodaj kroplę kleju opti bond na wierzch opti bond prime. Utwardź go światłem UV przez minutę.
Następnie przykryj warstwę kleju cienką warstwą kompozytu charisma. Łącznik z otworem na magnesową i miejscami mocowania jest osadzony w kompozycie. Następnie utwardź kompozyt światłem UV.
Ponownie, jeśli to konieczne, nałóż dodatkowe warstwy kompozytu i utwardź je światłem. Pozwól myszy dojść do siebie przez co najmniej trzy dni po operacji. Następnym krokiem jest umieszczenie myszy w ograniczniku i przymocowanie jej głowicy do ogranicznika za pomocą magnesu i jednej mocującej ogranicznik głowy i korpusu myszy na platformie XY.
Korzystając z platformy XY, umieść głowę myszy nad środkiem gramofonu, aby można było przesuwać mysz nad osiami pitch Ya i roll. Następnie umieść jego głowę w odpowiednim kącie nachylenia i przechyłu, ustawiając oko za pomocą wizualnego obrazu oka wygenerowanego przez system skanowania oka. Teraz gramofon jest podłączony do silnika sterowanego serwomechanizmem prądu przemiennego.
Położenie gramofonu jest monitorowane za pomocą potencjometru przymocowanego do osi gramofonu. Gramofon pokryty jest cylindrycznym ekranem otaczającym z losowym wzorem kropek, który jest również wyposażony w silnik sterowany serwomechanizmem prądu przemiennego. Położenie cylindrycznego ekranu jest monitorowane przez potencjometr przymocowany do jego osi.
Ekran może być oświetlony światłem halogenowym. Ruch gramofonu i otaczającego go ekranu jest kontrolowany przez komputer, który jest podłączony do interfejsu wejściowego i wyjściowego. Sygnały położenia gramofonu i otaczającego go ekranu są filtrowane przez częstotliwość odcięcia 20 Hz cyfrową przez interfejs wejściowo-wyjściowy i przechowywane na tym komputerze.
Oko myszy jest oświetlone przez trzy emitery podczerwieni. Dwa są przymocowane do gramofonu, a trzeci jest przymocowany do aparatu. Ten trzeci emiter wytwarza referencyjne odbicie rogówki, które jest wykorzystywane podczas procedury kalibracji i podczas rejestracji ruchów gałek ocznych.
Kamera CCD na podczerwień wyposażona w obiektyw zmiennoogniskowy jest przymocowana do gramofonu i jest ustawiana na głowicy myszy. Na środku gramofonu. Kamerę można odblokować i przesuwać wokół osi gramofonu dokładnie o 20 stopni.
Podczas procedury kalibracji. Sygnał wideo jest następnie przetwarzany przez system śledzenia ruchu gałek ocznych, który może śledzić źrenicę i odnosić się do odbicia rogówki w kierunku poziomym i pionowym z częstotliwością próbkowania 120 Hz. Następnie sygnały referencyjnej pozycji referencyjnej rogówki, pozycji źrenicy i wielkości osoby są digitalizowane przez interfejs wejściowy i wyjściowy i są przechowywane w tym samym pliku, co tabela i otaczające sygnały pozycji ekranu w celu kalibracji ruchów gałek ocznych, dostosowania pozycji głowy myszy za pomocą kamery w taki sposób, aby obraz wideo źrenicy znajdował się na środku monitora, a reprezentacja referencyjnego odniesienia do rogówki znajduje się na pionowej linii środkowej oka bezpośrednio nad źrenicą.
Następnie przesuń kamerę kilka razy o szczyt 20 stopni. Szczyt wokół pionowej osi gramofonu. Użyj pozycji śledzonej źrenicy i referencyjnego odniesienia rogówki zarejestrowanych w skrajnych położeniach kamery, aby obliczyć promień obrotu źrenicy.
Powtórz te kroki wiele razy w różnych warunkach oświetlenia, aby określić zależność między rozmiarem źrenicy a jej obrotem. Następnie skomponuj krzywą korekcji rotacji źrenicy. Teraz oblicz pozycję kątową oka, mierząc referencyjną pozycję referencyjną rogówki, pozycję źrenicy i rozmiar źrenicy.
