Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Geoptimaliseerd Analyse van doi: 10.3791/55178 Published: March 11, 2017

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Obesitas is een groeiende gezondheidsprobleem in ontwikkelde landen en ontwikkelingslanden. Vermeld is een van de bestaande afwijkingen vaak geassocieerd met niet-alcoholische steatohepatitis (NAFLD), met een prevalentie variërend tussen 30 en 100 procent in NAFLD patiënten 1. Door de sterke correlatie tussen leververvetting en obesitas, zijn dieet-geïnduceerde zwaarlijvige (DIO) muismodellen wijd gebruikt om de complexe moleculaire mechanismen van de ontwikkeling van NAFLD 2, 3, 4, 5, 6 bestuderen. Hepatische steatosis het beginstadium van NAFLD, en kan ontwikkelen tot non-alcoholische steatohepatitis (NASH), cirrose, en uiteindelijk, leverkanker 7. Daarom is de algemene doelstelling van deze methode is om dierlijke en mobiele modellen van de lever steatotic voorwaarden te genereren en provide gedetailleerde protocollen voor het efficiënt en nauwkeurig lipide-meting. Deze modellen en afmetingen zijn ook bruikbaar voor het onderzoeken van andere metabole aandoeningen zoals insulineresistentie en type 2 diabetes.

Obesitas is geïdentificeerd als een van de belangrijkste risicofactoren voor NAFLD, een hoog-vet, hoog is sucrose-dieet (HFHS) de westerse stijl vetrijk dieet imiteert gebruikt om overgewicht bij de muis. Vervolgens kan de mate van leversteatose beoordeeld worden met verschillende methoden. Ten eerste, het lichaamsgewicht en lichaamssamenstelling analyse met kernspinresonantie (NMR) tonen de lipide-accumulatie tijdens voedertijd. Het vet en vetvrije massa kan worden gekwantificeerd in een niet-invasieve en real-time manier.

Bovendien is magnetische resonantie beeldvorming (MRI) gebruikt om zowel het gehele lichaam en de lever verdeling van vet vertonen. De grijstinten signaal van de MRI-analyse kan worden omgezet een afbeelding leesbaar pseudo-kleur in, en de intensiteit van dede grijstinten en kleur is hemi-kwantificeerbare. Deze technologie biedt unieke voordelen voor het meten van de accumulatie van lipiden in levende dieren. Ten tweede, histologische analyse van de lever is de meest gebruikte methode om hepatische steatose bepalen. Hematoxyline en eosine (H & E) kleuring geeft histologische, zoals hepatocyt morfologie en infiltratie van macrofagen, terwijl Oil Red O kleuring De maat en de positie van de vetdruppels in hepatocyten. Ten derde, het lipidegehalte analyse met chloroform / methanol extractie is een nauwkeurige en kwantitatieve meting van hepatische lipiden. Total triglyceride en cholesterol niveaus kunnen gemeten worden met biochemische methoden. Belangrijker vetextractie analyse en Oil Red O kleuring kan ook gebruikt worden in genetisch gemanipuleerde of farmaceutisch behandelde hepatocyten.

Het voordeel van de onderhavige werkwijze is het gebruik van meerdere geoptimaliseerd benaderingen hepatische steatotic modellen genererenen volledig karakteriseren fenotypes zowel in vivo als in vitro. De DIO muismodellen kan recapituleren de pathologie en metabole fenotypen van humane leververvetting. Andere metabole parameters bij mensen kunnen worden gerepliceerd in dit model ook 8. Het genereren van de steatotic hepatocyte model vanwege de hoge glucose plus insuline, nuttig en overwint de beperkingen van kostbare en tijdrovende muiswerk. Tezamen zijn deze werkwijzen voldoende en essentieel voor de studie van hepatische dysfunctie lipide en insulineresistentie bij nutriënt overbelasting.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle dierlijke experimentele protocollen werden goedgekeurd door de institutionele dierlijke zorg en het gebruik commissie aan het Instituut voor Nutritional Sciences, Shanghai Institutes voor Biologische Wetenschappen, de Chinese Academie van Wetenschappen (Shanghai, China).

1. DIO muismodel

  1. HFHS voeden
    1. Voer de acht weken oude mannelijke C57BL / 6 muizen met een HFHS dat 40% kcal vet en 40 kcal% sucrose bevat. Huisvesten ze in 12 uur donker-licht-cyclus omstandigheden.
    2. Houd de muizen in HFHS voeding geeft voorwaarde voor 4-16 weken. Controleer het lichaamsgewicht per week.
  2. Analyse van de lichaamssamenstelling en pseudo-color beeldanalyse
    1. Betreft de muizen om een ​​samenstelling analyzer lichaamsanalyse.
      1. Secure bewust, niet verdoofd muizen in een plastic buis in het. Meet de vetmassa, vetvrije massa, en vloeistoffen met behulp van een NMR-systeem, zoals eerder 2 beschreven.
    2. Scan het geheel van elke muis met een MRI systeem.
      1. Verdoven de muizen met 1% Avertin via intraperitoneale injectie (25 ul / g) en voer de beeldverwerkingsanalyses gespecialiseerde glasbuizen.
        Opmerking: Het proces van beeldvorming duurt ongeveer 0,5 uur voor elke muis. Als de meting is voltooid, keren de muizen hun kooi.
    3. Scan de gehele organen van de muizen in dorsale, midden en ventrale lagen; scan de lever in de verticale richting. Gebruik een 0,55 T magneet en de volgende instrumentele parameters: K ruimte = 192 x 256 micrometer, coupedikte = 3 mm, TE = 14,8 ms, TR = 400 ms, FOVRead = 100 mm, FOVPhase = 100 mm, en het aantal scans = 8. Scan met dezelfde magnetische voorwaarde voor alle groepen muizen.
    4. Wijs de grijswaardenafbeelding pseudo-color beeld op basis van de intensiteit van het signaal 9.
  3. muis euthanasie
    1. steriliseren dissecting hulpmiddelen, zoals een tang en schaar.
    2. Giet voldoende isofluraan op een papieren handdoek en laat de isofluraan vervluchtigen in een glazen pot. Zorg ervoor dat de muizen gedood door de isofluraan.
    3. Bevestig de muizen op een operatietafel. Spray elk buik met 75% ethanol, een insnijding in de huid van de processus xiphoideus met een schaar en scheur de dermis lengterichting door de middellijn met de handen om het buikvlies bloot.
    4. Klem de processus xiphoideus met een tang en snijd het buikvlies breedterichting door de bodem van de ribben om de ingewanden bloot te leggen.
    5. Verzamelen van bloed in EDTA-gecoate buizen door hartpunctie.
    6. Snijd het membraan langs de lever en verwijder voorzichtig de lever van de enterocoelia met behulp van fijne schaar. Snijd drie stukjes leverweefsel de volgende lipidenbepaling: a) 6 x 3 x 3 mm voor H & E kleuring, b) 6 x 3 x 3 mm voor Oil Red O kleuring, en c) 20-40 mg lever chloroform / methanolextractie.
  4. H & E-kleuring
    1. Bevestig de lever in 4% fosfaat gebufferde formaline acetaat bij 4 ° C geïncubeerd en daarna inbedden in paraffine.
    2. Snijd paraffinecoupes (5 urn) en brengen ze op glasplaatjes voor H & E kleuring zoals eerder beschreven 3, 10.
  5. Oil Red O kleuring
    1. Regent voorbereiding
      1. Bereid Oil Red O werkende oplossing met 10% formaline, 60% isopropanol, Hematoxylin en glycerol gelei. Los op 0,5 g Oil Red O poeder met 100 ml isopropanol en verwarm het in een 60 ° C bad een 0,5% voorraadoplossing te maken.
      2. Verdun met dubbel gedestilleerd water (DDH 2 O) in een 3: 2 verhouding (3 ml stock-oplossing en 2 ml van DDH 2 O). Filtreer de werkoplossing en laat gedurende ten minste 10 minuten bij kamertemperatuur.
    2. Insluiten de lever in optimale snij-temperatuur (LGO) verbinding in aplastic inbedding doos. Bevriezen bij -20 ° C gedurende 30 minuten. Snijd het in 8-um secties in een bevriezing microtoom, monteer het weefsel op een dia, en plaats het bij kamertemperatuur gedurende 30 min.
    3. Plaats een papieren handdoek op de bodem van een kleuring bad en giet een kleine hoeveelheid 10% formaline de papieren handdoek nat. Plaats de dia in de kleuring bad en bevestig de ingevroren secties in formaldehyde dampen gedurende 5 minuten bij 4 ° C.
    4. Dompel de dia in 60% isopropanol in de kleuring tub voor 3 s; herhaal eenmaal.
    5. Voeg enkele druppels Oil Red O werkoplossing de slede alle weefselbedekking en incubeer gedurende 15 minuten. Bescherm het weefsel van licht bij kamertemperatuur.
    6. Spoel de dia in nieuwe 60% isopropanol in de kleuring tub voor 3 s; tweemaal herhalen.
    7. Voorzichtig spoelen de schuif door gedestilleerd water twee keer en verwijder het water rond het weefsel. Zorg ervoor dat het weefsel niet te drogen.
    8. Plaats de dia in Hematoxylin gedurende 1 minuut en spoel voorzichtig met kraanwater voor 5-10min. Voorzichtig spoelen de schuif in gedestilleerd water twee keer en houden het in gedestilleerd water totdat klaar om op de dekglaasje te zetten.
    9. Verwarm de glycerol gelei in de magnetron en plaats een paar druppels in het weefsel. Plaats voorzichtig de dekglaasje op de top en de zorg niet om bellen te vormen.
    10. Let op de vlek onder een microscoop en vast te leggen karakteristieke foto's met behulp van 20X en 40X doelstellingen.
  6. Meting van de lever lipiden
    1. Plaats de uitgesneden leverweefsel in een nieuwe 2 ml plastic centrifugebuis. Homogeniseer in 1 ml PBS met een homogenisator en zet het lysaat naar een nieuwe 15-ml glazen buis.
    2. Voeg 5 ml chloroform / methanol (2: 1, v / v) oplossing, vortex het mengsel krachtig gedurende 1 min, en laat gedurende 2 uur op ijs.
    3. Centrifugeer bij 1650 xg gedurende 10 min bij 4 ° C; dient het mengsel te scheiden in 3 lagen: de bovenste laag methanol, de middelste eiwit schijf en de bodem chloroform en lipiden.
    4. Tran Sfer de onderste fase in een nieuwe glazen buis met een glazen Pasteur pipet; er is geen noodzaak om elke druppel van de bodemfractie krijgen. Zet de buis opzij op ijs.
    5. Voeg 600 ul van 4 mM MgCl2 en 1,5 ml chloroform aan de fractie supernatant links in de vorige buis en vortex krachtig. Incubeer op ijs gedurende 30 minuten en centrifugeer bij 1650 xg gedurende 10 min bij 4 ° C.
    6. Combineer de onderste fase met de eerste onderste fase buis met behulp Pasteur pipet. Gooi de bovenste en middelste lagen.
    7. Damp het chloroform onder stikstofgas in een 37 ° C bad. Was de zijkanten van de glazen buizen grondig met 200 ui 1% Triton X-100 / chloroform (v / v). Verdampen onder stikstofgas. Los het lipide bij 200 pl DDH 2 O en vortex goed op de uiteindelijke emulsie.
    8. Meet de totale triglyceride (TG) en cholesterol (TC) niveaus met een triglyceride of cholesterol kit volgens het protocol van de fabrikantxref "> 3.
      OPMERKING: De lipide waarden zijn genormaliseerd aan die van de eiwitconcentraties in de initiële homogenaat, zoals bepaald door kwantificatie 3 eiwit.

2. Primaire Mouse Hepatocyt Model

  1. Isolatie van de muis primaire hepatocyten
    1. Verdoven elke muis met 6% chloraalhydraat (10 pl / g intraperitoneaal).
    2. Isoleer primaire hepatocyten, zoals eerder beschreven 10. Kweek cellen op met collageen beklede dekglaasjes in een 6-wells plaat Oil Red O kleuring. Voor vetextractie, het zaad van de cellen op een 10-cm celkweek schotel 10.
  2. Cel behandeling en Oil Red O kleuring
    1. Vervang het medium met 2 ml uitputtingsmedium en incubeer bij 37 ° C gedurende 24 uur. Behandelen met 30 mM glucose en 100 nM insuline. Incubeer in een 37 ° C incubator gedurende 24 uur.
    2. Zuig het medium. Voeg 2 ml PBS en schud zachtjes aan het medium te spoelen; herhaal eenmaal.
    3. Bevestig de dekglaasje aan de dia met een rubberen band. Maak de cellen hechtend aan het buitenoppervlak. Voer de Oil Red O kleuring zoals hierboven (stap 1,5) beschreven.
      LET OP: De basale niveaus van lipide-accumulatie worden gestimuleerd met een hoog glucosegehalte plus insuline behandeling na serum uithongering. De lipide druppels worden gevisualiseerd door Oil Red O kleuring.
  3. Meting van lipiden
    1. Behandel de hepatocyten met een hoge glucose plus insuline in dezelfde staat (stap 2.2.1). Voeg 1 ml PBS aan elk 10-cm celkweek schotel. Afschrapen van de cellen en oogsten tot nieuwe 15-ml glazen buizen, waaruit fracties van 100 pl wordt overgebracht op vers 1,5 ml buizen voor eiwit kwantificatie.
    2. Voeg 4 ml chloroform / methanol (2: 1, v / v) om de resterende 900 pi cellen. Sonificeer ongeveer 20 pieptonen en vervolgens vortex krachtig vrij te gevenhet lipide in de cellen. Incubeer het mengsel op ijs gedurende 2 uur. Voer de lipide-extractie (stap 1.6).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Zoals getoond in Figuur 1A werd de muis lichaamsgewicht verhoogd tot 45 ± 1,2 g na 16 weken HFHS voeding, die ongeveer 1,5 maal hoger dan chow dieet voedingsgroep. De NMR lichaamssamenstelling analyses die de vetmassa en de vetvrije massa van muizen worden aangegeven (Figuur 1B). Het vet verdelingen van het gehele lichaam en de lever werden bepaald met MRI, en representatieve pseudo kleurenbeelden in levende, bewuste muizen worden getoond in Figuur 1C-D. Het lichaamsgewicht en lichaamssamenstelling werden gemeten en gevisualiseerd tijdens de HFHS dieet feeding proces.

Om verder ontleden de steatotic fenotypen werden de muizen opgeofferd en lever histologische analyse werd uitgevoerd. H & E en Oil Red O kleuring van de lever zijn weergegeven in figuur 2A-B, waarin vetdruppels groter worden en nemen de ruimtes in de meestehepatocyten na 4 maanden HFHS dieet voeding. De mate van leversteatose van HFHS dieet-gevoede muizen is eenvoudig gevisualiseerd door te vergelijken met chow-dieet gevoed muizen. De belangrijkste onderdelen van de lipiden, zoals triglyceriden en cholesterol werden gemeten met chloroform / methanol extractie (figuur 2C). In DIO muizen, de overmaat voedingsstoffen overbelasting veroorzaakt abnormale triglyceride accumulatie in de lever. Met de gegevens van NMR, MRI en histologische analyse, kan de mate van lipideafzetting efficiënt en nauwkeurig worden bepaald.

Zoals getoond in figuur 3, werden de lipide niveaus in primaire hepatocyten geïnduceerd door hoog glucose plus insuline gedurende 24 uur. De geaccumuleerde vetdruppels werden bepaald met Oil Red O-kleuring (figuur 3A) en de kwantitatieve analyse lipide werd vervolgens gebruikt om het triglyceride en cholesterol niveaus in hepatocyten (figuur 3B) te meten. Gebaseerd op ditmodel, kunnen de effecten van genetische modificatie of farmaceutische behandeling op lipide homeostase in hepatocyten onderzocht op efficiënte en snelle wijze.

Figuur 2
Figuur 1. High-fat, high-sucrose dieet (HFHS) verhoogt obesitas en leversteatose bij muizen. Acht weken oude mannelijke C57BL / 6 muizen werden gevoerd met een voer of HFHS dieet gedurende 8 weken en 16 weken, respectievelijk. (A) Het lichaamsgewicht van de muizen. (B) Body samenstelling van de muizen. (C - D) Vertegenwoordiger resonantie beeld van de muis en de lever magnetisch. Het witte gebied imago van de grijs-schaal geeft het vet, terwijl het rode gebied pseudo-kleurenbeeld geeft het vet. De gegevens worden weergegeven als het gemiddelde ± de standaardfout (SEM), n = 5-8. * P <0,05 versus de chow-dieet gevoed muizen. De fout balken geven de SEM. Statistical analyse werd uitgevoerd onder toepassing van t-proef heeft een ongepaarde, tweezijdige Student's. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2. Analyse van leversteatose bij muizen gevoed met een HFHS dieet. Acht weken oude mannelijke C57BL / 6 muizen werden gevoerd met een voer of HFHS dieet gedurende 8 weken en 16 weken, respectievelijk. (A) Vertegenwoordiger bruto morfologie van enterocoelia en de lever. (B) vertegenwoordiger van H & E en Oil Red O kleuring (schaal bars: 50 pm). Oil Red O kleurt het vet en neutraal vet, en rode stippen geven vetdruppels opgebouwd in levercellen. (C) Totaal triglyceride en cholesterol niveaus in de lever lipide extracties met de chloroform / methanol methode. De gegevens werden genormaliseerd op tHij levergewicht en worden weergegeven als het gemiddelde ± de standaardfout (SEM), n = 5-8. * P <0,05 versus de muizen gevoed met chow dieet. De fout balken geven de SEM. Statistische analyse werd uitgevoerd onder toepassing van t-proef heeft een ongepaarde, tweezijdige Student's. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 3
Figuur 3. Leversteatose wordt geïnduceerd in de muis primaire hepatocyten blootgesteld aan hoge glucose plus insuline. (A) Olie Rood O kleuring van gekweekte primaire hepatocyten behandeld met of zonder glucose en insuline, zoals aangegeven (schaalbalken: 50 pm). (B) triglyceride niveau in de primaire hepatocyten werd gemeten en genormaliseerd op de eiwitconcentratie. De gegevens worden weergegeven als het gemiddelde ±de standaard fout (SEM). * P <0,05 versus de controlegroep. De fout balken geven de SEM. Statistische analyse werd uitgevoerd onder toepassing van t-proef heeft een ongepaarde, tweezijdige Student's. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NAFLD is een reeks van progressieve leverziekten die is geassocieerd met het metabool syndroom, obesitas, insulineresistentie en type 2 diabetes mellitus (T2DM) 11. Het kenmerk van NAFLD is steatosis, de accumulatie van lipiden in hepatocyten. Hier wordt een scala aan werkwijzen voorgesteld aan de fenotypes en parameters van leversteatose gebruik DIO muizen en primaire hepatocyten karakteriseren. Deze procedure kan nuttig zijn om de moleculaire mechanismen van NAFLD en andere verwante metabolische ziekten helderen.

De combinatie van in vivo en in vitro testen, deze methoden bieden uitgebreide analyses en evaluaties van leversteatose. Momenteel diermodellen van NAFLD voornamelijk uit genetische en nutritionele modellen. De HFHS dieet hier gebruikt, is bedoeld om de moderne dieet stijl te imiteren en is voldoende om overgewicht en leververvetting veroorzaken bij muizen. Echter, de moleculaire mechanismen de ontwik bestuderenpment lipide deregulering, de cel-gebaseerde test bevat duidelijke voordelen ten opzichte van studie bij dieren, waaronder eenvoudige manipulatie door genetische mutatie of farmacologische behandeling, maar ook relatief lage kosten en tijd verplichtingen. Hepatische steatosis in muizen primaire hepatocyten genereren, zijn hoge concentraties glucose plus insuline gebruikt om accumulatie van lipiden die een nieuwe en efficiënte in vitro model voor in vivo-dieet geïnduceerde hyperglykemie en hyperinsulinemie nabootsen induceren. Deze behandeling is eveneens toepasbaar op andere hepatische cellijnen zoals HepG2 cellen. Aangezien genetisch gemodificeerde hepatocyten toegankelijk zijn voor een verscheidenheid van farmaceutische behandelingen, de in vitro model steatotic beschreven overwint de beperkingen en tijdrovende stappen voor het genereren van diermodellen gebruikt gain en loss-of-function benaderingen.

De lichaamssamenstelling uitvoeren, waaronder NMR en MRI, voorzien de niet-invasieve en real-time gegevens overlipide in het gehele lichaam en de lever. Het is een niet-invasieve, tijdbesparende, visualizable en semi-kwalitatieve meting. Bovendien kan de nauwkeurigheid van lichaamssamenstelling analyses sterk worden verbeterd door het combineren van andere histologische en biochemische metingen. Het is kritisch en moet hepatische steatosis bepalen in vivo en in vitro gebruik van H & E kleuring, Oil Red O kleuring en lipide meting, die allemaal gouden standaard metingen voor de diagnose en scheiding hepatische steatose.

Een van de beperkingen van de onderhavige werkwijze is het onvermogen om ontsteking en collageenafzetting meten wanneer eenvoudige steatosis ontwikkelt tot hepatitis, fibrose en uiteindelijk cirrose en leverkanker. Aangezien dieet-geïnduceerde zwaarlijvige muizen een gering risico voor het ontwikkelen van NASH, het huidige protocol is voldoende om hepatische steatosis evalueren DIO muizen. In de toestand van NASH, andere biochemische metingen, zoals plasma alanine aminotransferase (ALT) en aspartaat aminotransferase (AST) niveaus worden gebruikt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen.

Financiering: Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (nr 81270930, 31471129 en 31671224) en de honderd talenten Program van de Chinese Academie van Wetenschappen (2013OHTP04) naar YL

Materials

Name Company Catalog Number Comments
O.C.T compound SAKURA 4583
Oil Red O Sigma O0625-25G
Infinity Triglycerides kit Fisher Scientific TR22421
Infinity Cholesterol kit Fisher Scientific TR13421
Collagen type I, Rat tail Millipore 08-115
DMEM (low glucose) Invitrogen 11885-092
Penicillin / Streptomycin Invitrogen 15140-122
FBS Invitrogen 10099141
PBS cellgro R21-040-CVR
HBSS cellgro 20-021-CV
Insulin TOCRIS Bioscience 3435 dissolve in PBS, 1 mM for stock
Glucose Sigma G8270-100G
Microscope Olympus BX53
Peristaltic pump Longerpump BT100-2J
10 cm cell culture dish Corning 420167
6-well-plate Corning 3516
BCA assay Beyotime P0010
Nuclear Magnetic Resonance Niumag technology MiniQMR23-060H-I
High fat high surcose diet (HFHS) Research Diets D12327

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Angulo, P. Medical progress - Nonalcoholic fatty liver disease. New England Journal of Medicine. 346, (16), 1221-1231 (2002).
  2. Chen, X., et al. Hepatic ATF6 Increases Fatty Acid Oxidation to Attenuate Hepatic Steatosis in Mice through Peroxisome Proliferator-Activated Receptor Alpha. Diabetes. 65, (7), 1904-1915 (2016).
  3. Li, Y., et al. AMPK phosphorylates and inhibits SREBP activity to attenuate hepatic steatosis and atherosclerosis in diet-induced insulin-resistant mice. Cell Metab. 13, (4), 376-388 (2011).
  4. Li, Y., et al. Hepatic SIRT1 attenuates hepatic steatosis and controls energy balance in mice by inducing fibroblast growth factor 21. Gastroenterology. 146, (2), 539-549 (2014).
  5. Esau, C., et al. miR-122 regulation of lipid metabolism revealed by in vivo antisense targeting. Cell Metabolism. 3, (2), 87-98 (2006).
  6. Kanda, H., et al. MCP-1 contributes to macrophage infiltration into adipose tissue, insulin resistance, and hepatic steatosis in obesity. Journal of Clinical Investigation. 116, (6), 1494-1505 (2006).
  7. Cohen, J. C., Horton, J. D., Hobbs, H. H. Human fatty liver disease: old questions and new insights. Science. 332, (6037), 1519-1523 (2011).
  8. Hebbard, L., George, J. Animal models of nonalcoholic fatty liver disease. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 8, (1), 35-44 (2011).
  9. Chen, Y., et al. Highly effective inhibition of lung cancer growth and metastasis by systemic delivery of siRNA via multimodal mesoporous silica-based nanocarrier. Biomaterials. 35, (38), 10058-10069 (2014).
  10. Gong, Q., et al. Fibroblast growth factor 21 improves hepatic insulin sensitivity by inhibiting mammalian target of rapamycin complex 1 in mice. Hepatology. 64, (2), 425-438 (2016).
  11. Anstee, Q. M., Targher, G., Day, C. P. Progression of NAFLD to diabetes mellitus, cardiovascular disease or cirrhosis. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 10, (6), 330-344 (2013).
Geoptimaliseerd Analyse van<em&gt; In Vivo</em&gt; en<em&gt; In Vitro</em&gt; Leversteatose
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Cui, A., Hu, Z., Han, Y., Yang, Y., Li, Y. Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis. J. Vis. Exp. (121), e55178, doi:10.3791/55178 (2017).More

Cui, A., Hu, Z., Han, Y., Yang, Y., Li, Y. Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis. J. Vis. Exp. (121), e55178, doi:10.3791/55178 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter