Name: Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: Poznaj metodę przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej. Technika ta pozwala rejestrować aktywność elektromiograficzną mięśni na poziomie nadrdzeniowym, rdzeniowym i obwodowym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Opisane procedury eksperymentalne uzyskały zatwierdzenie instytucjonalnej komisji etycznej i są zgodne z Deklaracją Helsińską. Dane zostały zebrane od reprezentatywnego uczestnika, który został poinformowany o procedurach i wyraził pisemną zgodę.
1. Przygotowanie instrumentu
<ol>
	<li>Oczyścić skórę w miejscu aplikacji elektrod poprzez golenie, a następnie usunąć zanieczyszczenia za pomocą alkoholu, aby uzyskać niską impedancję (&lt;5 kΩ).</li>
	<li>Umieścić dwie powierzchniowe elektrody AgCl (o średnicy rejestrującej 10 mm) w następujących miejscach, zgodnie z zaleceniami SENIAM30: w 2/3 linii łączącej kłykieć przyśrodkowy kości udowej z kostką przyśrodkową dla mięśnia płatkowatego; na najbardziej wystającym brzuszcu mięśnia dla przyśrodkowej głowy mięśnia brzuchatego łydki; w 1/3 odległości wzdłuż linii łączącej głowę kości strzałkowej z piętą dla bocznej głowy mięśnia brzuchatego łydki; oraz w 1/3 odległości wzdłuż linii łączącej koniec kości strzałkowej z końcem kostki przyśrodkowej dla mięśnia piszczelowego przedniego, z zachowaniem odległości międzyelektrodowej (od środka do środka) wynoszącej 2 cm. 
	Uwaga: Elektrody mięśnia płatkowatego muszą być rozmieszczone pod dystalnym przyczepem mięśni brzuchatych łydki, aby upewnić się, że nie rejestrują aktywności z brzuśców tych mięśni (przesłuchy/cross-talk).</li>
	<li>Umieścić elektrodę referencyjną w pozycji centralnej na tej samej nodze (pomiędzy miejscem stymulacji a miejscem rejestracji).</li>
	<li>Dostosować wysokość i głębokość krzesła, aby uzyskać kąt zgięcia w stawie skokowym wynoszący 90° (0° = pełne zgięcie podeszwowe), tak aby mięsień płatkowaty oraz mięśnie brzuchate łydki nie były rozciągnięte i aby nie zmienić odpowiedzi odruchu H11,12.
	<ol>
		<li>Ustawić kąt w kolanie na 90° (0° = pełne wyprostowanie kolana) ze względu na dwustawowy charakter mięśni brzuchatych łydki. Jednak optymalny kąt w stawie skokowym do wykonania maksymalnego dobrowolnego momentu obrotowego zginaczy podeszwowych wynosi 70-80° (0° = pełne zgięcie podeszwowe)26. Zatem kąt w stawie skokowym będzie zależał od parametru, który jest przedmiotem badania (rejestracje elektrofizjologiczne versus mechaniczne). 
		Uwaga: Niezależnie od wybranego kąta początkowego, musi on pozostać stały przez cały czas trwania eksperymentu, aby zestandaryzować pobudliwość nerwowo-mięśniową11,12,27,28.</li>
		<li>Zwrócić szczególną uwagę na monitorowanie postawy badanych podczas testu, aby utrzymać stałe wpływy kora-błędnikowe na pobudliwość puli motorycznej29.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mocno przymocować kostkę do ergometru za pomocą pasów, tak aby anatomiczna oś stawu (kostka boczna) była wyrównana z osią obrotu ergometru25.
	<ol>
		<li>Poprosić badanego o wywieranie nacisku na podnóżek przymocowany do ergometru w celu rejestracji momentu obrotowego zginaczy podeszwowych. Stopa powinna pozostać nieruchoma przez cały eksperyment, aby możliwe było wykrycie niewielkich zmian momentu obrotowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uwaga: W określonych okolicznościach pięta może lekko unieść się z platformy siłowej, jeśli stopa i kostka nie są odpowiednio zabezpieczone, co może prowadzić do niepełnego przeniesienia momentu obrotowego na platformę. Rysunek 3 przedstawia opis układu eksperymentalnego.</li>
</ol>
<img alt="Równowaga statyczna, sygnały EMG, konfiguracja ergometru; pomiary momentu obrotowego, proces stymulacji elektrycznej." src="/files/ftp_upload/52974/52974fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Układ eksperymentalny. Klasyczny układ eksperymentalny do rejestracji sygnałów elektromiograficznych (EMG) oraz momentu obrotowego.
<ol start="6">
	<li>Podłącz elektrody do wzmacniacza za pomocą kabli.</li>
	<li>Ustaw częstotliwość próbkowania dla pomiarów momentu obrotowego i EMG na 2-5 kHz. Rejestruj sygnał EMG za pomocą systemu konwersji analogowo-cyfrowej (AD). Sygnał jest wyświetlany na monitorze z systemem akwizycji danych, który natychmiastowo podaje wartości kilku parametrów (np. wartość maksymalną, amplitudę szczyt-szczyt, czas trwania). Widmo sygnału EMG może mieścić się w zakresie częstotliwości od 5 Hz do 2 kHz, ale znajduje się głównie między 10 Hz a 1 kHz31. Zatem częstotliwość próbkowania musi być wystarczająco wysoka, aby zachować kształt sygnału podczas rejestracji EMG. Wzmocnij i przefiltruj sygnały EMG (wzmocnienie = 500-100), stosując pasmo częstotliwości między 10 Hz a 1 kHz8,21,32.</li>
	<li>Umieść anodę do stymulacji elektrycznej nad więzadłem rzepki.</li>
	<li>Wyznacz optymalne miejsce stymulacji nerwu piszczelowego tylnego w celu uzyskania optymalnego odruchu H mięśnia płaszczkowatego dla danej intensywności, używając ręcznej kulistej elektrody katody w dole podkolanowym. Przetestuj kilka miejsc stymulacji za pomocą kulistej elektrody katody, aż do osiągnięcia maksymalnej wartości odruchu H.
	<ol>
