Name: Protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta Drosophila melanogaster (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 10 s
Description: Aprenda a visualizar órgãos esteroidogênicos e suas interações em Drosophila melanogaster usando imunocoloração. Este método preserva a inervação intacta para estudar biosíntese hormonal e mecanismos neuronais regulatórios.

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Agradecemos Reiko Kise e Tomotsune Ameku por seu apoio técnico para este trabalho. Também somos gratos a Kei Ito, Olga Alekseyenko, Akiko Koto, Masayuki Miura, o Bloomington Drosophila da Center, Kyoto Stock Center (DGRC), e os estudos de desenvolvimento Hibridoma Bank for stocks e reagentes. Este trabalho foi apoiado por subsídios para YSN de JSPS KAKENHI Grant Número 16K20945, a Fundação Naito, e Inoue Research Award Ciência; e por uma doação para RN de MEXT KAKENHI Grant Número 16H04792.

NOTA: O esquema geral de protocolos é mostrado na Figura 1. 1. A dissecção do Anel Glândula larval (RG) NOTA: Em D. melanogaster, que pertence ao Diptera cyclorrhaphous, por o PG estar dentro de um órgão endócrino composto chamado a glândula anel (RG, Figura 2D). Uma vez que é inviável que o PG é cirurgicamente separado a partir de outros tipos de células (discutido mais tarde), um alvo é prático para isolar, um de RG não danificado intacta por dissecção. <ol><li> Preparação de larvas nos estádios de desenvolvimento apropriadas NOTA: Para sincronizar os estágios de desenvolvimento de larvas de D. melanogaster, é necessário recolher os ovos dentro de uma janela de tempo estreita e para coletar larvas nos momentos adequados. <ol><li> Recolher ovos durante 2 h sobre uma placa de agar de uva-suco, a 25 ° C. </li><li> Recolhe-recém eclodidos 1 <sup&gt; r larvas sob um microscópio de dissecação com uma pinça e transferi-los para um pequeno frasco que contém triturada comida padrão mosca levedura / farinha de milho. NOTA: A idade das larvas é representado por &quot;horas após a postura de ovos (HAEL)&quot;, &quot;horas após o nascimento (HAH)&quot;, ou &quot;horas após L3 ecdise (hAL3E)&quot;. </li><li> No ponto de tempo adequado, recolher as larvas encenado com uma ansa de plástico descartável para evitar ferimentos indesejáveis. Para minimizar a diferença na progressão do desenvolvimento das larvas instar 3 rd, recolher o instar de larvas 2 nd a 70 Hael (48 HAH) e permitir-lhes a muda em intervalos de 2 horas. Em seguida, recolher as larvas instar 3 rd dentro de 2 h depois da ecdise L3; este procedimento dá 0-2 hAL3E larvas. </li><li> Transferir as larvas encenado para um prato cheio com salina tamponada com fosfato (PBS). </li><li> Lavar as larvas com PBS para remover alimentos residual a partir do corpo. </li></ol></li><li> Dissecção grosseira de larvas sob umdissecando microscópio <ol><li> Segure o gancho de boca de uma larva com uma pinça. Cortar o corpo larval no anterior de um terço do comprimento do corpo utilizando micro tesouras. </li><li> Segurar a extremidade cortada do corpo das larvas anterior, com um par de pinças. Usando o outro par de fórceps, suavemente empurrar a ponta da cabeça para o interior do corpo; este procedimento transforma o corpo larval dentro para fora. NOTA: Esta etapa pode ser ignorada para a dissecação de 1 larvas st. </li><li> Repetir os passos 1.2.1-1.2.2 com larvas adicional durante 5-10 min. NOTA: O número de larvas deve ser igual ou inferior a 20 a economizar tempo para dissecção. </li></ol></li><li> Dissecção filé de larvas NOTA: Este método permite manter a posição de tecidos para permanecer intacta. <ol><li> Deixar larvas na água apenas para 1 h. As larvas são imobilizados devido a asfixia. </li><li> Coloque um lado dorsal larva-se numa gota de PBS numa revestido de silício-prato, com o seu lado dorsal para cima. NOTA: O lado dorsal tem 2 tubos traqueais todo o comprimento. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, inserir um pino de insectos para a ponta anterior da larva usando uma pinça. Esticar o corpo das larvas para o lado posterior e colocar uma segunda pin para a extremidade posterior da larva. NOTA: Para além dos pinos de insecto, uma agulha feito de um fio de tungsténio 21 pode ser útil. A agulha pode ser incorporado em uma ponta de pipeta através de aquecimento para uso como uma agulha de dissecação. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, fazer uma pequena incisão perto da cauda com micro tesoura. A partir da incisão, cortar a cutícula dorsal longitudinalmente ao longo da linha média dorsal, na direcção da cabeça. Tenha cuidado para não danificar os tecidos sob a cutícula. </li><li> Esticar a cutícula bodywall em cada lado e colocar 4 pinos em cada canto do bodywall dissecados. </li><li> Remover uma porção de corpo gordo anterior com uma pinça, para expor o cérebro-RG complex ser expostos na superfície. Remover um par de glândulas salivares, se necessário. </li></ol></li><li> A fixação e a coloração do tecido com imuno-histoquímica <ol><li> Coloque a anterior um terço dos corpos larvares (passo 1.2.2) num microtubo de 1,5 mL cheio com 500 uL da solução de correcção (4% de paraformaldeído em PBS). Fix menos do que 20 amostras de uma só vez, de outra forma PBS ligados às amostras fixas pode causar uma diluição desfavorável do fixador. Para dissecção filé, remover uma gota de PBS e, em seguida, adicione uma gota de solução de correção. NOTA: Para a solução correcção, podem ser usados ​​quer 3,7% de formaldeído ou paraformaldeído a 4%. </li><li> Incubar os tecidos dissecados na solução de correcção para 30 min à temperatura ambiente (TA) ou alternativamente durante 2 horas a 4 ° C. </li><li> Substituir a solução correcção com 500 uL de PBS e rapidamente enxaguar as amostras 3 vezes. Lavam-se as amostras com 500 uL de 0,3% de PBT (PBS + 0,3% de etoxilato de octilfenol) durante 15 min num agitador rotativo a RT. Por dissecção filete, remover os pinos de insectos e de transferir as amostras num microtubo de 1,5 mL. NOTA: Para aumentar a permeabilidade de anticorpos para os tecidos, as amostras são tratadas com 500 uL de 2,0% de PBT durante 1-2 h num agitador rotativo à temperatura ambiente. </li><li> Substituir PBT com 500 ul de solução (2% de albumina de soro bovino em PBT) de bloqueio. Incubar as amostras durante 1,5 horas num agitador à temperatura ambiente. </li><li> Substituir a solução de bloqueio com 50 uL da solução de anticorpo primário, ou seja, anticorpos diluídos em solução de bloqueio. </li><li> Incubar as amostras durante a noite num agitador rotativo a 4 ° C. </li><li> Substituir a solução de anticorpo principal com 500 uL de 0,3% de PBT e rapidamente enxaguar as amostras 5 vezes. Lavam-se as amostras 3 vezes com 500 uL de 0,3% de PBT durante 15 min cada em um balanceiro, à TA. </li><li> Substituir 0,3% de PBT com 50 uL da solução de anticorpo secundário (conjugado com corante anticorpos diluídos em solução de bloqueio). Para coloração nuclear, 0,5 mL de 4&#39; , 6-diamidino-2-fenilindole (DAPI, 0,1 mg / mL de soluo stock) é adicionado à solução de 50 mL. Incubar as amostras num agitador rotativo durante 2 h à TA ou, alternativamente, a 4 ° C durante a noite. Nota: Mantenha as amostras no escuro. </li><li> Substituir a solução de anticorpo com 500 uL de 0,3% de PBT e lavar 5 vezes. Lavam-se as amostras 3 vezes com 500 uL de 0,3% de PBT durante 15 minutos cada à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Dissecção fina do complexo cérebro-RG contendo o PG e de montagem <ol><li> Usar uma pipeta descartável para transferir as amostras imunocoradas para um prato cheio com 0,3% de PBT. NOTA: Para evitar bolhas inconvenientes durante a dissecção e montagem, 0,3% de PBT pode ser substituído com PBS. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, segurar a cutícula ou boca de gancho com um par de pinças. Usando uma agulha de 27 G ligada a uma seringa de 1 mL como uma &quot;faca&quot;, corte a ponta anterior dos discos do esófago e do olho para remover o complexo disco-RG-olho cérebro de cutícula corpo. </li><li> Sepaclassificar o esófago e do intestino do complexo disco-RG-olho cérebro com uma pinça. Uma vez que o esófago passa através do cérebro de cima do cordão nervoso ventral (VNC), retirar o intestino para o lado posterior. NOTA: Para remover discos imaginais extras das amostras, cortar as ligações entre o cérebro, os discos oculares, e discos de perna com uma faca de agulha. </li><li> Repetir os passos 1.5.1-1.5.4 para outras amostras. NOTA: Para evitar restos de tecido adira às amostras, transferir cada amostra completada para um prato limpo diferente cheio com 0,3% de PBT ou PBS. </li><li> Transferir as amostras para o centro de uma lâmina de vidro limpa com uma micropipeta. NOTA: Para o 2º ou 3º larvas instar, no final de uma ponta de micropipeta deve ser truncado com uma lâmina de barbear. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, alinhar amostras individuais com o seu lado dorsal para cima, utilizando fórceps. NOTA: O RG está localizado no lado dorsal do cérebro (Figura 2A). Este alinhamento facilita a especificação de amostras individuais durante a imagiologia. </li><li> Incline uma lâmina de vidro e limpe tanto o excesso de PBT possível. Colocar uma gota de reagente de montagem sobre um lado da lâmina. Coloque a extremidade de uma lamela de cobertura a partir do outro lado da gota e colocar a lâmina de cobertura sobre as amostras lentamente com uma pinça. NOTA: Este procedimento evita que as amostras de mover-se fora da lamínula. </li><li> Armazenar as amostras a 4 ° C. Mantenha as amostras no escuro. </li></ol></li></ol> 2. A dissecção do Ovário em As fêmeas adultas <ol><li> Preparação de fêmeas adultas <ol><li> Alimentação fêmea moscas com comida padrão mosca levedura / farinha de milho por 3-4 dias para engordar o ovário. Manter a 25 ° C. </li></ol></li><li> Dissecção do ovário da fêmea adulta <ol><li> Anestesiar fêmea voa com CO2 gasoso e cortar suas cabeças. </li><li> Transferir corpos de voar para a 3 cm de discocheio com PBS. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, mantenha o tórax no lado dorsal usando uma pinça. Agarrar a A5 segmento abdominal ou A6 com os outros fórceps e descascar a cutícula abdominal para o lado posterior. Limpe a cutícula pegajoso entre a ponta do fórceps. </li><li> Beliscar um oviduto e tirar o ovário a partir do corpo. </li><li> Pentear e espalhar as pontas do ovário com uma pinça. NOTA: Esta operação melhora a eficiência da imunocoloração. </li></ol></li><li> Dissecção de cérebro feminino adulto, VNC e órgãos reprodutivos. NOTA: Este método permite a inervação do ovário para ser mantida intacta. <ol><li> Anestesiar fêmea voa com CO2 gasoso e transferi-los para um prato revestido de silicone enchida com PBS. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, segure a tromba e descascar a cutícula cabeça para expor o cérebro com uma pinça. Remover a traquéia anexado ao cérebro. NOTA: O brain é uma estrutura branca e arredondada. O cérebro se conecta à VNC no tórax. </li><li> Mantenha o tórax no lado dorsal e cortar as pernas e asas com um par de fórceps. Usando o outro par de fórceps, descascar a cutícula tórax ventral a partir das bases das pernas. Uma vez que o VNC é exposto, remover a cutícula dorsal residual e músculos ligados aos VNC utilizando fórceps. Tenha cuidado para não danificar a conexão entre o cérebro eo VNC. </li><li> Use uma pinça para descascar a cutícula abdominal e expor o ovário e seus órgãos interativas, incluindo neurônios, a cultura, o intestino, o oviduto, o útero e glândula accessary. </li><li> Remover os tecidos residuais incluindo a traqueia e o corpo gordo usando uma pinça. </li></ol></li><li> A fixação e a coloração do tecido com imuno-histoquímica <ol><li> Transferir cerca de 8-10 pares dos ovários para um microtubo de 1.5 ml, cheio com 250 uL da solução de correcção (4% paraformaldehyde em PBS) e incuba-se as amostras durante 30 min à TA. </li><li> Substituir a solução correcção com 500 uL de PBS e rapidamente enxaguar as amostras 3 vezes. </li><li> Lavam-se as amostras 2 vezes com 500 uL de 0,1% de PBT durante 5 minutos cada à temperatura ambiente. </li><li> Substituir PBT com 50 ul de solução de bloqueio. Incubar as amostras durante 1 h num agitador rotativo à temperatura ambiente. </li><li> Substituir a solução de bloqueio com 50 uL da solução de anticorpo primário. </li><li> Incubar as amostras durante a noite num agitador rotativo a 4 ° C. </li><li> Substituir a solução de anticorpo principal com 500 uL de 0,1% de PBT. Lavam-se as amostras 3 vezes com 500 uL de 0,1% de PBT durante 15 min cada em um balanceiro, à TA. </li><li> Substituir 0,1% de PBT com 50 ul solução de anticorpo secundário. Para coloração nuclear, adiciona-se 0,5 mL de DAPI a 50 mL da solução. Incubar as amostras durante 2 horas num agitador à temperatura ambiente. </li><li> Substituir a solução de anticorpo secundário com 500 uL de 0,1% de PBT. Lavam-se as amostras 3 vezes com 500 uL de 0,1% de PBT<html> durante 15 min cada em um balanceiro, à TA. NOTA: O procedimento de lavagem pode ser realizado a 4 ° C durante a noite. Mantenha as amostras no escuro. </li></ol></li><li> Montagem das amostras em lâminas de vidro <ol><li> Transferir as amostras para uma placa de vidro com 0,1% de PBT utilizando uma micropipeta. NOTA: Para evitar bolhas inconvenientes durante a dissecção e montagem, 0,1% de PBT pode ser substituído com PBS. </li><li> Para o ovário, separar as cadeias dos ovarioles um do outro com uma pinça sob um microscópio de dissecação. Não ferir as pontas dos ovarioles contendo os germaria. Para o complexo de órgãos-cérebro-VNC reprodutiva, remover a cutícula residual e providenciar a posição sobre uma lâmina de vidro. </li><li> Limpe tanto PBT excesso quanto possível e colocar uma gota de reagente de montagem no centro das amostras. Coloque uma lamela lentamente usando uma pinça. </li><li> Armazenar as amostras a 4 ° C. Mantenha as amostras no escuro. </li></ol></li></ol>&quot;&gt; 3. De imagem com uma digitalização microscópio confocal laser <ol><li> Observe as amostras sob o microscópio e trazer os órgãos esteroidogênicas no campo de visão. Uma vez que a visão é fixo, mude o sistema de imagem para o modo de aquisição de imagem. NOTA: Os 10-20x lentes objetivas são usados ​​para obter as imagens do complexo cérebro-RG ou todo o ovário. Alternativamente, as lentes objectivas 40-63X (água ou imersão em óleo) são utilizados para visualizar a localização subcelular de proteínas em GSCS ou os inervação neuronal do PG e do ovário. </li><li> Configurar os parâmetros de aquisição de imagem no software anexado. Seleccionar a combinação de fluorescência (por exemplo, GFP e RFP). Pelo procedimento de digitalização rápido, ajustar a potência do laser, a sensibilidade dos detectores (Ganho / Offset), e o tamanho da pinhole. NOTA: Para obter imagens em alta qualidade, a potência do laser de varredura e da sensibilidade do detector (Gain) deve ser otimizado para cada amostra. Para delinear a formados tecidos, uma luz transmitida-imagem pode ser feita em adição a uma imagem fluorescente. </li><li> Leve pilhas Z das imagens. Durante uma verificação rápida e contínua, mover-se no plano focal com a unidade de focagem do microscópio e definir a posição inicial e a posição final. O número de fatias e a distância do intervalo entre as fatias são ajustadas em conformidade. </li><li> Seleccione a velocidade de digitalização, o método de verificação, e o modo de digitalização bidirecional. </li><li> &quot;Iniciar os exames real&quot; para a aquisição de imagem. </li><li> Salvar a imagem com o formato do software anexado. NOTA: Os arquivos de imagem originais contêm a informação de parâmetros de aquisição de imagem e escalas. Imagens exportadas podem ser processados usando um software de processamento de imagem no computador 22. </li></ol>

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</ol>

Nenhum conflito de interesses declarado.

Foram estudados biossíntese ecdiesteróide e o seu mecanismo de regulação em D. melanogaster, e concebido um protocolo para a dissecção e imunocoloração. A temporização da biossíntese de ecdiesteróide é afectada por sinais ambientais através das entradas 33 neuronais, por isso, é essencial para a manutenção da inervação dos órgãos ecdysteroidogenic juntamente com o cérebro, VNC, e outros tecidos durante a dissecção. Como descrito acima, o de D. melanogaste...

Em organismos multicelulares, um grupo de células é dotado com uma função especializada na sua actividade biogénico que é essencial para o corpo inteiro. Para desempenhar a sua missão, cada tecido ou órgão expressa uma série de genes relacionados com as suas funções e comunica com outros tecidos para orquestrar a sua actividade no âmbito do desenvolvimento. Para caracterizar tais funções celulares especializadas e interacções inter-órgãos, é preciso especificar um grupo de células, juntamente com outros tipos de células a ser mantida intacta na arquitectura multicelular. Um exemplo de tais órgãos especializados é um órgão esteroidogénica, onde muitas enzimas biossintéticas mediar as etapas de conversão de colesterol para hormonas esteróides activas 1. A maioria destes genes da enzima são especificamente expressos em órgãos esteroidogênicas, e a via de biossíntese é fortemente regulada por diversos estímulos externos através de entradas humorais e entradas neuronais. Uma vezsintetizados, hormonas esteróides são segregados para o hemolinfa e são direccionadas para vários tecidos e órgãos para a regulação da expressão de uma variedade de genes 2. Portanto, a acção de uma hormona esteróide induz uma resposta sistémica para manter a homeostase, crescimento e reprodução. Para investigar as funções de esteróide biossíntese hormônio e as ações pleiotrópicas de hormônios esteróides, Drosophila melanogaster pode ser utilizado como um sistema modelo adequado. Durante os estágios larvais, a hormona esteróide de insectos, ecdiesteróide, é biossintetizado em um órgão endócrino especializada chamada a glândula prothoracic (PG) 3. Nas PG, várias enzimas ecdysteroidogenic catalisar especificamente os passos de conversão múltiplos a partir do colesterol para ecdisona, que controla a muda e metamorfose nas fases de desenvolvimento apropriadas 4. Portanto, uma mudança dinâmica no título ecdiesteróide é reguladapor muitas vias de sinalização em resposta a estímulos ambientais. Por outro lado, na fase adulta, ecdiesteróide desempenha papéis essenciais na fisiologia, incluindo reprodução, sono, memória, e tempo de vida 5, 6, 7, 8. Sabe-se que ecdiesteróide é biosintetizada activamente no ovário, regulando a progressão da oogese 6, 7, 8, 9, 10, 11. Recentemente, relataram que o número de células estaminais da linha germinal (GSCS) é afectada pela sinalização péptido ecdiesteróide e sexo em resposta a estímulos de acoplamento 12. Poderosas ferramentas de D. melanogaster genética e biologia celular, incluindo a informação do genoma bem anotada, gene binárioOs sistemas de express, e as técnicas de ARNi transgénicos, permitiram-nos identificar os genes essenciais para a biossíntese de ecdiesteróide no PG e do ovário 13, 14, 15. Uma vez que os genes ecdysteroidogenic são identificadas, a regulação da transcrição destes genes e as localizações dinâmicas de produtos de genes pode ser examinado na via de biossíntese de 16. Para esta finalidade, quantitativa-transcrição reversa-PCR, o RNA de hibridação in situ e a análise imuno-histológica são conduzidos. A aplicação destas técnicas inclui uma tarefa difícil; a dissecção elaborada do PG ou do ovário. Em particular, a PG da mosca da fruta é relativamente mais pequena do que a de outros insectos (por exemplo, o bicho da seda e a mosca varejeira), de modo que é necessário para praticar a habilidade vital da mosca da fruta dissecção para amostragem. Além disso, ambos os órgãos ecdysteroidogenic recebem inervaçãos a partir do sistema nervoso central (SNC), 17, 18, 19, 20. Assim, para análises anatômicas precisas, os órgãos ecdysteroidogenic deve ser mantida intacta, juntamente com o sistema nervoso central e outros órgãos, para não perturbar as suas conexões neuronais. Aqui nós fornecemos protocolos para a dissecção e visualização de órgãos esteroidogênicas em D. melanogaster. Aprender a técnica de dissecção é o ponto de partida fundamental para essas experiências. Além disso, pode-se com sucesso rotular os órgãos esteroidogênicas, bem como seus órgãos interativos com vários anticorpos e linhas de driver GAL4. Aproveitando estas técnicas, materiais e genética, pode-se estudar os mecanismos abrangentes de esteróide biossíntese da hormona.

<table><tbody><tr><td><forte>coleção de ovos</forte>placa de cultura de</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>tecidos (55 mm)</td><td>AS ONE</td><td>1-8549-02</td><td>&nbsp; para placas de ágar suco de uva</td></tr><tr><td>copo de coleta</td><td>HIKARI KAGAKU</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pasta</td> de <td>levedura Levedura seca oriental, Tóquio</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100% suco de uva</td><td>Welch Food Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td><larvas > criação forte</frascos fortes></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pequenos (12ml, 40&times; 23,5 mm, PS)</td><td>SARSTEDT</td><td>58.487</td><td></td></tr><tr><td>alça descartável</td><td>AS ONE</td><td>6-488-01</td><td></td></tr><tr><td>alimento</td><td></td><td></td> padrão para <td>moscas&nbsp; o recepi nos no site do centro de estoque de Blooington.</td></tr><tr><td><forte>dissecção</forte>microscópio de</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>dissecação</td><td>Carl Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr> Placa de cultura de tecidos <tr><td></td><td>Leica</td><td>S8 AP0</td><td></td></tr><tr><td>(35 x 10 mm, não tratada)</td><td>IWAKI</td><td>1000-035</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>TORAY</td><td></td><td>coarting silicone dentro de placas</td></tr><tr><td>Agulha Terumo (27G, 0,40 x 19 mm)&nbsp;</td><td>TERUMO</td><td>NN-2719S</td><td>Uma "faca" para cortar a pinça de tecido</td></tr><tr><td>, Inox, #</td>5 <td>Dumont, Suíça</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pino de inseto (0,18 mm de diâmetro)</td><td>Marca</td><td></td> Shiga para micro tesoura de <td>dissecação de filetes</td></tr><tr><td></td><td>NATSUME SEISAKUSHO CO LTD.&nbsp;</td><td>MB-50-10</td><td></td></tr><tr><td><forte>fixação</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>água ultrapura</td><td>Merck Millipore</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fosfato tamponado solução salina (PBS)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Formaldeído</td><td>Nacalai tesque</td><td>16222-65</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeído</td><td>Nacalai tesque</td><td>02890-45</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Nacalai tesque</td><td>35501-15</td><td></td></tr><tr><td>microtubos (1,5 ml)</td> <td>INA OPTIKA</td><td>CF-0150</td><td></td></tr> <tr><td>< forte > incubação < / forte ></td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>como um misturador de swist TM-300 (balancim)</td> <td>Como um</td><td>balancim</td><td>TM-300</td></tr><tr><td>albumina de soro bovino</td><td>SIGMA</td><td>9048-46-8</td><td></td></tr> <tr><td>< forte > anticorpo primário < / forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>anti-Sro (cobaia), 1:1000</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>anti-GFP (coelho), 1:1000</td><td>Sondas Moleculares</td><td>A6455</td><td>Shimada-Niwa ans Niwa, 2014</td></tr><tr><td>anti-GFP (camundongo mAb, GF200), 1:100</td><td>Nakarai tesque</td><td>04363-66</td><td></td></tr><tr><td>anti-5HT (coelho), 1:500</td><td>SIGMA</td><td>S5545</td><td></td></tr><tr><td>anti-Hts 1B1 (camundongo)</td><td>Banco de Hibridoma de Estudos de Desenvolvimento (DSHB)</td><td>1B1</td><td></td></tr><tr><td>anti-DE-caderina (rato), 1:20</td><td>DSHB</td><td>DCAD2</td><td></td></tr><tr><td>anti-nc82 (camundongo), 1:50</td><td>DSHB</td><td>nc82</td><td></td></tr><tr><td><forte>anticorpo secundário</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cabra anticorpo secundário IgG (H+L) de cabra, conjugado Alexa Fluor 488</td><td>Life Technologies</td><td>A-11008</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo secundário anti-camundongo IgG (H + L) de cabra, conjugado Alexa Fluor 488</td><td>Life Technologies</td><td>A-11001</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo secundário anti-rato IgG (H + L) de cabra, conjugado Alexa Fluor 546</td><td>Life Technologies</td><td>A-11081</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo secundário IgG (H + L) de cobaia de cabra, conjugado Alexa Fluor 555</td><td>Life Technologies</td><td>A-21435</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 546 faloidina conjugada com corante</td><td>Life Tecnologias</td><td>A-22283</td><td></td></tr><tr><td>Reagentes de montagem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro slide glass</td><td>Matsunami Glass Ind.,Ltd.</td><td>SS7213</td><td></td></tr><tr><td>Vidro quadrado</td><td>Matsunami Glass Ind., Ltd.</td><td></td><td></td>C218181</tr><tr><td>Reagente FluorSave (Reagente de montagem)</td><td>Calbiochem</td><td>345789</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de transferência 1 ml (conta-gotas descartável)</td><td>WATSON</td><td>5660-222-1S</td><td></td></tr><tr><td>imaging</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LSM700 sistema de microscópio de varredura a laser</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>invertido Axio Observer. Z1 SP left</td></tr><tr><td>processamento de imagem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LSM700 ZEN</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>É uma interface de usuário especial baseada no sistema operacional Microsoft Windows7 de 64 bits</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fly stocks</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>w; GMR45C06-GAL4</td><td></td><td></td><td>&nbsp; do Bloomington Drosophila Stock Center. (#46260)</td></tr><tr><td>UAS&ndash; GFP; UAS&ndash; mCD8::GFP</td><td></td><td></td><td>presentes de K. Ito, Universidade de Tóquio.</td></tr><tr><td>w[1118]</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>w; phantom-GAL4#22/UAS-turboRFP</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>w; UAS-mCD8::GFP; TRH-GAL4</td><td></td><td></td><td>ver em Ref29, Alekseyenko, O. V, Lee, C. & Kravitz, E. A. (2010)</td></tr><tr><td>w; UAS-mCD8::GFP</td><td></td><td></td><td>&nbsp; do Bloomington Drosophila Stock Center. (#32188)</td></tr><tr><td>yw;; nSyb-GAL4</td><td></td><td></td><td>&nbsp; do Bloomington Drosophila Stock Center. (#51941)</td></tr></tbody></table>

protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta<em&gt; drosophila melanogaster</em

Protocols for Visualizing Steroidogenic Organs and Their Interactive Organs with Immunostaining in the Fruit Fly Drosophila melanogaster

Em organismos multicelulares, um pequeno grupo de células é dotado com uma função especializada na sua actividade biogénico, induzir uma resposta sistémica para o crescimento e reprodução. Em insetos, a glândula larval prothoracic (PG) e as fêmeas adultas de reprodução ovário papéis essenciais no biosynthesizing os principais hormônios esteróides chamados ecdisteroides. Estes órgãos ecdysteroidogenic são inervados do sistema nervoso, através do qual o momento da biossíntese é afetado por estímulos ambientais. Aqui nós descrevemos um protocolo para a visualização de órgãos ecdysteroidogenic e seus órgãos interativos em larvas e adultos de mosca da fruta Drosophila melanogaster, que fornece um sistema modelo adequado para estudar a biossíntese de hormônios esteróides e seu mecanismo de regulação. dissecção Hábil nos permite manter as posições dos órgãos ecdysteroidogenic e seus órgãos interativas, incluindo o cérebro, a medula nervosa ventral, e outros tecidos. Imunomarcação com umntibodies contra enzimas ecdysteroidogenic, juntamente com proteínas de fluorescência transgénicos accionados por promotores específicos de tecido, estão disponíveis para marcar células ecdysteroidogenic. Além disso, os inervação dos órgãos ecdysteroidogenic podem também ser marcados por anticorpos específicos ou um conjunto de controladores de GAL4 em vários tipos de neurónios. Portanto, os órgãos ecdysteroidogenic e as suas ligações neuronais possa ser visualizado simultaneamente por imunocoloração e técnicas transgénicas. Finalmente, descrevemos como visualizar as células-tronco germinativas, cuja proliferação e manutenção são controlados por ecdisteroides. Este método contribui para a compreensão abrangente da biossíntese de hormônios esteróides e seu mecanismo de regulação neuronal.

Foram utilizados os protocolos acima para visualizar os órgãos esteroidogênicas e seus órgãos interativos em D. melanogaster larvas e adultos do sexo feminino. O esquema geral de protocolos é mostrado na Figura 1. O RG, incluindo a PG (Figura 2D), é menor e mais transparente do que o cérebro e situa-se no lado dorsal anterior do cérebro (Figura 2A-C e 3A-E). Para marcar as células PG, vários grupos têm gerado vários tipos de anticorpos contra enzimas ecdyst...

Nós descrevemos um protocolo para dissecação, fixação e imunocoloração de órgãos esteroidogênicas em Drosophila larvas e adultos do sexo feminino para estudar a biossíntese de hormônios esteróides e seu mecanismo de regulação. Em adição aos órgãos esteroidogênicas, podemos visualizar a inervação dos órgãos esteroidogênicas, bem como células alvo esteroidogênicas, tais como células estaminais da linha germinal.

Protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In multicellular organisms, a small group of cells is endowed with a specialized function in their biogenic activity, inducing a systemic response ...

O objetivo geral deste procedimento é visualizar os órgãos esteroidogênicos e seus órgãos interativos em larvas ou fêmeas adultas da mosca-das-frutas, Drosophila melanogaster. Este método pode ajudar a compreender a biossíntese de hormônios esteroides em insetos e o mecanismo regulatório neuronal subjacente ao acasalamento e à metamorfose. A principal vantagem desta técnica é que a inervação dos órgãos esteroidogênicos e a porção relativa de seus órgãos interativos permanecem intactas.De modo geral, indivíduos novos neste método enfrentarão dificuldades, pois os órgãos esteroidogênicos em larvas de mosca são bastante pequenos e transparentes. Meu laboratório e eu estamos satisfeitos em compartilhar nossos protocolos de dissecação. Então, vamos começar.Após preparar as larvas, inicie a dissecação no sentido longitudinal em uma placa de três centímetros preenchida com PBS, sob um microscópio estereoscópico. Primeiro, segure o gancho bucal com pinça. Em seguida, utilizando tesoura microcirúrgica, corte o corpo a cerca de um terço do comprimento a partir da extremidade anterior.Em seguida, segure o comprimento anterior com um par de pin&ccedil;as e use um segundo par para empurrar suavemente

protocols-for-visualizing-steroidogenic-organs-their-interactive

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Como nichos e células-tronco se formam durante o desenvolvimento é uma questão importante com implicações práticas.

Dissecção e coloração de Drosophila Larval Ovários

Um método para immunostain e visualizar os órgãos chordotonal em larvas e pupas...

Visualização de Propriocepção em<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas e pupas

Este vídeo descreve a glândula anelar de Drosophila, uma estrutura endócrina complexa importante para a biossíntese e secreção de ecdisteróides e outros hormônios. O protocolo apresentado demonstra sua dissecção, fixação e imunocoloração.

Dissecção da glândula anelar larval: isolamento de órgãos endócrinos de desenvolvimento de Drosophila

Este vídeo demonstra um protocolo de imunocoloração detalhado para visualizar defeitos fenotípicos nos corpos de cogumelos de cérebros mutantes de Drosophila. O protocolo envolve o uso de anticorpos contra Fas2, uma proteína envolvida na orientação axonal que facilita o desenvolvimento morfológico e funcional adequado do corpo do cogumelo.

Visualizando neurônios do corpo de cogumelo em cérebros de Drosophila via imunocoloração

A imunocoloração é uma técnica eficaz para visualizar tipos específicos de células e proteínas dentro dos tecidos. Ao utilizar a sonicação, o protocolo descrito aqui alivia a necessidade de dissecar tecidos de Drosophila melanogaster de embriões e larvas em estágio avançado antes da imunocoloração. Fornecemos uma metodologia eficiente para a imunocoloração de larvas de montagem inteira fixadas em formaldeído.

Facilitou-Sonication Imunofluorescência Coloração de Late-estágio embrionário e larval<em&gt; Drosophila</em&gt; Tecidos<em&gt; In Situ</em

As estruturas adultas de Drosophila são derivadas de estruturas semelhantes a sacos chamadas discos imaginais. A análise desses discos fornece informações sobre muitos processos de desenvolvimento, incluindo determinação de tecidos, estabelecimento de limites de compartimentos, proliferação celular, especificação do destino celular e polaridade celular planar. Este protocolo é usado para preparar discos imaginais para microscopia de luz / fluorescente.

Dissecção e Imunocoloração do Imaginário discos de Drosophila melanogaster

Este protocolo descreve a dissecção e imunocoloração de adultos Drosophila melanogaster tecidos do cérebro. Especificamente, este protocolo destaca o uso da Drosophila cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios como subconjuntos neuronal de exemplo que podem ser usados com precisão para descobrir princípios gerais subjacentes a muitos aspectos do desenvolvimento neuronal.

Dissecção e imunofluorescência coloração de cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios em cérebros adultos Drosophila melanogaster

O ovário de Drosophila é um sistema excelente modelo para estudar o desenvolvimento de nicho de células-tronco. Embora métodos para dissecando larvas e adultos ovários foram publicados, dissecções de ovário pupal requerem diferentes técnicas que não tenham sido publicadas em detalhe. Aqui nós esboçamos um protocolo para dissecar, coloração e montagem ovários pupal.

Dissecção e coloração dos ovários Pupal drosófila

Apresentamos aqui um protocolo aprimorado para a preparação e imunossagem completa de testículos Drosophila, adequados para microscopia confocal e também permitindo rotulagem reprodutível e confiável. Ilustramos este protocolo por representação 3D e quantificação de experimentos de colocalização nos grandes espermatos S4-S5.

Imunostaining de Testes Drosophila de Monte Inteiro para Análise Confocal 3D de Grandes Espermatocitos

No embrião drosophila primitivo, muitas organelas são motile. Em princípio, eles podem ser imagens ao vivo através de sondas fluorescentes específicas, mas a casca de ovo impede a aplicação direta ao embrião. Este protocolo descreve como introduzir tais sondas através de microinjeção e, em seguida, analisar o movimento da organela em massa através da velocimetria de imagem de partículas.

Visualizando o tráfico dependente de citoesqueleto de organelas contendo lipídios em embriões Drosophila

Aprenda a visualizar órgãos esteroidogênicos e suas interações em Drosophila melanogaster usando imunocoloração. Este método preserva a inervação intacta para estudar biosíntese hormonal e mecanismos neuronais regulatórios.

Protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta Drosophila melanogaster (Vídeo) | JoVE Journal

Protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta

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