Wartość obrotu źrenicy można uzyskać z krzywej korekcji obrotu źrenicy, a położenie kątowe oka można obliczyć za pomocą następującego wzoru. Eksperyment z ruchami gałek ocznych VVOR jest pokazany tutaj. Teraz przekonwertuj pozycje oczu, pozycje tabel i pozycje otaczających ekranów na pozycje kątowe.
Następnie rozróżnij i przefiltruj pozycje kątowe tablicy okułek i otaczającego ekranu za pomocą filtra dolnoprzepustowego Butterwortha. Używając częstotliwości odcięcia subwoofera 20 herców, usuń sekundę z sygnału prędkości oka, stosując próg wykrywania 40 stopni na sekundę. Następnie uśrednij tabelę i sygnały prędkości oka przy użyciu każdego indywidualnego cyklu w próbie, dopasuj uśrednione sygnały do odpowiedniej funkcji.
Ogólnie rzecz biorąc, stosuje się sinusoidalną stymulację prędkości, a średnie cykle są wyposażone w funkcję znaku lub cosinusa. Ten film pokazuje, jak ruchy gałek ocznych są generowane przez obrót otaczającego ekranu, aby wywołać odruch optokinetyczny obracający otaczający ekran w zakresie częstotliwości od 0,2 do jednego herca o amplitudzie 1,6 stopnia. Wykazano, że optyczny układ kinetyczny myszy jest bardziej wydajny w zakresie niskich częstotliwości niż w zakresie wysokich częstotliwości.
Oto kolejny film, który pokazuje, jak generowane są ruchy gałek ocznych. Obracając mysz w ciemności w celu wywołania przedsionkowego odruchu wzrokowego, obracając gramofon w zakresie częstotliwości od 0,2 do jednego herca o amplitudzie 1,6 stopnia. Wykazano, że przedsionkowy układ oczny myszy jest bardziej wydajny w zakresie wysokich częstotliwości niż w zakresie niskich częstotliwości.
Tutaj pokazuje kolejny film o tym, jak ruchy gałek ocznych są generowane przez obracanie myszą w świetle, aby spowodować wizualnie wzmocniony przedsionkowy odruch oczny obracając gramofon w zakresie częstotliwości od 0,2 do jednego herca o amplitudzie 1,6 stopnia, podczas gdy otaczający ekran jest dobrze oświetlony, że mysz jest pokazana jako generująca skuteczną kompensację ruchów gałek ocznych w całym zakresie częstotliwości. Ten film pokazuje, w jaki sposób uczenie się motoryczne zostało osiągnięte poprzez adaptacyjne zwiększenie przedsionkowego odruchu wzrokowego. Korzystając z paradygmatu treningu poza fazą, obracanie gramofonu w fazie w stosunku do otaczającego ekranu zwiększa wzmocnienie VOR tej myszy.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać ocul wideo u myszy.
Przegląd
Ten artykuł opisuje procedurę wykonywania wideookulografii u myszy, kwantytatywną metodę badania wydajności ruchowej oczu i uczenia się motorycznego. Technika ta może być stosowana u normalnych, farmakologicznie leczonych lub genetycznie modyfikowanych myszy w celu zbadania fizjologii zachowań motorycznych.
Kluczowe komponenty badania
Dziedzina nauki
- Neuronauki
- Wydajność ruchowa oczu
- Uczenie się motoryczne
Tło
- Wideookulografia jest metodą stosowaną do badania ruchów oczu.
- Technika ta zapewnia wgląd w układ ruchowy oczu.
- Może być również wykorzystana do badania chorób o pochodzeniu móżdżkowym lub przedsionkowym.
- Modele mysie mogą naśladować ludzkie patologie w celach badawczych.
Cel badania
- Zmierzyć i przeanalizować ruchy oczu u myszy.
- Zbadać podstawową fizjologię zachowań motorycznych.
- Zastosować metodę do różnych modeli mysich w badaniach chorobowych.
Stosowane metody
- Wyposażenie myszy w piedestał do unieruchomienia głowy.
- Kalibracja systemu śledzenia źrenicy wideo.
