Name: Microscopia de fluorescência de Triagem e seqüenciamento da próxima geração: Ferramentas úteis para a identificação de genes envolvidos na integridade das Organelas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 42 s
Description: Aprenda a identificar genes que mantêm a integridade de organelas em plantas usando microscopia de fluorescência e sequenciamento de nova geração. Este método permite mapear mutações recessivas e estudar funções celulares.

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Reconhecemos o apoio da Ciência Química, Geociências e Biociências Divisão, Escritório de ciências básicas da energia, Secretaria de Ciência, Departamento de Energia dos EUA (número prêmio DE-FG02-91ER20021) e National Science Foundation (MCB 0.948.584) (FB). Somos gratos à Sra. Karen Pássaro para a edição do manuscrito.

1. EMS Tratamento Sementes de Arabidopsis thaliana são mutagenizado utilizando como agente mutagénico sulfonato de metano agente de etilo (EMS) 3,4, o que induz nos C-para-T genoma alterações resultantes em C / G para T / A mutações 5-7. <ol><li> Pesar 0,8 g de sementes de Arabidopsis (~ de 40.000 sementes) que transportam a organela marcador fluorescente (especificamente, neste estudo ssGFPHDEL (sequência sinal-GFP-HDEL tetrapéptido) tem sido utilizado como um marcador de ER). </li><li> Transferir as sementes em um tubo Falcon de 50 ml, em seguida, adicionar 25 ml de água destilada. </li><li> Adicionar 0,2% (v / v) etil-sulfonato de metano. </li><li> Incubar durante 16 horas em nutação misturador a baixa velocidade. </li><li> Aspirar o líquido e descartá-lo para um frasco contendo 1,0 M de NaOH para inactivar a EMS. </li><li> Adicionar 25 ml de água para o tubo Falcon contendo as sementes, fechar e invertido 5 vezes para lavar as sementes; esperar até que todas as sementes se instalaram, em seguida, aspire a água e descarte-o a 1,0 M Na<html> OH balão. </li><li> Repetir o passo de lavagem até 10 vezes. </li><li> Após a lavagem final, re-suspender as sementes numa quantidade mínima de água. </li><li> Proceder à esterilização de sementes adicionando 25 mL de água sanitária a 10%, agitar vigorosamente por 30 s. Vamos resolver sementes para baixo, em seguida, deitar fora lixívia e lavar com 25 mL de água estéril. Decantar a água estéril e adicionar 25 mL de etanol a 70%. Agitar os tubos por 30 s. Vamos resolver sementes para baixo. Decantar o etanol e lavar com 25 mL de água estéril. Repetir duas vezes a lavagem com água esterilizada, em seguida, deitar sementes em uma placa de Petri de plástico contendo 3 MM de papel filtro e deixe secar sob o capô. Armazenar a 4 ° C durante 2 dias. </li><li> Placa de as sementes em ½ MS phytagel (concentração metade do meio de Murashige e Skoog), 150-milímetros placa de Petri (aprox. 250-300 sementes para prato). </li><li> Crescer sementes M1 na placa para 2 semanas, depois transplantar para o solo. </li><li> Coletar sementes M2 de plantas individuais M1 para gerar linhas de M2 ​​(1000 linhas independentes). </li></ol>ove_title &quot;&gt; 2 Triagem. Confocal de Populações M2 e M3 Nesta secção descreve-se a observação de plântulas com um microscópio confocal de fluorescência ou como descrito anteriormente 8. <ol><li> Sessenta sementes de cada linha M2 são cultivadas durante 7 a 10 dias, em pratos de plástico de Petri, ½ MS Phytagel; na mesma placa também são cultivadas 5 mudas EMS-não tratado (controlo). </li><li> Cinco a 10 cotilédones são montados com o lado abaxial para a lente (40X) numa lâmina de microscópio e fechado com uma lamela. </li><li> Cada cotilédone é observado, a partir do cortical para a região medial, sob fluorescência para qualquer distribuição alterada subcelular do marcador organela. </li><li> Plantas positivas são transplantadas para o solo e as suas sementes são recolhidas e peneirada novamente para confirmar o fenótipo mutante na geração M3. </li><li> Remover os contaminantes mutações de fundo através de retrocruzamento, pelo menos, três vezes para um genoma de tipo selvagem, possivelmente, containing o desejado marcador organela fluorescente. <ol><li> A partir da planta-mãe, usando tesouras ou pinças finas remover siliques maduros e flores abertas. </li><li> Remova os botões que são demasiado pequenos do meristema. </li><li> Insira a ponta de um par de fórceps entre pétalas e sépalas de abrir um botão de flor e remover todas as anteras. </li><li> Usando um par de fórceps levar uma flor aberta maduro da planta pai e esfregar as anteras sobre o estigma da planta emasculado. </li></ol></li></ol> 3. Mapeamento Esta secção descreve essencialmente como mapear uma mutação recessiva usando um protocolo modificado de Borevitz 9, que é mais rápido se comparado com os métodos tradicionais de mapeamento 10,11. Esta abordagem utilizar matrizes de alta densidade de oligonucleótidos com a capacidade de detectar polimorfismos numerosas única característica (SFPs) num único ensaio 12. Usando o Arabidopsis Affymetrix matriz GeneChip ATH1 é possívelanalisar aproximadamente 24.000 genes. Um conjunto de indivíduos F 2 mostrando a mutação é comparado a um pool de tipo selvagem de plantas F 2 recolhidos dentro da mesma população de segregar. Em seguida, a mutação irão ser mapeado na região onde o pool mutante é enriquecido para alelos de genótipos mutantes e, consequentemente, na mesma região da piscina do tipo selvagem irá resultar enriquecida para os alelos de tipo selvagem-mãe 13. <ol><li> O ADN genómico (3 ug) é extraído do homozigótica mutante Columbia (M3), utilizando um Qiagen DNeasy Plant Kit Mini e é submetido à Illumina Genome Analyzer II (GA II) 14 sequenciação. </li><li> O mutante homozigótica Columbia (M3) é cruzada com Landsberg erecta para gerar uma população de mapeamento. </li><li> O mapeamento é realizado em 70 até 100 indivíduos F2 mostrando o fenótipo aberrante e do mesmo número de plantas F2 com um fenótipo de tipo selvagem. </li><li> Cobrar de cada planta um disco foliar (0,60 mm) com um perfurador de furo. Odisco de folha devem ser coletadas a partir de folhas da mesma idade para ter certeza de ter quantidades similares de DNA. As amostras podem ser processadas para a extracção genómico separadamente ou em grupos. Neste caso, é possível recolher amostras 5-10 para cada tubo de Eppendorf de modo que no final terá tubos eppendorf menos a partir do qual o ADN genómico tem de ser extraído. </li><li> Planta MasterPure da folha de DNA Purificação Kit (Epicentre) é utilizado para extrair o ADN genómico. O DNA genómico obtido a partir de cada amostra é quantificada com um nanodrop. </li><li> A mesma quantidade de ADN genómico a partir de cada amostra é então colocada em conjunto, até um total de 300 ng (~ uL 30) de DNAs de plantas; adicionar 60 uL 2.5X solução iniciadores aleatórios [125 mM Tris-HCl (pH 6,8), 12,5 mM MgCl2, 25 mM 2-mercaptoetanol, 750 ug / ml iniciadores oligodeoxyribonucleotide (octâmeros aleatórios)] (Bioprime kit) e 42 uL de água (volume final de 132 uL). </li><li> DNAs desnaturar a&gt; 95 ° C durante 5 a 10 min. </li><li> Esfriar em gelo. </li><li> Para cada denatuvermelho DNA adicionar 15 uL mistura dNTPs 10X com biotina dCTP [1 mM de biotina-14-dCTP, 1 mM de dCTP, 2 mM de dATP, 2 mM de dGTP, dTTP 2 mM em 10 mM Tris-HCl (pH 7,5), 1 mM de Na2EDTA] (Bioprime kit), e completar com 3 polimerase Klenow uL (kit Bioprime). </li><li> Incubar durante a noite a 25 ° C. </li><li> No dia seguinte, adicionar 15 uL 3 M NaOAc e 400 uL frio EtOH a 100% e misturar. </li><li> Incubar a -80 ° C durante 1 hora, em seguida, girar à 20.500 xg durante 15 min, remover o sobrenadante, e lavou-se com 500 EtOH frio uL de 75%. </li><li> Girar em 20.500 xg durante 10 min. </li><li> Pelotas de matéria seca de ADN a 37 ° C durante 10 min e ressuspender em água a 100 uL. </li><li> Use 5 uL de verificar o rendimento ea qualidade sobre um gel (Figura 2). </li><li> Enviar 95 uL de etiquetagem de reacção para o Arabidopsis GeneChip de tipo selvagem e mutante para ATH1 Hibridação matriz Genoma. </li><li> As matrizes são digitalizados e os arquivos. CEL obtidos são analisados ​​utilizando o software R ( <a href="http://www.r-project.org/">http://www.r-project.o</a>rg /). </li><li> Instale o software R, em seguida, abra o programa e cole o seguinte texto: fonte (&quot; <a href="http://bioconductor.org/biocLite.R">http://bioconductor.org/biocLite.R</a> &quot;) biocLite () Em seguida, pressione retorno chave esta irá instalar os pacotes padrão (BioConductor <a href="http://www.bioconductor.org">http://www.bioconductor.org</a> ). </li><li> Em uma nova pasta no seu desktop, baixar no seguinte site ( <a href="http://www.naturalvariation.org/methods">http://www.naturalvariation.org/methods</a> ) os arquivos: readcel.R SFP.R Map.R ath1V5.RData ColLerCEL.zip O ColLerCEL.zip arquivo deve ser descompactado e os arquivos resultantes colado em sua nova pasta. </li><li> Renomeie os dados obtidos a partir de sua experiência em GeneChip wildtype.CEL e mutant.CEL. </li><li> Copie agora os seus dados de GeneChip (wildtype.CEL emutant.CEL) em sua pasta. </li><li> Abrir R, a) para Mac: clique em &quot;Outros&quot;, e clique em &quot;Altere o diretório de trabalho.&quot; b) para PC: clique em &quot;Arquivo&quot; e depois &quot;Altere o diretório&quot; </li><li> a) para Mac: Selecione a pasta que contém os arquivos. Clique em &quot;Área de Trabalho&quot;, &quot;arquivo de espaço de trabalho Load&quot; e selecione ath1V5.RData, b) para PC: Selecione a pasta que contém os arquivos acima, clique em &quot;Arquivo&quot;, depois &quot;espaço de trabalho Load&quot; e selecione ath1V5.RData. </li><li> ReadCEL.R aberto usando o Notepad e copiar o texto todo para R. </li><li> SFP.R aberto usando o Notepad e copiar o texto todo para R. </li><li> Map.R aberto usando o Notepad e copiar o texto todo para R. </li><li> Na janela do console, você verá a seguinte mensagem: X cromossomo limita Mb yz Pesquisar em genes TAIR colar neste link 3 <a href="http://arabidopsis.org/servlets/sv?action=download&amp;chr=x&amp;start=y&amp;end=z">http://arabidopsis.org/servlets/sv?action=download&amp;chr=x&amp;start=y</a>&amp; Fim = z </li><li> Copie e cole o link em seu navegador de internet. Uma janela irá aparecer e pedir para abrir ou salvar o arquivo, você deve selecionar salvar. Escolha um nome de arquivo e anexar a extensão &quot;. Xls&quot;, clique em Salvar. </li><li> Abra o arquivo &quot;. Xls&quot;, onde você pode encontrar a coordenada para o seu mutante (o resultado é representado graficamente na Figura 3). </li><li> Dentro da área mapeada no Illumina montado lê do genoma mutante identificar transições específicas EMS 4 entre os polimorfismos de nucleotídeos únicos. Complementar o fenótipo mutante por transformação com o gene de tipo selvagem (s) usando procedimentos padrão 15. </li></ol> 4. Os resultados representativos A Figura 1 mostra a abordagem utilizada para a identificação de um mutante do via secretora utilizando microscopia confocal de triagem. A Figura 2 mostra uma preparação típica de rotulado ADN genómico para hibridação matriz. Na figura 3, um resultado típico esperado após a análise dos dados obtidos a partir da matriz do Genoma GeneChip Arabidopsis ATH1 é apresentado. <img alt="A Figura 1" src="/files/ftp_upload/3809/3809fig1.jpg" /> Figura 1. Arabidopsis plantas transgénicas que expressam ssGFPHDEL (ER marcador) (1), foram cultivadas para produzir sementes suficientes para EMS tratamento (2). Sementes tratadas com EMS foram então semeadas para gerar plantas M1 (3). Cada planta M1 representa uma linha diferente e sementes foram recolhidos separadamente de cada um deles. Semente M2 foram plaqueadas em ½ substrato MS (4) e, em seguida, rastreados por defeitos na morfologia ER por microscopia confocal (5). Durante o rastreio encontramos plantas que conservada do tipo selvagem morfologia ER (6) e plantas que mostram defeituosos fenótipos ER (7). Estas plantas foram cultivadas para obter a geração M3 e para confirmar o fenótipo (8). DNA genómico de planta M3 foi utilizado para Solexa Illumina sequenciação (a). A mesma plantatambém foi utilizado para os cruzamentos com LER-em peso a obtenção de uma população de mapeamento F2 (b). <img alt="A Figura 2" src="/files/ftp_upload/3809/3809fig2.jpg" /> Figura 2. Bioprime reacções de rotulagem aleatórios (5 uL de 100 uL) foram carregadas em gel de agarose a 1%. Lane, um é de um pool de tipo selvagem plantas F2, e Lane b é a partir de um conjunto de mutantes plantas F2. (Marcador é 1 Kb de DNA escada-N3232, a partir de NEB). <img alt="A Figura 3" src="/files/ftp_upload/3809/3809fig3.jpg" /> Figura 3. A figura representa um exemplo de mapeamento de Col-0 mutação usando GeneChip Arabidopsis ATH1 Hibridação Matriz Genoma. A mutação neste exemplo está localizado no cromossoma 1 delimitado, por barras verticais. As barras horizontais representam os limiares para detecção.

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</ol>

Não temos nada a divulgar.

Aqui, foi descrito um rastreio de microscopia confocal baseado na identificação de mutantes endomembrane. Esta abordagem pode ser facilmente adaptado para outras organelas da célula para os quais marcadores específicos de proteínas fluorescentes estão disponíveis. A tela é baseado na identificação de mutantes que mostram uma distribuição aberrante do marcador fluorescente, quer na organela alvo ou para organelas que não são supostos para conter o marcador. Respectivamente, estes mutantes representam populações em que qu...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Sulfonato Ethylmethane </td><td> Sigma </td><td> M0880 </td></tr><tr><td> NaOH </td><td> JT Baker </td><td> 3722-05 </td></tr><tr><td> Murashige Skoog basais médios w Gamborg vitaminas </td><td> Phyto Technolog laboratorie </td><td> M404 </td></tr><tr><td> Phytagel </td><td> Sigma </td><td> P8169-1 kg </td></tr><tr><td> Mini kit RNeasy </td><td> Qiagen </td><td> 74104 </td></tr><tr><td> Mestre pura planta folha kit de purificação de DNA </td><td> Epicentro </td><td> MPP92100 </td></tr><tr><td> Sistema de rotulagem Bioprime DNA </td><td> Invitrogen </td><td> 18094-011 </td></tr><tr><td> Prova do álcool 200 </td><td> Decan Laboratories Inc. </td><td> 2716 </td></tr><tr><td> NaOAc </td><td> JT Baker </td><td></td></tr><tr><td> Gene ATH1 Arabidopsis chipsmatriz genoma </td><td> Affymetrix </td><td> 900385 </td></tr><tr><td> Falcon tubos 50 mL </td><td> corning </td><td> 430290 </td></tr><tr><td> Tubos Eppendorf de 1,5 mL </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Papel de filtro 90 milímetros </td><td> Whatman </td><td> 1001090 </td></tr><tr><td> Balança Analítica </td><td> Mettler Toledo AB54-S </td><td> nd </td></tr><tr><td> Nutação (onda) shaker </td><td> Heidolph PolyMax 1040 </td><td> nd </td></tr><tr><td> Centrifugar </td><td> Eppendorf 5417-R </td><td> nd </td></tr></tbody></table>

microscopia de fluorescência de triagem e seqüenciamento da próxima geração: ferramentas úteis para a identificação de genes envolvidos na integridade das organelas

Fluorescence-microscopy Screening and Next-generation Sequencing: Useful Tools for the Identification of Genes Involved in Organelle Integrity

Este protocolo descreve um rastreio microscópio de fluorescência baseada de plântulas de Arabidopsis e descreve como mapear mutações recessivas que alteram a distribuição subcelular de um marcador específico marcado fluorescente na via secretora. Arabidopsis é um poderoso modelo biológico para estudos genéticos devido ao seu tamanho de genoma, tempo de geração e conservação de mecanismos moleculares entre os reinos. A matriz de genotipagem como uma abordagem para mapear a mutação em alternativa ao método tradicional baseado em marcadores moleculares é vantajosa porque é relativamente rápido e pode permitir que o mapeamento de vários mutantes de um período de tempo muito curto. Este método permite a identificação de proteínas que podem influenciar a integridade de qualquer organela em plantas. Aqui, como um exemplo, é proposto um ecrã para mapear genes importantes para a integridade do retículo endoplasmático (RE). Nossa abordagem, no entanto, pode ser facilmente estendido para outras organelas celulares vegetais(Por exemplo, ver 1,2), e, portanto, representa um passo importante para compreender a base molecular que regula outras estruturas subcelulares.

Uma busca fundamentais em biologia celular é definir os mecanismos subjacentes à identidade dos organelos que tornam as células eucarióticas. Aqui é proposto um método para identificar os genes responsáveis ​​pela integridade morfológica e funcional de organelas vegetais utilizando microscopia de fluorescência e as ferramentas a próxima geração de sequenciação.

Microscopia de fluorescência de Triagem e seqüenciamento da próxima geração: Ferramentas úteis para a identificação de genes envolvidos na integridade das Organelas

Este protocolo descreve uma triagem baseada em microscopia de fluorescência de plântulas de Arabidopsis e descreve como mapear mutações recessivas que alteram o...

O objetivo deste experimento é identificar o gene ou os genes responsáveis pela integridade morfológica e funcional de organelas vegetais. Isso é realizado primeiramente adicionando etil metanosulfonato como agente químico para induzir mutagênese em sementes atópicas portadoras do marcador fluorescente de organelas. O segundo passo consiste em coletar sementes de plantas individuais da primeira geração mutagênica para cultivar linhagens da geração mutante subsequente M2.Em seguida, as sementes mutagênicas de Eliana são observadas usando um microscópio confocal ou fluorescente para identificar o fenótipo aberrante dos órgãos. O passo final é gerar a terceira geração mutagênica e confirmar a presença do fenótipo mutante. Em última instância, a mutação recessiva pode ser mapeada utilizando ferramentas de sequenciamento de nova geração.Uma vez identificada a localização do gene mutante, a transformação com o gene selvagem deve restaurar o fenótipo organelar aberrante. Este método pode ajudar a responder questões fundamentais sobre a manutenção da integridade morfológica e funcional das organelas vegetais. O tratamento de sementes de atop sta com metanosulfonato de atil induz alterações de timina em citosina no genoma, resultando em mudança de citosina para guanina em timina.Adição de mutações. O tratamento com EMS é uma etapa fundamental deste protocolo para garantir uma proporção perfeita de mutações em indivíduos M2. Para iniciar, obtenha sementes de Arabidopsis do tipo selvagem Columbia Ecótipo que tenham sido previamente modificadas para carregar um marcador fluorescente de organela relevante.Transfira 0,8 gramas ou cerca de 40.000 sementes para um tubo cônico de 50 mililitros. Em seguida, adicione 25 mililitros de água destilada e 0,2% de metano sulfonato de etila. Incube a mistura por 16 horas em um agitador de mutagênese em velocidade baixa. Após a incubação, aspire o líquido e descarte-o em um frasco contendo hidróxido de sódio 1 molar.Para inativar o EMS, adicione 25 mililitros de água ao tubo Falcon contendo as sementes. Feche o tubo e inverta cinco vezes para lavar as sementes. Após todas as sementes sedimentarem, aspire a água e descarte no frasco contendo hidróxido de sódio um molar.Repita este passo de lavagem até 10 vezes após a lavagem final, deixando as sementes em uma quantidade mínima de água. Prossiga para a esterilização das sementes adicionando 25 mililitros de hipoclorito a 10% e agitando vigorosamente por 30 segundos. Assim que as sementes sedimentarem no fundo, descarte o hipoclorito e enxágue com 25 mililitros de água estéril.Após a remoção da água estéril, adicione 25 mililitros de etanol 70%. Agite os tubos por 30 segundos e deixe as sementes sedimentarem no fundo. Descarte o etanol e lave com 25 mililitros de água estéril.Repita a lavagem com água estéril duas vezes. Em seguida, despeje as sementes em uma placa de Petri de plástico contendo papel de filtro de três mm. Deixe as sementes secarem sob a capela após incubá-las por dois dias a quatro graus Celsius.Coloque as sementes em uma placa de Petri de 150 milímetros com aproximadamente 250 a 300 sementes por placa, em meio meio Magi e Scoog contendo fighter gel. Como agente de solidificação, cultive as sementes da geração M1 em placas por duas semanas. Transplante as plântulas para o solo e permita que as plantas continuem a crescer.Após 30 a 45 dias, as plantas atingirão o estágio maduro, no qual sementes maduras podem ser claramente observadas. Nesse momento, colete duas sementes de cada planta M1 para gerar 1.000 linhagens independentes M2. Para observar as plântulas com microscópio confocal ou de fluorescência, cultive 60 sementes de cada linhagem M2 por sete a 10 dias em placas de Petri plásticas pela metade.Em meio Moreish e scoog contendo gel de fighter, cultive também cinco plântulas do controle não tratado com EMS no mesmo meio. Após o crescimento das plântulas, monte cinco a 10 preparações com as extremidades das raízes com o lado do selo ABAC voltado para a objetiva de 40 vezes em uma lâmina de microscópio e, sob fluorescência, examine cada oleína desde a região cortical até a mediana em busca de alterações na distribuição subcelular do marcador de organela. Após o transplante das plantas positivas para o solo e o cultivo das plântulas conforme descrito anteriormente, confirme que o fenótipo mutante está na geração M três.Remova as mutações de fundo contaminantes por meio de cruzamentos retrogrados pelo menos três vezes com um genoma selvagem contendo o marcador fluorescente organelar desejado, conforme descrito no protocolo escrito. Para iniciar o mapeamento, utilize o kit cogen DN Easy Z plant mini para extrair aproximadamente três microgramas de DNA genômico de M três, que representa o DNA mutante homozigoto de Columbia. Envie este DNA para sequenciamento no analisador genômico Illumina two 14.A próxima etapa consiste em cruzar o mutante zago da Colômbia com Las Berger para gerar a progênie única após autopolinização, na qual a combinação pode ocorrer. A geração homozigota resultante servirá, em última instância, como uma população de mapeamento contendo o gene de interesse, que é o responsável pela mutação. Ao comparar o DNA genômico dessa população com o DNA genômico de plantas do tipo selvagem, a localização da mutação pode ser identificada no genoma.Após o crescimento das plantas F dois, colete entre 70 e 100 indivíduos F dois que apresentem o fenótipo aberrante e o mesmo número de plantas F dois com fenótipo selvagem, coletando um disco foliar de cada planta utilizando um furador circular. O disco foliar deve ser coletado de folhas da mesma idade. Para garantir quantidades semelhantes de DNA, as amostras podem ser processadas para extração genômica separadamente ou em grupos.Neste caso, é possível coletar de cinco a dez amostras para cada tubo eppendorf, de modo que haja menos tubos dos quais o DNA genômico precisa ser extraído. Utilize o kit de purificação de DNA de folha de planta Master Pure para extrair o DNA genômico. O DNA genômico obtido de cada amostra pode então ser quantificado com um NanoDrop.Em seguida, combine quantidades iguais de DNA de cada amostra até um total de 300 nanogramas, mantendo as amostras mutantes e selvagens separadas para preparar primeiro a reação de marcação; adicione 60 microlitros de solução de iniciadores aleatórios 2,5 x e 42 microlitros de água. Após a desnaturação do DNA a mais de 95 graus Celsius por cinco a 10 minutos, resfrie as amostras em gelo para desnaturar o DNA. Adicione 15 microlitros de 10 X DNtps.Misture com biotina DCTP e complete com três microlitros. Glen polimerase. Incube as amostras durante a noite a 25 graus Celsius.No dia seguinte, adicione 15 microlitros de acetato de sódio três molar e 400 microlitros de etanol a 100% frio. Incube as amostras misturadas a menos 80 graus Celsius por uma hora após a centrifugação a 20.500 ×g por 15 minutos. Lave o pellet com 500 microlitros de etanol a 75% frio subsequente a uma segunda centrifugação.Seque os pellets de DNA a 37 graus Celsius por 10 minutos. Re-suspenda os pellets em 100 microlitros de água e use cinco microlitros para verificar o rendimento e a qualidade em um gel bio. As reações de marcação com primers aleatórios foram carregadas em um gel de agarose 1%, provenientes de um pool de plantas F2 selvagens e de um pool de plantas F2 mutantes.Como etapa final, envie 95 microlitros da reação de marcação do tipo selvagem e mutante para hibridização com o arranjo genômico do chip de arabidopsis ath1. Após a leitura pelo eraser, os arquivos CL pontilhados resultantes obtidos são analisados usando nosso software. Após instalar nosso software, abra o programa e cole a sequência bioconductor encontrada no procedimento escrito.Em seguida, pressione a tecla Enter, o que instalará os pacotes padrão do BIOCONDUCTOR a partir do site de matrizes, genotipagem e mapeamento. Baixe e descompacte os arquivos listados no texto em uma nova pasta na área de trabalho. Mantenha os dados obtidos do experimento com o gene chip para o tipo selvagem C, L e o mutante C. Agora copie os dados do gene chip do tipo selvagem C e do mutante C para a pasta.Em seguida, abra o R em um computador com Windows. Clique em arquivo e depois em alterar diretório. Selecione a pasta que contém os arquivos, clique em carregar espaço de trabalho do arquivo e então selecione A um V cinco R dados abrir ler C fazer R usando o bloco de notas e copie todo o texto para o R em um Mac, clique em mis e depois em alterar diretório de trabalho.Selecione a pasta que contém os arquivos. Clique em workspace load workspace file e selecione o arquivo de dados ATH one V five R. Da mesma forma, abra ambos SFP R e MAP R usando o editor de texto, copie o texto e cole no R na janela do console.Uma mensagem aparecerá para pesquisar genes na Recurso de Informação sobre Arabidopsis ou TAIR. Copie e cole o link encontrado no texto no navegador da internet. Uma janela aparecerá e solicitará abrir ou salvar o arquivo.Selecione salvar. Escolha um nome de arquivo e anexe a extensão. Faça x ls.Em seguida, clique em salvar. É mostrado aqui um resultado típico esperado. Após analisar os dados obtidos do chip genético Arabidopsis H um arranjo genômico, esta figura representa um exemplo de mapeamento da mutação Columbia zero utilizando o chip genético Arabidopsis, uma hibridização genômica H um, em que as barras horizontais representam os limiares de detecção.A mutação neste exemplo está localizada no cromossomo um, delimitada por barras verticais. Abra o arquivo dot XLS para encontrar a coordenada do mutante dentro da região mapeada. Nas leituras montadas do genoma do mutante, identifique transições específicas de EMS entre os polimorfismos de nucleotídeo único.Uma vez dominada a abordagem, o método descrito neste protocolo pode ser usado para mapear genes em um período de tempo bastante curto, em comparação com o método clássico de mapeamento.

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