Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

הקמת מודל העין יבש קשה באמצעות השלמת דקרייוקטומיה בארנבונים

doi: 10.3791/60126 Published: January 8, 2020

Summary

הגישה הרומן מוצגת כדי לגרום כרונית מחלת עיניים יבשות בארנבים על ידי הסרת בניתוח כל בלוטות מסלולית לקטמאל. שיטה זו, ברורה מאלה שדווחו בעבר, מייצרת מודל יציבה, מובחנות של עין יבשה לקויה מימית מתאים היטב לחקור את הפיזיולוגיה של הקרע ו פתופסיולוגיה therapeutics עינית.

Abstract

מחלת עיניים יבשות (DED) היא מחלה מורכבת עם מספר הסימפטומים ותסמינים משתנה, לאחר דלקת פני השטח העינית כצעד פתופסקולוגי מפתח שלה. למרות ההתקדמות שלנו בהבנת הפערים החשובים, נותרו פערי ידע משמעותיים. ההתקדמות מוגבלת בחלקו בשל העדר מודלים אינפורמטיביים של בעלי חיים. המחברים דיווחו לאחרונה על שיטה של המושרה על ידי הזרקת כל בלוטת האורביטל מסלולית (LG) רקמות עם לקטין concanavalin A. כאן, אנו מדווחים על מודל הרומן של מימית-לקויה מבוסס על הניתוח הכירורגי של כל LG מסלולית (דקקטומיה) רקמות. שתי השיטות משתמשות בארנבים בשל הדמיון שלהם לעיני האדם במונחים של הגודל והמבנה של המשטח העינית. שבוע לאחר הסרת הקרום nictitating, LG מעולה המסלול הוסר בניתוח תחת הרדמה, ואחריו הסרת של lg palpebral מעולה, ולבסוף הסרת lg נחותים. דקקטומיה הנגרמת על ידי מ הפחתת מבחני הזמן ומבחן הדמעה של שיימר, והגדילה באופן משמעותי את מכתים הדמעות ורוז בנגלי. . שנמשך לפחות 8 שבועות לא היו סיבוכים ובעלי חיים שסבל את ההליך היטב. הטכניקה יכולה להיות שולט יחסית בקלות על ידי אלה עם ניסיון כירורגי נאותה והערכה של אנטומיה הארנבים הרלוונטיים. מאז מודל זה מסכם את התכונות של האדם מימית לקויה, הוא מתאים למחקרים של הומאוסטזיס משטח עינית, DED, ו therapeutics המועמד.

Introduction

דמעות נדרשות להגנה על המשטח העינית ולשמירה על התכונות האופטיות של הקרנית. הם מורכבים משלוש שכבות: ציפויים פנימיים של ריריות, מרכיב מימית בינוני, ושכבת-על ליפיד1. שכבת ריריות מופק בעיקר בתאי גביע של לחמית, המרכיב המים בעיקר בבלוטות לקטמל (lgs), ואת שכבת השומנים בעיקר בבלוטות מייבואן1,2. LGs מסלולית הם המקור העיקרי של מרכיב מימית של דמעות עבור רבים של חלבונים המגנים על פני השטח מפני התקפה חיידקית3. מחלות פני השטח מתגלים כאשר ייצור הדמעה מימית יורדת מתחת לרמה קריטית, לשלול את משטחי האפיתל של העין של המרכיב מימית והמרכיבים המכריע של הקרע כולל גורמי גדילה, lysozyme, ו lactoferrin. במקרים של ייצור דמעה ירידה על ידי ה-LGs, רקמות הלחמית והקרניות עוברות עיבודים כדי לפצות על הסביבה השונה.

הבנת התרומה של רכיב הדמעה נגזר LGs מסלולית ואת מנגנוני הפיצוי של המשטח העינית כאשר זה חסר משפיע על הערכתנו של הפיזיולוגיה ואת פתופסולוגיה של הקטע הקדמי של העין,, באופן רחב יותר, של בריאות ומחלות בעולם כולו. הגישה הניסיונית לסוגיות אלה מחייבת דגם בעל חיים אינפורמטיבי. כתוצאה מכך, מספר קבוצות ניסו לפתח דגמי בעלי חיים שבהם מוסרים LGs מסלולית, ובכך מקלה על הערכת התפקיד של דמעות בבריאות העינית. מודל אחד כזה דווח לאחרונה עבור העכבר4. הארנב מציע, עם זאת, יתרונות שונים רבים על פני דגמי מכרסמים כולל מבנים דומים אנטומיים היסטולוגיים של LG, ואולי יותר חשוב, גודל דומה ופני שטח של רקמות קרנית ולחאל בהשוואה עמיתיהם האנושיים שלהם3.

יצירת מחלת עין יבשה לקויה מימית (DED) על ידי כריתת כירורגית של רקמת LG בארנבים הוא לא חדש. דיווחים רבים מתארים כריתה של רקמות LG עם הצלחה משתנה המתבטא בשינויים משתנים בייצור הדמעה הנמדדת על ידי מבחן הדמעה של שיאירמר5,6,7,8. הבנה יסודית של האנטומיה הרלוונטית של הארנב והבהירות לגבי המינוח האנטומי מסייעת רבות לשחזר את השיטה. סקירה יסודית של שניהם מסופקת להלן.

אנטומיה של בלוטות הלקמאל

הארנב יש שני LGs מסלולית: את הנחותים יותר LG (ILG) ואת מעולה יותר LG (SLG; איור 1). ILG משתרע לאורך ההיבט הנחות והאחורי של השפה הסלולית. למעט גודל משתנה, החלק הקדמי של ILG יש מראה בולבוסי אחיד למדי, כי ניתן לראות כפרוטוברוליות בעור מתחת לגלובוס (איור 2). בשל מראהו האופייני ביחס לשאר הבלוטה, הוא נקרא "ראש" של ה-ILG. חלק מהראש גולש סביב ושוכב על פני השטח החיצוני של העצם הזיגובטית. זה משמש ציון דרך שימושי על אולטרסאונד ביורוביסקופיה להנחות זריקות לתוך ILG. שארית הראש שוכנת במסלול. מדיום יותר9

בשל המראה האופייני של החלק הנותר של ILG, שהוא ארוך ורזה, קטע זה נקרא "זנב". הזנב רץ לאורך השפה האורביטל נחות, מראש ILG אל השפה מסלולית שבו היא מסתיימת עם אנטומיה משתנה על השוליים הנחותים והאחוריים (איור 3א). הזנב טמון עמוק (המדיאלי) אל עצם הזיגובטית הופרדו מתוכן מסלולית על ידי הלהקה לרוב עבור רוב הקורס שלה עד שהוא מגיע הקצה האחורי של המסלול שבו הוא שוב משתרע על פני השטח החיצוני של העצם הזיגובטית. ה-ILG מקבל את אספקת הדם שלו מענפים של העורק הראשי.

ל-SLG יש שני רכיבים אנלוגיים לבני האדם. אחד הוא palpebral מעולה LG (PSLG), אשר שוכנת העפעף העליון האחורי לצלחת tarsal. הוא מופיע בולבוסי בטבע ויש לו פתחים שונים ומרובים שסוחטים נוזלי דמעה מימית שניתן לראות בקלות רבה יותר כאשר מכוסים ב-2% פלואורואסעין (איור 3ב).

