Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

小龙虾开瓶器肌肉NMJ的历史观和生理学示范

Published: November 9, 2009 doi: 10.3791/1595

Summary

首战小龙虾腿肌肉是其历史的重要性,并在实验的多功能性肌表型,突触生理学和可塑性。

Abstract

在这里,我们目前的一些关键重要的发现开门红神经肌肉接头(NMJ)甲壳类动物的准备和说明,仍然有很大的借鉴这种模式的准备。在了解历史中,人们可以明白为什么即使在今天这个NMJ仍然提供了丰富的的操场上解决问题,关于前和突触后的功能和可塑性。为细胞内,以及作为外的电生理和影像的可行性和易于访问终端是显着的优势。在高和低输出端子的落后水泡动力学和融合的调制机制是乞求作进一步调查。准备还提供了一个计算的评估和操作的可测试的模型系统,研究在理论模型的突触功能的关键变量,例如在短期促进钙的动态。活动区和统计性质的量子释放的突触的复杂性也是一个开放区域为将来的调查,实验和计算。

Protocol

简介

甲壳类动物的神经肌肉接头有生理和特别是多年来突触生理学提供了重要的贡献。在便于清扫和生存能力可能促进早期的解剖学家和更高生理学家使用甲壳类动物作为实验的准备工作的关键因素。特别是小龙虾很容易从最淡水河流和湖泊以及它们很容易在实验室环境比较冷,咸水环境的甲壳类动物需要维持索取。

一个早在1800年代后期的动物学家了心脏病,尤其是甲壳类(即crayfishes )和 龙虾 (TH赫胥黎, 1879年)一书。多年担任该文本对这些微生物的指导书,今天仍然是作为一个选择性地对生活的历史,解剖学和生理学方面的crayfishes的综合性著作欢呼。赫胥黎视为模型动物的小龙虾,潜入深处的动物在各方面,因此,他的著作的综合性。时机是有利的,因为生理1880年林格保持蛙心的准备工作(林格,1882a,b)项所需的离子的理解中后期开花。这可能是原因之一,生理实验进展迅速在其他物种以及小龙虾。此外,描述生理盐水维持甲壳类动物的筹备工作已在1936年由Van Harreveld。

令人惊讶的揭幕战中的小龙虾腿肌肉的支配也正在围绕这段历史时期(格拉德别德曼,1887年)特点。但更令人惊讶的是查尔斯Richet在法国小龙虾肌肉生理学研究已经正在进行。事实上,在小龙虾的实验有可能是第一次证明在神经肌肉接头(NMJ)(Richet,1879年;也看到Richet,1881年)的便利。在未来的几十年中,小龙虾NMJs被描述解剖学和生理紧张局势的发展和解剖(范Harreveld和Wiersma,1936年)。

细胞内记录的到来,振兴的领​​域,以解决不同的问题,用锋利的电极(凌和Gerard,1949)。甲壳类动物的肌肉被称为分级收缩(卡茨和Kuffler 1946年,卡茨,1949; Wiersma,1949年),但直到1953年,弼和Katz记录蟹肌纤维短长期便利的跨膜电位。

揭幕战中的小龙虾,四肢肌肉再次强调在1961年时Dudel和Kuffler证明这种肌肉的便利, 为第一时间发现,突触前抑制的现象(1961a,B; Dudel,1963, 1965a)。他们还报告了本NMJ(1961b)突触传递的量子性质。在过去50年中一直存在相当重视的准备和各种技术,用于监视突触生理学的一个给定的位。对于一个简短超过使用该制剂的调查中,我们开始注意到,整个肌肉是由一个兴奋和抑制轴突可以选择性地刺激支配。阿特伍德(1964年)表明刺激促进兴奋性突触后电位和肌肉紧张的列车。 Irava​​ni(1965)报道取决于地区的肌肉突触反应的区域差异。在此之后不久,Dudel(1965a,b)项记录一起揭幕战上的神经末梢潜力和证明,神经调节 - 羟色胺增强突触传递增加意味着量子内容。

到了这个时候,它的成立,甲壳类动物的肌肉反应谷氨酸和各种氨基酸,以及γ-氨基丁酸(范Harreveld和Mendelson,1959年,罗宾斯,1959年; Kerkut等,1965) 。弗洛里(Bazemore 等人 ,1956年,1957年)和其他(Boistel和弼,1958年)被确定GABA的抑制反应。后来,γ-氨基丁酸是孤立和Kravtiz(克拉维茨和波特,1965年; 克拉维茨等,1963a,B;克拉维茨,1962年)证实,从龙虾的揭幕战制剂轴突。