- Rejestrowanie ruchów oczu przy użyciu bodźców przedsionkowych i wzrokowych.
- Analiza nagrań ruchów oczu w celu uzyskania fizjologicznych wglądów.
Główne wyniki
- Udana kalibracja systemu śledzenia oczu.
- Rejestrowanie ruchów oczu w różnych warunkach stymulacji.
- Analiza danych ujawniająca wgląd w fizjologię zachowań motorycznych.
- Zastosowanie metody do badania chorób układu ruchowego oczu.
Wnioski
- Wideookulografia jest potężnym narzędziem do badania ruchów oczu.
- Metoda ta może zwiększyć zrozumienie uczenia się motorycznego i wydajności.
- Ma potencjał do badania chorób dotyczących układu ruchowego oczu.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Video-oculography in mice provides a quantitative behavioral readout for assessing oculomotor function, enabling mechanistic de-risking of targets involved in vestibular, cerebellar, and ocular motor pathways. The method supports target validation by linking genetic or pharmacological manipulations to measurable changes in reflexive eye movements, offering predictive confidence in early discovery. Its applicability to disease-relevant models enhances translational continuity for neuropsychiatric and neurodegenerative disorder pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses targeting vestibular, cerebellar, and ocular motor systems through quantifiable behavioral phenotypes.
- Operational Value: Provides a reproducible, high-throughput compatible assay for screening genetic and pharmacological modifiers of motor behavior.
- Scientific Value: Supports biological de-risking by isolating oculomotor circuit function from confounding motor or motivational variables.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates quantitative dependent variable measurements (eye velocity, gain, phase) enabling dose-response and genotype-phenotype correlation.
- Operational Value: Standardized calibration and tracking protocols ensure cross-lab reproducibility and assay readiness for compound evaluation.
- Scientific Value: Outputs support mechanistic de-risking by distinguishing vestibular, optokinetic, and visually-enhanced VOR contributions to motor control.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Disease-relevant system: mouse models mimicking human vestibular, cerebellar, or ocular pathologies allow direct translational biomarker alignment.
- Operational Value: Enables longitudinal tracking of motor learning and adaptive plasticity, supporting preclinical validation of cognitive and motor therapeutics.
- Scientific Value: Facilitates risk-adjusted advancement decisions by quantifying functional recovery or deficit progression in genetic models.
Pipeline & Workflow Integration
The method integrates into early discovery workflows as a phenotypic screening tool for target validation, with outputs informing lead identification and preclinical progression decisions based on oculomotor system integrity.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by isolating vestibular and optokinetic contributions to eye movement control.
- Screening: Delivers assay readiness through standardized head fixation, calibration, and stimulus delivery enabling reliable compound or genotype evaluation.
- Analytics: Provides quantitative readouts (angular eye position, velocity, gain) filtered and fitted to sinusoidal stimuli for comparative analysis across conditions.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity via disease-model applicability, allowing assessment of therapeutic impact on motor behavior phenotypes.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable platform for cross-functional teams studying motor learning, balance disorders, and neuropsychiatric indications.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Predictive confidence in target engagement through measurable changes in VOR, OKR, and VVOR gain and phase.
- Operational Value: Standardized surgical preparation, head immobilization, and infrared tracking ensure reproducibility across laboratories and timepoints.
- Strategic Value: Reduces late-stage biological risk by enabling early detection of motor circuit dysfunction in genetic or pharmacological models.
- Portfolio Impact: Informs go/no-go decisions by quantifying oculomotor performance as a biomarker of neural circuit integrity.
Implementation Considerations
- Requires expertise in murine surgery, headplate implantation, and infrared oculomotor tracking systems.
- Dependent on specialized equipment including XY platforms, servo-controlled turntables, infrared emitters, and high-speed CCD cameras.
- Necessitates cross-team standardization of surgical protocols, calibration procedures, and stimulus parameters for reproducible outcomes.
- Adaptation considerations include model-specific adjustments for mouse strain, weight, and ocular pigmentation affecting infrared tracking accuracy.
- Practical limitations include post-surgical recovery time and potential confounds from anesthesia or inflammation affecting baseline oculomotor function.
