Name: Uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Naucz się uprawy mikroalg w fotobioreaktorze z korozyjnymi gazami spalinowymi. Poznaj bezpieczne metody pobierania próbek i kwantyfikacji biomasy Scenedesmus obliquus w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ten materiał jest oparty na pracy wspieranej przez National Science Foundation Graduate Research Fellowship w ramach grantu nr 1546595. Wszelkie opinie, ustalenia, wnioski lub zalecenia wyrażone w tym materiale są opiniami autorów i niekoniecznie odzwierciedlają poglądy National Science Foundation. Prace były również wspierane przez grant badawczy University of Iowa Graduate and Professional Student Government oraz University of Iowa Foundation, Allen S. Henry endowment. Badania prowadzono w Laboratorium Fitotechnologii im. W. M. Kecka. Autorzy pragną podziękować pracownikom elektrowni Uniwersytetu Iowa, a w szczególności Markowi Maxwellowi, za ekspertyzę i wsparcie finansowe dla symulowanych spalin. Autorzy chcieliby również podziękować Emily Moore za jej pomoc w pobieraniu próbek i analizie oraz Emily Greene za jej pomoc i udział w filmie z protokołem.

<ol><li>Obom, K. M., Magno, A., Cummings, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Operation+of+a+Benchtop+Bioreactor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Operation of a Benchtop Bioreactor.</a> Journal of Visualized Experiments. (79), e50582(2013).</li>
<li>Cheah, W. Y., Pau Loke, S., Chang, J. -S., Ling, T., Juan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biosequestration+of+atmospheric+CO2+and+flue+gas-containing+CO2+by+microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresource+Technology%22%5BJournal%5D)">Biosequestration of atmospheric CO2 and flue gas-containing CO2 by microalgae.</a> Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).</li>
<li>Xu, L., Weathers, P. J., Xiong, X. -R., Liu, C. -Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microalgal+bioreactors%3A+Challenges+and+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Engineering+in+Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Microalgal bioreactors: Challenges and opportunities.</a> Engineering in Life Sciences. 9 (3), 178-189 (2009).</li>
<li>Tsang, Y. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTsang%2C+YF+%22Photobioreactors%3A+Advancements%2C+Applications+and+Research%22">Photobioreactors: Advancements, Applications and Research</a>. , Nova Science Publishers, Inc. Hauppauge, NY. (2017).</li>
<li>Molitor, H. R., Moore, E. J., Schnoor, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maximum+CO2+Utilization+by+Nutritious+Microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Sustainable+Chemistry+%26+Engineering%22%5BJournal%5D)">Maximum CO2 Utilization by Nutritious Microalgae.</a> ACS Sustainable Chemistry & Engineering. 7 (10), 9474-9479 (2019).</li>
<li>Khan, M. I., Shin, J. H., Kim, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+promising+future+of+microalgae%3A+current+status%2C+challenges%2C+and+optimization+of+a+sustainable+and+renewable+industry+for+biofuels%2C+feed%2C+and+other+products%5BTitle%5D)+AND+%22Microbial+Cell+Factories%22%5BJournal%5D)">The promising future of microalgae: current status, challenges, and optimization of a sustainable and renewable industry for biofuels, feed, and other products.</a> Microbial Cell Factories. 17 (1), 36(2018).</li>
<li>Benemann, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogen+production+by+microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Phycology%22%5BJournal%5D)">Hydrogen production by microalgae.</a> Journal of Applied Phycology. 12 (3), 291-300 (2000).</li>
<li>AIHA. IH MOD. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://aiha.org/public-resources/consumer-resources/topics-of-interest/ih-apps-tools">https://aiha.org/public-resources/consumer-resources/topics-of-interest/ih-apps-tools</a> (2019).</li>
<li>Centers for Disease Control and Prevention, Immediately Dangerous To Life or Health (IDLH) Values. The National Institute for Occupational Safety and Health. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/niosh/idlh/intridl4.html">https://www.cdc.gov/niosh/idlh/intridl4.html</a> (2019).</li>
<li>Nakanishi, K., Deuchi, K., Kuwano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation+of+four+valuable+strains+of+microalgae%2C+including+viability+and+characteristics+during+15+of+cryostorage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Phycology%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation of four valuable strains of microalgae, including viability and characteristics during 15 of cryostorage.</a> Journal of Applied Phycology. 24 (6), 1381-1385 (2012).</li>
<li>Bischoff, H. W., Bold, H. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBischoff%2C+HW+%22Some+soil+algae+from+Enchanted+Rock+and+related+algal+species%22">Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species</a>. , University of Texas. Austin, Texas. (1963).</li>
<li>Mata, T. M., Martins, A. A., Caetano, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microalgae+for+biodiesel+production+and+other+applications%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Renewable+and+Sustainable+Energy+Reviews%22%5BJournal%5D)">Microalgae for biodiesel production and other applications: A review.</a> Renewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).</li>
<li>Wood, A. M., Everroad, R. C., Wingard, L. M. Measuring growth rates in microalgal cultures. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWood%2C+AM+%22Algal+Culturing+Techniques%22">Algal Culturing Techniques</a>. Andersen, R. A. , Elsevier Academic Press. Burlington, MA. 270-272 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Eksperymenty z wsadowym fotobioreaktorem aksenicznym z regulowanym pH, temperaturą, natężeniem przepływu i stężeniem gazu zapewniają znaczące wyniki, eliminując zanieczyszczenie niedocelowymi szczepami glonów i zmienność warunków hodowli. Dokładną kinetykę wzrostu czystych kultur można uzyskać nawet w obecności gazów korozyjnych (CO2, SO2, NO2), które służą jako składniki odżywcze, przekształcając gazy odlotowe w cenny produkt, taki jak pasza dla zwierząt.
Prze...

Fotobioreaktory są przydatne do kontrolowanych eksperymentów i hodowli czystszych produktów z mikroalg, niż można uzyskać w otwartych stawach. Hodowla mikroglonów w fotobioreaktorach na skalę laboratoryjną wspiera rozwój podstawowej wiedzy, którą można wykorzystać do zwiększenia skali procesu. Niewielkie zmiany warunków środowiskowych mogą znacząco wpłynąć na eksperymenty mikrobiologiczne i zakłócić wyniki1. Sterylny proces z kontrolą temperatury, pH i rozpryskiwania gazu jest korzystny dla badania właściwości i wydajności mikroglonów w różnych warunkach. Ponadto kontrola nad stężeniami gazu wejściowego, temperaturą, siłą ścinającą podczas mieszania i pH podłoża może wspierać różnorodne gatunki, które w innym przypadku byłyby trudne w uprawie. Fotobioreaktory mogą być uruchamiane jako proces wsadowy z ciągłym podawaniem gazu i rozpylaniem lub jako system przepływu chemostatu z ciągłym podawaniem gazu i rozpryskiwaniem oraz dopływem składników odżywczych do ścieków i ścieków. W tym miejscu demonstrujemy proces wsadowy z ciągłym podawaniem gazu i rozpylaniem.
Użycie fotobioreaktorów rozwiązuje kilka wyzwań związanych z hodowlą i produkcją mikroglonów. Dziedzina generalnie zmaga się z obawami o zanieczyszczenie innymi mikroorganizmami, efektywne wykorzystanie substratów (co jest szczególnie ważne w przypadku ograniczania emisji CO2 lub oczyszczania ścieków)2, kontrola pH, zmienność oświetlenia i produktywność biomasy3. Fotobioreaktory umożliwiają naukowcom badanie szerokiej gamy fototrofów w ściśle kontrolowanych systemach wsadowych, w których nawet wolno rosnące gatunki są chronione przed drapieżnikami lub konkurencyjnymi mikroorganizmami4. Te systemy wsadowe są również lepsze w ułatwianiu większych wskaźników wykorzystania CO2 i produktywności biomasy, ponieważ są to systemy zamknięte, które z większym prawdopodobieństwem będą w równowadze z dostarczanymi gazami. Technologia fotobioreaktorów oferuje również kontrolę pH, której brak utrudniał wysoką produktywność biomasy w poprzednich badaniach5. W skali laboratoryjnej poziom kontroli oferowany przez fotobioreaktory jest korzystny dla badaczy. W większych skalach przemysłowych fotobioreaktory mogą być wykorzystywane do utrzymania czystości komercyjnych bioproduktów i poprawy wydajności produkcji w zastosowaniach nutraceutycznych, kosmetycznych, spożywczych lub paszowych6.
Mikroalgi są bardzo interesujące dla biosekwestracji CO2, ponieważ mogą szybko związać CO2 jako węgiel z biomasy. Jednak większość antropogenicznych źródeł CO2 jest zanieczyszczona innymi i toksycznymi gazami lub zanieczyszczeniami (NOx, SOx, CO, Hg), w zależności od źródła paliwa w procesie spalania. Rosnące zainteresowanie zrównoważoną sekwestracją CO2 skłoniło do opracowania technologii fotobioreaktorów do oczyszczania emisji bogatych w CO2, takich jak te z elektrowni węglowych (tabela 1). Niestety, istnieje nieodłączne ryzyko narażenia ludzi i środowiska na i toksyczne zanieczyszczenia podczas badań i procesów zwiększania skali. W związku z tym opisanie bezpiecznego montażu i eksploatacji bioreaktorów wykorzystujących gazy korozyjne jest konieczne i pouczające.
Ta metoda jest przeznaczona do użycia 2-litrowego fotobioreaktora do hodowli mikroalg w ściśle kontrolowanych warunkach eksperymentalnych. Protokół opisuje przechowywanie mikroglonów, przygotowanie inokulum oraz konfigurację i sterylizację fotobioreaktora. Poza podstawową obsługą, praca ta opisuje pomiary biomasy mikroglonów i obliczenia produktywności biomasy oraz dostosowanie urządzeń do hodowli mikroglonów za pomocą gazów korozyjnych. Opisany poniżej protokół jest odpowiedni dla badaczy, którzy chcą sprawować większą kontrolę eksperymentalną, zoptymalizować warunki wzrostu mikroglonów lub hodować osiowo szereg mikroorganizmów fototroficznych. Metoda ta nie opisuje odpowiednich materiałów do hodowli mikroorganizmów, które wytwarzają lub zużywają gazy palne (np.CH4,H2 itp.)7.

<table><tbody><tr><td>Biostat Bioreaktor</td><td>A Sartorius Stedim</td><td></td><td>2-litrowy bioreaktor do fermentacji mikrobiologicznej; przeznaczony do sterylizacji w autoklawie; kontrola pH, temperatury, natężenia przepływu gazu</td></tr><tr><td>Test sprawności GAZ NO2</td><td>Grainger</td><td>GAS34L-112-5</td><td>Gaz kalibracyjny do detektora gazu MultiRAE</td></tr><tr><td>Test sprawności O2, CO, gaz LEL</td><td>Gaz Grainger</td><td>GAS44ES-301A</td><td>Gaz kalibracyjny do Detektor gazu MultiRAE</td></tr><tr><td>Test sprawności SO2 gaz</td><td>Grainger</td><td>GAS34L-175-5</td><td>Gaz kalibracyjny do detektora gazu MultiRAE</td></tr><tr><td>Rurka odporna na korozję do gazu NO2</td><td>Swagelok</td><td>SS-XT4TA4TA4-6</td><td>Wąż rdzeniowy PTFE z gładkim otworem serii X&mdash; Oplot z włókna i wzmocnienie oplotu 304 SS</td></tr><tr><td>Odporne na korozję rurki do gazu SO2</td><td>Zasilanie QC</td><td>120325</td><td>Wzmocnione plecione rurki z naturalnej pianki EVA - 1/4" ID</td></tr><tr><td>cozIR 100% CO2 metr</td><td>Gas Sensing Solutions Ltd.</td><td>CM-0121 w CO2meter.com</td><td>mierniku CO2 do stężeń do 100%</td></tr> <tr><td>cozIR 20% miernika CO2</td><td>Gas Sensing Solutions Ltd.</td><td>CM-0123 przy CO2meter.com</td><td>mierniku CO2 dla stężeń do 20%</td></tr> <tr><td>Durapore Filtr membranowy, 0,45 &mu; m</td><td>Millipore Sigma</td><td>HVLP04700</td><td>Hydrofilowy, biały zwykły, średnica 47 mm, 0,45 &mu; m wielkość porów, filtry membranowe PVFD</td></tr><tr><td>Reduktory do butli gazowych</td><td>Praxair</td><td>PRS 40221331-660</td><td>Jednostopniowy regulator ze stali nierdzewnej skonfigurowany do montażu wylotu 0-15 psi Zawór membranowy z gwintem 1/4" MNPT, Stal nierdzewna odporna na korozję spowodowaną NOx i SOx</td></tr><tr><td>Butle gazowe</td><td>Praxair</td><td>Ulta-zero powietrza, CO2 o wysokiej czystości lub niestandardowy skład gazu</td><td>W zależności od celów badania</td></tr><tr><td>System monitorowania i wykrywania nieszczelności</td><td>gazów RAE Systems firmy Honeywell</td><td>MAB3000235E020</td><td>Model pompowy, który wykrywa O2, SO2, NO2, CO i LEL</td></tr><tr><td>Oprogramowanie GasLab</td><td>GasLab</td><td>v2.0.8.14</td><td>Oprogramowanie do pomiarów miernika CO2 i rejestracji danych Króciec</td></tr> węża <tr><td></td><td>Grainger</td><td>Pozycja # 3DTN3</td><td>Służy do adaptacji regulatorów do rur, Stal nierdzewna odporna na korozję od NOx i SOx</td></tr><tr><td>Miernik K30 1% CO2</td><td>Senseair</td><td>CM-0024 w CO2meter.com</td><td>Miernik CO2 dla stężeń mniejszych niż 1%</td></tr> <tr><td>Panele do uprawy LED</td><td>Roleadro</td><td>HY-MD-D169-S</td><td>Czerwone i niebieskie panele świetlne LED</td></tr><tr><td>Sonda tlenu rozpuszczonego Memosens</td><td>Endress+ Hauser</td><td>COS22D-19M6/0</td><td>Autoklawowalna (ze środkami ostrożności) sonda tlenu rozpuszczonego do bioreaktora</td></tr><tr><td>Sonda pH Memosens</td><td>Endress+ Hauser</td><td>CPS71D-7TB41</td><td>Możliwość sterylizacji w autoklawie (z zachowaniem środków ostrożności) Sonda pH do bioreaktora</td></tr><tr><td>Piekarnik, seria Isotemp 500</td><td>Fisher Scientific</td><td>13246516GAQ</td><td>Mały piec do suszenia</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Prism GraphPad</td><td>Oprogramowanie GraphPad</td><td>w wersji 7.03 lub 8.0.1</td><td>Oprogramowanie do tworzenia wykresów do organizacji danych, analizy danych i wykresów o jakości publikacji</td></tr><tr><td>Łącznik trzpienia do węża</td><td>Swagelok</td><td>SS-4-HC-A-6MTA</td><td>Złącze węża ze stali nierdzewnej, adapter rurki 6 mm, 1/4 cala Średnica węża</td></tr><tr><td>Rurki do przenoszenia rozcieńczonego kwasu/zasady</td><td>Allied Electronics and Automation</td><td>6678441</td><td>Silikonowe rurki procesowe TP; 1.6mm Rozmiar otworu; 3000mm Długość; Przewody dopuszczone do kontaktu z żywnością</td></tr><tr><td>, transfer gazu</td><td>Allied Electronics and Automation</td><td>6678444</td><td>Silikonowe rurki procesowe TP; 3.2mm Rozmiar otworu; 3000mm długości; Klasa spożywcza</td></tr></tbody></table>

uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi

Microalgae Cultivation and Biomass Quantification in a Bench-Scale Photobioreactor with Corrosive Flue Gases

Fotobioreaktory to oświetlone systemy hodowli do eksperymentów na mikroorganizmach fototroficznych. Systemy te zapewniają sterylne środowisko do hodowli mikroglonów z kontrolą temperatury, pH i składu gazu oraz natężenia przepływu. W skali laboratoryjnej fotobioreaktory są korzystne dla naukowców badających właściwości mikroglonów, produktywność i optymalizację wzrostu. Na skalę przemysłową fotobioreaktory mogą utrzymywać czystość produktu i poprawiać wydajność produkcji. Film opisuje przygotowanie i użytkowanie fotobioreaktora w skali laboratoryjnej do hodowli mikroglonów, w tym bezpieczne stosowanie gazów korozyjnych, a także szczegółowe informacje na temat odpowiednich pomiarów biomasy i obliczeń wydajności biomasy. W szczególności film ilustruje przechowywanie kultur mikroglonów i przygotowanie do inokulacji, montaż i sterylizację fotobioreaktora, pomiary stężenia biomasy oraz model logistyczny produktywności biomasy mikroglonów wraz z obliczeniami szybkości, w tym maksymalną i ogólną produktywnością biomasy. Ponadto, ze względu na rosnące zainteresowanie eksperymentami mającymi na celu hodowlę mikroalg przy użyciu symulowanych lub rzeczywistych emisji gazów odlotowych, film obejmie adaptacje sprzętu fotobioreaktora niezbędne do pracy z gazami korozyjnymi oraz omówi bezpieczne pobieranie próbek w takich scenariuszach.

Krzywa kalibracyjna dla zielonych mikroalg S. obliquus, zbieranych w fazie wykładniczej, została opracowana z wykorzystaniem OD750 oraz stężeń suchej biomasy (Rysunek 2). Regresja liniowa wykazała wartość R2 równą 0,9996.
Kulturę S. obliquus rozpoczęto w kolbie Erlenmeyera o pojemności 250 mL z kultury przechowywanej na schłodzonej płytce z agarem. Mikroalgę zaszczepiono w pożywce 3N-BBM z buforem HEPES 10 mM i napowietrzano...

Uprawa akseniczna na skalę laboratoryjną ułatwia charakterystykę mikroglonów i optymalizację produktywności przed kolejnym zwiększeniem skali procesu. Fotobioreaktory zapewniają niezbędną kontrolę dla wiarygodnych i powtarzalnych eksperymentów z mikroalgami i mogą być przystosowane do bezpiecznej hodowli mikroalg z gazami korozyjnymi (CO2, SO2, NO2) z emisji ze spalania komunalnego lub przemysłowego.

Uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi

Photobioreactors are illuminated cultivation systems for experiments on phototrophic microorganisms. These systems provide a sterile environment for ...

Protokół ten szczegółowo opisuje adaptacje sprzętu fotobioreaktora niezbędne do hodowli mikroalg z gazami korozyjnymi oraz omawia bezpieczną eksploatację i pobieranie próbek z fotobioreaktora. Fotobioreaktory zapewniają niezbędną kontrolę dla wiarygodnych i powtarzalnych eksperymentów z mikroalgami. Ten system laboratoryjny może być używany do badania charakterystyki i produktywności mikroalg hodowanych z symulowanymi emisjami spalania.Metoda ta może być stosowana z innymi starannie przystosowanymi bioreaktorami lub do hodowli innych mikroorganizmów fotoautotroficznych. Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ jest to złożony protokół, który zapobiega narażeniu ludzi na toksyczne symulowane emisje spalania stosowane w hodowli mikroalg. Na początek należy zamodelować możliwe skumulowane stężenie toksycznych gazów w pomieszczeniu w przypadku awarii dygestoria.Dla każdego gazu należy skorzystać z arkusza kalkulacyjnego modelowania matematycznego IH Mod Amerykańskiego Stowarzyszenia Higieny Przemysłowej. Od personelu zajmującego się konserwacją HVAC w budynku lub technika HVAC uzyskaj Q, szybkość nawiewu lub wywiewu powietrza w pomieszczeniu w metrach sześciennych na minutę. Oblicz objętość laboratorium (V) w metrach sześciennych.Obliczyć wskaźnik emisji zanieczyszczeń, G, dla każdego rodzaju gazu toksycznego w miligramach na minutę, stosując równanie zaczerpnięte z prawa gazu doskonałego, gdzie P jest ułamkiem ciśnienia wywieranego przez gaz toksyczny przy jednym ATM, gaz Q jest natężeniem przepływu gazu w litrach na minutę, R jest stałą gazu uniwersalnego, T to temperatura w kelwinach, a MW to masa cząsteczkowa gazu w gramach na mol. Użyj wartości V, Q i G dla każdego gazu w dobrze wymieszanym modelu pomieszczenia z opcją zaprzestania generowania i modelowym algorytmem oczyszczania pomieszczenia w arkuszu kalkulacyjnym IH Mod, aby obliczyć skumulowane stężenia gazu w pomieszczeniu dla każdego gazu w ciągu 24-godzinnego okresu symulacji. Porównaj te wartości z limitami ekspozycji.Skonfiguruj system monitorowania gazów toksycznych z czujnikami dla każdego z używanych gazów toksycznych. Skalibruj czujniki zgodnie z instrukcjami producenta. Często przeprowadzaj testy sprawności.Umieść monitor gazu tuż za wyciągiem. Przed eksperymentem upewnij się, że cały personel został poinstruowany, jak odpowiednio reagować na alarm toksycznego gazu. Teraz przygotuj po 100 mililitrów po jednym normalnym wodorotlenku sodu i jednym normalnym kwasie solnym w dwóch butelkach z roztworem wejściowym o pojemności 250 mililitrów.Odmierzone roztwory wejściowe należy przechowywać w butelkach z nakrętką do autoklawu wyposażonych w rurki zanurzeniowe i rurkę odpowietrzającą ze sterylnym filtrem powietrza w linii. Podłącz rurki zanurzeniowe do dwóch z czterech portów wejściowych fotobioreaktora za pomocą rurki do sterylizacji w autoklawie. Włóż i przykręć zimny palec i skraplacz spalin na płycie głowicy fotobioreaktora.Włóż port zaszczepiania i mocno przykręć. Dodać odcinek rurki do autoklawu do sekcji portu inokulacji powyżej płyty głowicy fotobioreaktora. Przed autoklawowaniem bioreaktora należy zacisnąć rurkę zamkniętą autoklawowalnym zaciskiem gospodarza.Podłącz rurki zakryte sterylnymi filtrami do wszystkich nieużywanych portów fotobioreaktora. Dodaj 1,5 litra pożywki hodowlanej. Autoklawować reaktor i związane z nim roztwory wejściowe przez 30 do 45 minut w temperaturze 121 stopni Celsjusza.Przepuść rurkę autoklawowalną o średnicy wewnętrznej 1,6 milimetra między roztworami wejściowymi a ich portami przez oddzielne pompy perystaltyczne. Przymocuj silnik wirnika do wału wirnika i dokręć złączkę. Panele świetlne LED należy rozmieścić symetrycznie na zewnątrz bioreaktora zgodnie z wymaganiami dotyczącymi oświetlenia.Podłącz do butli gazowych odpowiednie regulatory o ciśnieniu wylotowym 20 PSI. Przymocuj sześciomilimetrową rurkę odporną na ciśnienie o średnicy wewnętrznej do króćca węża wylotowego regulatora i zabezpiecz wężem clamp. Podłącz drugi koniec rurki odpornej na ciśnienie do wlotu gazu z wieży regulacyjnej za pomocą króćca węża do szybkozłączki z trzpieniem o średnicy sześciu milimetrów zabezpieczonej wężem clamp.Podłącz rurkę o średnicy wewnętrznej 3.2 milimetra do wylotu gazu w wieży regulacyjnej za pomocą sześciomilimetrowej szybkozłączki, a drugi koniec rurki wylotowej podłącz do portu pierścienia iskrzącego na płycie głowicy fotobioreaktora. Ustaw ciśnienie wylotowe na 20 PSI na każdym regulatorze gazu. Na interfejsie bioreaktora ustaw eksperymentalne natężenia przepływu gazu.Użyj funkcji STIRR, aby ustawić szybkość obrotową wirnika, która jest wystarczająco duża, aby pożywka hodowlana mogła zasymilować rozpryskiwane pęcherzyki gazu. Po autoklawowaniu zmontuj fotobioreaktor i butle z gazem w dygestoriach. Umieść fotobioreaktor na stole w pojemniku wtórnym, a butle z gazem umieść w wolnostojących durszlakach do butli lub stojaku na butle.Po zainicjowaniu przepływu gazu należy użyć butelki do mycia wypełnionej płynem do naczyń do wody w stosunku 1:100, aby pokryć połączenia między butlami gazowymi a bioreaktorem niewielkim strumieniem roztworu mydła. Sprawdź, czy nie ma wycieków gazu wskazywanych przez bulgotanie. Rozpoczynając eksperymenty z mikroalgami, rozpocznij rozpryskiwanie gazu, a następnie dostosuj pH przed inokulacją.Zaszczepić fotobioreaktor poprzez zasysanie przygotowanego inokulum mikroglonów do sterylnej strzykawki, dopasowanie strzykawki do rurki przymocowanej do portu inokulacji, otwarcie zacisku rurki do inokulacji i wciśnięcie strzykawki. Sprawdzaj monitor gazu, ciśnienie w butli z gazem i fotobioreaktor dwa razy dziennie pod kątem podwyższonego poziomu toksycznego gazu lub oznak wycieków. Ograniczyć otwór skrzydła dygestorium do szerokości umożliwiającej dostęp do bioreaktora i regulatorów butli gazowych.Podczas pobierania próbek należy przekręcić regulatory butli gazowych do pozycji zamkniętej, aby zatrzymać przepływ gazu do reaktora. Zamknij skrzydło dygestorium i odczekaj pięć minut, aż okap odprowadzi gazy korozyjne. Pobrać próbkę z dygestorii przez otwarcie otworu na płytce głowicy i użycie sterylnej pipety serologicznej lub pobranie kultury do strzykawki przez otwór do zaszczepiania lub pobierania próbek.W tym badaniu ustalono krzywą kalibracyjną dla zielonych mikroalg Scenedesmus obliquus zebranych w fazie wykładniczej na podstawie pomiarów OD750 i stężeń wysuszonej biomasy. Stężenia biomasy obliczono na podstawie krzywej kalibracyjnej, a następnie zamodelowano za pomocą krzywej logistycznej, gdzie L jest maksymalnym stężeniem biomasy, k jest względną stromością fazy wykładniczej, x0 jest czasem punktu środkowego krzywej, a x jest czasem. Obiecująca próba wstępna z użyciem symulowanych gazów spalinowych pozwoliła osiągnąć maksymalną wydajność biomasy mikroglonów na poziomie 690 miligramów na litr dziennie, która była większa niż w przypadku 12% dwutlenku węgla i ultrazerowego powietrza na poziomie 510 miligramów na litr dziennie.Prawidłowy montaż systemu ma zasadnicze znaczenie dla procedury hodowli mikroglonów i dla bezpieczeństwa ludzi. System musi być stale monitorowany za pomocą czujników gazu. Przewody przesyłowe muszą być gazoszczelne, a wyciąg musi być odpowiednio używany.Butle pod ciśnieniem zawierające toksyczne gazy są niebezpieczne. Zawsze upewnij się, że butle są zabezpieczone i używane tylko wewnątrz okapu wyciągowego po ustanowieniu systemu monitorowania gazów toksycznych.

microalgae-cultivation-biomass-quantification-bench-scale

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Spaliny z elektrowni są tanim źródłem CO2 dla wzrostu glonów. Zbudowaliśmy prototypowe systemy "od gazów spalinowych do hodowli glonów" i opisaliśmy, jak zwiększyć skalę procesu hodowli glonów. Wykazaliśmy zastosowanie modelu bioreakcji z przeniesieniem masy do symulacji i zaprojektowania optymalnej pracy gazów spalinowych do wzrostu Chlorella sp. w fotobioreaktorach glonów.

Optymalizacja ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroalg w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowych

Integracja hodowli mikroalg z przemysłowymi gazami spalinowymi ostatecznie wprowadzi metale ciężkie i inne związki nieorganiczne do podłoża wzrostowego. W pracy przedstawiono procedurę zastosowaną do określenia końcowego losu i wpływu metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych na wzrost Nannochloropsis salina hodowanych w fotobioreaktorach.

Kwantyfikacja metali ciężkich i innych zanieczyszczeń nieorganicznych na produktywność mikroglonów

Ten artykuł opisuje proces montażu i działania laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego, który może być użyty, w połączeniu z innymi metodami, do oszacowania odpowiednich parametrów wzrostu kinetycznego. System ten stale monitoruje pH, światło i temperaturę za pomocą czujników, jednostki akwizycji i sterowania danymi oraz oprogramowania do akwizycji danych typu open source.

Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego

Tutaj prezentujemy protokół budowy fotobioreaktorów z bąbelkowymi kolumnami na skalę laboratoryjną i wykorzystania ich do hodowli mikroalg. Dostarcza również metody określania tempa wzrostu kultury i neutralnej zawartości lipidów.

Hodowla zielonych mikroalg w fotobioreaktorach z kolumnami bąbelkowymi i test na obecność obojętnych lipidów

Opisano protokół wykorzystania dwutlenku węgla z gazów spalinowych elektrowni na gaz ziemny do hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych. Wtryskiwanie spalin jest kontrolowane za pomocą czujnika pH, a wzrost mikroalg jest monitorowany za pomocą pomiarów gęstości optycznej w czasie rzeczywistym.

Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

Ta publikacja opisuje projekt laboratoryjnych fotobioreaktorów (PBR) z konfigurowalnymi reżimami oświetlenia. Wzrost sinic lub mikroalg, wykorzystujących wodorowęglan jako źródło węgla, jest stale monitorowany poprzez pomiar objętościowej produkcji tlenu. Te PBR ułatwiają szybkie, powtarzalne porównania wzrostu laboratoryjnego przy niewielkiej interwencji użytkownika podczas eksperymentów.

Obsługa fotobioreaktorów laboratoryjnych z pomiarami wzrostu online i konfigurowalnymi reżimami oświetlenia

Zanieczyszczenie powietrza wpływa na jakość życia wszystkich organizmów. W tym miejscu opisujemy zastosowanie biotechnologii mikroalg do oczyszczania biogazu (jednoczesne usuwanie dwutlenku węgla i siarkowodoru) oraz produkcji biometanu poprzez półprzemysłowe otwarte stawy glonów o wysokiej szybkości, a następnie analizę skuteczności oczyszczania, pH, rozpuszczonego tlenu i wzrostu mikroalg.

Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości

Opisano metodę oznaczania zawartości i składu kwasów tłuszczowych w mikroalgach na podstawie mechanicznego rozbijania komórek, ekstrakcji lipidów na bazie rozpuszczalnika, transestryfikacji oraz kwantyfikacji i identyfikacji kwasów tłuszczowych za pomocą chromatografii gazowej. Wewnętrzny wzorzec tripentadekaniny służy do kompensacji ewentualnych strat podczas ekstrakcji i niepełnej transestryfikacji.

Analiza zawartości i składu kwasów tłuszczowych w mikroalgach

Struktura ściany komórkowej roślin i cechy chemiczne są oceniane w celu zidentyfikowania idealnych surowców do produkcji biopaliw i biomateriałów. Standardowe metody mają ograniczenia, gdy są stosowane do dużych zestawów danych. Te wysokoprzepustowe metody obróbki wstępnej, scukrzania enzymatycznego i pirolizy ze spektrometrią mas wiązki molekularnej porównują dużą liczbę próbek biomasy przy skróconym czasie i kosztach eksperymentu.

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe zmian oporności biomasy lignocelulozowej: lignina całkowita, monomery ligniny i enzymatyczne uwalnianie cukru

Przedstawiono szczegółowe metody produkcji biodiesla wraz z koizolacją alkenonów jako cennych produktów ubocznych z komercyjnych mikroalg Isochrysis.

Protokół eksperymentalny produkcji biodiesla z izolacją alkenonów jako produktów ubocznych z komercyjnej biomasy glonów Isochrysis

Naucz się uprawy mikroalg w fotobioreaktorze z korozyjnymi gazami spalinowymi. Poznaj bezpieczne metody pobierania próbek i kwantyfikacji biomasy Scenedesmus obliquus w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych.

Uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi

Przeglądaj więcej filmów