		<li>Rejestruj aktywność EMG mięśnia piszczelowego przedniego, aby upewnić się, że nerw strzałkowy wspólny nie jest aktywowany, co zapobiegnie wpływowi aferentów Ia antagonistów12. Ustaw szerokość impulsu na 1 msec, aby zapewnić optymalną aktywację włókien nerwowych, zwłaszcza włókien aferentnych10.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść samoprzylepną katodę AgCl w miejscu stymulacji, aby zapewnić stałe warunki bodźca (np. nacisk, orientacja). 
	Uwaga: Wszystkie te parametry (pozycja badanego, lokalizacja elektrod i miejsce stymulacji) nie ulegają zmianie podczas oceny różnych pomiarów elektrofizjologicznych. Zmieniają się jedynie intensywność stymulacji oraz stan (spoczynek względem skurczu).</li>
</ol>
2. Procedury testowe w spoczynku
<ol start="1">
	<li>Poleć badanemu zachowanie rozluźnienia i utrzymanie mięśni w spoczynku.</li>
	<li>Dostosuj intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę odruchu H mięśnia płaszczkowatego (Hmax; typowy zakres: 20-50 mA). Przy intensywności Hmax można zaobserwować falę M mięśnia płaszczkowatego. 
	Uwaga: W przypadku pomiarów powtarzanych (np. przed i po protokole zmęczeniowym), optymalna intensywność pozwalająca uzyskać odpowiedź Hmax może ulegać zmianom w trakcie sesji. Ponieważ utrzymanie stałej intensywności może prowadzić do niedoszacowania amplitudy Hmax, zaleca się, aby eksperymentator regularnie reewaluował intensywność Hmax33.</li>
	<li>Zarejestruj minimum 3 odpowiedzi odruchu H mięśnia płaszczkowatego przy tej intensywności, zachowując minimalny odstęp 3 sec, aby uniknąć depresji poaktywacyjnej34. 
	Uwaga: Choć rejestracja kilku odpowiedzi jest bardziej odpowiednia ze względu na szczególną wrażliwość odruchu H, w niektórych okolicznościach pojedyncza stymulacja może być wystarczająca, na przykład przy próbie uniknięcia efektów szybkiej regeneracji (np. podczas protokołu zmęczeniowego).</li>
	<li>Zwiększ intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę fali M mięśnia płaszczkowatego (Mmax; typowy zakres: 40-100 mA). Zazwyczaj przyrost intensywności stymulacji należy ustawić na 2-4 mA, z odstępem 8-10 sec między dwoma bodźcami12,35. Pożądaną intensywność osiąga się w momencie uzyskania Mmax, gdy nie można już zaobserwować odpowiedzi odruchu H.</li>
	<li>Ustaw końcową intensywność na 120-150% intensywności bodźca Mmax, aby upewnić się, że fala M osiągnęła plateau swojej wartości maksymalnej. Intensywność ta jest w dalszych instrukcjach określana jako intensywność supramaksymalna.</li>
	<li>Przez całą sesję utrzymuj stałą intensywność stymulacji podczas rejestracji fali M mięśnia płaszczkowatego.</li>
	<li>Zarejestruj 3 fale M mięśnia płaszczkowatego oraz 3 powiązane momenty obrotowe skurczu przy tej intensywności.</li>
</ol>
3. Procedury badawcze podczas skurczu dobrowolnego
<ol start="1">
	<li>W ramach rozgrzewki poproś badanego o wykonanie 10 krótkich, niewyczerpujących skurczów podmaksymalnych mięśni zginaczy podeszwowych, z kilkusekundową przerwą między każdym skurczem. Po zakończeniu rozgrzewki zapewnij minimum 1 min odpoczynku, aby uniknąć efektów zmęczeniowych11.</li>
	<li>Hieustale rejestruj aktywność EMG mięśnia trójgłowego łydki. Rejestracja z mięśnia płaszczowatego oraz mięśni brzuszastych łydki pozwala na analizę zachowania różnych typów mięśni dla jednego miejsca stymulacji24.</li>
	<li>Poleć badanemu wykonanie izometrycznego maksymalnego skurczu dobrowolnego (MVC) zginaczy podeszwowych. Badany musi napierać na ergometr tak mocno, jak to możliwe, kurcząc mięśnie zginacze podeszwowe. Podczas wysiłku zapewnij badanemu informację zwrotną w formie wizualnej oraz ustandaryzowane zachęty słowne19. MVC zostaje osiągnięte w momencie zaobserwowania plateau.</li>
	<li>Podaj podwójną stymulację (częstotliwość 100 Hz) o intensywności supramaksymalnej podczas plateau MVC (podwójny impuls nałożony) oraz drugą podwójną stymulację, gdy mięsień jest w pełni rozluźniony bezpośrednio po skurczu (podwójny impuls potencjowany), aby ocenić poziom aktywacji dobrowolnej. Podaj tę podwójną stymulację za pomocą specjalistycznego urządzenia (np. Digitimer D185 MultiPulse Stimulator) lub za pomocą programu stymulacji powiązanego ze stymulatorem jednopulsowym.</li>
	<li>Poleć badanemu wykonanie drugiego MVC zginaczy podeszwowych z co najmniej 1 min odpoczynku między próbami11. Jeśli szczytowy moment obrotowy z drugiej próby nie mieści się w granicach 5% pierwszej próby, należy wykonać dodatkowe próby36. Największy moment obrotowy osiągnięty przez badanego przyjmuje się jako moment obrotowy MVC.</li>
</ol>
4. Analiza danych
<ol start="1">
	<li>Analiza danych w spoczynku
	<ol>
		<li>Wybierz okno czasowe obejmujące odpowiedź EMG związaną z drżeniem w spoczynku (fala H lub fala M).</li>
		<li>Zmierz amplitudę szczyt-szczyt, czas trwania szczyt-szczyt i/lub pole powierzchni fal (Rysunek 4A). Jeśli amplituda nie jest podawana bezpośrednio przez oprogramowanie, odejmij wartości minimalną od maksymalnej.
		<ol>
			<li>W przypadku czasu trwania zmierz przedział czasowy rozpoczynający się od szczytu maksymalnego i kończący się na szczycie minimalnym. W przypadku pola powierzchni oblicz całkę sygnału EMG rozpoczynając od początku fali i kończąc na jej końcu. 
			Uwaga: Amplituda szczyt-szczyt może odzwierciedlać: 1) przewodnictwo nerwowo-mięśniowe, 2) amplitudę potencjału czynnościowego jednostki motorycznej i/lub 3) dyspersję czasową potencjału czynnościowego jednostki motorycznej37. Czas trwania fali M odzwierciedla propagację nerwowo-mięśniową37.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>W przypadku wielu prób oblicz średnią z fal. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, użyj programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. funkcji formuły w programie arkusza), aby obliczyć tę wartość z kilku prób (co najmniej 3).</li>
		<li>Wybierz drżenie spoczynkowe.</li>
		<li>Zmierz moment szczytowy związany z drżeniem spoczynkowym (Rysunek 4B).</li>
		<li>W przypadku wielu prób oblicz średni moment szczytowy drżeń spoczynkowych. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, użyj programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. funkcji formuły w programie arkusza), aby obliczyć tę wartość z kilku prób (co najmniej 3).</li>
		<li>Powtórz procedury opisane w punkcie 4.1.2 dla pozostałych pożądanych parametrów (czas skurczu lub połowa czasu rozkurczu). Analiza parametrów drżenia dostarcza informacji o wydajności sprzężenia wzbudzenie-skurcz17. W szczególności czas skurczu stanowi indeks kinetyki skurczu8, który może zależeć od wybranej grupy mięśniowej38.</li>
		<li>Oblicz stosunek momentu szczytowego do sumy fal M za pomocą programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. Excel), aby określić wydajność elektromechaniczną (Pt/M). Ponieważ odpowiedzi mechaniczne wywołane stymulacją nerwu piszczelowego tylnego odpowiadają aktywacji mięśnia trójgłowego łydki jako całości, należy zsumować amplitudy fal M mięśnia płaszczkowatego i mięśni brzuchatych39.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schematy fali M i drgnięcia wykazujące amplitudy szczytowe i czasy skurczu w analizie odpowiedzi mięśniowej." src="/files/ftp_upload/52974/52974fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Wyjaśnienie odpowiedzi elektrofizjologicznych i mechanicznych. (A) Pomiar amplitudy szczyt-szczyt (mV), latencji (ms) i pola (mV.ms) typowej fali M. (B) Pomiar szczytowego momentu obrotowego drgnięcia (Nm), czasu skurczu (ms) i czasu połowicznego rozkurczu (msec) drgnięcia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52974/52974fig4highres.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="2">
	<li>Analiza danych podczas skurczu
	<ol>
		<li>Wybierz 500 msec okno czasowe aktywności EMG mięśnia soleus podczas plateau momentu obrotowego MVC, obejmujące szczytowy moment obrotowy, ale z wyłączeniem czasu między artefaktem stymulacji a końcem okresu ciszy EMG. Okres ciszy odpowiada supresji trwającej dobrowolnej aktywności EMG po stymulacji.</li>
		<li>Jeśli wartość pierwiastka średniokwadratowego (RMS) nie jest bezpośrednio dostarczana przez oprogramowanie, oblicz RMS w celu ilościowego określenia aktywności EMG, korzystając z następującego wzoru40: RMSEMG 
		<img alt="Równanie analizy sygnału elektromiograficznego, wzór całkowy do obliczania RMS." src="/files/ftp_upload/52974/52974eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 1"></li>
		<li>Zmierz lub oblicz RMS dla Mmax w spoczynku w trakcie trwania fali.</li>
		<li>Oblicz stosunek RMSEMG/RMSMmax przy użyciu oprogramowania arkusza kalkulacyjnego. Wartość RMSEMG oraz wartość RMSMmax muszą zostać wybrane dla tego samego mięśnia.</li>
		<li>Zmierz maksymalny szczytowy moment obrotowy MVC od poziomu bazowego momentu obrotowego w spoczynku do maksymalnej wartości MVC, z wyłączeniem momentu obrotowego nałożonego wywołanego przez stymulację podwójną (Rycina 5).</li>
		<li>Zmierz moment obrotowy nałożony wywołany przez stymulację podwójną podczas MVC, od wartości momentu dobrowolnego w momencie rozpoczęcia stymulacji do szczytu odpowiedzi wywołanej (Rycina 5).</li>
		<li>Wybierz podwójny impuls potencjowany.</li>
		<li>Zmierz szczytowy moment obrotowy związany z podwójnym impulsem potencjowanym.</li>
		<li>Oblicz poziom aktywacji dobrowolnej (VAL), korzystając z następującego wzoru40: 
		<img alt="Wzór VAL do obliczania wartości w systemie podwójnego impulsu nałożonego, z naciskiem na analizę stosunku." src="/files/ftp_upload/52974/52974eq2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 1"></li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat maksymalnego dobrowolnego skurczu (MVC); analiza przebiegu elektromiografii; dane o odpowiedzi mięśniowej." src="/files/ftp_upload/52974/52974fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Pomiar nakładanego i potencjowanego dubletu w sygnale mechanicznym. Aby zapisać nakładany moment szczytowy (Pts), dublet stymulacyjny wywołuje się podczas plateau izometrycznego maksymalnego dobrowolnego skurczu (MVC). Aby zapisać potencjowany moment szczytowy (PtP), dublet stymulacyjny wywołuje się w spoczynku po zakończeniu MVC.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przezskórna stymulacja nerwów umożliwia ilościowe określenie wielu cech układu nerwowo-mięśniowego nie tylko w celu zrozumienia podstawowej kontroli funkcji neuromotorycznych u zdrowych ludzi, ale także w celu analizy ostrych lub przewlekłych adaptacji spowodowanych zmęczeniem lub treningiem17. Jest to bardzo korzystne zwłaszcza w przypadku protokołów męczących, w których pomiary muszą być wykonywane tak szybko, jak to możliwe po zakończeniu ćwiczeń, aby uniknąć skutków szybkiej regeneracji42.
<...

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest szeroko stosowana do oceny funkcji nerwowo-mięśniowych1. Podstawowa zasada polega na wywołaniu bodźca elektrycznego w obwodowym nerwie ruchowym w celu wywołania skurczu mięśnia. Jednocześnie rejestrowane są odpowiedzi mechaniczne (pomiar momentu obrotowego) i elektrofizjologiczne (aktywność elektromiograficzna). Moment obrotowy, rejestrowany w analizowanym stawie, jest oceniany za pomocą ergometru. Wykazano, że sygnał elektromiograficzny (EMG) rejestrowany za pomocą elektrod powierzchniowych reprezentuje aktywność mięśnia2. Ta nieinwazyjna metoda nie jest bolesna i jest łatwiejsza w realizacji niż rejestracje domięśniowe. Można stosować zarówno elektrody jednobiegunowe, jak i dwubiegunowe. Wykazano, że konfiguracja elektrod jednobiegunowych jest bardziej czuła na zmiany w aktywności mięśniowej3, co może być przydatne w przypadku małych mięśni. Jednakże wykazano, że elektrody dwubiegunowe są skuteczniejsze w poprawie stosunku sygnału do szumu4 i są najczęściej stosowane jako metoda rejestracji i kwantyfikacji aktywności jednostek motorycznych. Opisana poniżej metodologia skupi się na rejestracjach dwubiegunowych. Aktywność EMG jest wskaźnikiem skuteczności i integralności układu nerwowo-mięśniowego. Zastosowanie przezskórnej stymulacji nerwów pozwala na uzyskanie dalszych informacji o funkcji nerwowo-mięśniowej, i.e. zmianach na poziomie mięśniowym, rdzeniowym lub nadrdzeniowym (Rysunek 1).
<img alt="Schemat ścieżek odruchów neuronalnych pokazujący odruch H i falę M w odpowiedziach mięśniowych i rdzeniowych." src="/files/ftp_upload/52974/52974fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Przegląd pomiarów nerwowo-mięśniowych. STIM: stymulacja nerwu. EMG: Elektromiografia. VAL: Poziom aktywacji dobrowolnej. RMS: Pierwiastkowy średni kwadrat. Mmax: Maksymalna amplituda fali M.
W spoczynku złożony potencjał czynnościowy mięśnia, nazywany również falą M, jest odpowiedzią o krótkim opóźnieniu obserwowaną po artefakcie bodźca, i reprezentuje pobudliwą masę mięśniową poprzez bezpośrednią aktywację aksonów ruchowych prowadzących do mięśnia (Rysunek 2, numer 3). Amplituda fali M wzrasta wraz z natężeniem, aż do osiągnięcia plateau jej wartości maksymalnej. Odpowiedź ta, nazywana Mmax, reprezentuje synchroniczne sumowanie wszystkich jednostek motorycznych i/lub potencjałów czynnościowych włókien mięśniowych rejestrowanych pod elektrodami powierzchniowego EMG5. Ewolucja amplitudy szczyt-szczyt lub pola fali jest wykorzystywana do identyfikacji zaburzeń przekaźnictwa nerwowo-mięśniowego6. Zmiany w odpowiedziach mechanicznych związanych z falą M, t.j. szczytowy moment obrotowy/siła skurczu, mogą wynikać ze zmian w pobudliwości mięśnia i/lub w obrębie włókien mięśniowych7. Powiązanie amplitudy Mmax i amplitudy szczytowego momentu obrotowego skurczu (stosunek Pt/M) stanowi wskaźnik wydajności elektromechanicznej mięśnia8, t.j. odpowiedzi mechanicznej na daną elektryczną komendę ruchową.
<img alt="Schemat łuku odruchowego mięśniowego: włókno doprowadzające Ia, drogi aksonów ruchowych, aktywacja motoneuronu alfa." src="/files/ftp_upload/52974/52974fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Drogi ruchowe i odruchowe aktywowane stymulacją nerwu. Stymulacja elektryczna nerwu mieszanego (ruchowo/czuciowego) (STIM) indukuje depolaryzację zarówno aksonu ruchowego, jak i włókien doprowadzających Ia. Depolaryzacja włókien doprowadzających Ia w kierunku rdzenia kręgowego aktywuje motoneuron alfa, co z kolei wywołuje odpowiedź odruchu H (droga 1+2+3). W zależności od natężenia bodźca, depolaryzacja aksonu ruchowego wywołuje bezpośrednią odpowiedź mięśniową: falę M (droga 3). Przy maksymalnym natężeniu fali M generowany jest również prąd antydromiczny (3'), który zderza się z salwą odruchową (2). Kolizja ta częściowo lub całkowicie znosi odpowiedź odruchu H.
Odruch H jest odpowiedzią elektrofizjologiczną wykorzystywaną do oceny zmian w synapsie motoneuronu Ia-α9. Parametr ten można oceniać w spoczynku lub podczas skurczów dowolnych. Odruch H stanowi wariant odruchu rozciągania (Rycina 2, numery 1-3). Odruch H aktywuje jednostki motoryczne rekrutowane monosynaptycznie przez drogi aferentne Ia10,11 i może podlegać wpływom obwodowym oraz ośrodkowym12. Metoda wywoływania odruchu H charakteryzuje się wysoką niezawodnością wewnątrzosobniczą w ocenie pobudliwości rdzenia kręgowego w spoczynku13,14 oraz podczas skurczów izometrycznych15.
Podczas skurczu dobrowolnego wielkość dobrowolnego napędu neuronalnego można ocenić za pomocą amplitudy sygnału EMG, zazwyczaj kwantyfikowanej przy użyciu wartości średniej kwadratowej (RMS). RMSEMG jest powszechnie stosowane jako sposób ilościowego określania poziomu pobudzenia układu ruchowego podczas skurczu dobrowolnego (Rycina 1). Ze względu na zmienność wewnątrz- i międzyosobniczą16, RMSEMG musi zostać znormalizowane przy użyciu sygnału EMG zarejestrowanego podczas maksymalnego dobrowolnego skurczu konkretnego mięśnia (RMSEMGmax). Ponadto, ponieważ zmiany w sygnale EMG mogą wynikać z przeobrażeń na poziomie obwodowym, aby ocenić wyłącznie komponent centralny sygnału EMG, wymagana jest normalizacja przy użyciu parametru obwodowego, takiego jak fala M. Można to osiągnąć poprzez podzielenie RMSEMG przez maksymalną amplitudę lub RMSMmax fali M. Normalizacja przy użyciu RMSMmax (tj. RMSEMG/RMSMmax) jest preferowaną metodą, ponieważ uwzględnia ona możliwą zmianę czasu trwania fali M17.
Polecenia ruchowe można również ocenić poprzez obliczenie poziomu aktywacji dobrowolnej (VAL). Metoda ta wykorzystuje technikę interpolacji drgań18 poprzez nałożenie stymulacji elektrycznej o intensywności Mmax podczas maksymalnego skurczu dobrowolnego. Dodatkowy moment obrotowy wywołany stymulacją nerwu jest porównywany do drgnięcia kontrolnego wywołanego identyczną stymulacją nerwu w rozluźnionym mięśniu potencjonowanym19. Aby ocenić maksymalny VAL, oryginalna technika interpolacji drgań opisana przez Mertona18 zakłada zastosowanie pojedynczego bodźca interpolowanego podczas skurczu dobrowolnego. Ostatnio popularniejsza stała się stymulacja parzysta, ponieważ wywołane przyrosty momentu obrotowego są większe, łatwiejsze do wykrycia i mniej zmienne w porównaniu z odpowiedziami po pojedynczej stymulacji20. VAL stanowi wskaźnik zdolności ośrodkowego układu nerwowego do maksymalnej aktywacji pracujących mięśni21. Obecnie VAL oceniany za pomocą techniki interpolacji drgań jest najcenniejszą metodą oceny poziomu aktywacji mięśni22. Ponadto szczytowy moment obrotowy mierzony za pomocą ergometru jest najlepiej przebadanym parametrem testowania siły, który można zastosować w badaniach naukowych i warunkach klinicznych23.
Elektryczną stymulację nerwów można stosować w różnych grupach mięśniowych (np. zginaczach łokcia, zginaczach nadgarstka, prostownikach kolana, zginaczach podeszwowych). Jednakże dostępność nerwów sprawia, że technika ta jest trudna do zastosowania w niektórych grupach mięśni. Mięśnie zginacze podeszwowe, zwłaszcza mięśnie triceps surae (mięsień płaszczkowaty i brzuchaty łydki), są często badane w literaturze24. Rzeczywiście, mięśnie te biorą udział w lokomocji, co uzasadnia szczególne zainteresowanie nimi. Odległość między miejscem stymulacji a elektrodami rejestrującymi pozwala na identyfikację różnych fal wywołanych w mięśniach triceps surae. Powierzchowna część nerwu piszczelowego w dole podkolanowym oraz duża liczba wrzecion sprawiają, że rejestrowanie odpowiedzi odruchowych jest łatwiejsze w porównaniu z innymi mięśniami24. Z tych powodów prezentowana obecnie metodologia odruchów koncentruje się na grupie mięśni triceps surae (mięśniu płaszczkowatym i brzuchatym łydki). Celem niniejszego protokołu jest zatem opis techniki przezskórnej stymulacji nerwów w celu zbadania funkcji nerwowo-mięśniowych w triceps surae.