小龙虾的肌肉提供不仅方便准备,但允许一个研究单一识别运动神经元可以在各种突触后反应的结果在生理和结构层次。开门红肌肉特别是由一个单一的兴奋性运动神经元支配,但不同位置上的兴奋性突触后电位(EPSPS)可以随背表面纤维的50倍(BITTNER,1968a,b)项和高达8折腹肤浅纤维(Irava​​ni,1965年)。

“>开创性的发现,在小龙虾首战NMJ表现在除了短期促进长期便利化(LTF)(Sherman和阿特伍德,1971年),作为一个方面,需要解决这些现象的机理基础。注意,长时程增强(LTP)被发现在脊椎动物的大脑,两年后(布利斯和L MO,1973年)没有引用到原来的小龙虾NMJ现象的发现,从这个时期的属性集中的许多研究者科技型中小企业和LTF使用小龙虾的揭幕战NMJ研究细胞机制(阿特伍德,1973年,1976年,1982年; 阿特伍德等 ,1994;朱克,1973,1974a,B; Bittner和塞维尔,1976年; 帕纳斯等, 1982年a,B,C,D; Dudel ,1983;。Vyshedskiy和林,1997年,B,C)又一个焦点已经了解如何可以产生一个单一的运动神经元支配开门红肌肉中的各种肌肉纤维等多样的突触反应(林德,1974年; G · nzel等人,1993年; Govind等,1994; Iravani,1965年;阿特伍德,1967年; BITTNER,1968a,B;谢尔曼和阿特伍德,1972年,朱克,1974a ;帕纳斯等人 ,1982年a;朱克和海顿,1988年; Dudel,1989,B,C,D)。

突触结构差的突触反应的帐户可以进行调查,通过超微结构分析(Jahromi和阿特伍德,1974年)。由于活动离子差异的措施是能够与钙+和Na +的指标,以及钙+缓冲区(Mulkey和朱克1993年。; 斯罗等人,2002年)轴索注射调查,和这些助焊剂可以是在终端为蓝本(温斯洛 ,1994; Cooper 等人 ,1996年b)。活动依赖的适应化修改(阿特伍德等人 ,1991年)和神经调节受体亚型(Dropic ,2005年的药理鉴定;。Ruffner等,1999;火花和Cooper,2004; 火花等,2004;泊和库珀,2002;),影响突触小泡池和动力学(劳格斯登 ,2005;。Southard ,2000;。火花 ,2003)也审查了这是导致新的问题的方式加以解决。在揭幕战中NMJ的突触传递中的科技型中小企业与膜去极化,钙的作用的概念,导致一些分歧意见(Mulkey和朱克,1991年; Hochner等,1989)。

最近在从单一的运动神经元突触的强度和便利的区域差异,已经解决,似乎是由于当地突触前突触结构的变化和生理(阿特伍德等人,1994年的差异。阿特伍德和库珀,1995年,1996年,B; Cooper 等人 ,1995年,1996年,B)。超微结构分析电子显微研究表明,膨体包含大多数的突触联系(弗洛里和卡希尔,1982年,Cooper 等人 ,1995年)。突触传递的强度下降沿一个终端,这似乎是由于突触结构的复杂 (Cooper等人,1996年; Govind等,1994)的长度。在突触结构的差 ​​异可能解释的差异的Ca2 +刺激过程中的大量涌入在各种频率 (Cooper等人,1995年,1996年b)的一部分。

由于有地区差异肌肉的表型和生化之间的揭幕战中的肌纤维(G · nzel,等,1993;。Mykles等,2002年),分为 ​​地区,可以解释一个发育调控的肌表型影响和维护的运动神经元(Mykles ,2002)的区域差异。逆行影响的想法已经在青蛙骨骼肌(Nudell和格林内尔,1983年)的调查,在龙虾 (Katz等,1993),在小龙虾(Lnenicka和梅隆,1983年),合理的令人信服的证据。在单个神经元的终端,不影响其他终端的地方性法规是空间中的甲壳类动物的运动神经元很可能因为终端可以测量从1cm到10cm的距离,从对方。与脊椎动物不同,可能包括一个电机单元,在无脊椎动物的肌肉(见1973年阿特伍德,审查)。励磁支配整个开门红肌肉的运动神经元支配担架肌肉更近端的小腿段。开门红肌肉中的肌纤维之间的便利的测量结果表明,这可能与休息中钙水平差异+离子(Cooper等人,2005年b)和/或可能发行合作(帕纳斯等,1982年a,B)

量子签名之间沿开门红肌肉终端的高和低输出突触结构复杂的差异进行了调查,激活招聘已经在科技型中小企业之间的突触区,但是这已被证明是难以确定(兰开斯特等人,2007年Viele等人,2003年,2006年)。 。之间的高,低产出的突触小泡池,将证明动力学差异来加以规范,因为它是已知的neromodulators低和高输出端子(劳格斯登等 ,2005年差的影响; Sparks和库珀,2004年; Cooper 等人 ,2003年)。

