Name: Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Aprenda a técnica de cateterismo femoral arterial e venoso crônico em ratos para medição de pressão arterial, coleta de sangue e administração de fármacos em animais conscientes e livres.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores gostariam de agradecer o Dr. Andrew King, PhD e Katrina King for a contribuição das ilustrações. NIH concede: R00HL087927.

1. Antes de iniciar Procedimento Cirúrgico Nota: Antes de começar qualquer procedimento animais garantir que você tenha obtido a permissão apropriada através da sua instituição / organização. Tal como acontece com todas as cirurgias de sobrevivência, certifique-se que a cirurgia é realizada sob condições estéreis ea medicação para a dor e antibióticos apropriados necessários são usados ​​para um bom resultado. <ol><li> Antes de iniciar o procedimento de cateterismo avaliar os cateteres por rubor-los com soro fisiológico estéril para assegurar que são patentes. </li><li> Anestesiar o rato. </li><li> Prepare o rato para o procedimento cirúrgico. <ol class="lalpha"><li> Raspar os pêlos das regiões cirúrgicos, que incluem a parte de trás do pescoço (entre as omoplatas) e na região da perna interior. </li><li> Betadine e usando um matagal etanol 70%, respectivamente, esfrega as regiões raspada cirúrgica começando no centro e fazer uma varredura para fora circular. Repetir3 vezes para cada região, terminando com uma limpeza final com etanol 70%. </li><li> Colocar o animal em uma superfície estéril e drape lugar estéril sobre áreas cirúrgicas. (O uso de Press-n-Seal é um draping ideal cirúrgico permitindo que o investigador para monitorar o animal durante todo o procedimento.) </li></ol></li><li> Garantir que todos os instrumentos cirúrgicos para o procedimento cirúrgico ter sido esterilizados. </li></ol> 2. Preparação de áreas cirúrgicas para colocação do cateter <ol><li> Com o rato, que prona (em seu estômago), fazer cerca de uma polegada e meia (12 mm) incisão horizontal na parte de trás do pescoço ao nível das escápulas com tesoura ou um bisturi, então blunt dissecar um subcutânea "de bolso" em parte de trás aproximadamente o tamanho de um quarto. Este será utilizado como uma área para colocar uma pequena quantidade de tubulação que irá compensar o crescimento dos animais e / ou movimento, ou seja, para que o cateter não é puxado e, portanto, sobre removido da artéria era lugard polegadas (Alternativamente, esta etapa pode ser realizada imediatamente antes do túnel do cateter.) </li><li> Coloque o rato sobre suas costas (decúbito dorsal) e fazer uma incisão na região inguinal [aproximada ½ incisão (12 mm) polegadas ao longo do ângulo natural da perna. </li><li> Blunt dissecar para separar o tecido conjuntivo (Figura 1) (pode usar blunt-ponta tesoura, hemostats, cotonetes, etc) (em geral, mantendo o blunt tesouras com ponta e / ou cotonetes em um ângulo de 45 graus o que garante a fácil localização da região de interesse) até a artéria ea veia femoral estão expostos. <ol class="lalpha"><li> A veia é vermelho escuro na cor e na artéria é mais clara e mais brilhante do que a veia. O nervo que corre ao longo da artéria é esbranquiçada no tom. </li></ol></li><li> Blunt dissecar na região das pernas para fazer uma pequena região aberta abaixo da pele (bolso ou seja, aproximadamente o tamanho de um quarto) ao longo do interior da perna para a colocação de uma pequena seção do cateterismor (mais uma vez de levar em conta o movimento de animais e de crescimento do animal, se a colocação crônica). </li><li> Coloque os afastadores na área da incisão para que você possa ver a plena artéria e veia. </li><li> Usando uma pinça de ponta fina suavemente separar o nervo (de cor esbranquiçada), que é ao longo da artéria femoral longe da artéria e veia. (Figura 2) Tenha cuidado para não cortar ou danificar o nervo. </li><li> Separado da artéria e veia como uma unidade, tentando expor um comprimento de cerca de ¼ polegada seção (mm 5-7) da artéria / veia. </li><li> Repita o processo em separar a veia da artéria. Mantenha seus instrumentos cirúrgicos (pinça ponta fina ie) perpendicular aos vasos e separar os vasos em paralelo. Isso ajuda a evitar rasgar, picar ou danificar os vasos. Ao colocar a pinça de ponta fina suavemente entre a artéria e veia por baixo e, lentamente, abrindo a pinça e repetir isso, você irá lentamente separam os navios. Nota: se você fizer lágrima ou observar algunssangramento use um cotonete estéril e / ou 2 x 2 gaze e uma pressão sobre a área até que o sangramento parou, em seguida, continuar com a cirurgia. </li></ol> 3. Tunelização do cateter <ol><li> Salina estéril embebido lugar 2 x 2 gaze sobre a incisão e virar o animal ao seu estômago. </li><li> Coloque o Rochester Pean fórceps (uma pinça longa reta) na incisão na parte de trás que foi feito anteriormente e orientar a fórceps por via subcutânea nas costas ao nível dos quadris [assegurar as pontas dos hemostats são apontados para cima, não (para a coluna ) para evitar ferir a medula espinhal]. Aproximadamente na região do quadril por sua vez a ponta hemostat para a incisão que foi feita na região da perna e empurre a ponta da hemostats fora da incisão perna preparado. </li><li> Gentilmente segure o fim dos cateteres (não o final, que será inserido na artéria / veia) com a pinça e puxe os cateteres através da cavidade que foi feitoe, finalmente, a incisão no pescoço. </li><li> Coloque a seringa agulha apropriada ponta embotada preenchido com Heparina 20 U / ml / salina na extremidade dos cateteres respectivos e preencher os cateteres (garantir que não há bolhas de ar) com o heparinizado / salina. Mais uma vez verificar que os cateteres são patentes e nenhum dano chegou à cateteres. Deixe as seringas anexado ao final das linhas de cateter para garantir que nenhum ar é capaz de entrar em linhas de cateter e transformar o rato sobre suas costas, mais uma vez. </li></ol> 4. Inserindo os cateteres na veia femoral e da artéria (Figura 3) <ol><li> Coloque um pedaço dobrado de 4,0 estéril seda / thread sob a veia femoral e depois cortar a seda no final dobrado. Haverá agora dois pedaços de seda sob a veia. Ou, em alternativa, coloque 2 peças de 4,0 seda sob a veia individualmente. </li><li> Separar os de seda que você colocou sob a veia, uma peça para a perna (extremidade distal) eo outro para o corpo. Tou seja, uma ligadura frouxa no lado mais próximo ao corpo, em seguida, usando hemostats pequenos, segure e puxe a seda ensinou, mas não apertar o nó. Puxe o outro pedaço de seda, tanto quanto possível para a perna (extremidade distal) e amarrar este com um nó triplo, segure a seda com hemostats pequenos e puxe ensinado. Este método permitirá que a veia se encher de sangue, tornando mais fácil para fazer a incisão que é exigido para a inserção do cateter (passo 4). </li><li> Colocar 1-2 gotas de lidocaína para a veia. </li><li> Usando o Vanna micro-dissecar tesoura, faça uma pequena incisão na veia, aproximadamente ¼ através de e em um ângulo de 45 graus. </li><li> Coloque uma pinça de ponta fina (45 fórceps) na incisão e usando um par de fórceps; cuidado alimentar no cateter da veia. Abra cuidadosamente a forceps que são colocados na veia, pois isso permitirá ao pesquisador posicionar o cateter venoso sob a fórceps e na veia. </li><li> Quando o cateter está totalmente inserido (adex. Centímetros 6-7) (ao fazer o cateter uma marca é colocado no cateter para ajudar o cirurgião na identificação quando o cateter está totalmente inserido) (isto coloca o cateter venoso em veia cava abdominal), aperte a ligadura da veia anterior em torno de e cateter, dando um nó triplo (garantir que não é a oclusão da veia). Use o fio de seda perto da perna (ligadura posterior) para novamente garantir o cateter (nó triplo) e assegurar a colocação. Lentamente, chamar de volta a seringa até que haja um pouco de sangue visível no cateter, que ajuda a garantir que os nós de sutura não estão muito apertadas e que o cateter é funcional. Após a verificação, o êmbolo até que o sangue não é mais visível no cateter. Nota: é possível inserir dois cateteres na veia femoral, se necessário. </li><li> Repita os passos 9-13 para colocar um cateter na artéria femoral com as seguintes exceções: <ol class="lalpha"><li> Amarrar o mais próximo de seda para a perna (posterior) com um nó triplo e puxe taught antes de amarrar a ligadura soltos perto do corpo (anterior) antes de fazer a incisão para a colocação do cateter. Isto permitirá que a artéria se encha de sangue tornando-o mais fácil de cortar. Garantir a sutura proximal é puxado ensinou a oclusão da artéria antes de cortar a artéria. Isso irá evitar a perda de sangue quando o corte é feito. </li><li> Inserção do cateter arterial aproximadamente 5 cm da artéria femoral (que coloca o cateter na aorta abdominal). </li><li> Ao fixar o cateter com a sutura, certifique-se a sutura não é muito apertado e oclusão do cateter. </li></ol></li></ol> 5. Cirúrgica Encerramento <ol><li> Faça um centavo para fazer um loop tamanho trimestre em cateteres e coloque no interior da perna (o loop deve caber na área, que foi contundente dissecados anterior). Depois de colocar dois cateteres, prenda-os com 1-2 pontos de sutura cirúrgica 5,0 na camada muscular. </li><li> Fechar a incisão com 4,0 Ethilon com os não-contínua sutures. </li><li> Vire o rato em seu estômago e fazer outro ciclo no cateteres sobre o tamanho do quarto e colocar no bolso dissecados nas costas. Fechar a incisão com sutura. </li><li> Usando uma gota de vetbond, segura os cateteres nas costas. </li><li> Prenda o cateter próximo à incisão de volta com hemostats acolchoadas e remover as seringas a partir das extremidades. </li><li> Fit o rato com uma jaqueta tether tipo, boné dos cateteres (para manter o bloqueio de heparina), e remover o hemostats acolchoada. </li></ol> - Para manutenção a longo prazo substituir solução salina com cateter 20 heparina U / ml / salina. 6. Manutenção do cateter (luvas estéreis deve ser usado durante o procedimento) <ol><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. </li><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Coloque uma seringa sem corte com solução de bloqueio para o cateter. </li><li> Liberação do fórceps. </li><li> Preencher o cateter com a solução de bloqueio (volume é pré-determined-tipicamente 0,3 ml). </li><li> Prenda o cateter ao liberar para evitar qualquer refluxo de sangue para a ponta do cateter e retire a seringa. </li><li> Recoloque o plugue do cateter. </li><li> Unclamp a pinça e empurre o plug-in um pouco de sangue para garantir que não está na ponta do cateter. </li></ol> 7. Amostragem de sangue (luvas estéreis deve ser usado durante o procedimento) Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. <ol><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Retire lentamente solução de bloqueio usando uma seringa sem corte e descarte. </li><li> Anexar seringa de amostragem para o cateter e, lentamente, retirar a amostra. </li><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada e coloque uma seringa com solução de bloqueio para o cateter e re-encher o cateter com a solução de bloqueio. </li><li> Prenda o cateter enquanto re-encher o cateter com a solução. </li><li> Re-insira a ficha do cateter. </li><li> Remova a pinça almofadada e empurre t ele ligar um pouco mais. </li></ol> 8. Infusão de drogas <ol><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. </li><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Retire lentamente solução de bloqueio usando uma seringa sem corte e descarte. </li><li> Anexar seringa cheia de drogas para o cateter e infundir a substância no animal. <ul><li> pode-se usar uma torneira de 3 vias, bem como um intermediário se múltiplas injeções são necessárias, exigindo assim menos fluido de infusão para o animal. </li><li> um também pode anexar uma bomba de seringa de infusão constante com um filtro estéril para infusão contínua. </li></ul></li><li> Braçadeira com uma pinça almofadada e coloque uma seringa com solução de bloqueio para o cateter e re-encher o cateter com a solução de bloqueio. </li><li> Prenda o cateter enquanto re-encher o cateter com a solução. </li><li> Re-insira a ficha do cateter. </li><li> Remova a pinça almofadada e empurre o plug-in um pouco mais. </li></ol>e "Pressão&gt; 9. Sangue e amostragem de frequência cardíaca <ol><li> Prenda o cateter arterial com uma pinça almofadada e retire o plugue do cateter. </li><li> Anexar a linha arterial para o transdutor de pressão. </li><li> Siga as instruções do fabricante para usar o software para a coleta de pressão arterial. </li><li> Na conclusão do período de monitoramento da pressão arterial, usando uma pinça almofadada braçadeira do cateter e desconectar-se do transdutor. </li><li> Lave o cateter com a solução de bloqueio e substituir a ficha cateter como descrito acima. </li></ol> 10. Resultados representante A medida da pressão arterial representante foi retirado de um animal consciente movimentando-se livremente e é apresentado na Figura 4. Fenilefrina (3 ug / kg, iv), um agonista dos receptores alfa 1 adrenérgicos, foi administrado para a linha de veia femoral para aumentar a pressão arterial e, simultaneamente, medir a pressão arterial a partir da linha femoral arterial. Fentolamina (4 mg / kg, iv),um antagonista alfa-adrenérgico não seletivo, foi então administrado para reduzir a pressão arterial. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Dissecção do tecido. Com o rato em suas costas, você terá feito cerca de uma polegada e meia (12 mm) incisão sobre o ângulo da perna e usando uma tesoura sem corte ou sem corte hemostats você vai dissecar o tecido conjuntivo para expor a artéria ea veia femoral. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Separação da artéria femoral e da veia do tecido conjuntivo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Colocação do cateter. Vanna usando micro-tesouras de dissecação lugar de uma pequena incisão de aproximadamente ¼ do caminho o navio em um ângulo de 45 graus (em cima) e coloque uma pinça de ponta fina em diaincisão e e usando um par de pinças de alimentação do cateter dentro do vaso (meio). Por último, após a conclusão da colocação do cateter de sutura do cateter no lugar (abaixo). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Medir a pressão Representante de sangue retiradas de um animal consciente movimentando-se livremente.

<ol><li>Tabata, Y., Chang, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+vascular+access+for+extracorporeal+circulation+in+conscious+rats%3A+a+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Artif.+Organs%22%5BJournal%5D)">Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique.</a> Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).</li>
<li>Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantable+device+for+drug+delivery+and+blood+sampling+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).</li>
<li>Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+long-term+venous+cannulation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A technique for long-term venous cannulation in rats.</a> J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).</li>
<li>Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+obtaining+repeated+venous+blood+samples+from+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat.</a> J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).</li>
<li>Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+arterial+and+venous+access+in+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat.</a> Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).</li>
<li>Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+vascular+access+and+collection+of+body+fluids+from+the+laboratory+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharm.+Sci%22%5BJournal%5D)">Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat.</a> J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).</li>
<li>Rigalli, A., E, D. L. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRigalli%2C+A+%22Experimental+surgical+models+in+the+laboratory+rat%22">Experimental surgical models in the laboratory rat</a>. , CRC Press. New York. (2009).</li>
<li>Waynforth, H. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWaynforth%2C+HB+%22F.P.A.+Experimental+and+surgical+tehcnique+in+the+rat%22">F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat</a>. , Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).</li>
<li>Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+vascular+catheterization+in+the+rat%3A+comparison+of+three+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques.</a> Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).</li>
<li>Staub, J. F., Coutris, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+multiple%2C+high-rate+blood+samplings+via+an+external+cannula+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats.</a> J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).</li>
<li>Steffens, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+frequent+sampling+of+blood+and+continuous+infusion+of+fluids+in+the+rat+without+disturbing+the+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Behav%22%5BJournal%5D)">A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal.</a> Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).</li>
<li>Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jugular+vein+catheterization+for+repeated+blood+sampling+in+the+unrestrained+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Brain.+Res.+Brain.+Res.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat.</a> Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).</li>
<li>Vahl, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+ACTH+and+corticosterone+sampling+methods+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).</li>
<li>Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+adrenaline%2C+noradrenaline+and+dopamine+in+man+and+different+animal+species%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species.</a> J. Physiol. 276, 311-320 (1978).</li>
<li>Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+housing+and+chronic+cannulation+on+plasma+ACTH+and+corticosterone+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat.</a> Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).</li>
<li>Ling, S., Jamali, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+cannulation+surgery+and+restraint+stress+on+the+plasma+corticosterone+concentration+in+the+rat%3A+application+of+an+improved+corticosterone+HPLC+assay%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharm.+Pharm.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay.</a> J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).</li>
<li>Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+blood+pressure+measurement+in+rats+with+aortic+baroreceptor+deafferentation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation.</a> Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).</li>
<li>Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+and+indirect+methods+used+to+study+arterial+blood+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure.</a> J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).</li>
<li>Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+blood+pressure+during+long-term+ouabain+infusion+in+Long-Evans+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Hypertens%22%5BJournal%5D)">Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats.</a> Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).</li>
<li>Bunag, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facts+and+fallacies+about+measuring+blood+pressure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Hypertens.+A%22%5BJournal%5D)">Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats.</a> Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).</li>
</ol>

Produção e acesso gratuito deste vídeo-artigo é patrocinado pela ADInstruments.

Arterial e cateterização da veia têm sido historicamente usado para forma aguda e crônica monitor de pressão arterial amostra de sangue, e fornecer substâncias no modelo experimental de ratos animais 1-4. Uma grande vantagem destes instrumentações cirúrgico é que ele permite que os procedimentos de monitoramento, incluindo, o sangue a administração da droga de amostragem e monitorização da pressão arterial, a ser realizado com perturbações mínimas e / ou estresse para o animal 1. Numerosos investigadores escreveram protocolos e têm metodologias específicas pelas quais seu laboratório realiza o procedimento cirúrgico 5-8. O vídeo e ilustrações demonstrar o que o nosso laboratório tem encontrado para ser bem sucedido no que diz respeito ao arterial femoral e procedimento de cateterização venosa. Ratos são comumente usados ​​em laboratório para uma multidão de estudos científicos, devido ao seu pequeno tamanho e comodidade no manuseio. Há vários locais onde uma crônicacateter pode ser colocado dentro de um animal, incluindo a veia jugular, aorta abdominal, artéria carótida e da artéria femoral, para citar alguns. A localização rat femoral para os resultados do cateterismo crônica em aumento do tempo de permeabilidade do cateter e teve a recuperação mais rápida do pré-cirúrgica peso do animal em comparação com outros locais cateter 9. Numerosos investigadores têm usado cateteres para coleta de sangue aguda e crónica 1-5,11-13. Em muitos estudos de sangue são necessários vários empates de um animal e canulação externo / cateterismo é uma metodologia que é vantajoso devido à sua natureza não-traumática, além disso ele pode ser feito enquanto o animal estiver consciente, portanto, não está limitado pelos efeitos de anestésicos e também o animal pode ser livremente mover 1,10. O melhor método pelo qual a obter amostras de sangue e para medir os hormônios do estresse em roedores tem sido debatido por muito tempo 6,13. Com relação à farmacocinética studies, o cateterismo do animal permite a pesquisa de amostragem de sangue repetidas com restrição mínima ao utilizar um sistema de cateter implantado cronicamente. Além disso, estudos têm demonstrado redução da concentração basal de adrenalina, noradrenalina e dopamina no plasma de ratos movimentando-se livremente (cateter jugular) em comparação com animais que foram tratados (30 segundos) e ou restringido (5 minutos) 14. Um método adicional pelo qual a discernir aumentos do estresse é através da medição dos níveis plasmáticos de corticosterona. Anteriormente, foi sugerido que, mesmo após 3-4 dias de tempo de recuperação cirúrgica que os níveis plasmáticos de corticosterona foram elevadas no rato crônica canulados 15. No entanto, as recentes melhorias na metodologia determinaram que não há diferenças nos níveis plasmáticos de corticosterona base nos ratos veia jugular canulada em comparação com ratos não canulados 16. Além disso, HPLC metodologia para análise de corticosterona também revelou que corticóidesuma níveis são elevados por estresse restrição, no entanto, estável após cateterismo jugular 16. Um uso adicional de cateterismo crônica é a medição da pressão arterial e freqüência cardíaca em roedores. Há várias metodologias que são utilizadas para medir a pressão arterial e frequência cardíaca em ratos, que incluem a não-invasivo metodologias tail cuff, os procedimentos de radiotelemetria e direta algaliação. Cada método tem suas vantagens e desvantagens, que são descritos em detalhes em outras publicações. Habitação cheias de líquido cateteres podem ser implantados em múltiplas artérias dentro do rato. A artéria femoral é apenas uma artéria que pode ser utilizado para esta medida. Para as medidas da pressão arterial / freqüência cardíaca, a extremidade distal do cateter é conectado a um transdutor de pressão calibrada. O cateter pode ser abrigado em uma mola de proteção que está ligado a um suporte giratório para permitir a livre circulação do animal, ou ligado a uma Surgi botãocamente implantado para o animal. Algaliação têm a vantagem de minimizar o estresse de longo prazo sobre o animal 17,18. Além disso, os materiais são baratos, a calibração é fácil para medidas de pressão e contínua medidas a longo prazo podem ser obtidos em condições de estresse relativamente baixa por semanas numerosas 19. Seríamos negligentes se não mencionar que existem desvantagens para esta técnica, inclusive, é uma técnica cirúrgica invasiva, a manutenção do cateter é necessária para manter a permeabilidade danos, à artéria devido à implantação do cateter ea potencial de infecção para citar alguns. Para as medidas de gravações crônica da pressão arterial direta de cronicamente implantados cateteres arteriais são mais tecnicamente desafiador, mas são mais precisos e pode ser feito continuamente, sem perturbar o animal. Cauda-manguito medições são menos precisos, porém eles não necessitam de cirurgia e também pode ser repetidaed. Cauda-manguito metodologias exigem manipulação, além de aquecimento do animal para dilatar os vasos da cauda para facilitar a detecção do pulso 20. Manuseio e estresse por calor adicionado pode afetar medidas de pressão arterial, portanto, não prevê medidas verdadeiramente precisa. Além disso, o não-direta método cauda-manguito não permite coleta de sangue fácil simultânea ou administração da droga. Um método adicional pelo qual medida direta pode ser alcançado é utilizando a metodologia de telemetria. Telemetria permite gravações de alta qualidade da pressão arterial (e outras medidas) continuamente por longos períodos de tempo no consciente animais movimentando-se livremente sem restrições ou anestésicos 18. No entanto, dispositivos de telemetria, enquanto ideal são muito dispendiosos. Quando comparado com a telemetria, os benefícios do cateterismo são: diminuição da &quot;setup&quot; e os custos operacionais, a capacidade de facilmente administrar drogas e facilmente tirar amostras de sangue em animais conscientes movimentando-se livremente. O administradoion de drogas e substâncias, e obtenção de amostras de sangue do animal de pesquisa pode ser feito enquanto minimamente perturbar o animal, minimizando o estresse para o animal e permitindo uma medida mais exata.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Tipo </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Cateter arterial </td><td> Consumível </td><td> SAI Infusion </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Cateter Venoso </td><td> Consumível </td><td> Commodities Scientific, Inc. </td><td> BB518-20 &amp; BB31785-V / 2 </td></tr><tr><td> 27g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Equipamento </td><td> Integrada Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Equipamento </td><td> Integrada Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 / &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Quad Ponte</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7,2</a> </td><td> Software </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">BP Transdutor com torneira &amp; Cable</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Swivel Canal único </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Balanço do Eixo-Counter única Swivel Mount </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Covance Harness Infusion </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Tabela Unidade de Anestesia Top isoflurano </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Máscara de Anestesia de roedores </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Câmara de Indução de roedores </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RIC-01 </td></tr><tr><td> Canister anestesia Gás Filtro </td><td> Equipamento </td><td> Protech Internacionalal, Inc. </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Tabletop capela de fluxo laminar </td><td> Equipamento </td><td> Sentry Air Systems, Inc. </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster A5 Ouro </td><td> Equipamento </td><td> Oster Professional Products </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> Luz de fibra óptica com Guia Gooseneck dupla </td><td> Equipamento </td><td> LW Scientific, Inc. </td><td> ILL-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> Deltaphase Pad isotérmico </td><td> Equipamento </td><td> Braintree Scientific </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Com ponta de algodão Aplicadores </td><td> Consumível </td><td> Solon Manufacturing Company </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Esponjas de gaze 2 &quot;x2&quot; </td><td> Consumível </td><td> Rança Kendall </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> Náilon 5-0 </td><td> Consumível </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> Sutura de seda 4-0 </td><td> Consumível </td><td> DekNatel </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Adesivo tecido </td><td> Consumível </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Splinter &amp; Fixação Pinças </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Tissue Forceps estudante </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Pinça / Bracken Pinça </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Extra Fine Pinça Graefe </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Olsen-Hegar Porta Agulha </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Estudante de pinça hemostática Halsted-Mosquito </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean Forçap </td><td> Equipamento </td><td> Biomedical Research Instruments, Inc. </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Tesoura Cirúrgica estudante </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Pinça Dumont </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro Tesoura Dissecting </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Tesoura estrabismo </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hemostat Hartman </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Tesoura de tecido </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Retrator </td><td> Equipamento </td><td> Custom Made </td><td></td></tr></tbody></table>

cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, drug administration e pressão arterial consciente e medidas de freqüência cardíaca

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Em vários campos de estudo, o acesso ao sistema circulatório em estudos de laboratório é necessário. Estudos farmacológicos em ratos usando cateteres implantados cronicamente permitir uma pesquisadora para efetivamente administrar substâncias e humanamente, realizar coleta de sangue repetidas e auxilia na consciência medições diretas da pressão arterial e freqüência cardíaca. Uma vez que o cateter é implantado de amostragem a longo prazo é possível. Vida e permeabilidade do cateter depende de múltiplos factores, incluindo a solução de bloqueio utilizado, o esquema de lavagem e material do cateter. Este vídeo vai demonstrar a metodologia da artéria femoral e cateterização venosa do rato. Além disso, o vídeo vai demonstrar o uso do cateter venoso femoral e arterial para coleta de sangue, administração de drogas e uso do cateter arterial em tomar medidas de pressão arterial e frequência cardíaca em ratos conscientes livremente em movimento. A corda e aproveitar ligado a um sistema giratório vai permitir que o animal a ser houtilizados e têm amostras colhidas pelo pesquisador com o mínimo de interrupção para o animal. Para manter a permeabilidade do cateter, manutenção diária cuidadosa do cateter é necessário utilizando solução de bloqueio (100 U / ml solução salina heparinizada), máquina de terra sem corte agulhas de seringa ponta ea utilização de filtros de seringa para minimizar a contaminação potencial. Com o cuidado de assepsia técnicas cirúrgicas, materiais de cateteres e técnicas adequadas de manutenção cuidadosa do cateter, é possível sustentar cateteres de patentes e os animais saudáveis ​​por longos períodos de tempo (várias semanas).

Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

Em múltiplos campos de estudo, o acesso ao sistema circulatório em estudos laboratoriais é necessário. Estudos farmacológicos em ratos utilizando...

O objetivo geral deste procedimento é ilustrar a metodologia para cateterização da artéria e veia femorais para usos crônicos e agudos. Isso é realizado primeiramente preparando um bolsão na perna para acomodar o cateter. O segundo passo é isolar a artéria e a veia femorais e prepará-las para a colocação do cateter.O terceiro passo é inserir e fixar os cateteres dentro da veia e artéria femorais. O passo final é o fechamento cirúrgico, incluindo a fixação dos cateteres para evitar seu deslocamento durante o movimento ou o crescimento do animal. O fechamento das incisões e a colocação do animal no colete do tipo guia devem ser realizados com técnicas cirúrgicas assépticas cuidadosas, além de posicionamento e manutenção adequados dos cateteres.É possível manter cateteres crônicos pérvios para futuras coletas de sangue, administração de medicamentos ou medidas de pressão arterial e frequência cardíaca. A demonstração visual deste método é essencial. As ilustrações e protocolos textuais atualmente disponíveis carecem em grande parte da representação visual detalhada necessária para a implementação deste método.O procedimento será demonstrado pela Dra. Carrie Northcott. Após anestesiar, depilar e antisseptizar o animal experimental, coloque um campo estéril sobre as áreas cirúrgicas. Em seguida, inicie o procedimento fazendo uma incisão horizontal de aproximadamente um a um centímetro e meio na parte posterior do pescoço da rata, ao nível das escápulas, utilizando uma tesoura de ponta romba. Disseque um bolsão subcutâneo com aproximadamente o tamanho de uma moeda de vinte e cinco centavos nas costas do animal.Cubra a incisão com um pedaço estéril de gaze embebido em soro fisiológico. Em seguida, após posicionar o rato em decúbito dorsal, faça uma incisão de aproximadamente um a um centímetro e meio ao longo do ângulo da perna traseira. Agora, segurando a tesoura de ponta romba em um ângulo de 45 graus, dissecar dentro da incisão para separar o tecido conjuntivo até expor a artéria e a veia femorais.Após dissecar com dissecação romba outra pequena bolsa do tamanho de um quarto abaixo da pele, desta vez ao longo da face interna da perna, posicione os afastadores na área da incisão para que a artéria e a veia possam ser visualizadas completamente. Em seguida, utilizando pinças de ponta fina, separe cuidadosamente o nervo que acompanha a artéria femoral, afastando-o da artéria e da veia, tomando cuidado para não danificar o nervo. A seguir, separe a artéria e a veia como uma unidade, expondo um segmento de cerca de meio a um centímetro de comprimento de ambos os vasos.Agora, mantendo a pinça perpendicular aos vasos, separe os vasos em paralelo para evitar danificá-los. Para começar, umedeça um curativo de gaze 5x5 cm com soro fisiológico estéril. Em seguida, após colocar a gaze sobre as incisões, vire a rata de bruços, garantindo que a extremidade superior dos hemostatos esteja voltada para cima, ou seja, para longe da coluna vertebral.Insira uma pinça cirúrgica longa e reta de Rochester. Com quatro passos, introduza-a no corte na parte posterior do animal e conduza-a subcutaneamente ao longo das costas até o nível dos quadris, aproximadamente na região do quadril. Gire a pinça em direção ao corte e empurre a ponta da pinça para fora do corte previamente preparado na perna.Em seguida, segure suavemente as extremidades dos cateteres opostas às extremidades que serão inseridas, utilizando a pinça. Puxe cuidadosamente os cateteres através das costas e para fora pelo pescoço. Incisão. Encha seringas com agulhas rombudas com solução salina heparinizada a 20 unidades por mililitro e, em seguida, coloque-as nas extremidades dos cateteres, tomando cuidado para garantir que não haja bolhas de ar, preencha os cateteres e verifique se os cateteres estão pérvios.Finalmente, deixando as seringas presas às extremidades dos tubos, vire o rato de costas. Mais uma vez, coloque inicialmente um pedaço dobrado de seda estéril 4-0 sob a veia femoral e, em seguida, corte a seda na extremidade dobrada, deixando dois pedaços de seda sob a veia.Em seguida, separe as duas partes da seda puxando uma delas distalmente em direção à pata do animal e a outra proximalmente em direção ao corpo. Com o fio cirúrgico no lado proximal, mais próximo ao corpo, dê um laço solto. Não aperte completamente.Agora segure a seda no nó com hemostatos pequenos, puxando-a com firmeza sem apertar o nó. Puxe o outro pedaço da seda o mais possível em direção à pata, a fim de obter um bom comprimento do vaso com o qual trabalhar. Usando pinça.Amarrar este ponto com um nó triplo. Ocluindo o vaso. Colocar uma a duas gotas de lidocaína sobre a veia utilizando a pinça microcirúrgica van.Realize uma pequena incisão em um ângulo de 45 graus e aproximadamente um terço a um quarto do caminho através da veia. Em seguida, use uma pinça para segurar cuidadosamente o cateter venoso. A seguir, posicione a ponta fina de uma pinça em ângulo de 45 graus dentro da incisão.Abra suavemente a pinça em ângulo de 45 graus dentro da veia e, em seguida, coloque cuidadosamente o cateter venoso sob a pinça e insira o cateter na veia. Após a introdução do cateter no vaso, certifique-se de segurá-lo sempre com um par de pinças até que esteja fixo no animal, caso contrário é provável que o cateter saia ao se alcançar a ligadura. Afrouxe o nó ajustando os hemostatos para que o fio de seda não fique mais esticado e o cateter possa ser totalmente inserido.Quando o cateter estiver totalmente inserido, aperte a ligadura proximal ao redor da veia no cateter, fazendo um nó triplo com o fio de seda próximo à perna. Para uma ligadura distal, amarre o fio de seda ao redor do cateter. Em seguida, puxe lentamente a seringa até que uma pequena quantidade de sangue seja visível no cateter, para garantir que o nó não esteja muito apertado.Após verificar que o cateter está funcional, pressione o êmbolo até que o sangue não seja mais visível. E finalize amarrando um nó triplo na seda para garantir que o cateter não saia da veia. Em seguida, cateterize a artéria femoral de maneira semelhante.Coloque brevemente quatro pontos de seda sob a artéria. Em seguida, separe os dois pedaços de seda puxando um deles distalmente em direção à pata do animal e o outro proximalmente em direção ao corpo. Diferentemente do que ocorre com a veia, ao cateterizar a artéria primeiro, puxe o pedaço distal da seda em direção à pata e amarre este ponto.Com um nó triplo obstruindo o vaso devido ao fluxo sanguíneo proveniente do coração em direção à perna. Isso fará com que o vaso se dilate. Agora, com o pedaço proximal de seda restante, faça uma ligadura frouxa, segure a seda no nó com pequenos hemostatos, puxando-a firme sem apertar o nó.Em seguida, coloque uma a duas gotas de lidocaína sobre a artéria. Faça uma pequena incisão em um ângulo de 45 graus, aproximadamente um terço a um quarto da espessura da artéria, usando uma pinça para manter a luz aberta, e insira o cateter na artéria. Em seguida, usando a ligadura proximal, dê um nó triplo ao redor da artéria e do cateter.Em seguida, verifique o fluxo sanguíneo no cateter e amarre a ligadura distal como antes. Após confirmar que o cateter está funcional, pressione o êmbolo até que o sangue não seja mais visível e finalize com um nó triplo na seda. Para garantir que o cateter não saia, faça um laço do tamanho de uma moeda de dez ou vinte e cinco centavos nos cateteres e posicione-os na parte interna da perna.Após posicionar ambos os cateteres, fixe-os com um ou dois pontos de sutura cirúrgica 5-0 na camada muscular. Feche a incisão com suturas contínuas utilizando fio 4-0, e então, depois de virar a rata de bruços, faça outro laço nos cateteres com aproximadamente o tamanho de uma moeda e coloque-o no bolso dissecado nas costas do animal. Feche a incisão com pontos de sutura.Em seguida, usando uma gota de vet bond, fixe os cateteres nas costas. Prenda os cateteres próximo à incisão nas costas com hemostatos acolchoados e remova as seringas das extremidades. Por fim, coloque no rato uma jaqueta do tipo tether, passando os cateteres pela mola da jaqueta.Coloque as seringas novamente nos cateteres. Remova os hemostatos e aperte o jaqueta. Em seguida, recoloque os hemostatos e corte os cateteres.Agora tampe os cateteres para manter a trava de heparina e remova os hemostatos. Comece prendendo o cateter com pinça acolchoada. Em seguida, remova o cateter.Conecte uma agulha de ponta romba e coloque uma seringa de ponta romba com solução de bloqueio no cateter, desaperte a pinça, e então preencha o cateter com 0,3 mililitros da solução de bloqueio rec. Feche o cateter com a pinça e remova a seringa. Em seguida, substitua a tampa do cateter e desaperte a pinça.Por fim, empurre suavemente o êmbolo levemente para dentro, garantindo que não haja sangue na ponta do cateter. Após a recuperação cirúrgica, as medidas de pressão arterial podem ser obtidas no animal acordado e em movimento livre. O equipamento utilizado para essas medidas inclui o Power Lab, o Eight SP, o Quad Bridge e o transdutor de pressão arterial, conforme indicado pelas linhas tracejadas.Neste experimento, um agonista dos receptores alfa 1 adrenérgicos, fenil, rina e adrenérgico, foi administrado na linha venosa femoral. A pressão sanguínea do animal foi simultaneamente medida pela linha arterial femoral, e, como pode ser observado na figura, a pressão do pulso representada no gráfico superior e a pressão arterial média representada no gráfico inferior aumentaram imediatamente em resposta à droga. A frequência cardíaca, no entanto, diminuiu temporariamente e depois aumentou gradualmente até os níveis pré-droga após a administração da fenilefrina.Então, após a recuperação dos efeitos do agonista alfa-adrenérgico, a administração do antagonista alfa-adrenérgico não seletivo, fentolamina, indicada pela segunda linha tracejada, provocou uma diminuição da pressão sanguínea do animal. Mais uma vez, depois de dominada, esta técnica pode ser realizada em 20 a 30 minutos.

femoral-arterial-venous-catheterization-for-blood-sampling-drug

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Acessos vasculares para medir a hemodinâmica, fornecer fluidos e realizar amostras de sangue são importantes para qualquer estudo de modelo de pequenos animais. Apresentamos uma técnica de implante de cateteres na artéria carótida e na veia jugular comum em um rato anestesiado para conexão a um sistema para realização de monitoramento, infusões e amostragem.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

Aqui descrevemos um protocolo detalhado para medição invasiva dos parâmetros hemodinâmicos, incluindo pressão portal, fluxo sanguíneo esplâncnico e hemodinâmica sistêmica para caracterizar a síndrome de hipertensão portal em ratos.

Caracterização hemodinâmica invasiva da síndrome hipertensiva-Portal em ratos cirrose

Métodos para medir respostas cardiovasculares e simpáticas para manipulações do sistema nervoso central (SNC) são importantes para o avanço da neurociência. Este protocolo foi desenvolvido para auxiliar os cientistas com medição e quantificação agudas alterações na atividade do nervo simpático renal (RSNA) em ratos anestesiados (não-sobrevivência).

Quantificar alterações agudas na atividade do nervo simpático Renal em resposta a manipulações do sistema nervoso Central em ratos anestesiados

Aqui, descrevemos uma configuração para gravação simultânea do eletrocardiograma e pressão intra-arterial (BP) em ratos experimentais, que podem ser feitos com equipamento padrão em instalações de animais e podem ser aplicados a fisiológicos ou farmacológicos estudos para investigar os mecanismos de patogenicidade ou terapêuticos em medicina cardiovascular.

Gravação simultânea de eletrocardiografia e sangue invasiva pressão medida em ratos

O choque hemorrágico é uma complicação grave em pacientes gravemente feridos, o que leva à subalimentação de oxigênio com risco de vida. Nós apresentamos um método estandardizado para induzir o choque hemorrágico através da retirada do sangue nos porcos que é guiado pela hemodinâmica e pela oxigenação cerebral microcirculatória.

Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Aqui um protocolo para a amostragem contínua do sangue durante a imagem latente de PET/CT dos ratos para medir a função de entrada arterial (AIF) é descrito. O cateterismo, a calibração e a configuração do sistema e a análise dos dados da radioatividade sanguínea são demonstrados. Os dados gerados fornecem parâmetros de entrada para a modelagem Biocinética subsequente.

A amostragem contínua do sangue no tomography de emissão de Positron animal pequeno/tomography computado permite a medida da função de entrada arterial

A ressuscitação cardiopulmonar e a desfibrilação são as únicas opções terapêuticas eficazes durante a parada cardíaca causada pela fibrilação ventricular. Esse modelo apresenta um regime padronizado para induzir, avaliar e tratar esse estado fisiológico em um modelo suíno, proporcionando assim uma abordagem clínica com diversas oportunidades de coleta e análise de dados.

Modelo padronizado de Fibrilação Ventricular e Suporte avançado de vida cardíaca em suínos

Este artigo tem como objetivo fornecer aos pesquisadores um guia detalhado e acessível para a montagem de um modelo infantil suíno de choque hemorrágico.

Descrição de um modelo de choque hemorrágico controlado por volume em suínos

O uso de suínos domésticos e em miniatura na ciência tem aumentado significativamente nos últimos anos. Ao demonstrar como executar a intubação, cateterismo vesical transuretral, artéria femoral e cateterização da veia, bem como a perfusão transcardial, pretendemos aumentar ainda mais o valor de Göttingen minipigs na pesquisa biomédica.

Básico Técnicas Cirúrgicas na Minipig Göttingen: Intubação, cateterismo vesical, cateterização veia femoral e perfusão Transcardial

Aqui descrevemos um ensaio de cromatografia líquida de alta eficiência-espectrometria de massa em tandem (HPLC-MS/MS) para quantificar o imunossupressor tacrolimus em manchas de sangue seco usando uma etapa de precipitação de proteína manual simples e extração em coluna online.

Quantificação do imunossupressor tacrolimus em manchas de sangue seco utilizando LC-MS / MS

Aprenda a técnica de cateterismo femoral arterial e venoso crônico em ratos para medição de pressão arterial, coleta de sangue e administração de fármacos em animais conscientes e livres.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca (Vídeo) | JoVE Journal

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

Explorar mais vídeos