Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Bekijk de historische en fysiologie demonstratie op het NMJ van de rivierkreeft Opener Muscle

doi: 10.3791/1595 Published: November 9, 2009

Summary

De opener spier van de rivierkreeft been wordt gepresenteerd voor het historisch belang en experimentele veelzijdigheid in de spieren fenotype, synaptische fysiologie en plasticiteit.

Abstract

Hier presenteren we enkele van de belangrijkste belangrijke ontdekkingen gemaakt met de opener neuromusculaire (NMJ) het opstellen van schaaldieren en illustreren dat er nog veel te leren van dit model voorbereiding. In het begrijpen van de geschiedenis kan men begrijpen waarom zelfs vandaag de dag dit NMJ biedt nog steeds een rijke speeltuin op vragen over pre-en post-synaptische plasticiteit functie en adres. De levensvatbaarheid en het gemak van de toegang tot de terminal voor intracellulaire als extracellulaire elektrofysiologie en beeldvorming zijn belangrijke voordelen. De mechanismen achter de modulatie van vesiculaire kinetiek en fusie binnen de high-en low-output terminals zijn bedelen voor onderzoek. De voorbereiding biedt ook een toetsbare modelsysteem voor computationele assessments en manipulaties om de belangrijkste variabelen te onderzoeken in theoretische modellen van synaptische functie, bijvoorbeeld calcium dynamiek tijdens korte termijn facilitering. De synaptische complexiteit van de actieve zone en de statistische aard van quantale release is ook een open ruimte voor toekomstig onderzoek zowel experimenteel als rekenkracht.

Protocol

Introductie

De neuromusculaire juncties van schaaldieren hebben belangrijke bijdragen geleverd aan de fysiologie en met name aan synaptische fysiologie door de jaren heen. Het gemak in de dissectie en de levensvatbaarheid van zijn waarschijnlijk de belangrijkste factoren die vroeg anatoom en fysioloog later voor schaaldieren te gebruiken als experimentele voorbereidingen bevorderd. Rivierkreeft in het bijzonder zijn gemakkelijk verkrijgbaar bij de meeste zoetwater rivieren en meren zo goed als ze zijn gemakkelijk te onderhouden in een laboratorium omgeving ten opzichte van schaaldieren die een koud, zout water omgeving.

Een dierkundige terug in de late jaren 1800 nam ter harte bepaalde schaaldieren soorten (dwz, kreeften) en schreef een boek getiteld The Crayfish ( TH Huxley , 1879). Deze tekst diende als de gids van deze organismen voor jaar en vandaag is nog steeds geprezen als een uitgebreid boek selectief op rivierkreeftjes het omgaan met het leven geschiedenis, anatomie en fysiologie. Huxley gezien de rivierkreeft als een model van te duiken in de diepten van de zoölogie in al haar aspecten; dus het alomvattende karakter van zijn boek. De timing was voordelig zijn als de fysiologie was bloeien in de late jaren 1880 met het begrijpen van Ringer-ionen nodig is voor het behoud van het hart kikker preparaten (Ringer, 1882a, b). Dit is waarschijnlijk een van de redenen dat de fysiologische experimenten snel vooruitgang geboekt met andere soorten als de rivierkreeft. Ook was een zoutoplossing om schaaldier voorbereidingen te behouden is beschreven door Van Harreveld in 1936.

Verrassend is dat de innervatie van de opener spier in rivierkreeft benen werd ook gekenmerkt rond deze tijd in de geschiedenis (Biedermann, 1887). Maar nog verrassender is dat fysiologische studies reeds aan de gang in de spieren van de rivierkreeft door Charles Richet in Frankrijk. In feite zou de experimenten in rivierkreeft wellicht als eerste de facilitering aan te tonen bij de neuromusculaire (NMJ) (Richet, 1879, zie ook Richet, 1881). In de komende decennia rivierkreeft NMJs werden anatomisch en fysiologisch beschreven met betrekking tot de spanning ontwikkeling en anatomie (Van Harreveld en Wiersma, 1936).

De komst van intracellulaire opname, met scherpe elektroden (Ling en Gerard, 1949), nieuw leven ingeblazen het veld om verschillende sets van vragen te beantwoorden. Schaaldieren spieren waren bekend bij gegradeerd contracties produceren (Katz & Kuffler 1946; Katz, 1949; Wiersma, 1949), maar het was niet tot 1953 dat Fatt en Katz transmembrane mogelijkheden van korte termijn faciliteren in krab spiervezels opgenomen.

De opener spier in de ledematen van de rivierkreeft werd opnieuw duidelijk in 1961 toen Dudel en Kuffler aangetoond faciliteren in deze spier en toonde voor de 1 ste keer dat de verschijnselen van presynaptische inhibitie (1961a, b; Dudel, 1963, 1965a). Zij hebben ook gerapporteerd over de quantale aard van de synaptische transmissie op dit NMJ (1961b). In de afgelopen 50 jaar is er nogal wat aandacht besteed aan de voorbereiding en de verschillende technieken gebruikt om de synaptische fysiologie te controleren. Voor een korte ruim zicht van onderzoeken met behulp van dit preparaat, we beginnen met het op te merken dat de hele spier wordt geïnnerveerd door een prikkelende en remmende een axon die selectief zou kunnen worden gestimuleerd. Atwood (1964) toonden met treinen van de stimulatie van de prikkelende postsynaptische potentialen vergemakkelijkt en geproduceerd spierspanning. Iravani (1965) rapporteerde over de regionale verschillen in de synaptische de antwoorden afhankelijk van de regio van de spier. Kort daarna Dudel (1965a, b), opgenomen potenties langs de zenuwuiteinden op de opener en aangetoond dat het neuromodulator serotonine verbeterde synaptische transmissie door het verhogen van quantale inhoud betekenen.

Tegen die tijd is vastgesteld dat schaaldieren spieren reageerden op glutamaat en verschillende aminozuren als GABA (Van Harreveld en Mendelson, 1959; Robbins, 1959;. Kerkut et al., 1965). De remmende reacties van GABA werd geïdentificeerd door Florey (Bazemore et al.., 1956, 1957) en anderen (Boistel en Fatt, 1958). Later GABA werd geïsoleerd en bevestigd door Kravtiz (Kravitz en Potter, 1965; Kravitz et al., 1963a, b;. Kravitz, 1962) van de axonen van kreeft opener preparaten.

De rivierkreeft spieren aangeboden niet alleen gemakkelijk toegankelijk voorbereidingen, maar laat toe om te bestuderen hoe enkele identificeerbare motorneuronen kunnen in verschillende postsynaptische reacties resultaat bij een fysiologische en structureel niveau. In het bijzonder de opener spier geïnnerveerd door een prikkelende motor neuron, maar de excitatoire postsynaptische potentialen (EPSPS) op verschillende locaties kunnen variëren over 50 maal in dorsale oppervlakkige vezels (Bittner, 1968a, b) en zo veel als acht keer in de buik oppervlakkige vezels (Iravani, 1965).

"> Met de rudimentaire ontdekken dat de opener NMJ in rivierkreeft lange termijn faciliteren (LTF) (Sherman en Atwood, 1971) tentoongesteld, in aanvulling op de korte termijn faciliteren, de mechanistische onderbouwing voor deze verschijnselen moeten worden aangepakt. Als een kant nota, op lange termijn potentiatie (LTP) werd ontdekt in de gewervelde hersenen twee jaar later (Bliss en L MO, 1973), zonder vermelding van de originele ontdekking van dit verschijnsel op de rivierkreeft NMJ. Vanaf deze periode op vele onderzoekers zich op de kenmerken van STF en LTF het gebruik van de opener NMJ van rivierkreeft aan de cellulaire mechanismen (Atwood, 1973, 1976, 1982 studie; Atwood et al., 1994;. Zucker, 1973, 1974a, b; Bittner en Sewell, 1976;. Parnas et al., 1982a, b, c, d; Dudel et al., 1983;.. Vyshedskiy en Lin, 1997a, b, c) Ook een focus punt is om te begrijpen hoe een enkele motor neuron innerveert verschillende spieren vezels op de opener spier kan aanleiding geven om zulke uiteenlopende synaptic reacties (Linder, 1974; g · nzel et al., 1993;. Govind et al., 1994;. Iravani, 1965; Atwood, 1967; Bittner, 1968a, b; Sherman en Atwood, 1972; Zucker, 1974a; Parnas et al., 1982a;. Zucker en Haydon, 1988; Dudel, 1989a, b, c, d).

Synaptische structuur om rekening te houden het differentieel synaptische reacties kan worden onderzocht via ultrastructurele analyse (Jahromi en Atwood, 1974). Maatregelen van ionische verschillen als gevolg van activiteit in staat is om te worden onderzocht met axonale injecties van Ca2 + en Na + indicatoren, alsmede Ca2 + buffers (Mulkey en Zucker, 1993;. Winslow et al., 2002), en deze stromen kunnen worden gemodelleerd in de terminal (Winslow et al., 1994;. Cooper et al., 1996b).. Activiteit afhankelijk aanpassingen (Atwood et al., 1991.) En de farmacologische identificatie van neuromodulator receptor subtypes (Dropic et al., 2005;. Ruffner et al., 1999;. Sparks en Cooper, 2004; Sparks et al., 2004;. Tabor en Cooper , 2002;) dat de synaptische blaasjes zwembaden en kinetiek (Logsdon et al., 2005 invloed;. Southard et al., 2000;.. Sparks et al., 2003) is ook onderzocht wat de manier is om nieuwe vragen aan de orde leidend. De concepten van de rol van calcium tijdens STF versus membraan depolarisatie in synaptische transmissie op de opener NMJ leiden tot enige verschillen in advies (Mulkey en Zucker, 1991; Hochner et al., 1989).

Vrij recent de regionale differentiatie in de synaptische kracht en facilitatie van de interne motor neuron, is aangepakt en lijkt te worden veroorzaakt door verschillen ten opzichte van de lokale presynaptische veranderingen in de synaptische structuur en fysiologie (Atwood et al., 1994;. Atwood en Cooper, 1995, 1996a , b; Cooper et al., 1995b, 1996a, b).. Ultrastructurele analyse van elektronen micrografische studies is gebleken dat het varicosities de meerderheid van de synaptische contacten (Florey en Cahill, 1982.; Cooper et al., 1995b) bevatten. De kracht van synaptische transmissie daalt over de lengte van een enkele terminal die lijkt te worden veroorzaakt door de complexiteit van het synaptische structuur (Cooper et al., 1996a;.. Govind et al., 1994). De verschillen in de synaptische structuur kunnen een deel verklaren de verschillen in de Ca2 + influx tijdens de stimulatie op verschillende frequenties (Cooper et al.., 1995b, 1996b).

Omdat er regionale verschillen in fenotype spier-en biochemie onder de spiervezels van de opener (g · nzel, et al., 1993;.. Mykles et al., 2002) die zijn opgedeeld in regio's, zou kunnen verklaren een ontwikkelingsgebied geregeld spier fenotype dat invloeden en onderhoudt de regionale verschillen van de motor neuron (Mykles et al.., 2002). Het idee van retrograde invloed is onderzocht bij kikker skeletspieren (Nudell en Grinnell, 1983), in de kreeft (Katz et al.., 1993), en in rivierkreeft (Lnenicka en Mellon, 1983) met een redelijke overtuigend bewijs. De plaatselijke regeling van terminals in een enkel neuron zonder beïnvloeding van andere terminals is ruimtelijk goed mogelijk in schaaldieren motorneuronen, omdat de terminals kunnen vanaf 1 cm tot 10 cm meten afstand van elkaar. In tegenstelling tot de gewervelde dieren, kan een motor unit zijn onder meer dat een spier in ongewervelden (zie recensie van Atwood, 1973). De Excitor motor neuron dat de hele opener spier innerveert innerveert ook de stretcher spier in een meer proximale been segment. Faciliteren metingen tussen de spiervezels van de spier opener bleek dat er verschillen die kunnen worden gerelateerd aan rust niveaus in Ca2 +-ionen (Cooper et al.., 2005b) en / of eventueel coöperatief van release (Parnas et al.., 1982a, b)

De verschillen in structurele complexiteit bij hoog-en laag-output synapsen langs de terminals op de opener spieren werden onderzocht op quantale handtekeningen met betrekking tot de werving van active zones tussen de synapsen in STF, maar dit blijkt moeilijk te zijn om na te gaan (Lancaster et al., 2007;. Viele et al., 2003, 2006.). Mogelijk de zwembaden van blaasjes onder de high-en low-output synapsen zal blijken te differentieel worden geregeld in de kinetiek als bekend is neromodulators hebben verschillende effecten op de lage en hoge-output terminals (Logsdon et al., 2005;. Sparks en Cooper, 2004; Cooper et al.., 2003).

Het toekomstige gebruik van de opener spier voorbereiding rivierkreeft is zo rijk als het is 50 of een 100 jaar geleden. De voorbereiding is nog steeds zeer winterhard in vergelijking met veel andere synaptische preparaten. Quantale reacties kunnen worden elektrofysiologische direct opgenomen in de synaptische contacten en als beeld voor de blaasjes dynamiek in de verschillende vormen van goed gedefinieerde terminals. Het preparaat is niet verloren zijn charme in het hebben van enkel identificeerbaar neuronen voor de prikkelende en remmende ingangen. Ondanks de rivierkreeft niet praktisch voor de genetische manipulatie, studies zijn mogelijk om de rol van synaptische proteïnen adres als voor het Drosophila. Er zijn veel overeenkomsten in de synaptische functie om Drosophila NMJs (Atwood en Cooper, 1995, 1996a, b) die kunnen worden onderzocht door eiwit injectie studies (He et al.., 1999). De regulering van synaptische vesicles zwembaden binnen de motorische zenuwuiteinden is ook een rijk gebied voor toekomstig onderzoek en mechanistische studies aan calcium regulatie tijdens de STF (Desai-Shah et al., 2008.; Desai-Shah en Cooper, 2009) te begrijpen veel uit te leggen van de resterende mysteries in de fundamenten van synaptische transmissie.

Methoden

Ontleding

Rivierkreeft, Procambarus clarkii, het meten van 6-10 cm in lichaamslengte (Atchafalaya Biological Supply Co, Raceland, LA) gestimuleerd worden tot het eerste of tweede etappe lopen automatiseren door krachtig te knijpen op de ischiopodite segment.

Figuur 1
Draai het been rond totdat men er zeker van de buitenkant (laterale zijde) is gericht op het ontleden plaat. Dit is meestal de gebogen kant naar boven. Het plaatsen van het been op een stukje weefsel papier helpt, zodat de voorbereiding kan gemakkelijk worden gedraaid tijdens het maken van deze bezuinigingen.

Figuur 2

Met een scalpel breaker en de houder een scherp scheermesje wordt gebruikt om te etsen de cuticula tot ze net te snijden door in het patroon in deze figuur voor de meropodite segment. Zorg moet worden gebruikt om niet te ver distaal op de rug gesneden ventrale gesneden door de meropodite - carpopodite gewricht. Laat de cuticula op zijn plaats voor nu.

Figuur 3

Figuur 4

Met het scheermes scalpel etsen van de cuticula op de propodite tot vlak snijden door in het patroon aangegeven in bovenstaande afbeelding voor de propodite segment aan de ene kant en herhaal aan de andere kant de toetreding tot de proximale bezuinigingen. Zorg dient te worden gebruikt, niet te snijden in de opener spier. Dit kan gedaan worden door het houden van het blad leunt dichter aan de spier bij het snijden door de cuticula. Ook voor de dorsale te ventrale snijden, het aansluiten van rond de ventrale zijde, oppassen niet te snijden al te proximaal als de gezamenlijke verbinding is smal en makkelijk breken. Laat de cuticula op zijn plaats voor nu.

Figuur 5

De voorbereidingen moeten worden opgenomen in een zoutoplossing. Deze dissectie gerecht moet een Sylgard (Dow Corning) coating aan de onderkant (1 cm dik). De Sylgard wordt gebruikt, zodat insecten pinnen kunnen worden geplakt in het voor het houden van de voorbereiding nog steeds. Op dit punt steken een pin in de dorsale caudale hoek, in de cut, van het venster in de meropodite.
Met fijne pincetten (# 5) Til de cuticula van het distale einde en met het scheermes, knip de flexor spiervezels uit de buurt van cuticula, snijden in een distaal naar proximaal manier. Til het raam van de cuticula af.

Figuur 6

Figuur 7

Knip nu de apodeme (pees) op de meropodite - carpopodite gewricht (zie hieronder). Wees erg voorzichtig met de pees weg te trekken uit het been holte voordat de snede en alleen snijden de pees en niet de belangrijkste poot zenuw die is aan de binnenzijde van de pees. Knijp de pees waar hij werd gesneden met een pincet en trek de flexor spier uit door te tillen in een caudale richting. Nu de belangrijkste poot zenuw en de extensor spieren worden blootgesteld.

Figuur 8

Ga verder naar de propodite segment en nu snijden in de propodite dactylopodite gewricht. Hier is de dichter pees misschien gesneden uit de nagelriem bijlage. Trek de ventrale (dichter spier zijde) segment van de propodite omlaag en naar achteren caudaal, zodat de spier bevestigd in het caudale gebied kan worden gezien. Snijd deze spieren met het scheermes. Wees voorzichtig dat u de spieren te snijden aan de joint en risico het snijden van de motorische zenuw tak naar de opener spier te sluiten. De opener spier is nu blootgesteld aan de zoutoplossing.

Figuur 9

Figuur 10

Ga terug naar de meropodite regio om de zenuwbanen die de prikkelende en remmende motorneuronen naar de opener spier te isoleren. In de meest caudale regio van de meropodite segment het been zenuw bundel bevat meestal een gescheiden zenuw bundel. Deze korte regio waar twee bundels te zien is waar de dorsale bundel kan worden doorsneden met een fijne schaar. Het afgesneden uiteinde kan dan worden opgehaald met # 5 pincet voorzichtig distaal getrokken tot ongeveer de helft van de lengte van het meropodite segment is bereikt. Deze lange zenuw tak bevat de prikkelende opener zenuw en de grotere bundel van zenuwen bevat de remmende motor neuron van de opener spier.

Figuur 11

Figuur 12

Figuur 13

De voorbereiding in de meropodite segment is nu geknipt in een diagonale zodanige wijze dat een insect pin kan geplaatst worden via het dorsale aspect van de meropodite. Dit plaatst de ventrale aspect van de opener spier-up, zodat het de waarnemer wordt geconfronteerd (zoals hieronder afgebeeld).

Figuur 14

Figuur 15

Figuur 16

De resterende vezels van de dichter spier die blokkeert het uitzicht op de opener spier nu kan verwijderd worden door het indrukken van de vezels ten opzichte van de cuticula en uit de propodite holte. Soms is een bindweefsel heeft betrekking op de opener die kan worden verwijderd door voorzichtig met de # 5 pincet. De belangrijkste poot zenuw die loopt langs de opener spieren en gaat in de dactylopodite kan gesneden worden in het begin van de dactylopodite gezamenlijke of gewoon omhoog getrokken met de fijne pincet. Deze belangrijkste been zenuw, en soms voor de hand liggende bijbehorende bloedvat kan nu voorzichtig worden getrokken in een proximale richting voor de lengte van de opener spieren en dan weg te snijden.

Figuur 18

Nu is de opener spier is blootgesteld zonder dat weefsel te krijgen in de manier van een intracellulaire elektrode of een focale macropatch elektrode.

Figuur 19

Om de prikkelende zenuw te stimuleren om de opener spier de voorbereiding is nu verhuisd naar een opname kamer is ontworpen met een plastic zuig-elektrode. Het hebben van de elektrode is ingebouwd in de kamer wordt voorkomen dat een micromanipulator te gebruiken om een ​​stimulerende elektrode plaats. Speld de voorbereiding van de opname schotel en plaats de tak van de zenuw die de prikkelende zenuw in de zuig-elektrode bevat.

Figuur 20

Figuur 21

(Overgenomen uit: Mykles, DL, Medler, SA, Koenders, A., en Cooper, is RL (2002) myofibrillar proteïne isovorm expressie correleerde met synaptische werkzaamheid bij langzame vezels van de klauw en het been opener spieren van rivierkreeft en kreeft Journal of. Experimental Biology 205 (4): 513-522).

Zoutoplossing

Ontleed de voorbereidingen worden gehandhaafd in rivierkreeft zoutoplossing, een gemodificeerde Van Harreveld-oplossing (in mm: 205 NaCl, KCl 5,3, 13,5 CaCl2.2H2O, 2,45 MgCl2.6H2O, 5 HEPES op pH 7,4).

Het opnemen van intracellulaire EPSPS

Op te wekken een opgewekte reacties, is de prikkelende axon selectief gestimuleerd door een Grass stimulator. Een gebied met opener spier is gespietst met scherpe intracellulaire elektrode (20 tot 30 mOhm weerstand) gevuld met 3 M KCl. Een standaard hoofd podium en versterker voor intracellulaire opname kan worden gebruikt, maar gebruiken we een model 2B Axonclamp (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, USA) versterker en een X GVE hoofd podium. Korte termijn faciliteren (STF) of verschillende andere typen van de gewenste reacties kunnen worden verkregen door het variëren van de stimulus voorwaarden. STF wordt verkregen door het geven van een trein van 10 of 20 pulsen op 10 of 20 seconden intervallen, respectievelijk, de prikkelende zenuw. De frequentie van de stimulatie in de trein kan worden gevarieerd (40, 60 en 80 Hz). Intracellulaire EPSP opnames worden routinematig uitgevoerd door deze standaard-procedures (Crider & Cooper, 1999, 2000;. Cooper et al., 1995b; Dudel, 1983; Sparks en Cooper, 2004; Desai-Shah en Cooper, 2009).

De opener spier is opgedeeld in drie algemene regio's: distale, centrale en proximale. Hoewel de volledige open spier wordt geïnnerveerd door een motor neuron, de NMJs zijn structureel verschillend en hebben specifieke regionale verschillen in de synaptische werkzaamheid bij deze drie algemene regio's (Cooper et al.. 1995a, b). De spiervezels fenotype type is ook aangetoond dat anders zijn in deze regio's (Mykles et al.. 2002). Om deze redenen zijn de meest distale vezels worden gebruikt, omdat ze gemakkelijk afgebakend voor de samenhang tussen de voorbereidingen.

Figuur 22

Het opnemen van focale quantale EPSPS direct over herkenbare regio's van het zenuwuiteinde

De synaptische varicosities worden gevisualiseerd met de vitale kleurstof 4-Di-2-Asp (Magrassi et al.., 1987), die geen invloed heeft synaptische transmissie, bij de concentraties en tijden in dienst (5 uM, 5-minuten behandeling, Cooper et al. ., 1995b). Met fluorescentie microscopie, het lumen van een macro-patch registratie-elektrode (Cooper et al., 1995c;.. St ¨ hmer et al., 1983) kunnen direct worden geplaatst over een enkele geïsoleerde varicosity. Op te roepen het zenuwuiteinde, is de prikkelende motorische zenuw gestimuleerd zoals hierboven vermeld. Spontane evenals opgeroepen quantale antwoorden kunnen worden opgenomen langs de reeks gevisualiseerd varicosities, door voorzichtig het verlagen van de lumen en het verhogen van het over elkaar varicosity.

De synaptische potentialen worden opgenomen door middel van een macro-patch elektrode in essentie zoals beschreven door Dudel, 1981; Wojtowicz et al.. (1991) en Mallart (1993). Kimax glas (buitendiameter: 1,5 mm) werd getrokken en vuur-gepolijst om patch tips te produceren met binnenin een diameter van 10 tot 20 urn. Het lumen van de elektrode wordt gevuld met het baden medium. De versterker is dezelfde als die gebruikt worden voor de intracellulaire opname hierboven vermeld. Elektrode en seal weerstand kan worden bepaald door het passeren teststroom pulsen door de elektrode. Afdichting weerstanden varieerde 0,3 tot 1,0 M0hm en de elektrode weerstand varieerde 0,5 tot 1,0 M.0. Seal weerstand kan worden gecontroleerd in de opname.

Directe tellen van quantale evenementen is het mogelijk met een lage stimulatie frequenties. Voor elke opgewekte reacties, kan het aantal quantale gebeurtenissen worden bepaald. Voor een reeks van de reacties, zijn de totale aantallen van quantale gebeurtenissen geteld om vervolgens schatten betekenen quantale content op basis van deze directe telt. Een benadering voor het berekenen betekenen quantale inhoud neemt het totale aantal kwanta en delen door het totaal aantal antwoorden (del Castillo en Katz, 1954). Er zijn andere benaderingen kan men gebruik maken en op basis van de piek amplitude of het gebied van het epsps (Cooper et al.., 1995b).

References

  1. Atwood, H. L. γ -aminobutyric acid and crab muscle fibres. Experientia (Basel). 20, 161-163 (1964).
  2. Atwood, H. L. Variation in physiological properties of crustacean motor synapses. Nature. 215, 58-58 (1967).
  3. Atwood, H. L. An attempt to account for the diversity of crustacean muscles. Am. Zool. 13, 357-378 (1973).
  4. Atwood, H. L. Organization and synaptic physiology of crustacean neuromuscular systems. Prog. Neurobiol. 7, 291-391 Forthcoming.
  5. Atwood, H. L. Synapses and neurotransmitters. The Biology of Crustacea. Sandeman, H. L., Atwood, D. C. 3, Academic Press, Inc. New York. 105-150 (1982).
  6. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Functional and structural parallels in crustaceans and Drosophila neuromuscular systems. Am. Zool. 35, 556-565 (1995).
  7. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Assessing ultrastructure of crustacean and insect neuromuscular junctions. J. Neurosci. Meth. 69, 58-58 (1996).
  8. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Synaptic diversity and differentiation: Crustacean neuromuscular junctions. Invertebrate Neurosci. 1, 291-307 (1996).
  9. Atwood, H. L., Cooper, R. L., Wojtowicz, J. M. Non-uniformity and plasticity of quantal release at crustacean motor nerve terminals. Advances in Second Messenger and Phosphoprotein Research. Molecular and Cellular Mechanisms of Neurotransmitter Release. Stjärne, L., Greengard, P., Grillner, S. E., Hökfelt, T. G. M., Ottoson, D. R. Raven Press. New York. 363-382 (1994).
  10. Atwood, H. L., Nguyen, P. V., Mercier, A. J. Activity-dependent adaptation in neuromuscular systems: comparative observations. Plasticity of Motoneural Connections. Elsevier. 101-114 (1991).
  11. Bazemore, A., Elliott, K. A. C., Florey, E. Factor I and γ -aminobutyric acid. Nature. 178, 1052-1053 (1956).
  12. Bazemore, A. W., Elliott, K. A. C., Florey, E. Isolation of Factor I. J. Neurochem. 1, 334-339 (1957).
  13. Biedermann, W. Beiträge zur allgemeinen Nerven- und Muskelphysiologie. Zwanzigste Mittheilung. über die Innervation der Krebsschere. Sitz. Berlin D. Akad. Wiss. Wien, Math. Naturwiss. Kl. Abt. III. 95, 7-40 (1887).
  14. Bittner, G. D. Differentiation of nerve terminals in the crayfish opener muscle and its functional significance. J. Gen. Physiol. 51, 731-758 (1968).
  15. Bittner, G. D. The differentiation of crayfish muscle fibers during development. J. Exp. Zool. 167, 439-456 (1968).
  16. Bittner, G. D., Sewell, V. L. Facilitation at crayfish neuromuscular junctions. J. Comp. Neurol. 109, 287-308 (1976).
  17. Bliss, T. V. P., Lomo, T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol. 232, 357-374 (1973).
  18. Boistel, J., Fatt, P. Membrane permeability change during inhibitory transmitter action in crustacean muscle. J. Physiol. 144, 176-191 (1958).
  19. Cooper, R. L., Dönmezer, A., Shearer, J. Intrinsic differences in sensitivity to 5-HT between high- and low-output terminals innervating the same target. Neuroscience Research. 45, 163-172 (2003).
  20. Cooper, R. L., Hampson, D., Atwood, H. L. Synaptotagmin like expression in the motor nerve terminals of crayfish. Brain Res. 703, 214-216 (1995).
  21. Cooper, R. L., Harrington, C. C., Marin, L., Atwood, H. L. Quantal release at visualized terminals of a crayfish motor axon: Intraterminal and regional differences. J. Comp. Neurol. 375, 583-600 (1996).
  22. Cooper, R. L., Marin, L., Atwood, H. L. Synaptic differentiation of a single motor neuron: Conjoint definition of transmitter release, presynaptic calcium signals and ultrastructure. J. Neurosci. 15, 4209-4222 (1995).
  23. Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S., Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions and rat hippocampus. J. Neurosci. Meth. 61, 67-79 (1995).
  24. Cooper, R. L., Winslow, J., Govind, C. K., Atwood, H. L. Synaptic structural complexity as a factor enhancing probability of calcium mediated transmitter release. J. Neurophysiol. 75, 2451-2466 (1996).
  25. Crider, M. E., Cooper, R. L. The importance of the stimulation paradigm in determining facilitation and effects of neuromodulation. Brain Research. 842, 324-331 (1999).
  26. Crider, M. E., Cooper, R. L. Differentially facilitation of high- and low-output nerve terminals from a single motor neuron. J. of Applied Physiology. 88, 987-996 (2000).
  27. Del Castillo, J., Katz, B. Quantal components of the end-plate potential. J. Physiol. (Lond). 124, 573-57 (1954).
  28. Desai-Shah, M., Cooper, R. L. Different mechanisms of Ca2+ regulation that influence synaptic transmission: comparison between Crayfish and Drosophila NMJs. SYNAPSE. In Press (2009).
  29. Desai-Shah, M., Viele, K., Sparks, G., Nadolski, J., Hayden, B., Srinivasan, V. K., Cooper, R. L. Assessment of synaptic function during short-term facilitation in motor nerve terminals in the crayfish. Open Neurosci. J. 2, 24-35 (2008).
  30. Dropic, A. J., Brailoiu, E., Cooper, R. L. Presynaptic mechanism of action induced by 5-HT in nerve terminals: Possible involvement of ryanodine and IP3 sensitive Ca2+ stores. Comp. Biochem. Phys. A. 142, 355-361 (2005).
  31. Dudel, J. Presynaptic inhibition of the excitatory nerve terminal in the neuromuscular junction of the crayfish. Pflügers Arch. ges. Physiol. 277, 537-557 (1963).
  32. Dudel, J. The mechanism of presynaptic inhibition at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 284, 66-80 (1965).
  33. Dudel, J. Potential changes in the crayfish motor nerve terminal during repetitive stimulation. Pflügers Arch. 282, 323-337 (1965).
  34. Dudel, J. Graded or all-or-nothing release of transmitter quanta by local depolarization of nerve terminals on crayfish muscle. Pflügers Arch. 398, 155-164 (1983).
  35. Dudel, J. Calcium dependence of quantal release triggered by graded depolarization pulses to nerve terminals on crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 289-298 (1989).
  36. Dudel, J. Shifts in the voltage dependence of synaptic release due to changes in the extracellular calcium concentration at nerve terminals on muscle of crayfish and frogs. Pflügers Arch. 415, 299-303 (1989).
  37. Dudel, J. Calcium and depolarization dependence of twin-pulse facilitation of synaptic release at nerve terminal of crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 304-309 (1989).
  38. Dudel, J. Twin pulse facilitation in dependence on pulse duration and calcium concentration at motor nerve terminals of crayfish and frog. Pflügers Arch. 415, 310-315 (1989).
  39. Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 391, 35-40 (1981).
  40. Dudel, J., Franke, C., Hatt, H. Rapid activation and desensitization of transmitter-liganded receptor channels by pulses of agonists. Ion Channels. Narahashi, T. 3, Plenum Press. New York. 207-260 (1992).
  41. Dudel, J., Kuffler, S. W. The quantal nature of transmission and spontaneous miniature potentials at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Lond). 155, 529-52 (1961).
  42. Dudel, J., Parnas, I., Parnas, H. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. VI. Release determined by both intracellular calcium concentration and depolarization of the nerve terminal. Pflügers Arch. 399, 1-10 (1983).
  43. Fatt, P., Katz, B. Distributed 'endplate potentials' of crustacean muscle fibres. J. exp. Biol. 30, 433-439 (1953).
  44. Florey, E., Cahill, M. A. The innervation pattern of crustacean skeletal muscle. Cell Tissue Res. 224, 527-541 (1982).
  45. Govind, C. K., Pearce, J., Wojtowicz, J. M., Atwood, H. L. Strong and weak synaptic differentiation in the crayfish opener muscle: structural correlates. Synapse. 16, 45-58 (1994).
  46. Günzel, D., Galler, S., Rathamayer, W. Fibre heterogeneity in the closer and opener muscles of the crayfish walking legs. J. Exp. Biol. 175, 267-281 (1993).
  47. He, P., Southard, R. C., Whiteheart, S. W., Cooper, R. L. Role of alpha-SNAP in promoting efficient neurotransmission at the crayfish neuromuscular junction. J. Neurophysiol. 82, 3406-3416 (1999).
  48. Hochner, B., Parnas, H., Parnas, I. Membrane depolarization evokes neurotransmitter release in the absence of calcium entry. Nature. 342, (6248), 433-435 (1989).
  49. Huxley, T. H. The crayfish an introduction to the study of zoology. Series Landmarks of Science. C. Kegan Paul. London. (1880).
  50. Iravani, J. Membrandepolarisation der Muskelfasern des öffnermuskels des Flusskrebses auf Nervenreiz und Kaliumapplikation. Experientia. 21, 609-610 (1965).
  51. Jahromi, S. S., Atwood, H. L. Three-dimensional ultrastructure of the crayfish neuromuscular apparatus. J Cell Biol. 63, 599-613 (1974).
  52. Katz, B. Neuro-muscular transmission in invertebrates. Biol. Rev. 24, 1-20 (1949).
  53. Katz, B., Kuffler, S. W. Excitation of the nerve-muscle system in crustacea. Proc. R. Soc. Lond. B. 133, 374-389 (1946).
  54. Katz, P. S., Kirk, M. D., Govind, C. K. Facilitation and depression at different branches of the same motor axon: evidence for presynaptic differences in release. J. Neurosci. 13, (7), 3075-3089 (1993).
  55. Kerkut, G. A., Leake, L. D., Shapira, A., Cowan, S., Walker, R. J. The presence of glutamate in nerve-muscle perfusates of Helix. Carcinus and Periplaneta. Comp Biochem Physiol. 15, (4), 485-502 (1965).
  56. Kravitz, E. A. Enzymic formation of gamma-aminobutyric acid in the peripheral and central nervous system of lobsters. J Neurochem. 9, 363-370 (1962).
  57. Kravitz, E. A., Kuffler, S. W., Potter, D. D., Vangelder, N. M. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. II. Peripheral nervous system. J. Neurophysiol. 26, 729-738 (1963).
  58. Kravitz, E. A., Kuffler, S. W., Potter, D. D. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. III. Their relative concentrations in separated motor and inhibitory axons. J Neurophysiol. 26, 751-75 (1963).
  59. Kravitz, E. A., Molinoff, P. B., Hall, Z. W. A comparison of the enzymes and substrates of gamma-aminobutyric acid metabolism in lobster excitatory and inhibitory axons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 54, 778-782 (1965).
  60. Kravitz, E. A., Potter, D. D. A further study of the distribution of -aminobutyric acid between excitatory and inhibitory axons of the lobster. J. Neurochem. 12, 323-328 (1965).
  61. Lancaster, M., Viele, K., Johnstone, A. F. M., Cooper, R. L. Automated classification of evoked quantal events. J. Neurosci. Meth. 159, 325-336 (2007).
  62. Lnenicka, G. A., Mellon, D. Jr Changes in electrical properties and quantal current during growth of identified muscle fibres in the crayfish. J. Physiol. 345, 261-284 (1983).
  63. Linder, T. M. The accumulative properties of facilitation at crayfish neuromuscular synapses. J. Physiol., Lond. 238, 223-234 (1974).
  64. Ling, G., Gerard, R. W. The normal membrane potential of frog sartorius fibers. J. Cell. Comp. Physiol. 34, 383-396 (1949).
  65. Logsdon, S., Johnstone, A. F. M., Viele, K., Cooper, R. L. The regulation of synaptic vesicles pools within motor nerve terminals during short-term facilitation and neuromodulation. J. Applied Physiol. 100, 662-671 (2005).
  66. Magrassi, L., Purves, D., Lichtman, J. W. Fluorescent probes that stain living nerve terminals. J. Neurosci. 7, 1207-1214 (1987).
  67. Mallart, A. Calcium dependent modulation of the facilitation of transmitter release at neuromuscular junctions of Drosophila. J. Physiol. (Paris). 87, 83-88 (1993).
  68. Mulkey, R. M., Zucker, R. S. Action potentials must admit calcium to evoke transmitter release. Nature. 350, 152-155 (1991).
  69. Mulkey, R. M., Zucker, R. S. Calcium released by photolysis of DM-nitrophen triggers transmitter release at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. 462, 243-260 (1993).
  70. Mykles, D. L., Medler, S. A., Koenders, A., Cooper, R. L. Myofibrillar protein isoform expression is correlated with synaptic efficacy in slow fibres of the claw and leg opener muscles of crayfish and lobster. J. Exp. Bio. 205, 513-522 (2002).
  71. Nudell, B. M., Grinnell, A. D. Regulation of synaptic position, size, and strength in anuran skeletal muscle. J Neurosci. 3, (1), 161-176 (1983).
  72. Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release and of entry and removal of calcium. Pflügers Arch. 393, 1-14 (1982).
  73. Parnas, I., Parnas, H., Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. II. Duration of facilitation and removal processes of calcium from the terminal. Pflügers Arch. 393, 323-326 (1982).
  74. Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. IV. The effect of Mg2+ ions on the duration of facilitation. Pflügers Arch. 395, 1-5 (1982).
  75. Parnas, I., Parnas, H., Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. V. Basis for synapse differentiation of the fast and slow type in one axon. Pflügers Arch. 395, 261-270 (1982).
  76. Robbins, J. The excitation and inhibition of crustacean muscle by amino acids. J. Physiol. 148, 39-50 (1959).
  77. Richet, C. Contribution a la physiologic des centres nerveux et des muscles de l'ecrevisse. Arch. de Physiol. 6, 263-523 (1879).
  78. Physiologie des muscles et des nerfs. Le ons prof sees la Facult de m decine en 1881, par Charles Richet. Paris, G. Bailli re. (1881).
  79. Ringer, S. Regarding the action of hydrate of soda, hydrate of ammonia, and hydrate of potash on the ventricle of the frog's heart. J. Physiol. 3, 195-202 (1882).
  80. Ringer, S. Concerning the influence exerted by each of the constituents of the blood on the contraction of the ventricle. J. Physiol. 3, 380-393 (1882).
  81. Ruffner, M. E., Cromarty, S. I., Cooper, R. L. Depression of synaptic efficacy in Drosophila neuromuscular junctions by the molting hormone (20-Hydroxyecdysone). J. Neurophysiol. 81, 788-794 (1999).
  82. Sherman, R. G., Atwood, H. L. Synaptic facilitation: Long term neuromuscular facilitation in crustaceans. Science. 171, 1248-1250 (1971).
  83. Sherman, R. G., Atwood, H. L. Correlated electrophysiological and ultrastructural studies of a crustacean motor unit. J. Gen. Physiol. 59, 586-615 (1972).
  84. Sparks, G., Cooper, R. L. 5-HT offsets homeostasis of synaptic transmission during short-term facilitation. J. Applied Physiol. 96, 1681-1690 (2004).
  85. Sparks, G. M., Dasari, S., Cooper, R. L. Actions of MDMA at glutamatergic neuromuscular junctions. Neurosci. Res. 48, 431-438 (2004).
  86. Sparks, G. M., Brailoiu, E., Brailoiu, C., Dun, N. J., Tabor, J., Cooper, R. L. Effects of m-CPP in altering neuronal function: Blocking depolarization in invertebrate motor & sensory neurons but exciting rat sensory neurons. Brain Res. 969, 14-26 (2003).
  87. Southard, R. C., Haggard, J., Crider, M. E., Whiteheart, S. W., Cooper, R. L. Influence of serotonin on the kinetics of vesicular release. Brain Res. 871, 16-28 (2000).
  88. Stühmer, W., Roberts, W. S., Almers, W. The loose patch clamp. Single channel recordings. Sakmann, B., Neher, E. Plenum Press. New York. 123-132 (1983).
  89. Tabor, J., Cooper, R. L. Physiologically identified 5-HT2 -like receptors at the crayfish neuromuscular junction. Brain Res. 932, 91-98 (2002).
  90. Van Harreveld, A., Mendelson, M. Glutamate-induced contractions in crustacean muscle. J. Cell Comp. Physiol. 54, 85-94 (1959).
  91. Van Harreveld, A. A physiological solution for freshwater crustaceans. Proc. Soc Exp. Biol. Med. 34, 428-432 (1936).
  92. Van Harreveld, A., Wiersma, C. A. G. The Triple Innervation of the Crayfish Muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 22, (11), 667 (1936).
  93. Viele, K., Lancaster, M., Cooper, R. L. The self-modeling structure of evoked post-synaptic potentials. Synapse. 60, 32-44 (2006).
  94. Viele, K., Stromberg, A., Cooper, R. L. Determining the number of release sites within the nerve terminal by statistical analysis of synaptic current characteristics. Synapse. 47, 15-25 (2003).
  95. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Study of the inhibitor of the crayfish neuromuscular junction by presynaptic voltage control. J. Neurophysiol. 77, 103-115 (1997).
  96. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Activation and detection of facilitation as studied by presynaptic voltage control at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 77, 2300-2315 (1997).
  97. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Change of transmitter release kinetics during facilitation revealed by prolong test pulses at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 78, 1791-1799 (1997).
  98. Wiersma, C. A. G. Synaptic facilitation in the crayfish. J. Neurophysiol. 12, 267-275 (1949).
  99. Winslow, J. L., Duffy, S. N., Charlton, M. P. Homosynaptic facilitation of transmitter release in crayfish is not affected by mobile calcium chelators: implications for the residual ionized calcium hypothesis from electrophysiological and computational analyses. J. Neurophysiol. 72, 1769-1793 (1994).
  100. Winslow, J. L., Cooper, R. L., Atwood, H. L. Sodium in presynaptic nerve terminals in response to stimulation. J. Neurosci. Meth. 118, 163-175 (2002).
  101. Wojtowicz, J. M., Smith, B. R., Atwood, H. L. Activity-dependent recruitment of silent synapses. Ann. NY Acad. Sci. 627, 169-179 (1991).
  102. Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J. Physiol., Lond. 229, 787-810 (1973).
  103. Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J. Physiol. (Lond). 241, 69-89 (1974).
  104. Zucker, R. S. Characteristics of crayfish neuromuscular facilitation and their calcium dependence. J. Physiol., Lond. 241, 91-110 (1974).
  105. Zucker, R. S., Haydon, P. G. Membrane potential has no direct role in evoking neurotransmitter release. Nature. 335, 360-362 (1988).
Bekijk de historische en fysiologie demonstratie op het NMJ van de rivierkreeft Opener Muscle
Play Video
PDF DOI

Cite this Article

Cooper, A. S., Cooper, R. L. Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle. J. Vis. Exp. (33), e1595, doi:10.3791/1595 (2009).More

Cooper, A. S., Cooper, R. L. Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle. J. Vis. Exp. (33), e1595, doi:10.3791/1595 (2009).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter