Name: Kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-20T08:55:55.000+00:00
Duration: 11 min 38 s
Description: Poznaj metodę mikrorozciągania w kontrolowanym środowisku do badania nanokompozytów polimerowych. Technika ta umożliwia pomiar zmian sztywności materiałów w tkance, co wspiera rozwój biomateriałów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Wydział Inżynierii Biomedycznej na Uniwersytecie Case Western Reserve zarówno poprzez fundusze na rozpoczęcie działalności laboratorium (J. Capadona), jak i Medtronic Graduate Fellowship (K. Potter). Dodatkowe fundusze na te badania zostały częściowo wsparte przez grant NSF ECS-0621984 (C. Zorman), Stowarzyszenie Absolwentów Case (C. Zorman), Departament ds. Weteranów poprzez Nagrodę za Przegląd Zasług (B7122R), a także Centrum Technologii Zaawansowanych Platform (C3819C).

1. Przygotowanie próbek
<ol>
 <li>Przygotować film PVAc-NC o grubości w zakresie 25-100 μm, stosując technikę odlewania z roztworu i prasowania10-12. 
 </li>
 <li>Przykleić film do płytki krzemowej, podgrzewając go na płycie grzejnej przez dwie minuty w temperaturze 70 °C (powyżej temperatury przejścia szklistego), aby zapewnić ścisły kontakt między filmem a płytką. Krok ten gwarantuje, że przygotowany film pozostanie płaski i przymocowany do płytki Si, co jest niezbędne dla procesów planarnej mikrobobróbki.
 </li>
 <li>Wytrawić w filmie geometrię próbek testowych za pomocą mikrobobróbki laserowej (VLS 3.50, VersaLASER). Ustalić parametry bezpośredniego zapisu laserowego CO2 na: moc 1,0% (0,5 W), prędkość 4,0% (56 mm/s) oraz 1 000 impulsów na cal13,16. </li>
 <li>Próbki, które zostaną wykorzystane do ustalenia warunków środowiskowych („próbki konfiguracyjne”), wytrawić w kształcie hantli z wymiarami bocznych pól 1,5 x 1,5 mm2 i wymiarami bocznej belki 300 x 3 000 μm2, przy zachowaniu grubości odpowiadającej grubości filmu w całej objętości (Ryc. 2).
 </li>
 <li>Próbki do eksperymentów ex vivo („próbki implantacyjne”) wytrawić w kształcie belek o wymiarach 300 μm x 6 mm, przy grubości odpowiadającej grubości filmu.
 </li>
 <li>Ostrożnie oddzielić próbki od płytki, używając żyletki i pęsety. </li>
 <li>Do manipulacji próbkami przygotować specjalnie wykonane uchwyty akrylowe, zaprojektowane jako element systemu chwytaków w mikrotesterze rozciągania. Wytrawione laserowo oznaczenia wskazują linię środkową uchwytu oraz odległość 1,5 mm od krawędzi. Nanieść niewielką ilość żelowego kleju cyjanoakrylowego na linię środkową uchwytu akrylowego, a następnie ostrożnie przykleić odcinek próbki implantacyjnej o długości 1,5 mm do uchwytu, nakładając go na zaznaczoną linię środkową (Ryc. 3). Każda próbka implantacyjna wymaga jednego uchwytu akrylowego. Należy upewnić się, że żel klejący znajduje się wyłącznie wzdłuż 1,5 mm długości PVAc-NC przyklejanego do uchwytu akrylowego. W przeciwnym razie żel klejący może wpłynąć na zachowanie mechaniczne próbki. </li>
 <li>Usunąć wilgoć ze wszystkich próbek, umieszczając je w eksykatorem na co najmniej 24 h. </li>
 <li>Zmierzyć długość, szerokość i grubość próbek za pomocą mikroskopu optycznego. </li>
</ol>
2. Ustanowienie warunków środowiskowych
<ol>
 <li>Załaduj suchą próbkę kontrolną do mikrozawieracza rozciągającego (patrz Rysunek 4), najpierw zaciskając w uchwytach ruchomych, a następnie w uchwytach stałych. </li>
 <li>Zamocuj aerograf z rezerwuarem wypełnionym wodą w stałej pozycji, tak aby dysza była skierowana w stronę próbki do testu mikrorozciągania. Podłącz aerograf do kompresora powietrza. poprzez przewody plastikowe. Przy całkowicie zamkniętej dyszy aerografu włącz kompresor. </li>
 <li>Rozpocząć procedurę cyklicznych badań mikrorozciągania, naprzemiennie stosując do próbki odkształcenie rozciągające (odkształcenie dodatnie) oraz odkształcenie ściskające (odkształcenie ujemne), pozostając w obrębie liniowego obszaru sprężystego na wykresie naprężenie-odkształcenie. W przypadku PVAc-NC zastosowane odkształcenie ograniczono do wartości poniżej 2%. W specjalnie skonstruowanej aparaturze do mikrorozciągania wykorzystanej w tych eksperymentach kontrolowano szybkość odkształcania, mierząc jednocześnie siłę wymaganą do uzyskania danego odkształcenia. Alternatywnie, inny układ mógłby polegać na kontrolowaniu przyłożonej siły przy jednoczesnym pomiarze wynikającego z niej odkształcenia. </li>
 <li>Stopniowo zwiększaj przepływ z dyszy aerografu i monitoruj nachylenie wykresu naprężenie-odkształcenie w funkcji ilości przepływu z aerografu. Maksymalny przepływ, który nie powoduje znaczącego (&gt;Redukcja modułu Younga o 10% w ciągu 60 s jest poziomem, który zostanie wykorzystany do ex vivo eksperymentów. W tym punkcie warunki wilgotności takie, które nie spowodują zawilgocenia suchej próbki (a tym samym nie przyczynią się do obniżenia modułu Younga) i jednocześnie zminimalizują wysychanie próbki po ekspozycji na płyny biologiczne in vivo zostały ustanowione.</li>
 <li>Zmierz temperaturę w pobliżu próbki. Idealny układ powinien obejmować termoparę z cyfrowym odczytem, a pomiar należy przeprowadzić podczas pracy aerografu. Ustaw intensywność i odległość źródła ciepła promieniującego w taki sposób, aby temperatura próbki była utrzymywana na poziomie 37 °Caby dostosować je do warunków fizjologicznych.
 </li>
</ol>
3. Porównanie grupy z kontrolą środowiskową do grupy bez kontroli środowiskowej
<ol>
 <li>Zanurz próbki przygotowawcze w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym na co najmniej 30 min. Po tym czasie próbka zostanie całkowicie nasycona, a jej moduł Younga zostanie zredukowany do wartości minimalnej dla danej temperatury. </li>
 <li>Szybko umieść próbkę w mikrotesterze rozciągającym i rozpocznij cykliczne testy mikrorozciągania przy wyłączonym aerografie, podczas gdy próbka wysycha. Pozwoli to określić, jak szybko próbka wysycha w warunkach niekontrolowanych.</li>
 <li>Umieść drugą nasyconą PBS próbkę przygotowawczą w mikrotesterze rozciągającym i rozpocznij cykliczne testy mikrorozciągania przy włączonym aerografie. Pozwoli to określić, jak szybko próbka wysycha w kontrolowanych warunkach środowiskowych. </li>
</ol>
4. Implantacja i eksplantacja sondy
<ol>
 <li>Przymocuj próbkę implantu do zacisku mikromanipulatora i ustaw ją prostopadle do tkanki korowej.</li>
 <li>Przed wprowadzeniem utrzymuj tkankę w dostatecznym nawilżeniu za pomocą soli fizjologicznej, aby zapewnić jednorodność mechaniki tkanki.</li>
 <li>Obniż próbkę polimeru do kory, korzystając z ręcznych sterowników mikromanipulatora. Pozostaw próbkę w tkance korowej do osiągnięcia docelowego czasu implantacji, zazwyczaj od 1 do 30 min. Aby zapobiec wysychaniu tkanki w punktach czasowych przekraczających 5 min, delikatnie zwilżaj tkankę co 5 min za pomocą nasączonego solą fizjologiczną patyczka bawełnianego.</li>
 <li>Podczas gdy sonda jest wszczepiona w korę, przygotuj tester mikrorozciągania do obciążenia aktualnie wszczepionej próbki, ustawiając pręt napędowy w pozycji zerowego przemieszczenia 3,0 mm od stacjonarnego zacisku próbki. Ustaw również dyszę aerografu na odpowiedni przepływ, a promiennicze źródło ciepła na właściwą intensywność określoną w kroku 2.4.</li>
 <li>Po upływie określonego czasu implantacji wyjmij sondę z kory za pomocą ręcznych sterowników mikromanipulatora. Natychmiast i ostrożnie wyjmij próbkę z zacisku mikromanipulatora i umieść ją w testerze mikrorozciągania, zgodnie ze szczegółowym opisem w kroku 5.2.</li>
</ol>
5. Badanie mikrorozciągania próbek implantów
<ol>
 <li>Aby zaoszczędzić czas po eksplantacji, upewnij się, że tester mikrorozciągania jest całkowicie przygotowany do przyjęcia próbki implantu przed implantacją, zgodnie z opisem w kroku 4.4.</li>
 <li>Natychmiast po eksplantacji umieść próbkę pomiędzy dwoma zestawami zacisków testera mikrorozciągania. Ponieważ próbka jest zamocowana do akrylowego uchwytu zaprojektowanego tak, aby służył jako górna część jednego z zacisków, umieść zespół próbki implantu na ruchomym uchwycie, stroną próbki do dołu. Ważne jest, aby upewnić się, że próbka jest zamontowana w taki sposób, aby odkształcenie było przyłożone wyłącznie wzdłuż długości sondy, aby uniknąć przyłożenia momentu obrotowego do próbki podczas testowania. W związku z tym próbka musi być zamontowana w centrum każdego zacisku, a zaciski muszą być ustawione poziomo względem siebie.</li>
 <li>Dostosuj pozycję próbki tak, aby odległość między zaciskami wynosiła 3.0 mm, a koniec sondy został umieszczony w zacisku stałym. Ta długość 3.0 mm między zaciskami jest długością pomiarową próbki i zostanie wykorzystana w późniejszych obliczeniach do wyznaczenia odkształcenia próbki.</li>
 <li>Natychmiast po zabezpieczeniu próbki w obu zaciskach i w ciągu 2 min od eksplantacji z tkanki nerwowej, uruchom silnik w kierunku rozciągania, aby wydłużyć próbkę ze stałą prędkością (tutaj zastosowano 10 μm/sec), jednocześnie mierząc i rejestrując wydłużenie próbki (za pomocą wskaźnika przemieszczenia, Mitutoyu 543-561) oraz powiązaną siłę (za pomocą ogniwa obciążeniowego, Transducer Techniques MDB-2.5) wymaganą do odkształcenia próbki.</li>
 <li>Zatrzymaj test mikrorozciągania w momencie mechanicznego uszkodzenia próbki lub po osiągnięciu końca zakresu pręta napędowego. Wyeksportuj zebrane dane i przeprowadź analizę danych.</li>
 <li>Powtórz test mikrorozciągania dla każdej próbki i/lub każdego zestawu warunków (tzn. czasu insercji).</li>
</ol>
6. Analiza danych
<ol>
 <li>Przelicz surowe dane dotyczące wydłużenia na odkształcenie inżynierskie przyłożone do próbki implantu, dzieląc wartość wydłużenia przez początkową długość pomiarową, zgodnie z Równaniem 1, gdzie ε oznacza przyłożone odkształcenie, t to czas, d to przemieszczenie zmierzone wskaźnikiem mikrometrycznym, a L0 to początkowa długość pomiarowa próbki: 
 <img src="/files/ftp_upload/50078/50078eq1.jpg" alt="Wzór na odkształcenie ε(t)=d(t)/L₀; równanie ilustrujące koncepcję deformacji materiału." fo:src="/files/ftp_upload/50078/50078eq1highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"> (1) </li>
 <li>Przelicz surowe dane dotyczące siły na naprężenie inżynierskie w próbce, dzieląc siłę (w niutonach) przez poprzeczny obszar przekroju, zgodnie z Równaniem 2: 
 <img src="/files/ftp_upload/50078/50078eq2.jpg" alt="Wzór na zależność naprężenia od czasu σ(t)=F(t)/w₀t₀; równanie matematyczne do badania analizy strukturalnej." fo:src="/files/ftp_upload/50078/50078eq2highres.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 2"> (2)
 
 gdzie σ to naprężenie w próbce, F to siła zmierzona przez ogniwo obciążnika (w niutonach), w0 to początkowa szerokość próbki, a t0 to początkowa grubość próbki.</li>
 <li>Wykreśl krzywą zależności naprężenia (σ[t]) od odkształcenia (ε[t]) dla każdej próbki za pomocą programu komputerowego, np. Microsoft Excel.</li>
 <li>Wyodrębnij liniowy odcinek sprężysty wykresu i użyj programowych narzędzi dopasowywania krzywych, aby wyznaczyć linię najlepiej dopasowaną do tego fragmentu. Nachylenie linii najlepiej dopasowanej odpowiada modułowi Younga próbki. Wyodrębniony fragment wykresu powinien obejmować co najmniej 10 punktów naprężenia-odkształcenia i powinien zostać pobrany z części wykresu, w której nachylenie jest największe.</li>
 <li>W przypadku testów cyklicznych moduł Younga należy wyznaczyć dla każdego cyklu. Proces ten może być zautomatyzowany lub przeprowadzony ręcznie.</li>
 <li>W przypadku testów cyklicznych wykreśl zależność modułu Younga każdego cyklu od czasu. Wskazuje to, jak zmierzony moduł zmienia się w czasie, co odzwierciedla szybkość namaczania lub wysychania próbki w układzie.</li>
 <li>W przypadku próbek implantów każda próbka i czas implantacji odpowiadają jednemu cyklowi testów cyklicznych. Zmierz moduł Younga dla każdej próbki implantu, stosując procedurę opisaną powyżej.</li>
 <li>Wykreśl zależność modułu Younga od czasu implantacji. Na tym etapie można przeprowadzić porównania z badaniami laboratoryjnymi (benchtop) itp.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, P. J., Saati, S., Varma, R., Humayun, M. S., Tai, Y. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+intraocular+pressure+sensing+using+microfabricated+minimally+invasive+flexible-coiled+LC+sensor+implant%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microelectromechanical+Systems%22%5BJournal%5D)">Wireless intraocular pressure sensing using microfabricated minimally invasive flexible-coiled LC sensor implant.</a> Journal of Microelectromechanical Systems. 19, 721-734 (2010).</li>
<li>Ren, X., Zheng, N., Gao, Y., Chen, T., Lu, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodegradable+three-dimension+micro-device+delivering+5-fluorouracil+in+tumor+bearing+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Biodegradable three-dimension micro-device delivering 5-fluorouracil in tumor bearing mice.</a> Drug Delivery. 19, 36-44 (2012).</li>
<li>Bai, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-unit+neural+recording+with+active+microelectrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Single-unit neural recording with active microelectrode arrays.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 911(2001).</li>
<li>Rousche, P. J., Pellinen, D. S., Pivin, D. P., Williams, J. C., Vetter, R. J., kirke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+polyimide-based+intracortical+electrode+arrays+with+bioactive+capability%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 361-371 (2001).</li>
<li>Hassler, C., Boretius, T., Stieglitz, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polymers+for+neural+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Polymer+Science+Part+B%3A+Polymer+Physics%22%5BJournal%5D)">Polymers for neural implants.</a> Journal of Polymer Science Part B: Polymer Physics. 49, 18-33 (2011).</li>
<li>Mercanzini, A., Colin, P., Bensadoun, J. C., Bertsch, A., Renaud, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Electrical+Impedance+Spectroscopy+of+Tissue+Reaction+to+Microelectrode+Arrays%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">In Vivo Electrical Impedance Spectroscopy of Tissue Reaction to Microelectrode Arrays.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56, 1909-1918 (2009).</li>
<li>Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+tissue+to+chronically+implanted+neural+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 148, 1-18 (2005).</li>
<li>Engineering in Medicine and Biology Society, 2006. Subbaroyan, J., Kipke, D. EMBS'06. 28th Annual International Conference of the IEEE, , IEEE. 3588-3591 (2006).</li>
<li>Harris, J., Capadona, J., Miller, R., Healy, B., Shanmuganathan, K., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanically+adaptive+intracortical+implants+improve+the+proximity+of+neuronal+cell+bodies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies.</a> Journal of Neural Engineering. 8, 066011(2011).</li>
<li>Capadona, J. R., Shanmuganathan, K., Tyler, D. J., Rowan, S. J., Weder, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimuli-Responsive+Polymer+Nanocomposites+Inspired+by+the+Sea+Cucumber+Dermis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Stimuli-Responsive Polymer Nanocomposites Inspired by the Sea Cucumber Dermis.</a> Science. 319, 1370-1374 (2008).</li>
<li>Shanmuganathan, K., Capadona, J. R., Rowan, S. J., Weder, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimuli-Responsive+Mechanically+Adaptive+Polymer+Nanocomposites%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Applied+Materials+%26+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Stimuli-Responsive Mechanically Adaptive Polymer Nanocomposites.</a> ACS Applied Materials & Interfaces. 2, 165-174 (2009).</li>
<li>Shanmuganathan, K., Capadona, J. R., Rowan, S. J., Weder, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bio-inspired+mechanically-adaptive+nanocomposites+derived+from+cotton+cellulose+whiskers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Bio-inspired mechanically-adaptive nanocomposites derived from cotton cellulose whiskers.</a> Journal of Materials Chemistry. 20, 180(2010).</li>
<li>Hess, A., Capadona, J., Shanmuganathan, K., Hsu, L., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D., Zorman, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+stimuli-responsive+polymer+nanocomposite+toward+biologically+optimized%2C+MEMS-based+neural+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Micromechanics+and+Microengineering%22%5BJournal%5D)">Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes.</a> Journal of Micromechanics and Microengineering. 21, 054009(2011).</li>
<li>Capadona, J. R., Tyler, D. J., Zorman, C. A., Rowan, S. J., Weder, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanically+adaptive+nanocomposites+for+neural+interfacing%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Research+Society+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Mechanically adaptive nanocomposites for neural interfacing.</a> Materials Research Society Bulletin. 37, 581-589 (2012).</li>
<li>Ophir, J., Cespedes, I., Garra, B., Ponnekanti, H., Huang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elastography%3A+ultrasonic+imaging+of+tissue+strain+and+elastic+modulus+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+ultrasound%22%5BJournal%5D)">Elastography: ultrasonic imaging of tissue strain and elastic modulus in vivo.</a> European journal of ultrasound. 3, 49-70 (1996).</li>
<li>Micro Electro Mechanical Systems (MEMS). Hess, A., Shanmuganathan, K., Capadona, J., Hsu, L., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D., Zorman, C. IEEE 24th International Conference on, , IEEE. 453-456 (2011).</li>
<li>Harris, J. P., Hess, A. E., Rowan, S. J., Weder, C., Zorman, C. A., Tyler, D. J., Capadona, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+deployment+of+mechanically+adaptive+nanocomposites+for+intracortical+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes.</a> Journal of Neural Engineering. 8, 046010(2011).</li>
<li>Shanmuganathan, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Bio-inspired+Stimuli-responsive+Mechanically+Dynamic+Nanocomposites%22">Bio-inspired Stimuli-responsive Mechanically Dynamic Nanocomposites</a>. , Case Western Reserve University. (2010).</li>
<li>Rousche, P. J., Pellinen, D. S., Pivin, D. P., Williams, J. C., Vetter, R. J., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+polyimide-based+intracortical+electrode+arrays+with+bioactive+capability%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 361-371 (2001).</li>
<li>Norlin, P., Kindlundh, M., Mouroux, A., Yoshida, K., Hofmann, U. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+32-site+neural+recording+probe+fabricated+by+DRIE+of+SOI+substrates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Micromechanics+and+Microengineering%22%5BJournal%5D)">A 32-site neural recording probe fabricated by DRIE of SOI substrates.</a> Journal of Micromechanics and Microengineering. 12, 414(2002).</li>
<li>Ward, M. P., Rajdev, P., Ellison, C., Irazoqui, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+a+comparison+of+microelectrodes+for+acute+and+chronic+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Toward a comparison of microelectrodes for acute and chronic recordings.</a> Brain Research. 1282, 183-200 (2009).</li>
<li>Lin, J. M., Chang, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Remote+Health+Monitor+with+Replaceable+Non-Fragile+Bio-Probes+on+RFID+Tag%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Mechanics+and+Materials%22%5BJournal%5D)">A Novel Remote Health Monitor with Replaceable Non-Fragile Bio-Probes on RFID Tag.</a> Applied Mechanics and Materials. 145, 415-419 (2012).</li>
<li>Kunzelman, K. S., Cochran, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress%2Fstrain+characteristics+of+porcine+mitral+valve+tissue%3A+parallel+versus+perpendicular+collagen+orientation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Surgery%22%5BJournal%5D)">Stress/strain characteristics of porcine mitral valve tissue: parallel versus perpendicular collagen orientation.</a> Journal of Cardiac Surgery. 7, 71-78 (1992).</li>
<li>Snedeker, J., Niederer, P., Schmidlin, F., Farshad, M., Demetropoulos, C., Lee, J., Yang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-rate+dependent+material+properties+of+the+porcine+and+human+kidney+capsule%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Strain-rate dependent material properties of the porcine and human kidney capsule.</a> Journal of Biomechanics. 38, 1011-1021 (2005).</li>
<li>Ahn, S., Kasi, R. M., Kim, S. C., Sharma, N., Zhou, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimuli-responsive+polymer+gels%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Stimuli-responsive polymer gels.</a> Soft Matter. 4, 1151-1157 (2008).</li>
<li>Stuart, M. A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+applications+of+stimuli-responsive+polymer+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Emerging applications of stimuli-responsive polymer materials.</a> Nature Materials. 9, 101-113 (2010).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Postęp w dziedzinie wszczepialnych biomedycznych systemów mikroelektromechanicznych (bioMEMS) do interakcji z systemami biologicznymi motywuje do opracowywania nowych materiałów o wysoce dostosowanych właściwościach. Niektóre z tych materiałów są zaprojektowane tak, aby wykazywać zmianę właściwości materiału w odpowiedzi na bodziec znaleziony w środowisku fizjologicznym. Jedna z niedawno opracowanych klas materiałów reaguje na obecność cieczy tworzących wiązania wodorowe (np. wody) i podwyższonych temperatur w c...

<table><tbody><tr><td>Wafel krzemowy</td><td>Wafel</td><td></td> uniwersytecki <td>Klasa mechaniczna</td></tr><tr><td>Wytłaczany arkusz</td><td>akrylowy Profesjonalne tworzywa sztuczne</td><td>SACR 062EF</td><td>Grubość 0,062 "</td></tr><tr><td>Żyletka</td><td>McMaster-Carr</td><td>3962A3</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>McMaster-Carr</td><td>8384A47</td><td>#5 końcówka</td></tr><tr><td>Super Glue Gel</td><td>Loctite</td><td>130380</td><td></td></tr><tr><td>Air Szczotka</td><td>Zatrzaskowa Przemysłowa</td><td>BF175TA</td><td></td></tr><tr><td>Sprężarka powietrza</td><td>Paasche</td><td>B002YKN8YO</td><td>D500</td></tr><tr><td>Termopara</td><td>Omega</td><td>HH12A</td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Cimarec</td><td>SP131325Q</td><td></td></tr><tr><td>Laser CO2 do bezpośredniego zapisu</td><td>VersaLaser</td><td>3.5</td><td></td></tr><tr><td>Eksykator</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-595</td><td></td></tr><tr><td>Lampa</td><td></td><td></td><td>zbudowany na zamówienie</td></tr><tr>tester <td></td><td></td><td>mikrorozciągania</td><td>zbudowany na zamówienie</td></tr></tbody></table>

kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo

Environmentally-controlled Microtensile Testing of Mechanically-adaptive Polymer Nanocomposites for ex vivo Characterization

Wszczepialne mikrourządzenia zyskują na znaczeniu w wielu zastosowaniach biomedycznych1-4. Takie urządzenia zostały wykonane z różnych materiałów, z których każdy ma swoje zalety i wady5,6. Przede wszystkim, ze względu na wymiary urządzenia w mikroskali, wymagany jest wysoki moduł, aby ułatwić implantację w żywej tkance. I odwrotnie, sztywność urządzenia powinna pasować do otaczającej tkanki, aby zminimalizować indukowane naprężenie miejscowe7-9. Dlatego niedawno opracowaliśmy nową klasę materiałów inspirowanych biologią, aby spełnić te wymagania, reagując na bodźce środowiskowe zmianą właściwości mechanicznych10-14. W szczególności nasz nanokompozyt na bazie poli(octanu winylu) (PVAc-NC) wykazuje zmniejszenie sztywności pod wpływem wody i podwyższonych temperatur (np. temperatury ciała). Niestety, istnieje niewiele metod ilościowego określania sztywności materiałów in vivo15, a badania mechaniczne poza środowiskiem fizjologicznym często wymagają dużych próbek nieodpowiednich do implantacji. Co więcej, materiały reagujące na bodźce mogą szybko odzyskać swoją początkową sztywność po eksplantacji. W związku z tym opracowaliśmy metodę, za pomocą której właściwości mechaniczne wszczepionych mikropróbek mogą być mierzone ex vivo, z symulowanymi warunkami fizjologicznymi utrzymywanymi za pomocą kontroli wilgotności i temperatury13,16,17. 
W tym celu zaprojektowano niestandardowy tester mikrorozciągania, który obsługuje próbkimikroskalowe 13,17 z bardzo zmiennymi modułami Younga (zakres od 10 MPa do 5 GPa). Ponieważ nasze zainteresowania koncentrują się na zastosowaniu PVAc-NC jako biologicznie adaptującego się podłoża sondy neuronowej, konieczne było narzędzie zdolne do mechanicznej charakterystyki próbek w mikroskali. Narzędzie to zostało przystosowane do zapewnienia kontroli wilgotności i temperatury, co zminimalizowało suszenie i chłodzenie próbki17. W rezultacie, właściwości mechaniczne eksplantowanej próbki ściśle odzwierciedlają charakterystykę próbki znajdującej się tuż przed eksplantacją.
Ogólnym celem tej metody jest ilościowa ocena właściwości mechanicznych in vivo, a konkretnie modułu Younga, materiałów na bazie polimerów reagujących na bodźce, mechanicznie adaptacyjnych. Osiąga się to poprzez uprzednie ustalenie warunków środowiskowych, które zminimalizują zmianę właściwości mechanicznych próbki po eksplantacji, nie przyczyniając się do zmniejszenia sztywności niezależnej od tej wynikającej z implantacji. Próbki są następnie przygotowywane do implantacji, przenoszenia i testowania (ryc. 1A). Każda próbka jest wszczepiana do kory mózgowej szczurów, która jest tutaj reprezentowana jako eksplantowany mózg szczura, na określony czas (ryc. 1B). W tym momencie próbka jest eksplantowana i natychmiast ładowana do testera mikrorozciągania, a następnie poddawana próbie rozciągania (rysunek 1C). Późniejsza analiza danych dostarcza informacji na temat mechanicznego zachowania tych innowacyjnych materiałów w środowisku kory mózgowej.

Właściwości mechaniczne niemal wszystkich materiałów polimerowych, w tym naszego PVAc-NC, zależą od ekspozycji na warunki środowiskowe. Najistotniejsze z nich to ekspozycja na ciepło i wilgoć. Gdy materiał ulega plastyfikacji w wyniku pochłaniania wilgoci lub przechodzi przejście termiczne, wykazuje on spadek modułu Younga. Przy przygotowywaniu środowiska z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością do mechanicznej charakterystyki próbek ex vivo ważne jest zapewnienie minimalnej zmiany zawartości wilgoci w próbce p...

Omówiono metodę, za pomocą której mechaniczne zachowanie in vivo materiałów reagujących na bodźce jest monitorowane w funkcji czasu. Próbki są badane ex vivo przy użyciu testera mikrorozciągania z kontrolą środowiska w celu symulacji środowiska fizjologicznego. Praca ta dodatkowo przyczynia się do zrozumienia zachowania naszego materiału in vivo.

Kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo

Implantable microdevices are gaining significant attention for several biomedical applications1-4. Such devices have been made from a range of materials, ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ilościowe określenie zmiany sztywności nanokompozytowej struktury na bazie octanu poliwinylu w funkcji czasu implantacji w tkance. Cel ten osiąga się poprzez najpierw uformowanie próbek nanokompozytu polimerowego i przytwierdzenie ich do akrylowych uchwytów w celu wprowadzenia do tkanki oraz przeprowadzenia mikromechanicznych testów. Drugim krokiem jest przygotowanie środowiska mikropróbki rozciąganej w celu odwzorowania warunków fizjologicznych ex vivo, z wykorzystaniem źródła wilgoci oraz promienniczego źródła ciepła.Następnie próbkę implantu wprowadza się do tkanki i usuwa po określonym czasie. Ostatnim krokiem jest umieszczenie próbki w mikrotesterze rozciągania z kontrolą warunków środowiskowych i przeprowadzenie testów mechanicznych w celu wyznaczenia modułu Younga materiału po określonym czasie implantacji. Ostatecznie to badanie mikrorozciągania w kontrolowanych warunkach środowiskowych służy do wykazania zmian sztywności mechanicznej, mierzonej za pomocą modułu Younga, w funkcji czasu ekspozycji na środowisko fizjologiczne.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami pomiaru zmiennych właściwości mechanicznych, takimi jak dynamiczna analiza mechaniczna, jest możliwość jej zastosowania do próbek w skali mikro oraz możliwość kontrolowania wilgotności i temperatury. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie interfejsów neuronalnych, na przykład w kwestii tego, jak odpowiedź zapalna na implant zależy od sztywności materiału, z którego implant jest wykonany. W pierwszej kolejności należy przygotować nanokompozytową folię na bazie octanu poliwinylu o grubości od 25 do 100 µm, wytworzoną metodą odlewania z roztworu i prasowania.Następnie przyklej film do wafla krzemowego, podgrzewając go na płycie grzejnej w temperaturze 70 °C przez dwie minuty. Sprzyja to ścisłemu kontaktowi między filmem a waflem i zapewnia, że film pozostanie płaski podczas mikrobrawienia. Teraz wykorzystaj laserową mikrobrawienie, aby uformować film w pożądane geometrie próbek testowych.Parametry bezpośredniej laserowej mikrobobrobiarek ustawiono na moc 0,5 W, prędkość 56 mm/s oraz 1000 impulsów na cal. Próbki, które zostaną wykorzystane do ustalenia warunków środowiskowych, zwane próbkami konfiguracyjnymi, uformowano w struktury w kształcie kostki z wymiarami pól bocznych 1,5 mm na 1,5 mm i wymiarami wiązki bocznej 300 µm na 3000 µm. Grubość odpowiada grubości filmu w całym obszarze obróbki. Próbki do eksperymentów ex vivo, określane jako próbki implantów, uformowano w wiązki o wymiarach 300 µm na 6 mm z grubością odpowiadającą grubości filmu.Po wyjęciu płytki z układu do mikrobobróbki, należy użyć żyletki i pęsety, aby ostrożnie oddzielić próbki od płytki w celu ich dalszego manipulowania. Przygotuj uchwyty akrylowe zaprojektowane jako element systemu mocującego w mikrotescerze rozciągania. W tym doświadczeniu każdy uchwyt ma wymiary 11 mm na 7 mm przy grubości 2,2 mm i posiada dwa otwory dopasowane do śrub w mikrotescerze rozciągania.Oznaczenia naniesione laserowo wskazywały linię środkową uchwytu w odległości 1,5 milimetra od krawędzi. Każda próbka implantu wymaga jednego uchwytu akrylowego; na linię środkową uchwytu akrylowego należy nanieść niewielką ilość żelowego kleju akrylowego Sano, a następnie ostrożnie przykleić fragment próbki implantu o długości 1,5 milimetra do uchwytu, tak aby zachodził on na zaznaczoną linię środkową. Należy dopilnować, aby żel klejący znajdował się wyłącznie w obrębie 1,5 milimetra długości nanokompozytu na bazie octanu poliwinylu, który jest przyklejany do uchwytu akrylowego.Rozpocznij od załadowania suchej próbki kontrolnej do mikroukładu do badań rozciągania. Po zakleszczeniu próbki najpierw między ruchomymi uchwytami, a następnie między uchwytami stałymi, zamontuj aerograf z rezerwuarem wypełnionym wodą w stałej pozycji, kierując dyszę w stronę mikropróbki rozciąganej. Podłącz aerograf do kompresora powietrza za pomocą plastikowej rurki, upewniając się, że dysza aerografu jest całkowicie zamknięta.Włącz kompresor powietrza. Rozpocznij procedurę cyklicznych mikroprób rozciągania, naprzemiennie przykładając do próbki odkształcenie rozciągające i ściskające. Badanie powinno przebiegać w obrębie liniowego zakresu sprężystości na wykresie naprężenie-odkształcenie.W tym przypadku przyłożona odkształcenie jest ograniczone do mniej niż 2%. W tych eksperymentach kontrolowano szybkość odkształcania, mierząc jednocześnie siłę wymaganą do osiągnięcia tego odkształcenia. Aby ustalić pożądane warunki wilgotności, stopniowo zwiększaj przepływ z dyszy aerografu i monitoruj nachylenie wykresu naprężenia w funkcji ilości przepływu z aerografu; maksymalny przepływ, który nie powoduje znaczącego spadku modułu Younga w okresie 60 sekund, jest poziomem, który zostanie zastosowany w eksperymentach ex vivo. Na koniec zmierz temperaturę w pobliżu próbki.Idealny układ powinien obejmować termoparę z cyfrowym odczytem, a pomiary należy przeprowadzać podczas pracy aerografu. Należy ustawić intensywność i odległość promiennika ciepła w taki sposób, aby temperatura próbki była utrzymywana na poziomie 37 °C, co odpowiada warunkom fizjologicznym. Porównanie z grupą kontrolną rozpoczyna się od zanurzenia próbek w roztworze soli fosforanowej (PBS) na co najmniej 30 minut, aby pozwolić im zmięknąć do minimalnego modułu Younga.Szybko zamocuj próbkę w mikrotesterze rozciągania i rozpocznij cykliczne badania mikrorozciągania przy wyłączonym aerografie, podczas gdy próbka schnie w warunkach otoczenia; moduł Younga wyznaczony z tych danych wskaże, jak szybko próbka schnie w warunkach niekontrolowanych. Następnie zamocuj w mikrotesterze drugą próbkę nasyconą PBS i rozpocznij cykliczne badania mikrorozciągania z włączonym aerografem; w tym przypadku obliczony moduł Younga wskaże, jak szybko próbka schnie w kontrolowanych warunkach wilgotności.Pobierz próbkę tkanki kory mózgowej. W niniejszej demonstracji wypreparowana tkanka jest utrzymywana w stanie nawodnienia w kąpieli z syntetycznego płynu mózgowo-rdzeniowego w temperaturze 37 °C przed rozpoczęciem i w trakcie całego eksperymentu. Następnie przymocuj próbkę implantu wraz z uchwytem do zacisku mikromanipulatora.Ustaw sondę tak, aby była prostopadła do tkanki korowej. Obniż próbkę polimerową do kory za pomocą mikromanipulatora. Sterowanie ręczne.Pozostaw próbkę w tkance korowej, aż upłynie docelowy czas implantacji, wynoszący od 1 do 30 minut. Podejmij środki ostrożności zapobiegające wysychaniu tkanki w czasie, gdy sonda jest zaimplantowana w korze. Przygotuj mikrotester rozciągania, ustawiając suchy pręt w pozycji zerowego przemieszczenia, w odległości 3 mm od zacisku stacjonarnego.Ustaw również przepływ dyszy aerografu oraz moc promiennikowego źródła ciepła na wartości określone wcześniej. Po upływie wskazanego czasu implantacji, natychmiast podnieś sondę z kory za pomocą sterowników ręcznych mikromanipulatora, a następnie ostrożnie wyjmij próbkę z zacisku mikromanipulatora i przenieś ją do mikrotestera rozciągania, aby rozpocząć badanie w ciągu dwóch minut bezpośrednio po zakończeniu procesu; zamocuj próbkę pomiędzy dwoma zestawami zacisków mikrotestera rozciągania. Ponieważ uchwyt próbki jest zaprojektowany tak, aby służyć jako górna część jednego z zacisków, umieść zespół implant-próbka na ruchomym uchwycie stroną próbki do dołu.Próbkę należy zamocować w centrum każdego zacisku, a zaciski muszą znajdować się na jednej płaszczyźnie względem siebie. Zapewnia to przyłożenie naprężenia wyłącznie wzdłuż długości sondy. Następnie należy dostosować pozycję próbki tak, aby odległość między zaciskami wynosiła trzy milimetry, a koniec sondy został umieszczony w zacisku stałym.Odległość trzech milimetrów pomiędzy zaciskami stanowi długość pomiarową próbki, która zostanie wykorzystana w późniejszych obliczeniach. Natychmiast po zamocowaniu próbki w obu zaciskach i w ciągu dwóch minut od wyjęcia z tkanki nerwowej, uruchom silnik w kierunku rozciągania, aby wydłużać próbkę ze stałą prędkością. Prędkość ta wynosi 10 µm/s.Jednocześnie mierz i rejestruj wydłużenie próbki oraz towarzyszącą mu siłę wymaganą do jej odkształcenia. Przerwij mikrotest rozciągania w momencie mechanicznego zniszczenia próbki lub po osiągnięciu zakresu suchego pręta. Wyeksportuj zebrane dane do analizy.Powtórz mikrobadania rozciągania dla każdej próbki i/lub warunku implantacji. Za pomocą oprogramowania wykreśl krzywą naprężenia w funkcji odkształcenia dla każdej próbki. Następnie wyodrębnij liniową część sprężystą wykresu.Wyizolowana część wykresu powinna obejmować co najmniej 10 punktów i powinna zostać pobrana z fragmentu wykresu, na którym nachylenie jest największe. Następnie należy użyć programowych narzędzi do dopasowywania krzywych, aby wyznaczyć linię najlepiej dopasowaną do tej części. Nachylenie linii najlepiej dopasowanej odpowiada modułowi Younga próbki.W przypadku próbek konfiguracyjnych testowanych w trybie cyklicznym należy wyznaczyć moduł Younga dla każdego cyklu. Po wykonaniu tej czynności należy narysować wykres modułu Younga z każdego cyklu w funkcji czasu. Wykres ten przedstawia moduł Younga jako funkcję czasu, zmierzoną podczas cyklicznych prób rozciągania w celu ustalenia prawidłowych ustawień aerografu do kontrolowania środowiska.Zacieniowany obszar oznacza czas, w którym aerograf był włączony przy zastosowanych ustawieniach. Moduł Younga nie zmienia się znacząco w czasie. Sugeruje to, że ilość wody wchłoniętej przez próbkę z zestawu z aerografu jest niewystarczająca, aby przyczynić się do zmniejszenia sztywności.Poniżej przedstawiono zależność modułu Younga od czasu dla próbek nasyconych wodą w środowiskach badań rozciągania z kontrolą wilgotności oraz bez takiej kontroli. Powrót do początkowego modułu Younga jest znacznie wolniejszy w środowisku kontrolowanym. Wykazuje to wydłużenie czasu potrzebnego do wyschnięcia próbki. W tym środowisku dodatkowy czas ten można wykorzystać do przeprowadzenia testów mechanicznych na próbkach, które zostały zaimplantowane.Są to reprezentatywne wykresy przedstawiające krzywe naprężenia dla próbki suchej oraz próbki mokrej, która była implantowana w korze mózgu szczura przez 30 minut. Moduł Younga, odpowiadający nachyleniu wykresu naprężenia w obszarze liniowej sprężystości, jest wyraźnie znacznie większy dla próbki suchej. Obie próbki były poddawane odkształceniu aż do momentu zerwania.Ostatni wykres przedstawia moduł Younga w zależności od czasu implantacji dla próbek umieszczonych w korze. Po około pięciu minutach od implantacji w próbce obserwuje się niewielkie zmiany modułu Younga. Sugeruje to, że w tym czasie próbka osiąga stan nasycenia i minimalną sztywność.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o odpowiednim planowaniu, aby zapewnić utrzymanie warunków fizjologicznych zarówno w tkance, jak i w środowisku testowym ex vivo. Metodę tę można wykorzystać do oceny właściwości mechanicznych innych materiałów o właściwościach zależnych od środowiska, w tym materiałów biodegradowalnych, a także do oceny szybkości degradacji lub stabilności mechanicznej materiałów polimerowych in vivo.

environmentally-controlled-microtensile-testing-mechanically-adaptive

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Badanie mikrościągawcze w kontrolowanych warunkach środowiskowych polimerowych nanokompozytów mechanicznie adaptacyjnych dla ex vivo charakteryzacji

W tym filmie zademonstrujemy techniki modyfikacji porowatych metalowych implantów w celu poprawy ich funkcjonalności i kontroli migracji komórek. Techniki obejmują opracowywanie gradientów porów w celu kontrolowania ruchu komórek w 3D oraz wytwarzanie naśladowców błony podstawnej w celu kontrolowania ruchu komórek w 2D. Opisano również opartą na HPLC metodę monitorowania integracji implantów in vivo poprzez analizę białek krwi.

Wieloskalowa modyfikacja implantów metalowych z gradientami porów, polielektrolitami i ich pośrednie monitorowanie in vivo

Trwałość polimerów i kompozytów polimerowych wzmocnionych włóknami w eksploatacji jest krytycznym aspektem dla ich projektowania i konserwacji w oparciu o stan. Przedstawiamy nowatorską, niskokosztową platformę do badań laboratoryjnych do badania wpływu jednoczesnych obciążeń mechanicznych i środowiskowych, która może pomóc w projektowaniu bardziej wydajnych, a jednocześnie bezpieczniejszych struktur kompozytowych.

Platforma testowa do badań trwałości polimerów i kompozytów polimerowych wzmacnianych włóknami w warunkach jednoczesnych bodźców higrotermomechanicznych

Przedstawiono nowatorską metodologię syntezy i programowania elastomerów ciekłokrystalicznych w łańcuchu głównym przy użyciu dostępnych na rynku monomerów wyjściowych. Szeroki zakres właściwości termomechanicznych został dostosowany poprzez dostosowanie ilości środka sieciującego, podczas gdy wydajność uruchamiania zależała od wielkości zastosowanego naprężenia podczas programowania.

Synteza programowalnych elastomerów ciekłokrystalicznych w łańcuchu głównym z wykorzystaniem dwuetapowej reakcji tiolowo-akrylowej

Biomechanika tkanek jest ważna dla utrzymania kształtu i funkcji komórki oraz dla określenia fenotypu. W niniejszym raporcie przedstawiono nieniszczące protokoły mechaniczne do charakteryzowania elastycznych i lepkosprężystych właściwości ludzkich tkanek miękkich, które można bezpośrednio zastosować do podłoży inżynierii tkankowej, aby umożliwić ścisłe dopasowanie materiałów inżynieryjnych do tkanek natywnych.

Charakterystyka biomechaniczna tkanek miękkich człowieka za pomocą prób wgnieceń i rozciągania

Izolowanie elektrycznych i termicznych efektów na elektrycznie wspomagane deformacje (EAD) jest bardzo trudne przy użyciu makroskopowych próbek. Opracowano mikro- i nanostruktury próbek metalicznych wraz z niestandardową procedurą testową w celu oceny wpływu przyłożonego prądu na powstawanie bez ogrzewania dżuli i ewolucję dyslokacji na tych próbkach.

Nowatorska metoda elektromechanicznej charakterystyki próbek w nanoskali in situ

Tutaj prezentujemy szybką, łatwą i tanią metodę wytwarzania niestandardowych form polidimetylosiloksanowych, które mogą być używane do produkcji hydrożelowych tkanek inżynieryjnych o skomplikowanej geometrii. Dodatkowo opisujemy wyniki ocen mechanicznych i histologicznych przeprowadzonych na zmodyfikowanych tkankach serca wytworzonych tą techniką.

Specjalnie zaprojektowane formy do kultur tkankowych od mistrzów trawionych laserowo

Ten artykuł opisuje szczegółową metodologię przygotowania matrycy Multiplexed Artificial Cellular MicroEnvironment (MACME) do wysokoprzepustowej manipulacji fizycznych i chemicznych sygnałów naśladujących mikrośrodowiska komórkowe in vivo oraz do identyfikacji optymalnego środowiska komórkowego dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC) z profilowaniem pojedynczych komórek.

Wytwarzanie multipleksowanej sztucznej macierzy mikrośrodowiska komórkowego

Aby umożliwić wiarygodne przewidywania mięknienia substratów polimerowych dla implantów neuronowych w środowisku in vivo, ważne jest posiadanie niezawodnej metody in vitro. W tym artykule przedstawiono zastosowanie dynamicznej analizy mechanicznej w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w temperaturze ciała.

Środowiskowa dynamiczna analiza mechaniczna w celu przewidywania mięknienia implantów neuronowych

Ta metodologia ma na celu zilustrowanie mechanizmów, za pomocą których sygnały macierzy zewnątrzkomórkowej, takie jak sztywność substratu, skład białka i morfologia komórki, regulują fenotyp komórek Schwanna (SC).

Przygotowanie przestrajalnych mikrośrodowisk macierzy zewnątrzkomórkowej w celu oceny specyfikacji fenotypu komórek Schwanna

Przedstawiona tutaj jest procedura pomiaru podstawowych właściwości materiału za pomocą mikromechanicznego testu rozciągania. Opisano metody wytwarzania próbek mikrorozciągających (umożliwiające szybkie wytwarzanie mikropróbek z objętości materiałów sypkich poprzez połączenie fotolitografii, trawienia chemicznego i mielenia wiązką jonów skupionych), modyfikacji końcówki wgłębnika oraz mikromechanicznych prób rozciągania (w tym przykład).

Mikromechaniczne próby rozciągania próbek ze stali nierdzewnej 17-4 PH wytwarzanych addytywnie

Prezentowany tutaj jest protokół generowania zmodyfikowanych tkanek łącznych do równoległej hodowli 48 tkanek na wielodołkowej płytce z podwójnymi biegunami, odpowiedni do badań mechanistycznych, modelowania chorób i badań przesiewowych. Protokół jest zgodny z fibroblastami z różnych narządów i gatunków, a jego przykładem są tutaj pierwotne fibroblasty serca ludzkiego.

Tkanka łączna pochodząca z fibroblastów pochodząca od człowieka do zastosowań przesiewowych

Poznaj metodę mikrorozciągania w kontrolowanym środowisku do badania nanokompozytów polimerowych. Technika ta umożliwia pomiar zmian sztywności materiałów w tkance, co wspiera rozwój biomateriałów.

Kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo (Wideo) | JoVE Journal

Kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo

Przeglądaj więcej filmów