开门红肌肉准备在小龙虾未来的用途是作为丰富的,因为它已被50或100年前。相比其他许多突触的筹备工作的准备还是很耐寒。量子反应,可以直接的突触联系的电生理记录以及囊泡的动态成像,在明确界定的各类终端。的编制并没有失去它的魅力,在单一的兴奋和抑制输入识别神经元。尽管小龙虾没有被遗传操作的实际,研究可能的地址果蝇的突触蛋白的作用。有许多相似之处,突触功能的果蝇 NMJs(阿特伍德和库珀,1995年,1996年,B),可以由蛋白质注射研究研究( 等,1999) 。在运动神经末梢的突触小泡池的监管也是为将来的调查以及机理研究的富人区,了解在科技型中小企业钙调节(德赛Shah等人,2008年,德赛Shah和库珀,2009)解释许多突触传递的基本原则,其余的奥秘。

方法

解剖

克氏螯虾 ,小龙虾,测量体长6-10厘米(阿查法拉亚生物供应公司,Raceland,LA)诱导automize有力地捏在ischiopodite段的第一或第二的步行腿。

图1
转身的腿,直到可以肯定的外(侧方)面临的夹层板。这通常是拱形的一面向上。配售的腿一块纸巾帮助,以便使这些削减的同时,可以打开的准备,很容易。

图2

用手术刀刀片断路器和持有人的锋利刀片是用来蚀刻的角质层,直到刚刚切割meropodite段在此图所示的模式通过。需要注意的是并非要削减远远远端背侧,腹侧切开的meropodite - carpopodite联合。将代替现在的角质层。

图3

图4

随着手术刀剃须刀刀片的propodite蚀刻角质层,直到切割一方propodite段以上图所示的模式,然后重复对方加入近端的削减。需要注意的是没有切入了开门红肌肉。这是可以做到保持倾斜到接近肌肉,通过角质层切割时刀片。腹切背,周围的腹侧方的连接,要小心不要剪得联合连接近端狭窄,容易折断。将代替现在的角质层。

图5

应放入盐水的筹备工作。这清扫菜应该有一个底部Sylgard(道康宁)涂层(厚1cm)。Sylgard是用于使昆虫引脚可分为卡仍然持有的准备。在这一点上坚持在尾鳍背角脚,内切,在meropodite窗口。
(#5)随着细镊子解除略有末端的角质层,剃须刀,切开屈肌纤维远离角质层,切割在远端到近端的方式。提起角质层关闭窗口。

图6

图7

现在削减在meropodite apodeme(肌腱) - carpopodite联合(如下所示)。要非常小心,远离腿部腔拉肌腱,晋级前,只切断肌腱,不是主要的腿部神经,肌腱的内侧是。捏用镊子切断肌腱和解除在尾方向拉屈肌。现在主要的腿神经和伸肌暴露。

图8

继续propodite段现在削减propodite dactylopodite联合。这里接近肌腱可能削减从角质层附件。拉propodite下来,回尾端腹侧(更紧密的肌肉一侧)段,所以可以看出,尾地区连接的肌肉。这些肌肉切剃刀。要小心不要削减肌肉过于紧密的联合和风险削减到了开门红肌肉运动神经​​分支。现在暴露了开门红肌肉生理盐水。

图9

图10

返回的meropodite区域隔离含有开门红肌肉的兴奋性和抑制性运动神经元的神经束。 meropodite段的最尾端地区腿部的神经束,通常包含一个独立的神经束。这个简短的地区可以看到两束背的包可以用细剪刀切断。砍完,然后拿起#5镊子轻轻拉远端meropodite段长度的一半左右,直到达到。这种长期的神经分支包含的兴奋首战神经的较大神经束包含了开门红肌肉抑制运动神经元。

图11

图12

图13

现在是削减在对角线的方式,例如可以通过放在meropodite背方面,昆虫针在meropodite段的准备工作。这个职位的腹侧开门红肌肉,所以,它面临着观察员(如下图所示)。

图14

图15

图16

开门红肌肉块,现在可以通过推动对角质层和propodite腔出的纤维删除剩余接近肌肉纤维。有时,一个结缔组织覆盖可以通过小心使用#5镊子删除的揭幕战。主要小腿神经沿着开门红肌肉和进入的dactylopodite可以是dactylopodite联合或只是拉着用细镊子开始削减。这主要的腿神经,有时明显相关的血管现在可以拉近端方向轻轻开门红肌肉的长度,然后剪去。

图18

现在暴露了开门红肌肉没有任何组织在一个细胞内的电极或联络macropatch电极的一种方式。

图19

为了刺激开门红肌肉的兴奋性神经的准备工作现在转移到录音室,用塑料吸电极设计。在进入会议厅建成的刺激电极可避免使用刺激电极放置一个显微。引脚准备录音碟和地方的神经,它包含在吸电极的兴奋神经的分支。

图20

图21

(从采取Mykles,DL,Medler,SA,Koenders,A.,和库珀,RL(2002)肌原纤维蛋白异构体的表达是缓慢的小龙虾和龙虾爪和腿开门红肌肉纤维的突触效能与杂志。 205实验生物学(4):513-522)。

盐水

解剖的准备工作是维持在小龙虾生理盐水,修改后的范Harreveld的解决方案(单位:mm:205氯化钠5.3氯化钾13.5 CaCl2.2H2O; 2.45 MgCl2.6H2O;调整pH值7.4的HEPES)。

记录细胞内EPSPS

为了激发诱发反应,选择性地刺激兴奋的轴突草刺激。开门红肌肉的区域是用锋利的细胞内电极(20至30毫欧电阻)与3米氯化钾填补刺穿。可以使用一个标准的头阶段,细胞内记录放大器;然而,我们采用的一种模式Axonclamp 2B(分子器件,美国加利福尼亚州的桑尼维尔市,美国)放大器和1个LU头阶段。不同的刺激条件下,可以通过短期便利(STF)或其他类型的各种所需的响应。科技型中小企业获得通过给予10年或20秒的时间间隔,分别在10年或20脉冲的火车,兴奋神经。列车内的刺激频率可以是多种多样的(40,60和80赫兹)。 INTR脱细胞EPSP的录音进行例行这些标准程序(Crider和库珀,1999年,2000年,Cooper 等人 1995年b; Dudel,1983; Sparks和库珀,2004年,德赛,沙阿和库珀,2009)。

开门红肌肉分为三个一般地区的远端,中央和近端。即使整个开放的肌肉是由一个单一的运动神经元支配,NMJs在结构上是不同的,有特定的区域突触效能的差异,在这三个地区(Cooper等人,1995年a,B )一般。的肌纤维表型类型也已表明,在这些地区的不同(Mykles等, 2002)。基于这些原因,最远端的纤维使用,因为它们很容易被划定的筹备工作之间的一致性。

图22

直接录制神经末梢识别地区的中心量子EPSPS

突触膨体可视化的重要染料4 -二- 2 - ASP(Magrassi ,1987),这并不影响突触传递的浓度和聘用倍,(5微米,5分钟的治疗,Cooper 人,1995年)。管腔宏观补丁记录电极(Cooper 等人 ,1995年c。ST“hmer ,1983)的荧光显微镜,可以直接放置在一个单一的孤立的静脉曲张。为了唤起人们的神经末梢,兴奋的运动神经受到刺激,如上所述。自发以及诱发的量子反应,可以录制沿可视化膨体的字符串,轻轻地降低了管腔,并提高它在每个静脉曲张。

基本上由1981年Dudel,描述了一个宏观的补丁电极;武伊托维奇等人通过突触电位记录。 (1991年)和Mallart(1993年)。 Kimax玻璃(外径:1.5毫米),被拉到和火抛光生产内径从10到20微米的补丁提示。电极内腔充满了沐浴液。该放大器是上述细胞内的录音中使用的相同。通过测试电流脉冲通过电极,电极和密封性能,可确定。密封电阻范围从0.3到1.0 M0hm和电极电阻为0.5〜1.0 M.0。密封电阻可以监视整个录音。

量子事件的直接计数可能与低刺激的频率。对于每一个诱发反应,量子事件的数量才能确定。一系列反应,量子事件总数计算,然后根据这些直接计数估计平均量子内容。计算平均量子含量的一种方法是采取总数的答复总数(德尔卡斯蒂略和Katz,1954),广达和鸿沟。有其他可以使用的方法之一,以及基于对峰值振幅或EPSPS 面积 (Cooper等人,1995年)。

References

  1. Atwood, H. L. γ -aminobutyric acid and crab muscle fibres. Experientia (Basel). 20, 161-163 (1964).
  2. Atwood, H. L. Variation in physiological properties of crustacean motor synapses. Nature. 215, 58-58 (1967).
  3. Atwood, H. L. An attempt to account for the diversity of crustacean muscles. Am. Zool. 13, 357-378 (1973).
  4. Atwood, H. L. Organization and synaptic physiology of crustacean neuromuscular systems. Prog. Neurobiol. 7, 291-391 Forthcoming.
  5. Atwood, H. L. Synapses and neurotransmitters. The Biology of Crustacea. Sandeman, H. L., Atwood, D. C. 3, Academic Press, Inc. New York. 105-150 (1982).
  6. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Functional and structural parallels in crustaceans and Drosophila neuromuscular systems. Am. Zool. 35, 556-565 (1995).
  7. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Assessing ultrastructure of crustacean and insect neuromuscular junctions. J. Neurosci. Meth. 69, 58-58 (1996).
  8. Atwood, H. L., Cooper, R. L. Synaptic diversity and differentiation: Crustacean neuromuscular junctions. Invertebrate Neurosci. 1, 291-307 (1996).
  9. Atwood, H. L., Cooper, R. L., Wojtowicz, J. M. Non-uniformity and plasticity of quantal release at crustacean motor nerve terminals. Advances in Second Messenger and Phosphoprotein Research. Molecular and Cellular Mechanisms of Neurotransmitter Release. Stjärne, L., Greengard, P., Grillner, S. E., Hökfelt, T. G. M., Ottoson, D. R. , Raven Press. New York. 363-382 (1994).
  10. Atwood, H. L., Nguyen, P. V., Mercier, A. J. Activity-dependent adaptation in neuromuscular systems: comparative observations. Plasticity of Motoneural Connections. , Elsevier. 101-114 (1991).
  11. Bazemore, A., Elliott, K. A. C., Florey, E. Factor I and γ -aminobutyric acid. Nature. 178, 1052-1053 (1956).
  12. Bazemore, A. W., Elliott, K. A. C., Florey, E. Isolation of Factor I. J. Neurochem. 1, 334-339 (1957).
  13. Biedermann, W. Beiträge zur allgemeinen Nerven- und Muskelphysiologie. Zwanzigste Mittheilung. über die Innervation der Krebsschere. Sitz. Berlin D. Akad. Wiss. Wien, Math. Naturwiss. Kl. Abt. III. 95, 7-40 (1887).
  14. Bittner, G. D. Differentiation of nerve terminals in the crayfish opener muscle and its functional significance. J. Gen. Physiol. 51, 731-758 (1968).
  15. Bittner, G. D. The differentiation of crayfish muscle fibers during development. J. Exp. Zool. 167, 439-456 (1968).
  16. Bittner, G. D., Sewell, V. L. Facilitation at crayfish neuromuscular junctions. J. Comp. Neurol. 109, 287-308 (1976).
  17. Bliss, T. V. P., Lomo, T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J. Physiol. 232, 357-374 (1973).
  18. Boistel, J., Fatt, P. Membrane permeability change during inhibitory transmitter action in crustacean muscle. J. Physiol. 144, 176-191 (1958).
  19. Cooper, R. L., Dönmezer, A., Shearer, J. Intrinsic differences in sensitivity to 5-HT between high- and low-output terminals innervating the same target. Neuroscience Research. 45, 163-172 (2003).
  20. Cooper, R. L., Hampson, D., Atwood, H. L. Synaptotagmin like expression in the motor nerve terminals of crayfish. Brain Res. 703, 214-216 (1995).
  21. Cooper, R. L., Harrington, C. C., Marin, L., Atwood, H. L. Quantal release at visualized terminals of a crayfish motor axon: Intraterminal and regional differences. J. Comp. Neurol. 375, 583-600 (1996).
  22. Cooper, R. L., Marin, L., Atwood, H. L. Synaptic differentiation of a single motor neuron: Conjoint definition of transmitter release, presynaptic calcium signals and ultrastructure. J. Neurosci. 15, 4209-4222 (1995).
  23. Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S., Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions and rat hippocampus. J. Neurosci. Meth. 61, 67-79 (1995).
  24. Cooper, R. L., Winslow, J., Govind, C. K., Atwood, H. L. Synaptic structural complexity as a factor enhancing probability of calcium mediated transmitter release. J. Neurophysiol. 75, 2451-2466 (1996).
  25. Crider, M. E., Cooper, R. L. The importance of the stimulation paradigm in determining facilitation and effects of neuromodulation. Brain Research. 842, 324-331 (1999).
  26. Crider, M. E., Cooper, R. L. Differentially facilitation of high- and low-output nerve terminals from a single motor neuron. J. of Applied Physiology. 88, 987-996 (2000).
  27. Del Castillo, J., Katz, B. Quantal components of the end-plate potential. J. Physiol. (Lond). 124, 573-57 (1954).
