Name: Aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 12 s
Description: Poznaj uproszczoną technikę tworzenia przetoki aortowo-gardłowej u myszy bez użycia szwów. Metoda wykorzystuje igłę 25G i dopplerowskie badanie ultrasonograficzne do oceny przepływu krwi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była częściowo wspierana przez grant Narodowego Instytutu Zdrowia R01-HL095498, a także przez zasoby i wykorzystanie obiektów w VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.

1. Anestezjologia i zabiegi przedoperacyjne
<ol>
 <li>Indukcja znieczulenia ogólnego 
 Uzyskuje się zgodę odpowiedniego Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt. Samce myszy C57/czarnych w wieku 10 tygodni są znieczulane. Dostarcz 4% izofluranu z 0,8 l/min tlenu do pudełka z pleksiglasu za pomocą waporyzatora izofluranu i umieść w nim mysz. Alternatywnie, jeśli jest to preferowane przez chirurga, można zastosować znieczulenie dootrzewnowe.</li>
 <li>Znieczulenie zachowujące 
 Po potwierdzeniu znieczulenia przez brak reakcji na uszczypnięcie palca, mysz kładzie się na stole operacyjnym w pozycji leżącej z silikonową maską. Izofluran zmniejsza się do 2% w celu utrzymania odpowiedniego poziomu znieczulenia.</li>
 <li>Depilacja 
 Włosy brzuszne usuwa się od szyi do podbrzusza za pomocą depilatora. Preferowany jest środek do usuwania włosów, ponieważ włosy, które pozostały za pomocą golarki, mogą zakłócać działanie ultradźwięków dopplerowskich.</li>
</ol>
2. Przedoperacyjne USG
<ol>
 <li>Cele badania ultrasonograficznego 
 Dopplerowskie badanie ultrasonograficzne wykonuje się przed operacją AVF w celu zarejestrowania wyników na poziomie podstawowym, które można porównać z wynikami pooperacyjnymi w celu zobaczenia zmian anatomicznych i fizjologicznych.</li>
 <li>Punkty obserwacyjne 
 Żyła szyjna, żyła główna dolna nadnerkowa i podnerkowa (IVC) oraz aorta brzuszna są badane zarówno za pomocą dopplera pulsacyjnego, jak i trybu B.</li>
 <li>Wymiary 
 Za pomocą trybu B mierzy się średnicę każdego naczynia krwionośnego. Ponadto w każdym z opisanych powyżej punktów pomiarowych rejestrowana jest prędkość maksymalna (szczytowa prędkość skurczowa w tętnicach) oraz przebiegi.</li>
</ol>
3. Procedury operacyjne
<ol>
 <li>Przygotowanie myszy 
Przygotuj miejsce nacięcia za pomocą miejscowego środka antyseptycznego i kontynuuj prawidłową technikę aseptyczną podczas operacji, w tym przy użyciu obłożenia chirurgicznego, sterylnych rękawiczek i narzędzi itp.</li>
 <li>Laparotomia 
 Nacięcie brzucha w linii środkowej wykonuje się od dolnej krawędzi wątroby do tuż nad łonem.</li>
 <li>Odsłonięcie aorty i IVC. 
 Wprowadza się retraktor i wszystkie jelita są wyciągane z jamy brzusznej na prawą stronę i trzymane zawinięte w gazę nasączoną solą fizjologiczną. Wypreparuj błonę łączącą zaotrzewnową i dolną część okrężnicy, aby uzyskać pełny widok aorty i IVC. Uciskaj pęcherz, jeśli jest rozszerzony i przeszkadza.</li>
 <li>Odsłonięcie miejsca nakłucia 
 Miejsce nakłucia będzie znajdować się od połowy do trzech czwartych odległości od lewej żyły nerkowej do rozwidlenia aorty. (Rysunek 1) Rozetnij lewy brzeg aorty, aby można go było przebić. Należy pamiętać, że aorta znajduje się około 45 stopni za IVC i musi być wypreparowana z tyłu oprócz lewej strony. (Rysunek 2) Najważniejszym punktem tej operacji jest to, aby nie przeprowadzać sekcji między aortą a IVC. Trzymaj się od nich z daleka.</li>
 <li>Odsłonięcie miejsca zacisku aorty 
 Wypreparuj aortę podnerkową z otaczających tkanek. Należy uważać, aby nie uszkodzić IVC w lewej i lewej żyłie nerkowej z jej dopływami po prawej stronie.</li>
 <li>Zaciskanie aorty 
 Zacisnąć proksymalną aortę, stosując klipsy mikrochirurgiczne.</li>
 <li>Rotacja aorty 
 Chwytając tkankę łączną otaczającą aortę, obróć aortę tak, aby nakłucie można było wykonać od lekko grzbietowej strony aorty (ryc. 2).</li>
 <li>Nakłucie aorty aż do IVC 
 Utrzymując aortę w pozycji obróconej, przekłuć aortę do IVC za pomocą igły 25 G. (Rysunek 2) Jeśli się powiedzie, igłę można zobaczyć przez cienką ściankę IVC.</li>
 <li>Hemostaza 
 Ciągnąc tkanki zaotrzewnowe, w tym mięśnie, owiń miejsce nakłucia aorty. Nie należy dociskać aorty do IVC, ponieważ może to spowodować zakrzepnięcie AVF (ryc. 3).</li>
 <li>Odblokowanie aorty 
 Po potwierdzeniu hemostazy pierwotnej należy odkleić aortę. Może wystąpić dodatkowe krwawienie, ale można je zatrzymać za pomocą dalszej kompresji opisanej powyżej. Po odciśnięciu można zauważyć przepływ krwi tętniczej do IVC zamiast ciemnego przepływu krwi żylnej.</li>
 <li>Zamknięcie brzucha 
 Przywróć jelita do ich naturalnej pozycji i zamknij brzuch.</li>
</ol>
4. Zabiegi pooperacyjne
<ol>
 <li>Opieka pooperacyjna 
 Po zamknięciu jamy brzusznej izofluran zostaje zatrzymany. Opieka pooperacyjna, w tym analgezja i pielęgnacja ran, jest stosowana zgodnie z instrukcjami zalecanymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt. Do leczenia przeciwbólowego stosujemy buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg domięśniowo co 12 godzin przez 24 godziny po zabiegach chirurgicznych.</li>
 <li>USG pooperacyjne 
 W pierwszej dobie po operacji wykonywane jest USG Doppler w celu potwierdzenia AVF. Ponadto mierzone są inne zmienne w celu sprawdzenia zmian w stosunku do wartości przedoperacyjnych.</li>
</ol>

<ol><li>Allon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+management+of+vascular+access%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Current management of vascular access.</a> Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 2 (4), 786-800 (2007).</li>
<li>Dixon, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+don%27t+fistulas+mature%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Why don't fistulas mature?</a> Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).</li>
<li>Roy-Chaudhury, P., Spergel, L. M., Besarab, A., Asif, A., Ravani, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+arteriovenous+fistula+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Biology of arteriovenous fistula failure.</a> Journal of Nephrology. 20 (2), 150-163 (2007).</li>
<li>Kudo, F. A., Muto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+identity+is+lost+but+arterial+identity+is+not+gained+during+vein+graft+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Venous identity is lost but arterial identity is not gained during vein graft adaptation.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 27 (7), 1562-1571 (2007).</li>
<li>Muto, A., Yi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eph-B4+prevents+venous+adaptive+remodeling+in+the+adult+arterial+environment%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Eph-B4 prevents venous adaptive remodeling in the adult arterial environment.</a> The Journal of Experimental Medicine. 208 (3), 561-575 (2011).</li>
<li>Croatt, A. J., Grande, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+model+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%3A+the+effect+of+L-NAME%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME.</a> The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).</li>
<li>Misra, S., Fu, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+femoral+arteriovenous+fistula+model%3A+increased+expression+of+matrix+metalloproteinase-2+and+-9+at+the+venous+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).</li>
<li>Kojima, T., Miyachi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+venous+hypertension+and+expression+of+vascular+endothelial+growth+factor%3A+hemodynamic+and+immunohistochemical+examinations+in+a+rat+venous+hypertension+model%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology%22%5BJournal%5D)">The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model.</a> Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).</li>
<li>Caplice, N. M., Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoangiogenesis+and+the+presence+of+progenitor+cells+in+the+venous+limb+of+an+arteriovenous+fistula+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat.</a> American Journal of Physiology Renal Physiology. 293 (2), F470-F475 (2007).</li>
<li>Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+venous+proinflammatory+gene+expression+and+intimal+hyperplasia+in+an+aorto-caval+fistula+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat.</a> The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).</li>
<li>Karram, T., Hoffman, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+cardiac+hypertrophy+by+a+controlled+reproducible+sutureless+aortocaval+shunt+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Induction of cardiac hypertrophy by a controlled reproducible sutureless aortocaval shunt in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 18 (6), 325-334 (2005).</li>
<li>Perry, G. J., Mori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+variation+in+angiotensin-converting+enzyme+does+not+prevent+development+of+cardiac+hypertrophy+or+upregulation+of+angiotensin+II+in+response+to+aortocaval+fistula%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Genetic variation in angiotensin-converting enzyme does not prevent development of cardiac hypertrophy or upregulation of angiotensin II in response to aortocaval fistula.</a> Circulation. 103 (7), 1012-1016 (2001).</li>
<li>Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+and+sustained+medial+cell+activation+after+aortocaval+fistula+creation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice.</a> The Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).</li>
<li>Castier, Y., Lehoux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neointima+lesions+associated+with+arteriovenous+fistulas+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model.</a> Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).</li>
</ol>

Istnieje kilka doniesień, które opisywały AVF u szczurów, w tym AVF kości udowej,6, 7 tętnicy szyjnej do szyjnejAVF 8 i AVF aortalno-kawałowej. 9, 10 Szczur jest kilkakrotnie większy od myszy, co pozwala na łatwiejszą operację u szczura w porównaniu z myszą. Niemniej jednak, aby skorzystać z mysich szczepów i wariantów genetycznych, procedura musi zostać rozszerzona o modele mysie. Kilka wcześniej opublikowanych doniesień wprowadziło model AVF u myszy, ale doniesienia te generalnie dotycz...

Najczęstszą opcją wybieraną do terapii nerkozastępczej u pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek jest hemodializa. Dostęp do hemodializy odbywa się przez przetokę tętniczo-żylną (AVF), przeszczep tętniczo-żylny lub tymczasowe założenie cewnika. Chociaż AVF są preferowanym sposobem dostępu, AVF są nadal dalekie od doskonałości. Roczne wskaźniki pierwotnej drożności AVF wynoszą tylko 60-65%, z wieloma niepowodzeniami spowodowanymi przerostem neowidenki. Biologia molekularna i fizjologia prawidłowego powstawania AVF i powstawania nieprzystosowawczego pozostaje słabo scharakteryzowana. W związku z tym można wiele zyskać, poprawiając wyniki AVF, a jednocześnie zwiększając zrozumienie regulacji powstawania przetok. 1-3
Narażenie żyły na przepływ tętniczy jest powszechnie badane w kontekście przeszczepów żylnych, które są bezpośrednimi modelami obejścia chirurgicznego. 4, 5 Chociaż przeszczepy żylne i AVF podobnie wystawiają żyłę na działanie środowiska tętniczego, istnieje między nimi kilka krytycznych różnic. Po pierwsze, opór dystalnego złoża odpływowego jest znacznie niższy w AVF, ponieważ AVF spływa do prawego przedsionka, podczas gdy przeszczep żylny drenuje do często chorych dystalnych małych tętnic, co powoduje zwiększony przepływ krwi i naprężenie ścinające w AVF. Po drugie, krew w kończynie żylnej AVF może być mieszaniną krwi żylnej i tętniczej, co prowadzi do mniejszego natlenienia w porównaniu z czysto tętniczą treścią w przeszczepie żylnym. Po trzecie, żyła w AVF nie jest usuwana z łożyska, co prowadzi do zachowania jej naczynia żylnego i unerwienia nerwowego, w porównaniu z całkowitą transpozycją przeszczepu żylnego do łożyska tętniczego. Wreszcie, liczba zespoleń wynosi zwykle dwa w przeszczepach żylnych, podczas gdy AVF ma zwykle tylko jeden. W tym badaniu wprowadzamy mysi model przetoki aortalno-trawnej, który można wykorzystać do badania AVF.

<table><tbody><tr><td>Ultrasonograf Vevo 770</td><td>Głowica skanująca Visualsonics</td><td>20-60 Mhz; RMV-704</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5424</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do nakładania zacisków</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5410</td><td></td></tr><tr><td>Igła o rozmiarze 25</td><td>Becton Dickinson</td><td>BD PrecisionGlide Igła 25G x 7/8 #305124</td><td></td></tr></tbody></table>

aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Omawiane są techniczne aspekty tworzenia przetoki tętniczo-żylnej u myszy. W znieczuleniu ogólnym wykonuje się nacięcie brzucha, odsłania aortę i żyłę główną dolną (IVC). Aorta proksymalna podnerkowa i aorta dystalna są preparowane odpowiednio w celu umieszczenia zacisku i nakłucia igły. Szczególną uwagę zwraca się na to, aby uniknąć rozwarstwienia między aortą a IVC. Po zaciśnięciu aorty za pomocą igły o sile 25 G nakłuwa się obie ściany aorty do IVC. Otaczająca tkanka łączna służy do kompresji hemostatycznej. Pomyślne stworzenie AVF pokaże pulsacyjny przepływ krwi tętniczej w IVC. Dalsze potwierdzenie udanego AVF można uzyskać za pomocą pooperacyjnego USG Dopplera.

Po przećwiczeniu techniki przeżywalność w pierwszej dobie pooperacyjnej wynosi zazwyczaj ponad 95%; w 7. dobie pooperacyjnej przeżywalność wyniosła 91,3%. Rysunki 1 i 2 przedstawiają idealne miejsce nakłucia w rzucie czołowym i przekroju poprzecznym; rozmieszczenie miejsca nakłucia jest kluczowe dla uzyskania wysokiej przeżywalności bez nadmiernego krwawienia. Zgony śródoperacyjne i wczesne zgony pooperacyjne są zazwyczaj wynikiem krwotoku. Ma on tendencję do występowania przy nadmiernej preparacji międz...

Celem jest wytworzenie prostej i powtarzalnej przetoki tętniczo-żylnej. W tej metodzie nie stosuje się szwów ani kleju adhezyjnego. Dzięki temu próbki mogą być używane do analizy z najmniejszą ilością materiałów obcych.

Aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Ogólnym celem tej procedury jest utworzenie prawidłowych przetok aorto-kawych, co osiąga się poprzez uprzednie staranne odseparowanie aorty w pobliżu miejsca nakłucia. Następnie aortę zaciska się proksymalnie względem pożądanego położenia przetoki aorto-kawnej. Potem, używając igły o rozmiarze 25 G, wykonuje się nakłucie z lewej aorty do żyły głównej dolnej.Na koniec przeprowadza się hemostazę bez zamykania przetoki aorto-kawalnej. Ostatecznie, za pomocą badania USG Doppler wykazuje się zwiększenie przepływu krwi w żyłach głównych. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak aorto-kawalna anastomosis, jest fakt, że jest to metoda prosta, którą można wykonać w krótkim czasie i która nie wymaga stosowania szwów, co wiązałoby się z koniecznością poświęcenia czasu i szkolenia przed operacją.Użyj dopplera impulsowego, aby wykonać pomiary bazowe dolnej żyły głównej (IVC) powyżej i poniżej nerek oraz aorty brzusznej w trybie B, mierząc średnicę każdego naczynia, a także maksymalną prędkość przepływu i kształt fali w każdym z punktów pomiarowych. Rozpocznij procedurę od autoklawowania wszystkich narzędzi chirurgicznych i klem vascular. Następnie znieczul samca myszy szczepu C 57 black w wieku 10 tygodni, stosując 4% izofluranu przy przepływie 0,8 litra na minutę.Tlen; aby sprawdzić poziom sedacji, należy zastosować ucisk palca u nogi. Umieść mysz w pozycji grzbietnej. Załóż maskę silikonową i podawaj 2% isofluranu.Użyj chemicznego depilatora do usunięcia owłosienia z obszaru od szyi do dolnej części brzucha. Najpierw zdezynfekuj pole operacyjne 70% etanolem. W polu widzenia mikroskopu chirurgicznego wykonaj cięcie w linii pośrodkowej od dolnej krawędzi wątroby do miejsca tuż nad spojeniem łonowym.Wprowadź retraktor i usuń całe jelita z jamy brzusznej. Następnie owiń je gazą nasączoną solą fizjologiczną i odsuń na prawą stronę. Przetnij błonę łączącą przestrzeń zaotrzewnową z dolnym odcinkiem okrężnicy, aby uzyskać pełny widok aorty oraz żyły głównej dolnej (IVC).Wywarcie nacisk na pęcherz moczowy, jeśli jest rozszerzony i utrudnia dostęp. Następnie wyznacz miejsce w odległości od połowy do trzech czwartych dystansu między lewą żyłą nerkową a rozwidleniem aorty. Przeprowadź preparację lewej krawędzi aorty, aby umożliwić jej nakłucie.Aorta znajduje się pod kątem około 45 stopni za żyłą główną dolną (IVC), w związku z czym należy ją preparować kierując się ku tyłowi i w lewo. Uważając, aby nie preparować przestrzeni pomiędzy aortą a IVC, ostrożnie oddziel aortę podnerkową od tkanek otaczających, tak aby nie uszkodzić IVC po lewej stronie oraz lewej żyły nerkowej wraz z jej dopływami po prawej stronie. Za pomocą klipsów mikrochirurgicznych zaklemuj proksymalny odcinek aorty, chwyć tkankę łączną otaczającą aortę i IVC, a następnie obróć ją tak, aby nakłucie mogło zostać wykonane z lekko grzbietowej strony aorty.W tej obróconej pozycji należy użyć igły 25G, aby przebić aortę aż do żyły głównej dolnej (IVC). Igła powinna być widoczna przez cienką ścianę IVC. Po potwierdzeniu skuteczności hemostazy i zdjęciu zacisku z aorty, zamiast ciemnej krwi żylnej, można zaobserwować przepływ krwi tętniczej do IVC.Na koniec przywrócić jelita do ich naturalnego położenia i użyć szwów 6-0 do zamknięcia jamy brzusznej. Przerwać podawanie izofluranu i podawać 0,1 mg/kg buprenorfiny domięśniowo co 12 h przez 24 h po operacji; w czasie rekonwalescencji umieścić zwierzę w pojedynczej klatce i zapewnić pielęgnację rany zgodnie z wytycznymi instytucji dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt. Następnego dnia wykonać badanie USG Doppler w celu potwierdzenia obecności AVF oraz sprawdzenia zmian w pomiarach dokonanych przed operacją.Jak pokazano na tych przekrojach czołowych i poprzecznych, idealne umiejscowienie miejsca nakłucia jest kluczowe dla uzyskania wysokiej przeżywalności bez nadmiernych krwawień, które zazwyczaj występują przy zbyt szerokiej dyssekcji między aortą a żyłą główną dolną lub w wyniku niewystarczającej hemostazy. Po ćwiczeniach przeżywalność w pierwszym dniu pooperacyjnym zazwyczaj przekracza 95%, a w siódmym dniu pooperacyjnym wynosi około 91%. Ten schemat obrazuje znaczenie owinięcia miejsca nakłucia tkanką łączną przed zastosowaniem ucisku w celu hemostazy, co pozwala na skuteczne zahamowanie krwawienia bez kompresji AVF. W naszym doświadczeniu prawidłowe funkcjonowanie AVF można potwierdzić za pomocą badania USG do trzeciego dnia.Po potwierdzeniu obecności A VF za pomocą badania duplex, zazwyczaj pozostaje ono stabilne do 28. dnia. Rysunek ten przedstawia typowe wyniki badania dopplerowskiego w przypadku prawidłowego utworzenia A VF. Zmiany w kształcie fal obserwuje się na poziomie A VF w IVC oraz w kierunku serca.Ogólny współczynnik potwierdzenia A VF w trzeciej dobie po operacji wynosi 71,4%. Po opanowaniu techniki, w przypadku jej prawidłowego wykonania, procedura ta może zostać ukończona w czasie od 15 do 20 minut.

technical-aspects-of-the-mouse-aortocaval-fistula

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Aspekty Techniczne Fistuli Aortocawowej Myszy

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Ten film demonstruje metodę generowania modelu interpozycji aorty myszy do badania odrzucenia naczyniowego wywołanego alloimmunologicznie. Po umieszczeniu znieczulonej myszy dawcy w pozycji leżącej, aorta podnerkowa brzuszna (IAA) jest starannie izolowana od otaczających struktur. Rozgałęzione naczynia są podwiązane, a oba końce IAA są zaciśnięte, aby zapobiec przepływowi krwi przed resekcją. Następnie dawca IAA jest wszczepiany allogenicznej myszy biorcy, a przepływ krwi jest przywracany przez...

Mysi model interpozycji aorty do badania odrzucenia naczyniowego wywołanego alloimmunologicznie

Opisujemy protokoły dla naszych modeli miażdżycy przeszczepów myszy (GA), które polegają na wprowadzeniu segmentu naczynia myszy do biorcy tego samego szczepu wsobnego. Poprzez krzyżowanie wsteczne dodatkowych zmian genetycznych z dawcą naczynia, model może ocenić wpływ określonych genów na GA.

Modele myszy do miażdżycy przeszczepów

Opisujemy metodę tworzenia wiarygodnego modelu nadciśnienia żylnego mózgu u dorosłej myszy. Model ten został szeroko opisany i przetestowany na szczurach. Ten nowy odpowiednik u myszy otwiera możliwość wykorzystania genetycznie zmodyfikowanych zwierząt, a tym samym poszerza zastosowania modelu.

Model nadciśnienia żylnego dorosłej myszy: Zespolenie tętnicy szyjnej wspólnej z żyłą szyjną zewnętrzną.

Opisujemy protokół szczepienia interpozycji aorty u myszy. Celem protokołu jest dostarczenie modelu, za pomocą którego można badać procesy patologiczne i strategie terapeutyczne związane z reakcjami alloimmunologicznymi w tętnicach i wynikającymi z nich zmianami tętniczymi, które przyczyniają się do niewydolności przeszczepu narządu.

Mysi model odrzucenia naczyniowego indukowanego alloimmunologicznie i miażdżycy tętnic po przeszczepie

Tutaj prezentujemy mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej (AVF), w którym włączona jest klinicznie istotna konfiguracja zespolenia. Model ten może być wykorzystany do badania patofizjologii i testowania możliwych interwencji terapeutycznych.

Nowatorski mysi model niewydolności przetoki tętniczo-żylnej: procedura chirurgiczna w szczegółach

Po przebiciu aorty przez żyłę główną dolną (IVC) w celu wytworzenia przetoki aortalno-kasowej u myszy, roztwór zawierający lek jest wprowadzany do IVC za pomocą tej samej igły, a następnie następuje inkubacja. Ta metoda umożliwia skuteczniejsze dostarczanie leku do śródbłonka żylnego w porównaniu z drogą zewnętrzną.

Doświetlne podawanie leku do śródbłonka przetoki tętniczo-żylnej myszy

Prezentujemy model ortotopowego przeszczepu aorty przy użyciu techniki rękawowej u myszy. Jest to bardzo szybka metoda zespolenia, która może być stosowana w badaniach nad chorobami naczyniowymi.

Zastosowanie techniki rękawowej w mysim modelu przeszczepu aorty - film instruktażowy

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Ten protokół szczegółowo opisuje etapy chirurgiczne tworzenia mysiej wspólnej przetoki tętniczo-żylnej. Opracowaliśmy ten model do badania patofizjologii kończyn związanej z dostępem do hemodializy.

Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

Ten protokół opisuje kolejne wszczepianie pompy osmotycznej w celu wywołania tętniaka aorty brzusznej poprzez uwalnianie angiotensyny II u myszy z niedoborem apolipoproteiny E (ApoE) oraz portu dostępu naczyniowego z cewnikiem do żyły szyjnej w celu wielokrotnego leczenia farmakologicznego. Monitorowanie rozwoju tętniaka za pomocą ultrasonografii 3D jest skutecznie prowadzone pomimo implantów grzbietowych.

Leczenie farmakologiczne za pomocą cewnika do żyły centralnej w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej indukowanego angiotensyną II i monitorowanie za pomocą ultradźwięków 3D

Poznaj uproszczoną technikę tworzenia przetoki aortowo-gardłowej u myszy bez użycia szwów. Metoda wykorzystuje igłę 25G i dopplerowskie badanie ultrasonograficzne do oceny przepływu krwi.

Aspekty techniczne przetoki aortowo-gardłowej myszy

Przeglądaj więcej filmów