<table><tbody><tr><td>Dynamometr Biodex</td><td>Medical System Inc., Nowy Jork, USA</td><td></td><<td>a href="http://www.biodex.com/">www.biodex.com</a></td></tr><tr><td>MP150 Data Acquisition System</td><td>Biopac Systems Inc., Goleta, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Confirm 4.1.0</td><td>Biopac Systems Inc., Goleta, USA</td><td></td><<td>a href="http://www.biopac.com/">www.biopac.com</a></td></tr><tr><td>Stymulator wysokonapięciowy stałoprądowy DS7A</td><td>Digitimer, Hertfordshire, Wielka Brytania</td><td></td><<td>a href="http://www.digitimer.com/">www.digitimer.com</a></td></tr><tr><td>Elektrody powierzchniowe z chlorku srebra</td><td>Control Graphique Medical, Brie-Comte-Robert, Francja</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komputer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 do podłączenia Biodexu do MP150</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 do podłączenia Digitimera do MP150</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 do podłączenia MP150 do komputera</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów

Assessment of Neuromuscular Function Using Percutaneous Electrical Nerve Stimulation

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest nieinwazyjną metodą powszechnie używaną do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśnia (poziomy nadrdzeniowe, rdzeniowe i obwodowe). Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób ta metoda może być wykorzystana do stymulacji tylnego nerwu piszczelowego, który aktywuje mięśnie zginaczy podeszwowych. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów polega na wywołaniu bodźca elektrycznego do nerwu ruchowego w celu wywołania reakcji mięśniowej. Bezpośrednie (załamek M) i/lub pośrednie (odruch H) reakcje elektrofizjologiczne można rejestrować w spoczynku za pomocą elektromiografii powierzchniowej. Reakcje mechaniczne (moment drgania) można określić ilościowo za pomocą ergometru siły/momentu obrotowego. Fala M i moment drgawkowy odzwierciedlają przekaźnictwo nerwowo-mięśniowe i sprzężenie wzbudzenia-skurczu, podczas gdy H-odruch zapewnia wskaźnik pobudliwości rdzenia. Aktywność EMG i mechaniczne (nałożone drgania) reakcje mogą być również rejestrowane podczas maksymalnych dobrowolnych skurczów w celu oceny poziomu dobrowolnej aktywacji. Przezskórna stymulacja nerwów zapewnia ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej u ludzi i jest bardzo korzystna, szczególnie w badaniach oceniających plastyczność nerwowo-mięśniową po ostrym (zmęczenie) lub przewlekłym (trening/roztrenowanie) wysiłku fizycznym.

Zwiększanie natężenia bodźca prowadzi do odmiennego przebiegu amplitud odpowiedzi w przypadku fal H i M. W spoczynku odruch H osiąga wartość maksymalną, po czym całkowicie znika z sygnału EMG, podczas gdy fala M stopniowo rośnie, aż do osiągnięcia plateau przy maksymalnym natężeniu (zob. Rysunek 4 w celu uzyskania graficznego przedstawienia fali M oraz Rysunek 6 w celu prześledzenia przebiegu fal M i odruchu H w funkcji natężenia). Dla mięśnia płaszczkowatego latencja między początkiem b...

Przedstawiamy protokół oceny zmian w funkcjonowaniu nerwowo-mięśniowym. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów to nieinwazyjna metoda, która wywołuje reakcje mięśniowe. Właściwości elektrofizjologiczne i mechaniczne tych reakcji pozwalają na ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśni (poziom nardzeniowy, rdzeniowy i obwodowy).

Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów

Percutaneous electrical nerve stimulation is a non-invasive method commonly used to evaluate neuromuscular function from brain to muscle (supra-spinal, ...

Ogólnym celem tej procedury jest ocena funkcji nerwowo-mięśniowej przy użyciu przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów. Jest to realizowane poprzez najpierw podłączenie elektrod powierzchniowych do wybranego mięśnia. Drugim krokiem jest umieszczenie badanego na ergometrze.Następnie nerw ruchowy jest stymulowany elektrycznie przy użyciu ręcznej elektrody kulistej lub elektrody samoprzylepnej. Ostatnim krokiem jest rejestracja aktywności elektromiograficznej mięśnia. W ostateczności przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest wykorzystywana do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej na poziomie rdzeniowym oraz obwodowym.Główną zaletą tej techniki jest jej wysoka niezawodność oraz łatwość uzyskania odpowiedzi elektrycznej i mechanicznej. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu fizjologii mięśni, takie jak ocena prawidłowej masy mięśniowej po programie treningowym lub rehabilitacyjnym. Aby rozpocząć, należy oczyścić skórę w miejscach przyłożenia elektrod poprzez zgolenie owłosienia i przemycie odsłoniętej skóry alkoholem.Jest to wymagane dla zapewnienia połączenia o niskiej impedancji. Następnie poproś uczestnika o stanie na palcach, aby wyraźnie ziden

assessment-neuromuscular-function-using-percutaneous-electrical-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Niniejsze streszczenie opisuje nowatorską metodę oceny rozwoju neurotoksyczności u pacjentów poddawanych chemioterapii. Podczas gdy konwencjonalne metody oceny mają ograniczone możliwości wykrywania wczesnych zmian w funkcji nerwów, techniki badania pobudliwości nerwów umożliwiają wczesną identyfikację pacjentów zagrożonych ciężką neurotoksycznością oraz dostarczają wiedzy na temat patofizjologii.