  28. Desai-Shah, M., Cooper, R. L. Different mechanisms of Ca2+ regulation that influence synaptic transmission: comparison between Crayfish and Drosophila NMJs. SYNAPSE. , In Press (2009).
  29. Desai-Shah, M., Viele, K., Sparks, G., Nadolski, J., Hayden, B., Srinivasan, V. K., Cooper, R. L. Assessment of synaptic function during short-term facilitation in motor nerve terminals in the crayfish. Open Neurosci. J. 2, 24-35 (2008).
  30. Dropic, A. J., Brailoiu, E., Cooper, R. L. Presynaptic mechanism of action induced by 5-HT in nerve terminals: Possible involvement of ryanodine and IP3 sensitive Ca2+ stores. Comp. Biochem. Phys. A. 142, 355-361 (2005).
  31. Dudel, J. Presynaptic inhibition of the excitatory nerve terminal in the neuromuscular junction of the crayfish. Pflügers Arch. ges. Physiol. 277, 537-557 (1963).
  32. Dudel, J. The mechanism of presynaptic inhibition at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 284, 66-80 (1965).
  33. Dudel, J. Potential changes in the crayfish motor nerve terminal during repetitive stimulation. Pflügers Arch. 282, 323-337 (1965).
  34. Dudel, J. Graded or all-or-nothing release of transmitter quanta by local depolarization of nerve terminals on crayfish muscle. Pflügers Arch. 398, 155-164 (1983).
  35. Dudel, J. Calcium dependence of quantal release triggered by graded depolarization pulses to nerve terminals on crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 289-298 (1989).
  36. Dudel, J. Shifts in the voltage dependence of synaptic release due to changes in the extracellular calcium concentration at nerve terminals on muscle of crayfish and frogs. Pflügers Arch. 415, 299-303 (1989).
  37. Dudel, J. Calcium and depolarization dependence of twin-pulse facilitation of synaptic release at nerve terminal of crayfish and frog muscle. Pflügers Arch. 415, 304-309 (1989).
  38. Dudel, J. Twin pulse facilitation in dependence on pulse duration and calcium concentration at motor nerve terminals of crayfish and frog. Pflügers Arch. 415, 310-315 (1989).
  39. Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflügers Arch. 391, 35-40 (1981).
  40. Dudel, J., Franke, C., Hatt, H. Rapid activation and desensitization of transmitter-liganded receptor channels by pulses of agonists. Ion Channels. Narahashi, T. 3, Plenum Press. New York. 207-260 (1992).
  41. Dudel, J., Kuffler, S. W. The quantal nature of transmission and spontaneous miniature potentials at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. (Lond). 155, 529-52 (1961).
  42. Dudel, J., Parnas, I., Parnas, H. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. VI. Release determined by both intracellular calcium concentration and depolarization of the nerve terminal. Pflügers Arch. 399, 1-10 (1983).
  43. Fatt, P., Katz, B. Distributed 'endplate potentials' of crustacean muscle fibres. J. exp. Biol. 30, 433-439 (1953).
  44. Florey, E., Cahill, M. A. The innervation pattern of crustacean skeletal muscle. Cell Tissue Res. 224, 527-541 (1982).
  45. Govind, C. K., Pearce, J., Wojtowicz, J. M., Atwood, H. L. Strong and weak synaptic differentiation in the crayfish opener muscle: structural correlates. Synapse. 16, 45-58 (1994).
  46. Günzel, D., Galler, S., Rathamayer, W. Fibre heterogeneity in the closer and opener muscles of the crayfish walking legs. J. Exp. Biol. 175, 267-281 (1993).
  47. He, P., Southard, R. C., Whiteheart, S. W., Cooper, R. L. Role of alpha-SNAP in promoting efficient neurotransmission at the crayfish neuromuscular junction. J. Neurophysiol. 82, 3406-3416 (1999).
  48. Hochner, B., Parnas, H., Parnas, I. Membrane depolarization evokes neurotransmitter release in the absence of calcium entry. Nature. 342 (6248), 433-435 (1989).
  49. Huxley, T. H. The crayfish an introduction to the study of zoology. , Series Landmarks of Science. C. Kegan Paul. London. (1880).
  50. Iravani, J. Membrandepolarisation der Muskelfasern des öffnermuskels des Flusskrebses auf Nervenreiz und Kaliumapplikation. Experientia. 21, 609-610 (1965).
  51. Jahromi, S. S., Atwood, H. L. Three-dimensional ultrastructure of the crayfish neuromuscular apparatus. J Cell Biol. 63, 599-613 (1974).
  52. Katz, B. Neuro-muscular transmission in invertebrates. Biol. Rev. 24, 1-20 (1949).
  53. Katz, B., Kuffler, S. W. Excitation of the nerve-muscle system in crustacea. Proc. R. Soc. Lond. B. 133, 374-389 (1946).
  54. Katz, P. S., Kirk, M. D., Govind, C. K. Facilitation and depression at different branches of the same motor axon: evidence for presynaptic differences in release. J. Neurosci. 13 (7), 3075-3089 (1993).
  55. Kerkut, G. A., Leake, L. D., Shapira, A., Cowan, S., Walker, R. J. The presence of glutamate in nerve-muscle perfusates of Helix. Carcinus and Periplaneta. Comp Biochem Physiol. 15 (4), 485-502 (1965).
  56. Kravitz, E. A. Enzymic formation of gamma-aminobutyric acid in the peripheral and central nervous system of lobsters. J Neurochem. 9, 363-370 (1962).
  57. Kravitz, E. A., Kuffler, S. W., Potter, D. D., Vangelder, N. M. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. II. Peripheral nervous system. J. Neurophysiol. 26, 729-738 (1963).
  58. Kravitz, E. A., Kuffler, S. W., Potter, D. D. Gamma-aminobutyric acid and other blocking compounds in Crustacea. III. Their relative concentrations in separated motor and inhibitory axons. J Neurophysiol. 26, 751-75 (1963).
  59. Kravitz, E. A., Molinoff, P. B., Hall, Z. W. A comparison of the enzymes and substrates of gamma-aminobutyric acid metabolism in lobster excitatory and inhibitory axons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 54, 778-782 (1965).
  60. Kravitz, E. A., Potter, D. D. A further study of the distribution of -aminobutyric acid between excitatory and inhibitory axons of the lobster. J. Neurochem. 12, 323-328 (1965).
  61. Lancaster, M., Viele, K., Johnstone, A. F. M., Cooper, R. L. Automated classification of evoked quantal events. J. Neurosci. Meth. 159, 325-336 (2007).
  62. Lnenicka, G. A., Mellon, D. Jr Changes in electrical properties and quantal current during growth of identified muscle fibres in the crayfish. J. Physiol. 345, 261-284 (1983).
  63. Linder, T. M. The accumulative properties of facilitation at crayfish neuromuscular synapses. J. Physiol., Lond. 238, 223-234 (1974).
  64. Ling, G., Gerard, R. W. The normal membrane potential of frog sartorius fibers. J. Cell. Comp. Physiol. 34, 383-396 (1949).
  65. Logsdon, S., Johnstone, A. F. M., Viele, K., Cooper, R. L. The regulation of synaptic vesicles pools within motor nerve terminals during short-term facilitation and neuromodulation. J. Applied Physiol. 100, 662-671 (2005).
  66. Magrassi, L., Purves, D., Lichtman, J. W. Fluorescent probes that stain living nerve terminals. J. Neurosci. 7, 1207-1214 (1987).
  67. Mallart, A. Calcium dependent modulation of the facilitation of transmitter release at neuromuscular junctions of Drosophila. J. Physiol. (Paris). 87, 83-88 (1993).
  68. Mulkey, R. M., Zucker, R. S. Action potentials must admit calcium to evoke transmitter release. Nature. 350, 152-155 (1991).
  69. Mulkey, R. M., Zucker, R. S. Calcium released by photolysis of DM-nitrophen triggers transmitter release at the crayfish neuromuscular junction. J. Physiol. 462, 243-260 (1993).
  70. Mykles, D. L., Medler, S. A., Koenders, A., Cooper, R. L. Myofibrillar protein isoform expression is correlated with synaptic efficacy in slow fibres of the claw and leg opener muscles of crayfish and lobster. J. Exp. Bio. 205, 513-522 (2002).
  71. Nudell, B. M., Grinnell, A. D. Regulation of synaptic position, size, and strength in anuran skeletal muscle. J Neurosci. 3 (1), 161-176 (1983).
  72. Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release and of entry and removal of calcium. Pflügers Arch. 393, 1-14 (1982).
  73. Parnas, I., Parnas, H., Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. II. Duration of facilitation and removal processes of calcium from the terminal. Pflügers Arch. 393, 323-326 (1982).
  74. Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. IV. The effect of Mg2+ ions on the duration of facilitation. Pflügers Arch. 395, 1-5 (1982).
  75. Parnas, I., Parnas, H., Dudel, J. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish muscle. V. Basis for synapse differentiation of the fast and slow type in one axon. Pflügers Arch. 395, 261-270 (1982).
  76. Robbins, J. The excitation and inhibition of crustacean muscle by amino acids. J. Physiol. 148, 39-50 (1959).
  77. Richet, C. Contribution a la physiologic des centres nerveux et des muscles de l'ecrevisse. Arch. de Physiol. 6, 263-523 (1879).
  78. Physiologie des muscles et des nerfs. Le ons prof sees la Facult de m decine en 1881, par Charles Richet. Paris, G. Bailli re. , (1881).
  79. Ringer, S. Regarding the action of hydrate of soda, hydrate of ammonia, and hydrate of potash on the ventricle of the frog's heart. J. Physiol. 3, 195-202 (1882).
  80. Ringer, S. Concerning the influence exerted by each of the constituents of the blood on the contraction of the ventricle. J. Physiol. 3, 380-393 (1882).
  81. Ruffner, M. E., Cromarty, S. I., Cooper, R. L. Depression of synaptic efficacy in Drosophila neuromuscular junctions by the molting hormone (20-Hydroxyecdysone). J. Neurophysiol. 81, 788-794 (1999).
  82. Sherman, R. G., Atwood, H. L. Synaptic facilitation: Long term neuromuscular facilitation in crustaceans. Science. 171, 1248-1250 (1971).
  83. Sherman, R. G., Atwood, H. L. Correlated electrophysiological and ultrastructural studies of a crustacean motor unit. J. Gen. Physiol. 59, 586-615 (1972).
  84. Sparks, G., Cooper, R. L. 5-HT offsets homeostasis of synaptic transmission during short-term facilitation. J. Applied Physiol. 96, 1681-1690 (2004).
  85. Sparks, G. M., Dasari, S., Cooper, R. L. Actions of MDMA at glutamatergic neuromuscular junctions. Neurosci. Res. 48, 431-438 (2004).
  86. Sparks, G. M., Brailoiu, E., Brailoiu, C., Dun, N. J., Tabor, J., Cooper, R. L. Effects of m-CPP in altering neuronal function: Blocking depolarization in invertebrate motor & sensory neurons but exciting rat sensory neurons. Brain Res. 969, 14-26 (2003).
  87. Southard, R. C., Haggard, J., Crider, M. E., Whiteheart, S. W., Cooper, R. L. Influence of serotonin on the kinetics of vesicular release. Brain Res. 871, 16-28 (2000).
  88. Stühmer, W., Roberts, W. S., Almers, W. The loose patch clamp. Single channel recordings. Sakmann, B., Neher, E. , Plenum Press. New York. 123-132 (1983).
  89. Tabor, J., Cooper, R. L. Physiologically identified 5-HT2 -like receptors at the crayfish neuromuscular junction. Brain Res. 932, 91-98 (2002).
  90. Van Harreveld, A., Mendelson, M. Glutamate-induced contractions in crustacean muscle. J. Cell Comp. Physiol. 54, 85-94 (1959).
  91. Van Harreveld, A. A physiological solution for freshwater crustaceans. Proc. Soc Exp. Biol. Med. 34, 428-432 (1936).
  92. Van Harreveld, A., Wiersma, C. A. G. The Triple Innervation of the Crayfish Muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 22 (11), 667 (1936).
  93. Viele, K., Lancaster, M., Cooper, R. L. The self-modeling structure of evoked post-synaptic potentials. Synapse. 60, 32-44 (2006).
  94. Viele, K., Stromberg, A., Cooper, R. L. Determining the number of release sites within the nerve terminal by statistical analysis of synaptic current characteristics. Synapse. 47, 15-25 (2003).
  95. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Study of the inhibitor of the crayfish neuromuscular junction by presynaptic voltage control. J. Neurophysiol. 77, 103-115 (1997).
  96. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Activation and detection of facilitation as studied by presynaptic voltage control at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 77, 2300-2315 (1997).
  97. Vyshedskiy, A., Lin, J. -W. Change of transmitter release kinetics during facilitation revealed by prolong test pulses at the inhibitor of the crayfish opener muscle. J. Neurophysiol. 78, 1791-1799 (1997).
  98. Wiersma, C. A. G. Synaptic facilitation in the crayfish. J. Neurophysiol. 12, 267-275 (1949).
  99. Winslow, J. L., Duffy, S. N., Charlton, M. P. Homosynaptic facilitation of transmitter release in crayfish is not affected by mobile calcium chelators: implications for the residual ionized calcium hypothesis from electrophysiological and computational analyses. J. Neurophysiol. 72, 1769-1793 (1994).
  100. Winslow, J. L., Cooper, R. L., Atwood, H. L. Sodium in presynaptic nerve terminals in response to stimulation. J. Neurosci. Meth. 118, 163-175 (2002).
  101. Wojtowicz, J. M., Smith, B. R., Atwood, H. L. Activity-dependent recruitment of silent synapses. Ann. NY Acad. Sci. 627, 169-179 (1991).
  102. Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J. Physiol., Lond. 229, 787-810 (1973).
  103. Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J. Physiol. (Lond). 241, 69-89 (1974).
  104. Zucker, R. S. Characteristics of crayfish neuromuscular facilitation and their calcium dependence. J. Physiol., Lond. 241, 91-110 (1974).
  105. Zucker, R. S., Haydon, P. G. Membrane potential has no direct role in evoking neurotransmitter release. Nature. 335, 360-362 (1988).

Tags

细胞生物学,第33期,无脊椎动物,NMJ,突触,广达,囊泡
小龙虾开瓶器肌肉NMJ的历史观和生理学示范
Play Video
PDF DOI

Cite this Article

Cooper, A. S., Cooper, R. L.More

Cooper, A. S., Cooper, R. L. Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle. J. Vis. Exp. (33), e1595, doi:10.3791/1595 (2009).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter