Name: Żylno-żylne pozaustrojowe utlenowanie błony u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Poznaj technikę żylno-żylnego pozaustrojowego utlenowania błony u myszy nieintubowanej. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów molekularnych uszkodzeń narządów podczas ECMO w chorobach płuc.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ten projekt był wspierany przez KFO 311 Grant od Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Eksperymenty przeprowadzono na samcach myszy C57BL/6 w wieku 12 tygodni. Badanie to zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi niemieckiego prawa o zwierzętach na mocy protokołu TSA 16/2250.
1. Przygotowanie materiałów
UWAGA: Wszystkie kroki są wykonywane w czystych, niesterylnych warunkach. Sterylne warunki byłyby wymagane, jeśli zwierzę ma przeżyć po operacji.
<ol>
	<li>Wprowadź 3 okienka do rurki poliuretanowej 2-Fr za pomocą ostrza chirurgicznego pod mikroskopem z 16-krotnym powiększeniem. 
	UWAGA: Wszystkie otwory muszą znajdować się w dystalnej jednej trzeciej kaniuli, aby zapewnić optymalny drenaż krwi.</li>
	<li>Przygotować roztwór gruntujący (tabela materiałów). Dodać 30 j.m./ml heparyny i 2,5% v/v 8,4% roztworu NaHCO3. Przechowywać ten roztwór w lodówce w temperaturze 4 °C, aż będzie gotowy do użycia. Zalać obwód 500 μl roztworu gruntującego.</li>
	<li>Umieścić kaniulę odpływową w roztworze zalewowym i napełnić maszynę ECMO, włączając pompę perystaltyczną. Kontynuuj cyrkulację roztworu zalewającego w maszynie przez następne 30 minut przy natężeniu przepływu 1 ml/min.</li>
	<li>Podaj 0,5 l/min 100% tlenu do oksygenatora.</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Umieścić zwierzę w komorze indukcyjnej wypełnionej mieszaniną izofluranu i tlenu o stężeniu 2,5% v/v. Dostarczyć 0,5 l/min 100% tlenu do parownika. Przed zabiegiem sprawdź, czy uzyskano pełne znieczulenie, testując wycofanie pedału i odruchy bólowe. Nałóż żel pod oczy, aby zapobiec uszkodzeniom spowodowanym wysuszeniem.</li>
	<li>Użyj podkładki rozgrzewającej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.</li>
	<li>Wykonać znieczulenie maską wziewną za pomocą parownika izofluranu i wstrzyknąć podskórnie 5 mg/kg karprofenu.</li>
	<li>Regularnie obserwuj spontaniczny oddech i dostosuj stężenie izofluranu tak, aby mieściło się w przedziale od 1,3 do 2,5%.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Odsłoń lewą żyłę szyjną za pomocą bocznego nacięcia skóry o średnicy 4 mm za pomocą cienkich nożyczek po lewej stronie szyi. Wraz z ostrym i preparatem za pomocą mikrokleszczyków i wacików bawełnianych należy zastosować bipolarną koagulację małych naczyń.</li>
	<li>Po odsłonięciu lewej żyły szyjnej podwiąż dystalną część za pomocą 8-0 szew jedwabny za pomocą mikrokleszczyków.</li>
	<li>Umieść węzeł poślizgowy na bliższym końcu żyły. Naciąć przednią ścianę żyły za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Aby osiągnąć pełną heparynizację, należy wstrzyknąć 2,5 j.m./g heparyny do żyły szyjnej za pomocą 26 G braunuli.</li>
	<li>Podnieś głowę podkładki dla zwierząt o 30°, aby uniknąć nadmiernej utraty krwi z żyły podczas wprowadzania kaniuli.</li>
	<li>Wprowadzić kaniulę poliuretanową (PU) 2-Fr do bliższej części żyły szyjnej, obracając ją nieznacznie, jednocześnie wciskając na głębokość 4 cm; w tym czasie zostanie osiągnięte rozwidlenie biodrowe żyły głównej dolnej (IVC).</li>
	<li>Zabezpiecz kaniulę za pomocą 8-0 jedwabne węzły za pomocą mikrokleszczyków.</li>
	<li>Odsłoń prawą żyłę szyjną, wykonując czynności opisane w 3.1, 3.2 i 3.3.</li>
	<li>Kanulować prawą żyłę szyjną za pomocą kaniuli 1-Fr PU i delikatnie przesunąć ją o 5 mm w kierunku prawego przedsionka.</li>
	<li>Powtórz krok 3.7.</li>
	<li>Cewnikować lewą tętnicę udową za pomocą kolejnej kaniuli 1-Fr PU i używać jej do inwazyjnego monitorowania ciśnienia, a także pobierania próbek krwi do gazometrii (BGA).</li>
	<li>Igły do elektrokardiogramu (EKG) podłączone do urządzenia do zbierania danych należy wprowadzić podskórnie do obu kończyn przednich i do lewej ściany klatki piersiowej.</li>
	<li>Włóż termometr doodbytniczy podłączony do urządzenia do akwizycji danych.</li>
</ol>
4. Natlenienie błony żylno-żylnej i gazometria
UWAGA: Aby zobaczyć schemat kompletnego obwodu ECMO, zobacz Rysunek 1.
<ol>
	<li>Zainicjuj ECMO u zwierzęcia, włączając pompę o początkowym natężeniu przepływu 0,1 ml/min. Dostosuj natężenie przepływu pompy w ciągu najbliższych 2 minut do 3-5 ml/min.</li>
	<li>W przypadku zasysania powietrza w kaniuli odpływowej przez miejsce kaniulacji, należy zmniejszyć przepływ i dodać 0,1 ml roztworu zalewającego do obwodu przez zbiornik zatrzymujący powietrze.</li>
	<li>Przy stabilnym przepływie kontynuuj monitorowanie w czasie rzeczywistym wszystkich istotnych parametrów za pomocą urządzenia do akwizycji danych.</li>
	<li>Stale obserwuj przepływ wsteczny z drenażu żylnego i monitoruj poziom krwi w zbiorniku powietrznym.</li>
	<li>Zebrać krew wyciekającą z ran do strzykawki o pojemności 1 cm3 za pomocą końcówki branuli 24 G i zwrócić ją do obwodu ECMO przez zbiornik zatrzymujący powietrze.</li>
	<li>W przypadku BGA użyj wkładu do pobierania próbek krwi, aby zebrać około 75 μl krwi tętniczej w następujących punktach czasowych i z następujących lokalizacji:
	<ol>
		<li>10 minut po rozpoczęciu ECMO należy pobrać krew z IVC przez dodatkową rurkę wbudowaną przed oksygenatorem, przez podobną dodatkową rurkę za oksygenatorem (kontrola) i bezpośrednio z tętnicy udowej.</li>
		<li>30 minut po rozpoczęciu ECMO należy pobrać krew z tętnicy udowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podawaj dodatkowe 0,1 ml roztworu gruntującego, aby skompensować wewnątrznaczyniową utratę płynów co 45 minut za pomocą pułapki powietrznej lub cewnika do tętnicy udowej lub poprzez zasysanie pęcherzyków powietrza przez kaniulę drenującą krew.</li>
	<li>W przypadku BGA użyj wkładu do pobierania próbek krwi, aby zebrać około 75 μl krwi tętniczej:
	<ol>
		<li>1 h po rozpoczęciu ECMO z tętnicy udowej.</li>
		<li>Po 2 godzinach od uruchomienia ECMO należy pobrać krew z IVC przez dodatkową rurkę wbudowaną przed oksygenatorem, przez podobną dodatkową rurkę za oksygenatorem (kontrolą) oraz bezpośrednio z tętnicy udowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po 2 godzinach należy stopniowo zmniejszać natężenie przepływu na pompie (w ciągu 5 minut), zatrzymując w ten sposób ECMO.</li>
	<li>Kontynuuj rejestrowanie parametrów życiowych przez kolejne 10 minut.</li>
	<li>Zakończ eksperyment, wykrwawiając zwierzę i pobierając krew oraz narządy.</li>
</ol>

<ol><li>Hill, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+Extracorporeal+Oxygenation+for+Acute+Post-Traumatic+Respiratory+Failure+%28Shock-Lung+Syndrome%29%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prolonged Extracorporeal Oxygenation for Acute Post-Traumatic Respiratory Failure (Shock-Lung Syndrome).</a> New England Journal of Medicine. 286 (12), 629-634 (1972).</li>
<li>Noah, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Referral+to+an+Extracorporeal+Membrane+Oxygenation+Center+and+Mortality+Among+Patients+With+Severe+2009+Influenza+A%28H1N1%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Referral to an Extracorporeal Membrane Oxygenation Center and Mortality Among Patients With Severe 2009 Influenza A(H1N1).</a> Journal of the American Medical Association. 306 (15), 1659(2011).</li>
<li>Maslach-Hubbard, A., Bratton, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracorporeal+membrane+oxygenation+for+pediatric+respiratory+failure%3A+History%2C+development+and+current+status%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Critical.+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Extracorporeal membrane oxygenation for pediatric respiratory failure: History, development and current status.</a> World Journal of Critical. Care Medicine. 2 (4), 29-39 (2013).</li>
<li>Langer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%22Awake%22+extracorporeal+membrane+oxygenation+%28ECMO%29%3A+pathophysiology%2C+technical+considerations%2C+and+clinical+pioneering%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">"Awake" extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): pathophysiology, technical considerations, and clinical pioneering.</a> Critical Care. 20 (1), 150(2016).</li>
<li>Esper, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracorporeal+Membrane+Oxygenation%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Extracorporeal Membrane Oxygenation.</a> Advances in Anesthesia. 35 (1), 119-143 (2017).</li>
<li>Millar, J. E., Fanning, J. P., McDonald, C. I., McAuley, D. F., Fraser, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+inflammatory+response+to+extracorporeal+membrane+oxygenation+%28ECMO%29%3A+a+review+of+the+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">The inflammatory response to extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): a review of the pathophysiology.</a> Critical Care. 20 (1), 387(2016).</li>
<li>Lubnow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+complications+during+veno-venous+extracorporeal+membrane+oxygenation+and+their+relevance+predicting+a+system-exchange--retrospective+analysis+of+265+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Library+of+Science+One%22%5BJournal%5D)">Technical complications during veno-venous extracorporeal membrane oxygenation and their relevance predicting a system-exchange--retrospective analysis of 265 cases.</a> Public Library of Science One. 9 (12), e112316(2014).</li>
<li>Passmore, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation+and+lung+injury+in+an+ovine+model+of+extracorporeal+membrane+oxygenation+support%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Inflammation and lung injury in an ovine model of extracorporeal membrane oxygenation support.</a> American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 311 (6), L1202-L1212 (2016).</li>
<li>Vaquer, S., de Haro, C., Peruga, P., Oliva, J. C., Artigas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review+and+meta-analysis+of+complications+and+mortality+of+veno-venous+extracorporeal+membrane+oxygenation+for+refractory+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Systematic review and meta-analysis of complications and mortality of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation for refractory acute respiratory distress syndrome.</a> Annals of Intensive Care. 7 (1), 51(2017).</li>
<li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).</li>
<li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+cardiovascular+disease%3A+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome%2C+dyslipidemia%2C+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).</li>
<li>Madrahimov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+mouse+model+of+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardio-thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Novel mouse model of cardiopulmonary bypass.</a> European Journal of Cardio-thoracic Surgery. 53 (1), 186-193 (2017).</li>
<li>Madrahimov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+Bypass+in+a+Mouse+Model%3A+A+Novel+Approach%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach.</a> J. Journal of Visualized Experiments. (127), (2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wcześniej opisaliśmy udany model CPB u myszy12,13. Aby wdrożyć taki model w przypadku ostrych lub schyłkowych zaburzeń płuc, opracowaliśmy łatwy w użyciu żylno-żylny obwód ECMO dla myszy. W przeciwieństwie do modelu CPB, ECMO żylno-żylne nie wymaga skomplikowanych zabiegów chirurgicznych, takich jak sternotomia i zaciśnięcie aorty, co zmniejsza ryzyko krwawienia z rany u zwierzęcia w pełni zheparynowanego. Aby uniknąć embolizacji oksygenatora z zakrzepami krwi, k...

Pozaustrojowe natlenienie membranowe (ECMO) to tymczasowy system podtrzymywania życia, który przejmuje funkcje płuc i serca, aby umożliwić odpowiednią wymianę gazową i perfuzję. Hill et al1 opisali pierwsze zastosowanie ECMO u pacjentów w 1972 roku; jednak stał się szeroko stosowany dopiero po jego udanym zastosowaniu podczas pandemii grypy H1N1 w 2009 roku2. Obecnie ECMO jest rutynowo stosowane jako procedura ratująca życie w końcowych stadiach chorób serca i płuc3. ECMO żylno-żylne jest coraz częściej stosowane jako alternatywa dla inwazyjnej wentylacji mechanicznej u obudzonych, niezaintubowanych, spontanicznie oddychających pacjentów z oporną na leczenie niewydolnością oddechową4.
Pomimo jego powszechnego przyjęcia, zgłoszono różne komplikacje dla ECMO5,6,7. Powikłania, które mogą wystąpić u pacjentów poddawanych ECMO, obejmują krwawienie, zakrzepicę, posocznicę, małopłytkowość, awarie związane z urządzeniem i zatorowość powietrzną. Co więcej, zespół ogólnoustrojowej odpowiedzi zapalnej (SIRS) prowadzący do uszkodzenia wielonarządowego jest dobrze opisany zarówno klinicznie, jak i w badaniach eksperymentalnych8,9. Powikłania neurologiczne, takie jak zawał mózgu, są również często zgłaszane u pacjentów poddawanych długotrwałej terapii ECMO. Aby zagmatwać sprawę, często trudno jest odróżnić, czy powikłania są spowodowane przez samą ECMO, czy też wynikają z zaburzeń towarzyszących chorobom ostrym i końcowym.
Aby dokładnie zbadać wpływ ECMO na zdrowy organizm, musi zostać stworzony wiarygodny eksperymentalny model zwierzęcy. Istnieje bardzo niewiele doniesień na temat skuteczności ECMO u małych zwierząt i wszystkie ograniczają się do szczurów. Do tej pory w literaturze nie opisano mysiego modelu ECMO. Ze względu na dostępność dużej liczby genetycznie zmodyfikowanych szczepów myszy, stworzenie mysiego modelu ECMO pozwoliłoby na dalsze badania mechanizmów molekularnych związanych z powikłaniami związanymi z ECMO10,11.
Na podstawie naszego wcześniej opisanego mysiego modelu krążenia pozaustrojowego (CPB)12, opracowaliśmy stabilną metodę żylno-żylnego ECMO u niezaintubowanych, spontanicznie oddychających myszy. Obwód ECMO (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1), zawierający kaniule odpływowe i napływowe, pompę perystaltyczną, natleniacz i zbiornik zatrzymujący powietrze, jest podobny do naszego wcześniej opisanego modelu mysiego CPB12, z wyjątkiem mniejszej objętości zalewania (0,5 ml). Protokół ten demonstruje szczegółowe techniki, monitorowanie fizjologiczne i analizę gazometrii krwi zaangażowane w udaną procedurę ECMO.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN: 8609189</td><td>w 1:1 z Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% roztwór</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>w 1:1 ze Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparyna Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2,5 j.m./ml roztworu gruntującego</td></tr><tr><td>NaHCO3 8,4% roztwór</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% w roztworze gruntującym</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., Stany Zjednoczone</td><td>PZN:00289615</td><td>5mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Cewnik</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>tętnica szyjna</td></tr><tr><td>2 Fr PU Cewnik</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>żyła szyjna</td></tr><tr><td>8-0 Jedwabny szew pleciony</td><td>Ashaway Line & Twine Co., Stany Zjednoczone</td><td>75290</td><td>ligatura</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe - ostrza 6 mm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe - ostrza 2 mm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>Instrumentów</td></tr><tr><td>Dumont #55 Kleszcze</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instrumenty</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Dräger 19.1</td><td>Dr&auml; gerwerk AG & Co. KGaA</td><td></td><td>znieczulenie 1,3 -2,5%</td></tr> <tr><td>Wielokanałowe urządzenie do pozyskiwania danych z oprogramowaniem ISOHEART</td><td>Hugo Sachs Elektronik GmbH, Niemcy</td><td></td><td>ciśnienie inwazyjne, EKG, t i deg; Przenośne</td></tr><tr><td>urządzenie C i-STAT</td><td>Abbott Laboratories, Lake Bluff, Illinois, USA</td><td></td><td>Gazometria</td></tr><tr><td>Wkłady i-STAT CG4+ i CG8+ Abbott</td><td>Laboratories, Lake Bluff, Illinois, USA</td><td></td><td>Gazometria</td></tr><tr><td>Myszy C57Bl/6, samiec, 30 g, 14 tygodni</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td>mieścił się 1 tydzień wcześniej</td></tr></tbody></table>

Żylno-żylne pozaustrojowe utlenowanie błony u myszy

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

Użycie pozaustrojowego natleniania membranowego (ECMO) znacznie wzrosło w ostatnich latach. ECMO stało się niezawodną i skuteczną terapią zarówno ostrych, jak i końcowych chorób płuc. Wraz ze wzrostem zapotrzebowania klinicznego i długotrwałym stosowaniem ECMO, optymalizacja procedur i zapobieganie uszkodzeniom wielonarządowym mają kluczowe znaczenie. Celem niniejszego protokołu jest przedstawienie szczegółowej techniki wykonywania żylno-żylnego ECMO u niezaintubowanej, spontanicznie oddychającej myszy. Protokół ten przedstawia projekt techniczny ECMO i kroków chirurgicznych. Ten mysi model ECMO ułatwi badanie patofizjologii związanej z ECMO (np. zapalenie, krwawienie i zdarzenia zakrzepowo-zatorowe). Ze względu na obfitość genetycznie modyfikowanych myszy, można również przeanalizować mechanizmy molekularne związane z powikłaniami związanymi z ECMO.

Niniejszy protokół opisuje metodę ECMO żylno-żylnego u myszy. Model ten jest wiarygodny i powtarzalny, a w porównaniu z naszym wcześniej opisanym modelem CPB z zatrzymaniem oddechu i krążenia12,13, jest mniej wymagający technicznie w przygotowaniu.
Przepływ ECMO w układzie żylnym utrzymywano w przedziale od 1,5 do 5 mL/min. Średnie ciśnienie tętnicze utrzymywano na pozio...

Tutaj prezentujemy protokół opisujący technikę pozaustrojowego natleniania błony żylno-żylnej (ECMO) u niezaintubowanej, spontanicznie oddychającej myszy. Ten mysi model ECMO może być skutecznie zaimplementowany w badaniach eksperymentalnych nad ostrymi i końcowymi chorobami płuc.

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie badań płucnych, takie jak te związane z terapią ostrej i przewlekłej schyłkowej niewydolności płuc. Główną zaletą tej techniki jest to, że ułatwia ona uruchomienie molekularnych i patologicznych mechanizmów uszkodzenia wielonarządowego podczas długotrwałego pozaustrojowego natleniania błonowego jako procedury ratującej życie. W czystych, niesterylnych warunkach użyj ostrza chirurgicznego i mikroskopu preparacyjnego, aby wprowadzić trzy fenestracje do dystalnej trzeciej części dwufrancuskiego cewnika poliuretanowego pod 16-krotnym powiększeniem.Następnie umieść kaniulę odpływową w roztworze zalewowym, włącz pompę perystaltyczną, aby napełnić pozaustrojowe natlenianie membranowe lub maszynę ECMO w celu zalania obwodu przy natężeniu przepływu jednego milimetra na minutę. Po 30 minutach dodaj 0,5 litra na minutę 100% tlenu do dotleniacza i potwierdź brak reakcji na szczypanie palców u znieczulonej dorosłej myszy. Po nałożeniu maści na oczy zwierzęcia wykonaj czteromilimetrowe boczne nacięcie skóry po lewej stronie szyi, aby uwidocznić żyłę szyjną, a następnie użyj mikrokleszczy i wacików, aby jeszcze bardziej odsłonić naczynie.Użyj 8-0 Jedwabny szew, aby podwiązać dystalny koniec odsłoniętej żyły i umieścić węzeł ślizgowy na bliższym końcu. Naciąć przednią ścianę żyły mikronożyczkami i wstrzyknąć 2,5 jednostki międzynarodowej na gram heparyny do żyły szyjnej za pomocą branuli o rozmiarze 26, podnosząc główkę podkładki chirurgicznej o 30 stopni, aby uniknąć nadmiernej utraty krwi podczas wprowadzania. Ostrożnie włóż dwie francuskie kaniule poliuretanowe z fenestracją do bliższego końca żyły szyjnej, lekko obracając kaniulę, jednocześnie popychając kaniulę na głębokość czterech centymetrów, aby dotrzeć do rozwidlenia żyły głównej dolnej.Ważne jest, aby naciskać kaniulę bardzo delikatnie, ale w sposób ciągły, bez użycia dodatkowej siły. Jeśli napotkasz opór, pociągnij kaniulę do tyłu i włóż ją ponownie. Zabezpiecz kaniulę za pomocą 8-0 jedwabne węzły i odsłaniają prawą żyłę szyjną, jak właśnie pokazano.Kankaniuluj prawą żyłę szyjną za pomocą jednej francuskiej kaniuli poliuretanowej, delikatnie przesuwając kaniulę o pięć milimetrów w kierunku prawego przedsionka i zabezpiecz kaniulę za pomocą 8-0 jedwabne węzły. Cewnikować lewą tętnicę udową inną francuską kaniulą poliuretanową w celu inwazyjnego monitorowania ciśnienia i gazometrii krwi, a następnie wprowadzić igły do elektrokardiogramu podłączone do urządzenia do zbierania danych podskórnie do obu kończyn przednich i do lewej ściany klatki piersiowej. Następnie włóż termometr doodbytniczy podłączony do urządzenia do akwizycji danych.Aby zainicjować pozaustrojowe natlenianie błony żylno-żylnej, włącz pompę do początkowego natężenia przepływu 0,1 mililitra na minutę. Po dwóch minutach dostosuj natężenie przepływu do trzech do pięciu mililitrów na minutę. Przy stabilnym przepływie monitoruj parametry życiowe za pomocą urządzenia do akwizycji danych w trybie czasu rzeczywistego, stale sprawdzając przepływ wsteczny z drenażu żylnego i monitorując poziom krwi w zbiorniku pułapki powietrznej.Użyj strzykawki o pojemności jednego mililitra wyposażonej w branulę o rozmiarze 24, aby zebrać wszelkie wycieki krwi i zwrócić krew do obwodu ECMO przez zbiornik zatrzymujący powietrze. Do analizy gazometrii 10 minut po rozpoczęciu ECMO należy użyć wkładu do pobierania próbek krwi, aby pobrać około 75 mikrolitrów krwi tętniczej z żyły głównej dolnej przed oksygenatorem, bezpośrednio za oksygenatorem oraz z tętnicy udowej. 30 i 60 minut po rozpoczęciu ECMO należy pobrać krew tylko z tętnicy udowej.45 i 90 minut po rozpoczęciu należy podać 0,1 mililitra roztworu gruntującego, aby skompensować wewnątrznaczyniową utratę płynu przez pułapkę powietrzną. Dwie godziny po inicjacji zbierz krew z dotleniacza, żyły głównej dolnej i tętnicy udowej. Po ostatnim pobraniu krwi zmniejsz natężenie przepływu na pompie w ciągu pięciu minut, zatrzymując w ten sposób ECMO, kontynuując rejestrowanie parametrów życiowych przez kolejne 10 minut.W typowym eksperymencie parametry fizjologiczne zwierzęcia są rejestrowane co 10 minut. W tym reprezentatywnym eksperymencie parametry hematologiczne wykazały istotne hemodylucja podczas ECMO, chociaż nie była konieczna transfuzja krwi w celu skompensowania umiarkowanej niedokrwistości. Parametry natleniania wykazywały właściwą wydajność natleniacza przy mieszance tlenu z powietrzem przy ułamku wdychanego tlenu 1,0.Co więcej, zmiany metaboliczne podczas ECMO obejmowały zasadowicę oddechową na początku i na końcu eksperymentu. Nie wykonano dodatkowego buforowania krwi. Ważne jest, aby zastosować odpowiednią technikę kaniulacji w celu wchłonięcia przepływów krwi przez obwód ECMO, monitorowania parametrów natlenienia poprzez analizę gazometrii krwi oraz zastąpienia utraty krwi spowodowanej pobieraniem krwi dodatkowym roztworem wstępującym.Technika ta toruje drogę naukowcom zajmującym się chorobami płuc do znacznego ulepszenia protokołów leczenia ratującego życie dzięki zastosowaniu ponad 80 dostępnych modeli myszy typu knock-in, knock-out.