השני הוא מסלול מעולה LG (OSLG), המתגוררים במצב המדיאלי במסלול מעולה (איור 3ג). בשל מיקומו ליד קו האמצע של הגולגולת, זה היה בלתי אפשרי לזהות את זה בהצלחה באמצעות גישות כירורגית חיצוניות מהמסלול הזמני או הנחות. בדוגמאות נמק טרי או במקרים כירורגיים, בלוטה זו יכולה להיות מיושמת דרך incisure האחורי הממוקם במשטח של הגולגולת כאשר הלחץ המדיאלי עדין מוחל על הגלובוס. צניחה של רקמת הבלוטות הזה יכול להיות מתועד עם ביואורוסקופיה אולטרסאונד.

PSLG ו-OSLG הם מבנים רציפים. OSLG הוא מבנה tubuloכתשיים אשר האדריכלות ductal שלה לתוך צינור הפרשות הראשי. צינור זה עובר תחת הרכס מסלולית ופועל ברקמות המכסה העליון מסתיימת PSLG. לאורך צינור הפרשות, רקמת הבלוטות העקבית עם התיאורים המקוריים של דיוויס זוהה10 (איור 3ד).

הערה על טרמינולוגיה

תיאורים אנטומיים מצוינים ומקיפים משתמשים גם במינוח משתנה. אנטומיה מסלולית קלאסי ידי דיוויס מגדירה רק LG העליון והתחתון10. עם זאת, התיאור שלו של LG העליון מפרט בבירור את החלקים מוגדרים במפורש כאן כמו PSLG ו-OSLG, בעוד התיאור של LG התחתון פרטים את החלקים מוגדרים כאן כראש זנב של ILG. אטלס אנטומי לאחרונה ויסודית יותר11 מגדיר את הרקמות האלה כמו בלוטת הזיגובטית ואביזר LG. המונח "lacrimal בלוטת" משמש כאן כדי להוות PSLG הנ ל ו OSLG. מינוח זה מתאים יותר לשחזר שיטה זו ללא בלבול מופרז.

Protocol

כל מחקרי החיות בעלי החוליות הושלמו בהתאם ובציות לכל ההנחיות הרגולטוריות והמוסדיים הרלוונטיות. כל המחקרים אושרו על ידי מועצת הסקירה המוסדית של אוניברסיטת אבן ברוק והופיעה על פי האגודה למחקר בחזון ורפואת עיניים (ARVO) המשפט לשימוש בעלי חיים במחקר אופטלמולוגי וחזון.

1. בעלי חיים ודיור

  1. השתמש בניו זילנד לבן (NZW) ארנבים במשקל 2-3 ק ג.
  2. ארנבונים הבית בנפרד בסביבה מבוקרת לחלוטין: טמפרטורה (65 ± 5 ° פרנהייט), לחות (45 ± 5%), תאורה (מחזור 12 מעלות).
    הערה: בשל התנהגויות אגרסיביות המוצגות לעתים קרובות בין ארנבים השוכנים בקבוצות, מחזיקים בבעלי חיים בכלובים בודדים כדי למנוע פגיעה בעינית בלבד.
  3. תנו לארנבים גישה בלתי מוגבלת לאוכל ומים סטנדרטיים.
  4. לספק לא enrichments תזונתיים אחרים כדי למנוע ויטמין בטעות תוספת העשויה להשפיע על העין היבשה.
  5. שפנים האקלים לפחות שבועיים לפני הקלטת פרמטרים DED.

2. הסרת הממברנה הניגפת

הערה: לפשטות, הטכניקה לעין הימנית מתוארת להלן. השלימו הליך זה על העין השמאלית באופן זהה.

  1. הסר את הממברנה הניגטית בקיעים במהלך תקופת הסתגלות (בדרך כלל השבוע הראשון).
  2. הצב ארנב בשקית מרסנת בגודל כראוי.
  3. ניהול הזרקה תת עורית של אספרומאזין (1 מ"ג/ק"ג) על הכתפיים באמצעות מזרק 1 cc ו -26 גר' מחט כדי להרגיע את הארנב. נקודת הקצה של זה הרגעה קלה היא כאשר בעל החיים שומר על מעמד ראש נינוח ללא תנועות סריקה נורמלי האוזניים שלו כבר לא לגמרי זקוף.
  4. באמצעות מיקרופיפטה, החל 25 μL של לידוקאין ללא שימור (1%) לעין הוסף מכסה תיל המכסה בין העפעפיים.
  5. לתפוס את הקרום nictitating על הפיסגה שלה עם מלקחיים 0.3 (או שווה ערך) ולמשוך אותו מעל פני הקרנית. הכנס 1% לידוקאין עם 1:100,000 אפינפרין לתוך המרחב התת של הקרום nictitating באמצעות מחט G 26. הכנס כ 0.3 mL כדי ליצור bleb צנוע בגודל מעל קרום nictitating. אמצעי הזרקה מעל 1 מ ל הינם גם בטווח בטוח עבור ארנבים (2-4 מ"ג/ק"ג).
  6. הסר את התיל. המתן כ-5 דקות ללידוקאין ואפינפרין ייכנסו לתוקף. במהלך הזמן הזה, לבצע את אותו ההליך בעין עמית.
  7. החלף את המכסה התיל. לתפוס ולהאריך את קרום nictitating על פני הקרנית באמצעות מלקחיים 0.3. חותכים את הקרום בבסיסו עם מספריים הטפיום או שווה ערך.
    הערה: הדימום הוא בדרך כלל מינימלי, אבל לשמור על הסוללה בטמפרטורות גבוהות בקרבת מקום ולהשתמש כנדרש כדי למזער את הדימום. לחץ ישיר מעל הבסיס לחתוך של קרום nictitating יכול לשמש גם כדי לעצור דימום קטן אם הוא מתרחש.
  8. להסיר את המכסה מכסה התיל. המקום משחה אנטיביוטית אקטואלי (neomycin, polymyxin, bacitracin, ו הידרוקורטיזון) על פני הקרנית.
  9. בצע הליך זהה לעין העמיתה כפי שמצוין על-ידי הפרוטוקול.
  10. מניחים בעלי חיים בכלובים בודדים ומאפשרים לרפא לפחות שבוע אחד, או עד שמשטח הלחמית נרפא לחלוטין מבחינה קלינית, לפני ביצוע התערבויות נוספות.
    הערה: ריפוי קליני מוחלט מצוין על ידי חוסר נפיחות, הזרקה או הפרשות משטחי לחאלה. בעלי חיים צריכים לפקוח עיניים כרגיל, ללא נוכחות של הגנה.

3. מדידת פרמטרים של עיניים יבשות ואיסוף דגימות דמעה

  1. למדוד את הפרמטרים הבאים DED, בהתאם לפרוטוקול הניסיוני: הדמעות מדמיע, הפסקה דמעה הזמן, מבחן הדמעה של שיימר, וכתמים בנגלי ורדים. לבצע אותם כפי שתוארו בעבר12, עם צוות של לפחות שני חוקרים.
    הערה: צוות של לפחות שני חוקרים מאפשר מדידה יעילה של קבוצות בעלי חיים גדולים יותר (6 או יותר) סביב השעון באותו זמן ובכך מונעים וריאציה מעגליות אפשרית מלהשפיע על תוצאות.

4. הכנה כירורגית והרדמה

  1. חיות הרגעה קלות להציב בשקית מרסנת עם אספפרואזין תת עורית כמו לעיל (1 מ"ג/ק"ג).
  2. להסיר את כל הפרווה על הפנים ועל פני השטח של הגולגולת כדי להמחיש את ציוני הדרך הכירורגית.
    1. לקצץ פרווה עם חיתוךמזמרהעוזב פרווה פיין בערך 1 מ"מ באורך (איור 4א, שמאל).
    2. להסיר את כל פרווה שיורית באמצעות קרם דפילציה מתון לאחר הוראות היצרן (איור 4A, ימין).
  3. מארק אתרי חתך כירורגי עם עט כירורגי.
    1. לזהות את האתר החתך על הincisure האחורי על ידי החלת הלחץ המדיאלי הגלובוס גורם בליטה קטנה לפתח את העור מעל incisure האחורי מתוך צניחה של OSLG.
    2. הפוך ליניארי 2 ס מ סימן בכיוון הקדמי/האחורי על העור מעל פני השטח של הגולגולת ישירות מעל האתר עם עט סימון כירורגי.
    3. בעת תכנון החתך להסרת ILG, לסמן קו ארוך, הכורארית סביב העין (1 ס מ משולי המכסה הנחות הזמני) הארכת מן האחורי (הזמני) מסלול הקדמי (המדיאלי) canthus. להפוך את הסימון להאריך לאורך המסלול האחורי לרמה של canthus האמצעי או פשוט מעולה זה (איור 4ב). בניתוח מסוים, החתכים כדי להסיר את OSLG ו ILG יהיה מחובר.
      הערה: בעת ביצוע ניתוח דו-כיווני, סמן את שני המסלולים בשלב זה.
  4. לקצץ טלאי של פרווה 2 כדי 3 ס מ רחב עם מזמרה מעל פני השטח הרוחבי של כל ירך כדי לאפשר מיקום של לוחית מונוקולאר הקאולטרי.
    1. החלת ג'ל אולטרסאונד על מנת להבטיח מגע חשמלי טוב עם צלחת הקאולטרי מונוסולאר.
  5. מניחים צנתר 25 גרם ורידי (IV) באחד הורידים השולי של האוזן לניהול תרופות או נוזלים במידת הצורך.
  6. תן את המגרד תת עורית (1 מ"ג/ק"ג) ו-IV קטמין (15 מ"ג/ק"ג) עבור אינדוקציה ראשונית של הרדמה (דרך גישה IV).
    הערה: אם הארנב הוא מסומם מראש עם איזופרומאזין מספיק כדי לשמור על נקודת הקצה המתוארת בשלב 2.3, להשתמש בהרדמה מסיכת גז עם isofלוריאן כחלופה.
  7. מניחים את נתיב האוויר מסכה הלוע מוחזק במקום באמצעות פס אלסטי או מחרוזת כדי לאבטח ולשמור על דרכי הנשימה.
    1. לחבר את המסכה למכונת ההרדמה עם זרימת חמצן להגדיר 1 L/min.
    2. להגדיר את isof, ב 5% בהתחלה ולאחר מכן להפחית כמו נסבל בהתבסס על רמת הרגעה בעלי חיים.
    3. . עד לסגירת הפצע הסופית
      הערה: העריכו את רמת ההרדמה באמצעות ניטור לקצב ותנועות הנשימה בתגובה לגירויים כירורגיים או כואבים. להגדיל את עומק ההרדמה אם קצב הנשימה עולה מעל 10 נשימות לדקה, אם הארנב מתחיל ללעוס על האחזקה של דרכי הנשימה, או אם כל תנועה בתגובה גירויים כואבים הם נצפו.
  8. הצג אוקסימטר מתקפים, לחץ דם, טמפרטורת גוף רקטלית וקצב לב באמצעות מכשיר רב פרמטרים לניטור או התקנים מתאימים אחרים.
    1. הצג את הסימנים החיוניים ברציפות במהלך ההליך והקלט כל 10 עד 15 דקות.
  9. הצב את הארנב על השולחן בחדר הניתוח (או) על משטח חימום כדי למנוע היפותרמיה. להטות את השולחן במצב הפוך טרנדלינבורג בערך 30 ° כדי למזער את הדימום.
  10. הכן את אזור כירורגי עם הפתרון povidone-יוד מדולל לחצי כוח עם מים סטרילי ולעטוף כדי לשמור על שדה סטרילי.

5. השלמת כריתת דקקטומיה כירורגית

הערה: הניתוח המלא של דקריאדיוזיס, כפי שמתואר לעיל, נעשה באמצעות 0.3 מלקחיים רקמות, מספריים לניתוח, מלקחיים לרקמות ללא שיניים ומספריים. ניתן לשנות מכשירים אלה באמצעות מכשירים דומים המבצעים את אותה פונקציה בהתבסס על העדפת המנתח.

  1. הסר את OSLG תחילה.
    1. לחדור לאתרי החתך (כירורגי קווי עט מכסה האחורי העליון) עם תערובת 50:50 של 2% לידוקאין עם 1:100,000 אפינפרין ו 0.5% bupi, באמצעות מזרק 5 cc עם המחט 30 G (איור 5א).
      הערה: מזרק וגודל מחט אינם קריטיים.
    2. השתמש מחט קולורדו מחובר יחידת אלקטרוכירורגית כדי להפוך את החתכים העור לאורך הסימונים כירורגי. הגדרות יכולות להשתנות בהתאם לתגובה הקלינית, ובדרך כלל הן בין 10 ל -15 יחידות לחיתוך וקרישה (איור 5ב').
    3. החלת מתח מנוגדות על פני החתך בעור כדי להפריד את הרקמות ולחשוף את סיבי השריר המשמשים כבסיס.
    4. להחיל לחץ המדיאלי על הגלובוס כדי לסייע ויזואליזציה של OSLG, נראה כמו רקמה בולטות הממוקם רק המדיאלי או עמוק לבין סיבי השריר. במידת הצורך, הזז את סיבי השריר האלה לצד כדי לחשוף את הincisure המשמשות כבסיס.
    5. עם מלקחיים בעלי שיניים (0.3) ו capsulotomy מספריים, בעדינות לבטל ולחתוך את הקפסולה הסיבית על גבי OSLG. OSLG בדרך כלל יש צבע שיזוף חיוור (איור 5ג).
    6. באמצעות שיניים או מלקחיים ללא שיניים, לתפוס את רקמת בלוטת OSLG בעדינות למשוך אותו החוצה דרך incisure מעולה באמצעות טכניקה "יד מעל יד". גזור להקות קטנות, סיבי באמצעות מספריים capsulotomy כדי לשחרר את הבלוטה ממיקומה במסלול (איור 5ד).
      הערה: כמו רקמת בלוטת OSLG מוסר, זה יתחיל למזג לתוך מבנה כמו צינור גדול (צינור הפרשות הראשי).
    7. כאשר בלוטת הוסר לחלוטין ככל האפשר, השתמש בקאטרי נדיב עם המחט קולורדו כדי ליצור char הרקמה, לחתוך את הבלוטה בתוך incisure עמוק ככל האפשר. זה ישמש לאחר מכן כציון דרך confirmatory במהלך ההסרה של PSLG.
  2. הסר את ה-PSLG.
    1. אוורט העפעף העליון באמצעות המוליך משופעת כותנה. קצה בולבוסי של PSLG הוא בדרך כלל בקלות לעין.
      הערה: בחלק מהניתוח האטומי, ייתכן שניתן יהיה להמחיש את צינור הפרשות הראשי כמבנה ליניארי חיוור ברוחב של כ-1 או 2 מ"מ.
    2. לעסוק PSLG עם מלקחיים שיניים (0.3) ולבטל אותו מפני העפעפיים תוך שימוש במספריים capsulotomy לחתוך סביב הבסיס שלה מפריד אותו מן הבסיס (איור 6א).
    3. בקרת דימום מתון עם הקאולטרי מונוסולאר.
    4. להחיל המתיחה רציפה על הרקמה המופרדת כדי לשמור על מטוס הרקמה לניתוח. זה יאפשר צינור הפרשות הראשי של SLG להסרה גם (איור 6ב).
      הערה: כמו הקרע מבוצע, זה יהיה בדרך כלל להתקדם הרים מסלולית מעולה שבו אפשר לראות את הסימנים הקאואטרי שנותרו מאחור מהסרת של OSLG מעולה יותר ממוקם באופן מיידי.
  3. . לכרות את ה-אילג
    1. לאפשר לפחות 5 דקות להרדמה מקומית ייכנסו לתוקף.
    2. מפרק את העור, את המקלות או השריר של palpebra נחותים, חלק zygomaticolabial של השריר הזיבטית, ו שחוגי השריר עם המחט מיקרודיסקקולורדו ונפרד כמו oslg בסעיף 5.1.
    3. שמור על הומוסטזיס. עם הקאולטרי ההוא
    4. כמו החתך מתבצע עמוק יותר דרך סימון העור, לחפש את הברק של מטוס מישורי על העצם הזיגומתי או חלק שטחי של שריר הלעיסה. בשלב זה, לשמור על מישור הרקמה ולשאת אותו הרבה לכיוון הרים מסלולית באמצעות המחט קולורדו לחיתוך (איור 7א).
      הערה: לצורך זיהוי ה-ILG, הדבר הטוב ביותר הוא לבצע את החלק הזה של הניתוח על ראש ILG אשר בדרך כלל נחות הקדמי לימבוס של העין.
    5. לאחר זיהוי וכינון הקפסולה סביב ILG, לזהות את רקמת שיזוף של ILG. רק החלק הקדמי של ראש ILG יהיה גלוי (איור 7ב). עם זאת, ניתן לעקוב אחר הראש באופן מיידי כאשר הוא עובר מתחת לקשת הזיגורית ומעברים אל הזנב (איור 7ג).
    6. השתמש מספריים tenotomy לחתוך את מחיצת מסלולית לאורך החישוק נחות חשיפת החלק האחורי יותר של הזנב ILG. ברגע מטוס הרקמה מזוהה, להאריך את החיתוך לאורך קו החתך כולו (איור 7ד).
      הערה: צינור ה-ILG עובר דרך רקמות החיבור הסיבי הנמוכות יותר כדי להיכנס לחלל הלחמית הנחות בהיבט הזמני של המכסה. בקצה האחורי, הזנב של ILG יכול להיות שונים תצורות אנטומי. לפעמים זה מסתיים נחות האחורי (לרוחב) canthus, ואילו בניתוח אחר הוא מרחיב יותר באזור המסלול הזמני.
    7. השתמש בזהירות קיצונית כדי למנוע נזק במקרה לאספקת הדם, אשר ILG מקבל מענפים של עורק הראש. ניתן לראות את אספקת הדם בחלק זה של הקרע (איור 7E).
    8. במקרים שבהם הזנב מסתיים מתחת האחורי (לרוחב) canthus, ייתכן שיהיה צורך לצמצם את החלק הזמני של השריר הפרוטוסוניים כדי לחשוף את הזנב של ILG, אשר נמצא לאורך עצם הזיגורית.
    9. לאחר ILG כולו היה מבודד וחשוף, להסיר אותו. בשל גודלו הגדול, עדיף לעתים קרובות לחתוך את הבלוטה במחצית עם מספריים ולהסיר את הראש בנפרד מן הזנב.
    10. המשך בזהירות רבה בעת הסרת הראש של ILG כפי שהוא נמצא מיד סמוך לסינוס ורידים גדולים במסלול. למרות הדימום ממבנה זה במהלך מקטעים כירורגיים לא התרחשה, יש מספיק עזרים הומוסטטיים להציג כדי לצמצם את הסיכון.
    11. לאחר ההסרה של כל רקמת בלוטת, לסגור את המטוס רקמת חיבור עמוק עם מספר הפריעו 5-0 אתילן terאפרון תפרים. סגור את השרירים והעור שטחיים עם פועל 6-0 polyglactin 910 תפר (איור 7F) שימוש 0.3 מלקחיים רקמות ונהג מחט.

6. טיפול פוסט פרוצדורלי

  1. לנקות את החיות ולטהר את. האתרים המנתחים עם מים סטריליים
  2. החלת אנטיביוטי מקומי אופטלמולוגי ומשחה לסטרואידים (neomycin, polymyxin, bacitracin, ו הידרוקורטיזון) על החתכים. המשיכו בבקשה זו פעמיים ביום במשך יומיים.
  3. לתת הזרקה תת עורית של 20 מ ל מלוחים נורמליים על להבי הכתף באמצעות מחט של 26 G.
  4. תן תת עורית בופריפין 0.01 מ"ג/ק"ג או ketoprofen 3 מ"ג/ק"ג עבור שליטה בכאב באמצעות מזרק 1 cc ו 30 גרם מחט.
    הערה: בעלי חיים צריכים לחזור לפעילות התזונה הרגילה שלהם בתוך 1 עד 2 ימים. הארנבים צריכים להיות מוערכים לפחות שבועי עבור סימנים קליניים של זיהום כפי שמעידים על ידי נפיחות מתקדמת, כאב, אודם, calor או לשחרר את השחרור על אתרי החתך. בעלי חיים חייבים גם להיות שנצפו כדי לוודא שהם לא מתחילים לגרד את אתרי החתך/קווי תפר. זמירה את כל הטפרים לפני הניתוח דקרייואדאולי מועיל בהקשר זה. אם מגרד את קווי החתך הוא נצפתה, קולרים רגיל המגן עשוי לשמש כדי למנוע פציעה עצמית.
  5. . הפוך את ההרדמה
    1. הסר את האחזקה של דרכי הנשימה לאחר שהחיה מגיבה לגירויים ומתחילה להראות לעיסה ספונטנית, אך לפני שהאחזקה של דרכי הנשימה עלולה להינזק.
    2. הצג בעלי חיים במשך כ-1 עד 2 או עד שהחלים לחלוטין מההרדמה כפי שמעידים התנועה הספונטנית בכלובים.
    3. להעריך בעלי חיים כאב ולטפל כראוי.
  6. אפשר לבעלי חיים להתאושש לפחות 1 שבוע לאחר הניתוח לפני ביצוע כל הצעדים הקליניים של DED.

Representative Results

שיטת הניתוח המלא המתואר כאן בוצעה על 8 בעלי חיים. זה דורש מידה מתונה. של כישורים כירורגיים זמן כירורגי ממוצעים כ 2.2 h עבור ניתוחים דו-צדדיים, למעט הסרת קרום nictitating, אשר נעשה בנפרד ונדרש < 10 דקות. לא היו הרוגים או סיבוכים הפנים והארנב לא נדרש כל סיוע הומוסטטי מלבד הקאולטרי צנוע.

הגישה הכירורגית שלנו בהצלחה. התוצאה הייתה יבשה בכל העיניים זה אושר על ידי פאנל של סמנים קליניים ומעבדתיים של DED (שולחן 1). במהלך 8 שבועות של התבוננות, ממוצע TBUT היה מדוכא על ידי יותר מ 75% של רמות preאופרטיבית (p < 0.0001 עבור כל נקודות הזמן). באופן דומה, ירד מבחן הדמעות של שיימר על-ידי כ-50%, שנותר במשך שמונה שבועות של התבוננות; היא לא הראתה מגמה להחלמה במהלך תקופת הטיפול. באופן שלאחר מכן, מסוסמלי הדמעות הראו עלייה של 10% בעקביות עם DED, מתמשכת לפחות 8 שבועות פוסט-שבועיים. רוז בנגלי כתמים של הקרנית גם גדל ולא הראה סימנים של התאוששות במהלך 8 שבועות של מעקב (איור 8). כל העיניים במהלך הניתוח המלא דקריואדריזיס הראה הפחתה מסומנת מספרים תא גביע ושינויי אפיתל עקבי עם עין יבשה (הרושם לחלב ציטולוגיה).

Figure 1
איור 1: אנטומיה של בלוטת הארנב (עין ימין). בלוטת הביות האורולית (OSLG) מורכבת מאזור מסלולית גדול יותר ומרכיב palpebral קטן יותר. גדול יותר לקטמאל בלוטת (ILG) מורכבת של הקדמי/ראש וחלקים האחורי/זנב. צירי הקואורדינטות מציגים את המינוח המשמש עבור כל תיאורי הכיוון המשמשים בטקסט. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 2
איור 2: מיקום ראש ה-ILG. מבט לרוחב של הפנים הנכונות לאחר הסרת פרווה. הבליטה במתאר העור (מסומן על ידי חצים עבים) נחות למסלול הקדמי מציין את המיקום של הראש של ILG שנמצא על פני השטח החיצוני של העצם הזיגובטית במיקום זה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 3
איור 3: בלוטות האורביטל לקטמל. (A) הימנית הנחותה לקטון (ilg) לאחר הצביעת עם הצבע הכחול אוונס מראה את הקירבה הקרובה של הזנב של ilg (החץ האדום) רק האמצעי לעצם הזיגומה (שחור חץ) ונחות לגלובוס. (ב) הפקת התוצרת של בלוטת הpalpebral העליונה (PSLG). תמונות זמן קפיצה שצולמו לאחר יישום אקטואלי של 2% fluorescein. נוזל מימית הנובע PSLG מדלל את הצבע הכהה בהתחלה כחול או שחור הופך אותו ירוק צהוב בהיר (בדומה בדיקות Seאידל). (ג) מיקום של slg מסלולית (oslg) בגולגולת ארנב, שוכב קרוב לקו האמצע של הגולגולת (קו מנוקד) בתוך incisure האחורי (החץ). צבע כחול אוונס הוזרק לתוך OSLG ו palpebral מעולה lacrimal בלוטת. (ד) סעיף היסטולוגיה דרך צינור הפרשות הראשי של oslg מוקף כמות קטנה של רקמת הבלוטות (חץ) הוא נראה זה החוצה החתך החוצה ויטראז עם המטאוקסילין וצבעים אאוזין נלקח דרך ההיבט האחורי (הזמני) של העפעף הימני העליון. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 4
איור 4: הכנה לאתר כירורגי. (א) פאנל שמאליעליון: הסרת פרווה ארוכה עם מזמרה. כל שרידי פרווה עדינה מוסרים לאחר מכן עם קרם הרגעה קל. הפאנל הימני העליון: מראה סופי בעקבות הסרת פרווה מלאה המאפשרת סימון כירורגי באיכות גבוהה אולטרסאונד של ILG להתבצע. (ב) סימנים כירורגיים מתאימים של האזור הימני הפריביטל מוצגים; בדוגמה זו, את החתכים כדי להסיר את OSLG ו ILG המחוברים ליצור חתך אחד ארוך שנארית. מיקומו של הincisure האחורי מצוין על ידי סימן hash קטן על החתך באתר החיתוך (חץ). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 5
איור 5: הסרת OSLG. (א) אתרים כירורגיים חדרו עם הרדמה באמצעות שילוב 50:50 של 2% לידוקאין עם 1:100,000 אפינפרין ו 0.5% bupi, אשר מוזרק לתוך המכסה העליון לאורך קווי החתך כדי למזער את חוסר הנוחות במהלך ההליך. (ב) המחט מיקרודיסקציה קולורדו משמש כדי לסמן את העור ואת שכבות שטחיות לאורך אתרי החתך מראש ניתוח כירורגי. המתיחה עדינה על פני הפצע מוחל על מנת ליצור את מישור החיתוך. כוויות באתר קטן (חץ) נעשו עם מחט קולורדו בנקודות מרוחקות לאורך קו החתך כדי לסייע באופן אופטימלי ליישר את הרקמות במהלך סגירת הפצע. (ג) oslg נחשף לאחר רקמות על גבי incisure האחורי גויסו (חץ). . הקפסולה של הבלוטה הייתה משובשת Oslg יכול להיות צניחת על ידי החלת הלחץ המדיאלי הגלובוס הקלה על הסרתו. (ד) מלקחיים משמשים כדי לעסוק oslg ובעדינות להסיר אותו ממיקומה העמוק בתוך המסלול דרך incisure האחורי. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 6
איור 6: הסרת הבלוטה הpalpebral מעולה (PSLG) וצינור הפרשות. (א) בעקבות העפעף העליון, החלק הביולבוסי של PSLG הוא מעורב עם מלקחיים לגזור את טרסוס באמצעות מספריים. המתיחה להחיל PSLG עם מלקחיים הוא קריטי לשמירה על המטוס הכירורגי. (ב) את הניתוח של PSLG ואת צינור האוורור העיקרי הוא נשא הראשי לכיוון הרים מסלולית באמצעות חיתוך חדה המתיחה רציפה על בלוטת ורקמות הדביק כדי לשמור על המטוס הכירורגי המתאים. הניתוח אמור להימשך עד לנקודה שבה OSLG הוסר. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 7
איור 7: הסרת ה-ILG. (א) העור והשריר השטחית הינם שטחיים עד שהמטוס הנוגע לעצם הזיגואלי או לחלק השטרירי של שריר המלעס מגיע. ראש ILG בדרך כלל ברור בבירור כמו בליטה קטנה ממוקם תחת לימבוס הקדמי. (ב) הקפסולה הסיבית של ilg היא בעלת מספריים החושפים את ilg. לאחר הקפסולה היא משובשת, חלקים עמוקים יותר של בלוטת ניתן להסיר בקלות. (ג) החלק החיצוני ביותר של הראש ilg אשר שוכנת על עצם הזיגוטיות נחשף והשתקף בהמתנה מראה את עצם הזיגומה הבסיסית. (ד) החתך של מחיצת האורביטל לאורך החישוק הנחות חושף את הזנב של ilg. (ה) ענף של עורק הראש החיצוני מאכיל את הזנב של ilg (החץ). (ו) מראה בעקבות סגירת העור של חתכים לאחר השלמת הניתוח דקרייואדאז. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 8
איור 8: כתמים בנגלי רוז של משטח הקרנית. צילום חיצוני מראה כתמים בולטים, הבולטים ביותר על רביע האף. כל העיניים שעברו כריתת דקריאדזיס מלאה פיתח שינויים דומים שהיו ברור על ידי שבוע אחד לאחר הניתוח והמשיך לפחות 6 שבועות. של הערה, רפלקס האור מן הפלאש טבעת מראה עיוות מפני השטח העינית יבש להפגין כיצד העין היבשה יכולה להשפיע לרעה על הראייה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

דקריוקטומיה
פירושו ± SEM; n = 16 עיניים
בסיסית שבוע 2
משבר לפרק זמן, שעון 60.0 ± 0.0 4.5 ± 1.2
0.0001 <
דמעות של קריעה, מוזם 291.2 ± 3.7 315.3 ± 5.5
p = 0.001
מבחן הדמעות של שמימר 18.3 ± 1.3 10.5 ± 1.6
p = 0.0006
רוז בנגל, תוצאות משנות האפס 0.0 ± 0.0 4.28 ± 0.6
0.0001 <
מופעל לעומת בסיס: דקריטומיה : tbut p < 0.0001; לקרוע, p < 0.001; מבחן קריעה של שמימר, פי < 0.0006); ורדים בנגל.

שולחן 1: העין היבשה פרמטרים על שבוע הפוסט-פעיל 2.

Discussion

DED מסווג לשתי קבוצות עיקריות המבוססות על ההשפעה על יציבות הסרט מדמיע: לקויה מימית (הייצור ירד של הרכיב מימית של הסרט לקרוע; ~ 20% של DED) ו התאדות (התאיידות מוגברת של סרט הדמעות; ~ 50% of DED). כ -30% מהחולים DED להראות ראיות של שניהם (DED מעורב). דלקת היא המנגנון הליבה של הDED שבו חבלות מגוונות שלה להתכנס13,14. שיטת המודלים שלנו מימית לקויה.

כפי שהוזכר קודם לכן, הצעדים הראשונים חשובים ברבייה השיטה שלנו הם הערכה של נקודות בסדר של האנטומיה של בלוטות לקטמאל מסלולית (LGs) של הארנב והימנעות בלבול על ידי מגוון המינוח האנטומי מגוונות ולעיתים. האטלס האנטומי של Popesko et al.11 הוא יסודי מאוד. עבור אלה פחות נוח עם האנטומיה של הארנב, חיתוך של דגימות נמק מספק היכרות קלה עם מבנים אלה ומסייע הסרת הניתוח שלהם ביצורים חיים.

ייעוץ ביקורתי על דיור והסתגלות בעלי חיים ניתן בפרסום הנלווה שלנו12. מאמר זהה גם מציג הערות שימושיות עבור מאמר את הפרמטרים של DED בשימוש בשתי השיטות.

בניגוד לשיטה הקודמת12, זה דורש רמה גבוהה יותר של כישורים כירורגיים בשל המידה ואת האופי הפולשני יותר של הטכניקות הדרושות כדי להסיר את lgs. הסיכון הגדול ביותר במהלך הסעיפים האלה הוא דימום קטסטרופלי הנגרמת על ידי פגיעה בכלי הגדול הנמצאים בקרבת LGs כגון ענפים של עורק הראש. זה נמנע על ידי המחשה כראוי כל LG ושולי שלה בתוך השדה כירורגי. בסופו של דבר, הסרת להיטות הקרום הניגדירוג עלולה להוביל לצניחה של בלוטת הרדאנית, שיכולה לשבש את הערכת הסרט דמעה.

הטיפול צריך להילקח כדי למזער את כמות ההפרעה לחאתה עם הסרת PSLG, היבט הרומן של השיטה שלנו המשפרת את היכולת ומגבירה את חומרת DED. זה באופן מפתיע קל להקים את המטוס לניתוח ולשאת אותו בחזרה הרכס מסלולית מעולה כל עוד המתיחה מוחל על הרקמות. זה מרגיע להיות מסוגל לראות את סימני הקאולטרי מן החיתוך של OSLG; הם מאשרים את ההסרה המלאה של הצינור הראשי הפרשות של בלוטת.

הסרת ILG בשלמותו מציג אתגרים גם כן. לבודד את ראש הבלוטה תחילה, כמו זה החלק הקל ביותר להמחיש. כל הראש של רקמת בלוטת מפריד בקלות מן הרקמות הסובבות; עם זאת, חלק הטיפול חייב לשמש כדי למנוע נזק לסינוס ורידים גדולים, אשר נמצא המדיאלי לראש ILG. הזנב של ILG לאחר מכן ניתן לעקוב בחזרה כפי שהוא עובר מתחת לעצם הזיגובטית. רוב הזנב קל לבודד. עם זאת, ההיבט האחורי ביותר של הזנב יכול להוכיח יותר מאתגר בגלל אנטומיה משתנה וקרבתו לענף בינוני של העורק. ניתוח קפדני צריך לאפשר את כל השוליים של ILG להיראות בבהירות, הקלה ההסרה המוחלטת שלה. החוקר צריך להיות מוכן לשאת את הניתוח יותר גבוה במקרים שבהם הזנב של בלוטת מסתיים תחת canthus לרוחב, כפי שהוסבר בדיון הקודם של האנטומיה של בלוטות לקרימל. של הערה, המחברים מעולם לא הצליחו לזהות חלק כלשהו של OSLG כאשר מבתר את ILG באמצעות חתך הכורארית לאורך הזמן העולם הנחות. למרות שזה יכול להיות אפשרי מבחינה טכנית, כי גישה כירורגית נושאת סיכון גבוה מדי לדימום רציני. מתקרבים OSLG דרך הincisure האחורי מוכיחה הרבה יותר בטוח.

את הצינור הפרשות של ILG ניתן לראות חודר דרך המישור התחתון הנחותים כפי שהוא עובר לתוך הלחמית לבלב. מדי פעם, אוניות קטנים של רקמה הופעת הבלוטות נראים גם כאן וגם ניתן להסיר בזהירות.

זה מאוד עוזר לשמור על סדר של LG כריתה כפי שהוצג כאן. אם ILG הוסר הראשון, הבידוד של OSLG הופך מבחינה טכנית הרבה יותר קשה. הסיבה העיקרית היא כי, לאחר הסרת ILG, OSLG לא ניתן לבצע בקלות ובכך זיהה.

יתרון משמעותי של המודל שלנו הוא שזה יכול להיות "מודולרי". במילים אחרות, את מידת הנגרמת על ידי כריתת דקראיואדדזיס ניתן לכייל כדי לשרת את הצרכים הניסיוניים. לדוגמה, כריתה של כל LGs היה לגרום DED מקסימלי, אבל הכריתת של SLG רק יגרום הצורה המוזרה של DED ו כריתה של ILG רק ייצור מחלה של חומרת ביניים.

הגישה שלנו, אשר מסכם את האירוע הפתופסולוגי הנפרד של ייצור מופחת של הפקת הדמעה מציעה יתרונות נוספים בהשוואה לשיטות שכבר דווחו. בקצרה, אין מודל כירורגי אחר מסולק הייצור דמעה על ידי כל lgsמסלולית 5,6,7,15,16; כולל שימור פארא-פתטי של lgs17, ו דיכוי תרופתי של ייצור מדמיע18,19, עם שני האחרונים שלהם ההשפעות שלהם מחוץ ליעד כמו confounders משמעותיים. לבסוף, מודל זה ממזער את ההטיה תלויי החוקר העיקרי, כלומר הניתוח השלם של LGs, מאז הטכניקה כירורגית מעניקה הדמיה מלאה שלהם; זה מסייע על ידי העובדה כי אין הומוקיפאון, מלבד הקאולטרי, נדרש.

החוקר צריך להיות מכיר כי כריתה מלאה של כל LGs מסלולית אינו מייצר היעדרות מוחלטת של דמעות, ו, למשל, מבחן דמעה הערכים של שיימר מתקרב לאפס לא צפוי. זאת בשל העובדה כי יש תמיד מקורות אחרים של נוזל דמעה כמו אביזר lgs של wolfring ו קראוס ופלזמה דליפת מכלי לחטיגאל20,21,22. מנקודת מבט ניסיונית, יש לראות את זה כהיבט חיובי של השיטה כפי שהיא שומרת על המשטח העינית; המושלם לחלוטין הגינון לגמרי להרוס את הקרנית שלילת התועלת של המודל. בנוסף, בהתגלמות הנוכחית שלה, מודל זה מציע הזדמנות מצוינת ללמוד מנגנונים פיצוי כאלה והובלת נוזלים על פני התאים הקטנים האלה.

לסיכום, המוצגים כאן הם הפרטים של השיטה הרומן הצדדי של גרימת מימית לקויה המכיל את עצמו לחקר הפיזיולוגיה דמעה, הפתוגנזה של DED וחקר הסוכנים הטיפוליים שפותחו עבור אינדיקציה זו.

Disclosures

המחברים לא מצהירים על אינטרסים מתחרים פרט ל-BR שיש לו מעמד השקעות בפרמצבטיקה, Inc. ו-Api Therapeutics, LLC; ו LH, עובד של תרופות מדיקה, Inc. עם מיקום ההון Api Therapeutics, LLC.

Acknowledgments

אנו מכירים את התמיכה הפיננסית מתוך מענק הזדמנויות מחקר בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת אבן ברוק ומענק מחקר של תרופות רפואיות, Inc., סיטאוקט, ניו יורק. אנחנו מודים ליקלה מקטרנן. לתמיכה במערכת העריכה

Materials

Name Company Catalog Number Comments
acepromazine, Aceproinj Henry Schein Animal Health, Dublin, OH NDC11695-0079-8 0.1ml/kg subcutaneously injection for rabbit sedation
anesthesia vaporizer VetEquip, Pleasanton, CA Item # 911103 Protocol 4.8
animal restraining bag Henry Schein Animal Health, Dublin, OH Jorvet J0170 Use appropriately sized bag.
bupivacaine, 0.5% Hospira Inc, Lake Forest IL NDC: 0409-1162-02 Mixed 50:50 with 2% lidocaine with 1:100,000 epinephrine for infiltration of incision sites, protocol 5.1
buprenorphine Henry Schein Animal Health, Dublin, OH 0.01 mg/kg, for postprocedural care, 6.1.4
cautery unit, high-temperature, battery-powered Medline Industries Inc, Northfield, IL REF ESCT001 Keep on hand in case of bleeding, protocol 2.7
clipper, Wahl Mini Arco Henry Schein Animal Health, Dublin, OH No. 022573 Cordless shears for fur removal, protocol 4.2
Colorado needle Stryker Craniomaxillofacial, Kalamazoo, MI N103A Use with electrosurgical unit to make incisions, protocol 5.1 & 5.3
electrosurgical unit with monopolar cautery plate Valleylab, Boulder, CO Force FXc Use with electrosurgical unit to make incisions, protocol 5.1 & 5.3
fluorescein, Ak-Fluor 10% AKRON, Lake Forest, IL NDC17478-253 Dilute to 0.2% with PBS to measure TBUT, measurement of dry eye parameters, protocol 3.1
foceps, curved dressing Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ Storz E1406 delicate serrated dressing forceps
forceps, 0.3 Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ ET6319 For removal of nictating membrane, protocol 2.5
forceps, Bishop Harmon Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ E1500-C Use toothed forceps for dacryoadenectomy, protocol 5.1 & 5.2
hair remover lotion, Nair Widely available Softening Baby oil Dipilitory cream for sensitive skin, protocol 4.2
isoflurane Henry Schein Animal Health, Dublin, OH 29405 Possible alternative sedation, protocol 4.7
IV catheter, Terumo Surflo ETFE 24-gauge Terumo, Tokyo, Japan; available from Fisher Sci., VWR, McKesson, etc. SR-OX2419CA 25-gauge for smaller rabbits; protocol 4.6
ketamine Henry Schein Animal Health, Dublin, OH NDC 11695-0701-1; NADA 200-055 15 mg/kg, protocol 4.7
ketoprofen Hospira, Inc., Lake Forest, IL 3 mg/kg, for postprocedural care, 6.1.4
laryngeal mask airway Docsinnovent Ltd, London, UK Vgel R3 Protocol 4.8
lid speculum, wire Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ Barraquer SUH01 For removal of nictating membrane, protocol 2.4
lidocaine 2% with epinephrine 1:100,000; 50:50 mixture Hospira Inc, Lake Forest IL NDC 0409-3182-02 Pre-treat before removal of nictating membranes, protocol 2.4
lidocaine, preservative-free Sigma-Aldrich, St. Louis, MO L5647 1% in PBS for anesthesia agent, for application to eye, protocol 2.4
micropipette Eppendorf Research Plus 100 uL For application of preservative-free lidocaine to eye, protocol 2.4
micropipette tips World Wide Medical Products 41071052 For application of preservative-free lidocaine to eye, protocol 2.4
monitoring device, multi-parameter SurgiVet, Waukesha, WI V9201 For monitoring of vitals, protocol 4.9
needle, 26-gauge BD, Franklin Lakes, NJ REF 305115 For injection of lidocaine/epinephrine, protocol 2.3 & 2.5
needle, 30-gauge BD, Franklin Lakes, NJ REF 305106 For infiltration of incision sites; syringe and needle size are not critical, protocol 5.1
osmolarity tips TearLab Corp., San Diego, CA #100003 REV R Measure tear osmolarity measurement of dry eye parameters, protocol 3.1
osmometer, TearLab TearLab Corp., San Diego, CA Model#200000W REV A Measure tear osmolarity, measurement of dry eye parameters, protocol 3.1
povidone-iodine solution Medline Industries Inc, Northfield, IL PVP Prep Solution, NDC: 53329-939-04, REF MDS 093944 To maintain sterile field, protocol 4.11
rabbit, New Zealand White Charles River Labs, Waltham, MA (NZW) 2-3 kg Research animals
Rose bengal stain Amcon Laboratories Inc., St. Louis, MO NDC51801-004-40 1% in PBS, for staining the ocular surface, measurement of dry eye parameters, protocol 3.1
saline, normal B. Braun Medical, Irvine, CA REF R5200-01 For postprocedural care, protocol 6.1.3
Schirmer Tear Test strips Eaglevision, Katena products. Denville, NJ AX13613 Measure tear production, measurement of dry eye parameters, protocol 3.1
scissors, Vannas McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA Miltex 2-130 Capsulotomy scissors for dacryoadenectomy, protocol 5.1 & 5.2
scissors, Westcott tenotomy McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA Miltex 18-1480 For removal of nictating membrane, protocol 2.7
sedation gas mask DRE Veterinary, Louisville, KY #1381 Possible alternative sedation, protocol 4.7
surgical marking pen Medical Action Industries, Arden, ND REF 115 Protocol 4.2
sutures, 5-0 Mersilene Ethicon US, LLC Ethylene terephthalate sutures, used for deep connective tissue closure, protocol 5.3.11
sutures, Vicryl 6-0 Ethicon US, LLC Polyglactin 910 sutures, used for superficial muscle and skin closure, protocol 5.3.11
syringe, 1 cc BD, Franklin Lakes, NJ ref 309659 For injection of lidocaine/epinephrine, protocol 2.3 & 2.5
syringe, 5 cc BD, Franklin Lakes, NJ REF 309603 For infiltration of incision sites; syringe and needle size are not critical, protocol 5.1
tissue forceps, 0.8mm Graefe Roboz Surgical Store, Gaithersburg, MD RS-5150 Curved Weck forceps
topical antibiotic ointment (neomycin, polymyxin, bacitracin, and hydrocortisone) Bausch and Lomb, Tampa, FL NDC 24208-785-55 Applied after removal of nictating membrane, protocol 2.8, and for postprocedural care, protocol 6.1.2
ultrasound gel Parker Laboratories, Inc., Fairfield, NJ Aquasonic 100 To ensure electrical contact with monopolar cautery plate, protocol 4.5
xylazine Henry Schein Animal Health, Dublin, OH NADA: 139-236 1 mg/kg, protocol 4.7

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gillan, W. D. H. Tear biochemistry: A review. South African Optometrist. 69, (2), 100-106 (2010).
  2. Conrady, C. D., Joos, Z. P., Patel, B. C. Review: The Lacrimal Gland and Its Role in Dry Eye. Journal of Ophthalmology. 2016, 7542929 (2016).
  3. Schechter, J. E., Warren, D. W., Mircheff, A. K. A lacrimal gland is a lacrimal gland, but rodents' and rabbits' are not human. Ocular Surface. 8, (3), 111-134 (2010).
  4. Shinomiya, K., Ueta, M., Kinoshita, S. A new dry eye mouse model produced by exorbital and intraorbital lacrimal gland excision. Scientific Reports. 8, (1), 1483 (2018).
  5. Bhattacharya, D., et al. Tear Production After Bilateral Main Lacrimal Gland Resection in Rabbits. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56, (13), 7774-7783 (2015).
  6. Chen, Z. Y., Liang, Q. F., Yu, G. Y. Establishment of a rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Cornea. 30, (9), 1024-1029 (2011).
  7. Li, N., et al. Establishment of the mild, moderate and severe dry eye models using three methods in rabbits. BioMed Central Ophthalmology. 13, 50 (2013).
  8. Honkanen, R., et al. A New Rabbit Model of Chronic Dry Eye Disease Induced by Complete Surgical Dacryoadenectomy. Current Eye Research. 1-10 (2019).
  9. Nisha, S., Deepak, K. An Insight Into Ophthalmic Drug Delivery System. International Journal of Pharmaceutical Studies and Research. 3, (2), 9-13 (2012).
  10. Davis, F. A. The Anatomy and Histology of the Eye and Orbit of the Rabbit. Transactions of the American Ophthalmological Society. 27, (1929).
  11. Popesko, P., Rajitova, V., Horak, J. Rabbit - Guinea Pig. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 1, Saunders. Philadelphia, PA. (1992).
  12. Honkanen, R. A., Huang, L., Rigas, B. A rabbit model of aqueous-deficient dry eye disease induced by concanavalin A injection into the lacrimal glands: Application to drug efficacy studies. Journal of Visualized Experiments. e59631 (2019).
  13. Wei, Y., Asbell, P. A. The core mechanism of dry eye disease is inflammation. Eye & Contact Lens. 40, (4), 248-256 (2014).
  14. Pflugfelder, S. C., de Paiva, C. S. The Pathophysiology of Dry Eye Disease: What We Know and Future Directions for Research. Ophthalmology. 124, (11S), S4-S13 (2017).
  15. Gilbard, J. P., Rossi, S. R., Gray, K. L. A new rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 28, (2), 225-228 (1987).
  16. Odaka, A., et al. Efficacy of retinol palmitate eye drops for dry eye in rabbits with lacrimal gland resection. Clinical Ophthalmology. 6, 1585-1593 (2012).
  17. Toshida, H., Nguyen, D. H., Beuerman, R. W., Murakami, A. Evaluation of novel dry eye model: preganglionic parasympathetic denervation in rabbit. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48, (10), 4468-4475 (2007).
  18. Burgalassi, S., Panichi, L., Chetoni, P., Saettone, M. F., Boldrini, E. Development of a simple dry eye model in the albino rabbit and evaluation of some tear substitutes. Ophthalmic Research. 31, (3), 229-235 (1999).
  19. Xiong, C., et al. A rabbit dry eye model induced by topical medication of a preservative benzalkonium chloride. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49, (5), 1850-1856 (2008).
  20. Shiue, M. H., et al. Pharmacological modulation of fluid secretion in the pigmented rabbit conjunctiva. Life Science. 66, (7), 105 (2000).
  21. Li, Y., et al. Rabbit conjunctival epithelium transports fluid, and P2Y2(2) receptor agonists stimulate Cl(-) and fluid secretion. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 281, (2), C595-C602 (2001).
  22. Dartt, D. A. Regulation of mucin and fluid secretion by conjunctival epithelial cells. Progress in Retinal and Eye Research. 21, (6), 555-576 (2002).
הקמת מודל העין יבש קשה באמצעות השלמת דקרייוקטומיה בארנבונים
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Honkanen, R. A., Huang, L., Huang, W., Rigas, B. Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits. J. Vis. Exp. (155), e60126, doi:10.3791/60126 (2020).More

Honkanen, R. A., Huang, L., Huang, W., Rigas, B. Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits. J. Vis. Exp. (155), e60126, doi:10.3791/60126 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter