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Biology

Récidiviste D'escalier-étape d'assay pour accéder au potentiel allélopathique de riz de mauvaises herbes (Oryza sativa ssp.)

doi: 10.3791/60764 Published: January 28, 2020

Summary

L'allélopathie s'est avérée prometteuse en tant que stratégie supplémentaire utile de lutte contre les mauvaises herbes dans les systèmes de culture. Pour déterminer le potentiel allélopathique d'un spécimen de plante désiré, une méthode de criblage d'escalier-étape est fournie.

Abstract

La concurrence des mauvaises herbes contribue de manière significative aux pertes de rendement dans les systèmes de culture dans le monde entier. L'évolution de la résistance chez de nombreuses espèces de mauvaises herbes aux herbicides appliqués en continu a présenté la nécessité de méthodes de gestion supplémentaires. L'allélopathie est un processus physiologique que certaines espèces végétales possèdent qui donnent à la plante un avantage sur ses voisins. Les variétés de cultures allélopathiques seraient équipées de la capacité de supprimer la croissance des concurrents environnants, réduisant ainsi les pertes de rendement potentielles dues à l'interférence des mauvaises herbes. Cet article se concentre sur la construction et l'exploitation d'un test d'escalier utilisé pour le dépistage du potentiel allélopathique d'une espèce de donneur (Oryza sativa) contre une espèce de mauvaises herbes récepteurs (Echinochloa crus-galli) dans un serre. La structure décrite dans ce document sert de support pour les échantillons de plantes et intègre un système d'arrosage chronométré pour l'accumulation et la distribution d'allélochimiques. Les produits allélochimiques produits par les racines de la plante sont laissés couler vers le bas à travers une série de quatre pots séparément dans un réservoir de collecte et recyclés à l'usine supérieure par des pompes électriques. Cette méthode de dépistage permet aux allélochimiques de l'usine donneuse d'atteindre les plantes réceptrices sans aucune concurrence sur les ressources, permettant ainsi de mesurer quantitativement le potentiel allélopathique de la plante donneuse sélectionnée. Le potentiel allélopathique est mesurable par la réduction de hauteur des plantes de récepteur. Les données préliminaires de dépistage de l'efficacité de cette méthode ont démontré la réduction de la hauteur chez les espèces sceptrices, l'herbe de basse-cour (E. crus-galli), et donc la présence de résidus allélopathiques de la plante donneuse, le riz adventice (Oryza sativa).

Introduction

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L'allélopathie est un phénomène naturel et complexe qui a fait l'objet de nombreux scientifiques de plantes au cours des dernières décennies. Les mécanismes relatifs à l'allélopathie pour une utilisation dans les cultures ont fait l'objet de nombreuses recherches depuis les années 1930, lorsque Molisch a observé qu'une plante a un effet direct ou indirect sur une plante voisine par la production et la sécrétion de composés chimiques dans l'environnement1. L'allélopathie est la production de métabolites secondaires qui ont des effets inhibiteurs sur la croissance et la germination de certaines espèces végétales. Les composés chimiques allopathiques libérés aident à fournir aux plantes donneuses un avantage concurrentiel en ajoutant des phytotoxines à l'environnement autour d'eux2. De nombreux facteurs contribuent à l'activité allélopathique. Il est sélectif dans son efficacité et varie entre les variétés, les conditions environnementales, le stade de croissance, le stress, l'environnement et la disponibilité des nutriments3.

Ces dernières années, l'allélopathie a été mise en évidence dans la recherche comme un complément possible à la crise constante et croissante de lutte contre les mauvaises herbes. Avec la population mondiale croissante, la demande pour la production durable d'aliments et de fibres a augmenté de4. La lutte contre les mauvaises herbes est l'une des plus grandes menaces à la production auxquelles sont confrontés les agronomes5,6. Les méthodes traditionnelles de lutte contre les mauvaises herbes mettent l'accent sur les pratiques mécaniques, chimiques et culturelles. L'utilisation continue d'herbicides, bien qu'efficace, utile et efficiente, a favorisé l'évolution des populations de mauvaises herbes résistantes à un rythme alarmant7. Le génie génétique et les pratiques de reproduction ont été utilisés efficacement pour donner aux cultures des avantages concurrentiels par rapport aux mauvaises herbes en les concevant pour résister à des applications chimiques que leurs voisins ne peuvent survivre7,8. Bien qu'efficaces, ces technologies ne sont pas toujours durables et posent parfois des préoccupations de croisement9. Des pratiques supplémentaires de gestion des mauvaises herbes doivent être introduites si l'on veut atteindre l'objectif d'accroître la production alimentaire10. L'allélopathie est une excellente promesse en tant que nouvel outil de défense pour les cultures afin d'améliorer leur qualité et de survivre à leurs concurrents1,7.

Les produits allélochimiques sont souvent des produits secondaires, et parce que leur production est fortement influencée par des facteurs environnementaux, les composés spécifiques associés à la suppression des plantes peuvent être difficiles à identifier3. Les facteurs de production comprennent la génétique et l'action conjointe des métabolites secondaires qui peuvent agir en synergie11,12. Il est difficile de séparer l'activité allélopathique de la concurrence qui existe naturellement dans les interactions cultures-mauvaises herbes, et pour cette raison, lorsque le dépistage de l'allélopathie, il doit y avoir un ensemble standard de résultats qui qualifient le test comme valide et reproductible. Voici un ensemble de critères qui qualifient les résultats de l'allélopathie tels qu'ils sont décrits par Olofsdotter et al.12 1) Une plante doit démontrer la suppression d'une autre plante dans un modèle; 2) Les produits chimiques qui sont libérés dans l'environnement en quantités bioactives doivent être produits par la plante donneuse; 3) Les produits chimiques produits doivent être transportables à l'usine de récepteur; 4) Un certain mécanisme d'apaisement doit être présent dans l'usine de récepteur; 6) Le modèle d'inhibition observé ne doit pas avoir d'autre explication exclusive (p. ex., la concurrence pour les ressources)12.

Dans un effort pour surmonter la barrière entre le manque de connaissance des mécanismes soutenant l'allélopathie et le développement de variété, les traits phénotypiques associés aux variétés allélopathiques peuvent être identifiés et sélectionnés pour la recherche et l'utilisation plus poussées. Certaines plantes connues pour avoir des qualités allélopathiques sont le seigle, le sorgho, le riz, le tournesol, le colza et le blé13. Au cours des premières observations de l'allélopathie dans les cultures, en raison des frontières distinguées de la croissance des mauvaises herbes dans les expériences sur le terrain, il a été proposé que les produits chimiques ont été impliqués plutôt que la concurrence pour les ressources14. Cependant, la plupart des études étaient des expériences sur le terrain qui ont rendu impossible l'élimination de la concurrence en tant que facteur14. Les efforts d'élimination de la concurrence ont cédé la place à des expériences en laboratoire et en serre pour tenter de prouver et de quantifier l'activité allélopathique dans le riz et d'autres cultures. Les méthodes de champ et de serre chaude pour dépister des usines pour l'allélopathie démontrent que les tendances allélopathiques sont présentes dans les deux conditions croissantes11,15. Certains critiques estiment que les dépistages en laboratoire ne peuvent avoir qu'une valeur limitée en raison de l'absence de conditions naturelles, ce qui peut affecter les résultats15.

La méthode proposée pour le dépistage du potentiel allélopathique dans les plantes fournit des ressources et de l'espace adéquats et élimine la concurrence des ressources avec l'utilisation d'une structure d'escalier-étape11,17. La méthode a été adaptée et modifiée à partir d'expériences précédentes explorant l'allélopathie dans le gazon et l'orge17,18. Ces études ont révélé qu'un système similaire était en mesure de produire des résultats précis sur le potentiel allélopathique d'une plante cible tout en éliminant tout doute que les observations pourraient être attribuées à la concurrence naturelle. La méthode d'escalier-étape crée un système circulatoire où une solution nutritive d'un réservoir peut cycle à travers chaque plante à un plateau d'incubation par quelques étapes. Une pompe électrique recycle alors la solution avec tous les allélochemicals produits18. Une méthode comme celle-ci est efficace dans le temps, l'espace et les ressources. Il fournit également des conditions de terrain similaires pour les plantes et élimine toute concurrence sur les ressources. Les méthodes et les outils utilisés pour le dépistage sont facilement manipulés pour s'adapter aux objectifs, aux conditions et aux espèces spécifiques de l'étude souhaitée. L'objectif de cette étude est de confirmer l'allélopathie du riz adventice par des mesures de suppression de la hauteur sur l'herbe de basse-cour avec l'utilisation de la méthode d'escalier-étape.

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Protocol

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1. Construction de stand

REMARQUE : Les mesures pour le bois sont répertoriées comme épaisseur (cm) x largeur (cm) x longueur (m).

  1. Couper le bois en tailles et quantités appropriées comme suit : cinq pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,91 m, trois pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,76 m, trois pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,61 m, cinq pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,46 m en bois. , trois pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,3 m, et trois pièces en bois de 10,16 cm x 5,08 cm x 0,15 m.
  2. Pour le niveau le plus élevé, tenez-vous debout sur une planche de 2,44 m sur deux pièces de 0,91 m à chaque extrémité du bord et percez deux vis verticalement dans chacune des 0,91 pièces. Vis ezer un morceau de plus de 0,91 m à 1,22 m de chaque extrémité pour le soutien, et placez une planche de 2,44 m à l'arrière des gradins de 0,91 m et visez en place pour le soutien.
    REMARQUE : Les huit 3,175 cm x 15,24 cm x 2,44 m sont conservés tels quec0s et non coupés pour servir de banc pour chaque niveau de banc.
  3. Répétez l'étape 1.2 pour le niveau de banc suivant avec les pièces de 0,76 m.
  4. Répétez l'étape 1.2 pour le banc suivant avec les pièces de 0,61 m jusqu'au sixième banc à 0,15 m.
    REMARQUE : Aucune planche de soutien de 2,44 m n'est nécessaire pour les bancs 3 à 6. Le stand final dispose de six bancs avec trois supports verticaux chacun, un à chaque extrémité et un au milieu.
  5. Bancs de ligne dans l'ordre de hauteur descendante avec la lèvre en surplomb faisant face à l'arrière touchant le banc au-dessus, permettant un écart entre les niveaux.
  6. Tapisser une planche de 0,91 cm sur chacun des bords inférieurs des bancs le long du sol et visser les bancs en place.
  7. Visser une planche de 0,46 m horizontalement pour le soutien sur les trois plus hauts bancs de chaque côté de la structure à 0,61 m du sol.
  8. Vis ssez trois accolades d'angle sur les extrémités avant et le centre du plus haut banc.
  9. Visser un morceau de bois de 2,54 cm x 5,08 cm x 20,32 cm sur les accolades à 2,54 cm de la base du banc.
    REMARQUE: Faire un 0,91 m par 0,91 m par 2,44 m structure. Consultez la figure 1 pour le produit de base final. Les dimensions sont sujettes à changement avec les besoins expérimentaux. La structure décrite a été conçue pour s'adapter à des pots de 15,24 cm. Les hauteurs entre les bancs ont été conçues pour s'adapter aux pots et aux matériaux végétaux utilisés dans cette expérience afin de maintenir un flux régulier d'allélochimiques et de solution d'un pot à l'autre sur les bancs par gravité.

Figure 1
Figure 1 : Vue avant du support de base en bois. Une base en bois sert de support pour les échantillons de plantes. Les matériaux pour le système doivent être assemblés et ajoutés en fonction du nombre d'échantillons nécessaires pour l'expérience. Dans cette étude, deux peuplements ont servi de base à 31 échantillons. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

2. Assemblage du système

  1. Retirer le bouchon d'une bouteille de soda de 1 L et vaporiser la peinture avec de la peinture noire.
    REMARQUE : Les bouteilles de soda serviront de réservoir au sommet du système pour une colonne. La peinture fournit un bloc pour la lumière, diminuant ou empêchant la croissance d'algues.
  2. Au fond de chaque bouteille de soda, percer un petit trou, juste assez grand pour intégrer un diamètre intérieur de 0,35 cm (ID), 0,64 cm de diamètre extérieur (OD), 5,08 cm de long tube en PVC en plastique.
  3. Enduisez une couche d'étanchéité en silicone sur le bord du trou après l'insertion pour éviter toute fuite. Laisser sécher complètement.
  4. Répétez les étapes 2.2 et 2.3 sur chacun des plats en plastique utilisés pour tenir les pots.
    REMARQUE : Quatre plats seront nécessaires pour une colonne.
  5. Retirez le couvercle et vaporisez la peinture à l'extérieur des bidons en plastique de 2,27 L avec de la peinture noire. Ces bidons serviront de réservoirs de collecte à la base de chaque colonne.
  6. Percer un petit trou dans le haut du dos de la boîte.
    REMARQUE : Les fournitures énumérées dans les étapes 2.1-2.6 font une colonne. Le nombre de colonnes est soumis au nombre d'échantillons nécessaires pour l'expérience souhaitée. Deux colonnes sont nécessaires pour un échantillon. Toutes les dimensions sont sujettes à changement en fonction des besoins expérimentaux.
  7. Une fois que les fournitures ont été préparées et séchées, placez la bouteille de soda sur le banc le plus haut de sorte que le tube en PVC soit suspendu au-dessus de la jante faisant face à l'escalier.
  8. Juste en dessous de la bouteille de soda sur le banc suivant, placez un plat en plastique avec son tube suspendu au-dessus du rebord du banc.
  9. Répétez l'étape 2.8 pour les deux bancs suivants.
  10. Placez la boîte sur le banc inférieur avec le trou face à l'arrière.
  11. Connectez la boîte avec le plat au-dessus en enfilant le tube du plat à travers le trou à l'arrière de la boîte.
  12. Enduisez le scellant imperméable à l'eau autour du bord de la boîte où le tube traverse pour empêcher les fuites.
  13. Placez une pompe électrique submersible de 21 W 1 000 L/h à l'intérieur de la boîte inférieure.
  14. Connectez un tube de PVC de 1,07 m de long, 1,27 cm, 1,59 cm de PVC à la buse de la pompe électrique.
  15. Enfiler le tube à travers l'espace entre les bancs et sur le dos de la bouteille de soda en haut du système.
  16. Branchez la pompe dans une minuterie numérique et réglez le réglage de la minuterie au besoin.
    REMARQUE: La minuterie a été réglé pour fonctionner pendant 1 min tous les 3 h tout au long de l'expérience entière. Le moment choisi a permis de faire rouler la quantité maximale de liquide dans le réservoir de collecte et de faire circuler environ 10 minutes chaque fois que la pompe était allumée tout en évitant les inondations et les débordements.

3. Plantation

  1. Stériliser toutes les graines de riz nécessaires en rinçant à 70 % d'éthanol pendant 30 s, en trempant 5 % d'eau de Javel pendant 20 min et en rinçant 6x à l'eau distillée.
  2. Prégerez les graines de riz stérilisées dans des plats Petri tapissés de papier filtre rempli de 5 ml d'eau distillée dans une chambre de croissance fixée à 25 oC.
  3. Après la germination des graines, tapisser le fond de chaque casserole de deux grands filtres à café en les plaçant à l'intérieur des pots sous leur forme naturelle en coupe.
  4. Remplissez chaque pot vers le haut du filtre (environ 75 % du pot) avec du sable de quartz autoclaved, lavé et filtré spécialement classé. Enduisez le sable avec de l'eau distillée en versant de l'eau sur le dessus du sable ou en plaçant des pots dans des plateaux de plantation remplis légèrement d'eau distillée pour permettre aux pots de s'imprégner de l'eau et de rester humides. Transplanter six plants de plantes donneurs prégerminées dans le sable, uniformément espacés.
  5. Couvrir les semis de sable.
  6. Laisser les semis s'établir pendant 3 semaines.
    REMARQUE : Le sable sèche très rapidement. Par conséquent, placer des pots dans des plateaux est une technique d'arrosage efficace. Changer constamment l'eau aidera à prévenir la moisissure.
  7. Périgerez les semis de plante récepteur(E. crus-galli) dans les plats Petri 3 semaines après la plantation des plantes donneuses en doublant le fond du plat avec du papier filtre et avec 5 ml d'eau distillée. Placer les plats dans une chambre de croissance à 25 oC pendant 3 à 5 jours.
  8. Préparer les pots tels que décrits dans les étapes 3.1-3.2.
  9. Après le germer des semis, transplanter trois semis dans les pots préparés et couvrir de sable.
    REMARQUE : L'expérience commence un jour après le traitement (DAT), ou le jour où les semis de plante récepteur émergent et sont transplantés et placés dans le système.

4. Placement d'échantillon

  1. Placez quatre pots d'une adhésion des plantes donatrices dans les quatre plats de la colonne 1, un pot unique par rangée. La colonne 1 se compose uniquement de plantes donneuses.
  2. Placez deux pots de la même adhésion des plantes donatrices dans les plats de la colonne 2 sur la première et la troisième rangée de la colonne.
  3. Placer deux pots de plantes réceptrices dans les plats de la colonne 2 sur la deuxième et la quatrième rangée de la colonne.
  4. Pour chaque réplication, assurez-vous qu'une seule rangée de plantes récepteurs est ajoutée. Deux colonnes, la première composée uniquement de plantes donneuses et la seconde de donneurs et de receveurs en alternance, font un traitement (figure 2).

Figure 2
Figure 2 : Carte de placement. Diagramme représentant les placements des plantes de donneur (WR/R) et de récepteur (BYG) dans des positions respectives dans le système d'escalier-étape. Deux colonnes du système d'escalier-étape avec des usines en place composent un traitement. Une seule colonne de plantes récepteurs a servi de contrôle pour une réplication (extrême droite), une seule colonne de plantes donatrices comme un contrôle pour chaque adhésion (centre), et la colonne de traitement se composait d'une alternance des plantes de donneur et de récepteur (à l'extrême gauche). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

  1. Répéter les étapes 4.1-4.4 pour chaque traitement ou adhésion à une plante donneuse (figure 3).
    REMARQUE : Chaque réplication nécessite une colonne d'échantillons de plantes récepteurs pour servir de contrôle pour une réplication. Les traitements ont été reproduits 3x dans une conception complète randomisée de bloc.

Figure 3
Figure 3 : Structure finale de l'escalier-escalier. Le système d'escalier-escalier assemblé avec les usines en place. Le système contenait quatre rangées d'échantillons de plantes et un réservoir de collecte au fond pour que la solution soit mise en avant vers la bouteille supérieure et vers le bas par gravité à travers chaque pot respectif. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

5. Opération

  1. Sur DAT 1, remplissez le réservoir de collecte au fond de chaque colonne avec la solution Hoagland à demi-résistance17 dans de l'eau distillée, environ 1 500 ml.
  2. Réglez les minuteries pour qu'ils s'exécutent comme vous le souhaitez dans le réglage automatique.
  3. Couvrez les réservoirs de collecte de plastique noir pour limiter l'exposition à la lumière et l'évaporation.
  4. Remplissez les réservoirs tous les 2 jours avec 500 ml de la solution de Hoagland pour garder le système fluide constamment.
  5. Maintenir les températures de serre à 28 oC pendant la journée et à 24 oC la nuit respectivement avec une division de 16/8 h et une humidité de 53 %.

6. Collecte de données

  1. Mesurez et enregistrez les hauteurs de chaque plante dans le système d'escalier-étape sur DAT 1 et une fois par semaine jusqu'à DAT 21 en plaçant une règle à la base de chaque plante et en observant le plus haut stand de feuilles.
  2. Mesurer et enregistrer les niveaux de chlorophylle de chaque plante sur DAT 7 et 14 à l'aide du compteur de contenu de chlorophylle.
  3. Le dernier jour de l'expérience (c.-à-d. DAT 21) étiquetez un sac en papier pour chaque pot.
  4. Couper les échantillons de plantes à la base et les placer dans des sacs séparés.
  5. Mettre tous les échantillons dans une sécheuse à four à 60 oC pendant 48 h16.
  6. Retirer les échantillons séchés et vider le contenu individuellement sur une balance et enregistrer le poids en grammes.

7. Analyse des données

  1. Calculer le potentiel allélopathique des plantes donneurs en fonction de l'inhibition en pourcentage de la plante récepteur à l'aide de cette équation :
    réduction de la hauteur (%) -[hauteur de contrôle (cm) - hauteur de traitement (cm)]
  2. Calculez la réduction de la hauteur de l'usine donneuse comme un contrôle pour tout effet inverse de la plante récepteur peut avoir sur les plantes cibles.
  3. Analyser les adhésions comme l'effet fixe lors des réplications et des exécutions sont les effets aléatoires18.
  4. Analyser les données à l'aide d'un modèle linéaire général dont les valeurs moyennes sont séparées à l'aide de la différence la moins significative protégée de Fisher à un niveau de probabilité de 0,05 ou en dessous de celui-ci dans un logiciel statistique (p. ex., JMP 14).
  5. Visualisez la corrélation entre les variables originales à l'aide de l'analyse des composants principaux en téléchargeant des données.
    1. Sélectionnez l'onglet Analyse dans la barre d'outils, sélectionnez Fit Y par X. Sous les colonnes, mettez en évidence la réponse (c.-à-d. réduction de la hauteur en pourcentage) puis cliquez sur Y, réponse à spécifier le facteur observé pour Y, (c.-à-d., réduction de la hauteur pour cent). Pour le facteur X, l'accession Hightlight et cliquez sur X, facteur, puis sélectionnez OK.
    2. Sélectionnez la flèche vers le bas rouge sur la barre d'analyse Oneway, sélectionnez Means/ANOVA. Sélectionnez à nouveau la flèche vers le bas sur la barre d'analyse Oneway et mettez en évidence les moyens de comparaison, puis sélectionnez chaque paire, T de l'étudiant.

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Representative Results

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Deux projections préliminaires utilisant cette méthode ont été effectuées sur neuf accessions de riz adventice (B2, S33, B83, S97, S94, B81, B8, B8, B34, B14) et cinq lignées de riz cultivé (PI338046, Rex, Rondo, PI312777, CL163). Les accessions au riz et les lignées de riz ont été sélectionnées en fonction de leur performance lors de précédentes projections allélopathiques menées par Shrestha (2018)18. Les graines de riz adventices ont été recueillies dans tout l'État de l'Arkansas. Les lignées de riz sélectionnées sont des lignées couramment cultivées aux États-Unis, certaines connues pour exprimer une activité allélopathique (p. ex. Rondo PI312777) et utilisées comme témoins dans cette étude18. Les données préliminaires démontrent le potentiel de la méthode d'escalier comme moyen d'évaluer le potentiel allélopathique contre l'herbe de basse-cour(E. crus-galli). La hauteur des plantes de grange a été considérablement réduite par les résidus allopathiques excrétés par les racines de riz. La concurrence pour les ressources entre le riz adventice et l'herbe de basse-cour a été éliminée, et toutes les plantes ont été cultivées dans des conditions identiques. Les résultats ont démontré que l'activité allélopathique contre le terrain variait entre les cultivars de riz et de riz.

Les mesures de hauteur enregistrées au DAT 14 ont été utilisées pour calculer la réduction de la hauteur de l'herbe de basse-cour pour cent. Comme il est présenté à la figure 4, la réduction de la hauteur a été jusqu'à 30 % dans certaines adhésions de riz des donateurs avec une adhésion, B81, se démarquer. Cinq accessions de riz de mauvaises herbes ont montré la réduction plus significative de taille de barnyardgrass que Rondo, la norme allélopathique de riz. Accessions au riz de mauvaises herbes B8, S33, B14, B97 a réduit la hauteur des herbiers de 25 à 30 %. L'accession au riz de mauvaises herbes B81 a montré la réduction la plus considérable de hauteur d'herbe de basse-cour de 74%, qui était presque 3x autant que le riz allélopathique standard, Rondo.

Figure 4
Figure 4 : Données de réduction de la hauteur de l'usine de récepteur. Les pourcentages de réduction de la hauteur des plantes récepteurs (E. crus-galli) affichés dans l'ordre croissant lorsqu'ils sont traités avec les résidus allélopathiques de 15 accessions de plantes donatrices d'O. sativa le long de l'axe X. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

La réduction de la hauteur des accessions de riz adventice et cultivé a également été enregistrée pour déterminer si l'herbe de basse-cour avait une activité allélopathique. D'après les données recueillies au DAT 14, il n'y avait pas de réduction significative de la hauteur détectable du riz ou du riz adventible en raison des allélochimiques de l'herbe de basse-cour dans la colonne traitée.

La réduction de la biomasse pour cent par des données recueillies au DAT 21 a montré une plage de réduction de la biomasse de la cour de grange de 0 à 86 pour cent. Parmi les accessions de riz adventice qui ont le plus réduit la hauteur des herbiers (S33, B97, B14, B8, B81), Le S33 a réduit la biomasse des herbiers d'environ 84 % comparativement à Rondo à 60 %(figure 5).

Figure 5
Figure 5 : Données sur la réduction de la biomasse des installations de séquestre. Les pourcentages de réduction de la biomasse des plantes réceptrices (E. crus-galli) affichés dans l'ordre croissant lorsqu'ils sont traités avec les résidus allélopathiques de 15 accessions de plantes donatrices d'O. sativa le long de l'axe X. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Les niveaux de chlorophylle de tous les échantillons de plantes ont été enregistrés au DAT 7 et 14. La réduction de la chlorophylle dans les échantillons d'herbe de basse-cour variait de 1 à 14 % lorsqu'elle était exposée à des lixiviats de racines de riz. Il y avait variation parmi des niveaux de réduction de chlorophylle parmi le riz non-allelopathic et allelopathic. Parmi les accessions allélopathiques de riz adventice, B8 et S33 ont montré la réduction la moins de chlorophylle (moins de 10%). Les niveaux de chlorophylle dans les accessions de riz étaient entre 0-30% avec la variation des niveaux parmi les adhésions non-allelopathiques et allélopathiques.

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Discussion

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L'exploitation de l'allélopathie peut potentiellement servir de lutte biologique pour les mauvaises herbes qui sont difficiles à gérer1,7,13. L'allélopathie a montré un grand potentiel comme solution possible à la crise des mauvaises herbes dans le riz et sert d'alternative ou de supplément aux produits chimiques et aux pratiques manuelles de lutte contre les mauvaises herbes5,13,19. L'identification de variétés allélopathiques ou d'adhésions d'espèces cultivées est la première étape vers l'intégration de cette technologie dans les stratégies de gestion des mauvaises herbes. Comme le montre cette étude, certaines adhésions de riz et de riz adventices(O. sativa) présentent une plus grande suppression de l'herbe de basse-cour (E. crus-galli). Les adhésions les plus performantes dans cette étude sont des candidats à d'autres recherches sur la génétique de l'allélopathie et les mécanismes d'action.

La méthode d'escalier-étape s'est avérée être une technique utile de criblage pour déterminer le potentiel allélopathique de riz. Les méthodes ne se limitent pas à une plante donneur ou bénéficiaire. Une variété de plantes différentes peuvent être examinées simultanément, et la cible et le destinataire peuvent être facilement échangés contre des résultats précis. La sensibilité aux composés allélopathiques varie d'une espèce1à l'autre. Cette méthode peut fournir un criblage de la susceptibilité de la plante sceptrice et en même temps déterminer le potentiel allélopathique de la plante donneuse.

Il a été suggéré que plus d'efforts sont nécessaires pour être mis sur les expériences qui imitent les conditions de terrain12. Une multitude de facteurs contribue à l'activité allélopathique, comme l'environnement et le fond génétique11,12. Les projections en serre peuvent créer un cadre de terrain dans un environnement contrôlé. Le sol est le milieu de croissance préféré par opposition aux milieuis artificiels tels que l'agar. Le sable de cette expérience a fourni un milieu qui n'a pas modifié les nutriments disponibles, a permis à la solution de s'écouler proprement de pot en pot, et une activité microbienne limitée qui aurait pu affecter les résultats. En outre, la température peut être fixée à des conditions idéales pour les espèces désirées. La méthode d'escalier fournit un moyen précis d'identifier et de mesurer l'activité allélopathique d'une espèce végétale.

Un inconvénient de la méthode d'escalier-étape est que les différences dans la nature et les quantités d'allélochimiques produites par les deux espèces végétales peuvent présenter des résultats qui apparaissent comme le stress nutritif. L'utilisation d'additifs nutritifs est essentielle pour assurer des conditions adéquates. Les espèces diffèrent dans leurs réponses à différents minéraux, et les espèces de mauvaises herbes peuvent mieux réagir qu'une culture aux nutriments fournis20. L'allélopathie est confirmée s'il y a des effets inhibiteurs même en présence de nutriments ajoutés20. En outre, la méthode d'escalier-étape n'est utile que si l'espèce végétale en question est allélopathiquement active par la sécrétion de racine16. Certaines espèces n'ont pas de production animale de racine active, parce que les allélochimiques peuvent également être sécrétés sous forme de gaz et de lixiviats provenant de parties végétales vivantes ou mortes en surface ou de tissus séchés21,22,23. Pour que cette méthode démontre avec succès l'inhibition allélopathique, le spécimen examiné doit présenter une activité allélopathique de racine parce que le système cible des produits chimiques lessiqués par le milieu du sol.

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Disclosures

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Acknowledgments

Le financement de ce projet a été fourni par la subvention de l'Initiative spéciale de recherche parrainée par la Station d'expérimentation agricole et forestière du Mississippi et est basé sur des travaux qui sont soutenus par le National Institute of Food and Agriculture, U.S. Department of Agriculture, Projet Hatch sous le numéro d'adhésion 230060.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.25 in by 6 in by 8 ft standard severe weather wood board Lowe's, Mooresville, NC 489248 N/A
2 in by 4 in by 8 ft white wood stud Lowe's, Mooresville, NC 6005 Cut into appropriate sizes
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Récidiviste D'escalier-étape d'assay pour accéder au potentiel allélopathique de riz de mauvaises herbes (<em>Oryza sativa</em> ssp.)
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Schumaker, B. C., Stallworth, S., De Castro, E., Fuller, M. G., Shrestha, S., Tseng, T. M. Repeatable Stair-step Assay to Access the Allelopathic Potential of Weedy Rice (Oryza sativa ssp.). J. Vis. Exp. (155), e60764, doi:10.3791/60764 (2020).More

Schumaker, B. C., Stallworth, S., De Castro, E., Fuller, M. G., Shrestha, S., Tseng, T. M. Repeatable Stair-step Assay to Access the Allelopathic Potential of Weedy Rice (Oryza sativa ssp.). J. Vis. Exp. (155), e60764, doi:10.3791/60764 (2020).

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