Ocena pobudliwości nerwów w neurotoksyczności indukowanej chemioterapią

Ten film demonstruje metodę oceny funkcjonalnych połączeń nerwowo-mięśniowych. Za pomocą bioreaktora zawierającego tkankę mięśniową i neurony ruchowe, wraz z mikroskopią fluorescencyjną, wrażliwe na światło kanały w neuronach są stymulowane do generowania sygnałów elektrycznych, powodując skurcze włókien mięśniowych.

Ocena funkcjonalnego połączenia nerwowo-mięśniowego za pomocą jednoczesnej stymulacji optycznej i nagrywania wideo

Celem jest przedstawienie nowej metody, stymulacji elektrycznej kontroli oddechu (BreEStim) do leczenia bólu neuropatycznego i spastyczności.

Stymulacja elektryczna sterowana oddychaniem (BreEStim) w leczeniu bólu neuropatycznego i spastyczności

Ocena funkcjonalna połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) może dostarczyć istotnych informacji na temat komunikacji między mięśniem a nerwem. W tym miejscu opisujemy protokół kompleksowej oceny zarówno NMJ, jak i funkcjonalności mięśni przy użyciu dwóch różnych preparatów mięśniowo-nerwowych, tj. płaszczkowato-kulszowego i przeponowo-przeponowego.

Pomiar funkcjonalności połączenia nerwowo-mięśniowego

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Ocena bólu u znieczulonych pacjentów, którzy nie mogą w żaden sposób komunikować się ze światem zewnętrznym, pozostaje wyzwaniem, pomimo rozwoju innowacyjnych obiektywnych narzędzi do oceny bólu. W niniejszym projekcie oceniany jest odruch rozszerzenia źrenic i odruch zgięcia nocycepcji u dorosłych pacjentów w stanie krytycznym, wentylowanych mechanicznie.

Obiektywna ocena nocyceptywna u pacjentów wentylowanych na OIT: studium wykonalności z wykorzystaniem pupilometrii i odruchu zgięcia nocyceptywnego

Ten manuskrypt dostarcza innowacyjnej metody rozwoju biologicznego interfejsu nerwów obwodowych, zwanego Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI).  Ten konstrukt chirurgiczny może wzmacniać sygnały odprowadzające motoryczne nerwu obwodowego, aby ułatwić dokładne wykrywanie intencji motorycznej i potencjalną kontrolę urządzeń egzoszkieletowych.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

Hamowanie aferentne o krótkim opóźnieniu (SAI) to protokół przezczaszkowej stymulacji magnetycznej do badania integracji sensomotorycznej. W tym artykule opisano, w jaki sposób SAI może być wykorzystany do badania zbieżnych pętli sensomotorycznych w korze ruchowej podczas zachowań sensomotorycznych.

Połączona stymulacja nerwów obwodowych i kontrolowany parametr impulsu Przezczaszkowa stymulacja magnetyczna w celu zbadania kontroli sensomotorycznej i uczenia się

Tutaj prezentujemy protokół zastosowania nanosekundowego impulsowego pola elektrycznego (nsPEF) do stymulacji komórek Schwanna in vitro. Zdolność syntezy i wydzielania odpowiednich czynników i zmian w zachowaniu komórek potwierdziła udaną stymulację za pomocą nsPEF. Badanie pozytywnie ocenia metodę regeneracji nerwów obwodowych.

Regulacja wzrostu komórek Schwanna za pomocą nanosekundowego pulsacyjnego pola elektrycznego do regeneracji nerwów obwodowych in vitro

W tym badaniu demonstrujemy wyrafinowany protokół elektromiografii pojedynczego włókna (SFEMG), który umożliwia pomiar in vivo transmisji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) w modelach gryzoni. Opisano podejście krok po kroku do techniki SFEMG, aby umożliwić ilościowe określenie zmienności transmisji NMJ i niewydolności mięśnia brzuchatego łydki szczura.

Stymulowana elektromiografia pojedynczych włókien (SFEMG) do oceny transmisji połączeń nerwowo-mięśniowych w modelach gryzoni

Poznaj metodę przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej. Technika ta pozwala rejestrować aktywność elektromiograficzną mięśni na poziomie nadrdzeniowym, rdzeniowym i obwodowym.

Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów

Przeglądaj więcej filmów