veno-venous-extracorporeal-membrane-oxygenation-in-a-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film przedstawia procedurę replikacji udaru zakrzepowego w modelu mysim poprzez zablokowanie prawej tętnicy szyjnej wspólnej i wystawienie myszy na działanie środowiska o niskiej zawartości tlenu. Proces ten zmniejsza przepływ krwi i tlenu do mózgu, powodując tworzenie się skrzepów krwi i uszkodzenie mózgu.

Wywoływanie udaru zakrzepowego poprzez niedotlenienie i niedokrwienie w modelu mysim

Glikokaliks śródbłonka/warstwa powierzchniowa śródbłonka jest idealnie badana za pomocą mikroskopii przyżyciowej.  Mikroskopia przyżyciowa jest technicznie trudna w przypadku poruszającego się narządu, takiego jak płuca.   Pokazujemy, w jaki sposób można wykorzystać jednoczesną mikroskopię jasnego pola i mikroskopię fluorescencyjną do oszacowania grubości warstwy powierzchniowej śródbłonka w swobodnie poruszającym się płucu myszy in vivo.

In vivo (in vivo) Pomiar warstwy powierzchniowej śródbłonka płucnego myszy

Ten artykuł opisuje, jak przeprowadzić obejście krążeniowo-oddechowe u myszy. Ten nowatorski model ułatwi badanie mechanizmów molekularnych związanych z uszkodzeniem narządów.

Obejście krążeniowo-oddechowe w modelu mysim: nowatorskie podejście

Przetoka aortalno-bębenkowa powstała poprzez przebicie mysiej aorty podnerkowej przez obie ściany do żyły głównej dolnej, a następnie powstało zwężenie w jej odpływie poprzez częściowe podwiązanie żyły głównej dolnej. Ten powtarzalny model może być wykorzystany do badania zwężenia żyły centralnej.

Mysi model zwężenia żyły centralnej z wykorzystaniem przetoki aortalno-caval ze zwężeniem odpływu

Protokół opisuje prostą metodę resekcji nienaruszonej wątroby myszy do badań metabolicznych poprzez perfuzję żyły wrotnej.

Ex vivo Perfuzja wątrobowa przez żyłę wrotną u myszy

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Dla mysich wątrob stworzono normotermiczny system perfuzji wątroby ex vivo (NEVLP). System ten wymaga doświadczenia w mikrochirurgii, ale pozwala na uzyskanie powtarzalnych wyników perfuzji. Możliwość wykorzystania wątroby myszy ułatwia badanie szlaków molekularnych w celu identyfikacji nowych dodatków perfuzatu i umożliwia przeprowadzanie eksperymentów skoncentrowanych na naprawie narządów.

Normothermiczna perfuzja płuc ex vivo w wątrobie u myszy

Opracowano dwumodalny system obrazowania do bezkontaktowej oceny utlenowania tkanek skóry oraz funkcji naczyniowej.

Obrazowanie dwutrybowe utlenowania tkanki skórnej i funkcji naczyniowej

Przedstawiono kompleksowy przegląd technik wykorzystywanych w tworzeniu mysiego modelu raka jamy ustnej oraz ilościowego monitorowania inwazji nowotworowej w obrębie języka za pomocą mikroskopii wielofotonowej komórek znakowanych. System ten może służyć jako użyteczna platforma do oceny molekularnej oraz skuteczności leków w przypadku związków przeciwinwazyjnych.

Obrazowanie wielofotonowe inwazji komórek nowotworowych w ortotopowym modelu mysim dla raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

Poznaj technikę żylno-żylnego pozaustrojowego utlenowania błony u myszy nieintubowanej. Ta metoda umożliwia badanie mechanizmów molekularnych uszkodzeń narządów podczas ECMO w chorobach płuc.

Żylno-żylne pozaustrojowe utlenowanie błony u myszy

Przeglądaj więcej filmów