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Medicine

Un modèle pro-inflammatoire et dégénératif de culture d’organe pour simuler la maladie de disque intervertébral de tôt-étape.

doi: 10.3791/62100 Published: February 14, 2021
* These authors contributed equally

Summary

Ce protocole présente un modèle expérimental original de culture proinflammatory et dégénérative d’organe bovin pour simuler la dégénération intervertébrale de disque de tôt-étape.

Abstract

La dégénérescence symptomatique du disque intervertébral (IVD) (IDD) est un fardeau socio-économique majeur et se caractérise par une inflammation et une dégradation tissulaire. En raison du manque de thérapies causales, il est urgent de disposer de modèles expérimentaux novateurs de culture d’organes pour étudier les mécanismes impliqués dans la progression de la maladie, trouver des cibles thérapeutiques et réduire le besoin de modèles animaux. Nous présentons ici un nouveau, protocole tridimensionnel de modèle de culture d’organe imitant le microenvironnement proinflammatory et catabolique, qui est présent pendant IDD.

Au commencement, des IVDs caudaux bovins ont été disséqués, nettoyés, et cultivés dans le milieu de culture de tissu. La charge physiologique ou pathologique dynamique a été appliquée dans un bioréacteur fait sur mesure pendant 2 heures par jour. Des IVDs ont été assignés à un groupe témoin (milieu élevé de glucose, charge physiologique, injection saline phosphate-tamponnée) et à un groupe pathologique (milieu bas de glucose, charge pathologique, injection de facteur-alpha de nécrose tumorale) pendant quatre jours. L’analyse d’expression génique des cellules rassemblées de pulposus de noyau des IVDs et de l’analyse enzyme-liée d’immunosorbant des milieux conditionnés de culture d’organe a été exécutée.

Nos données ont indiqué une expression plus élevée des marqueurs inflammatoires et ont réduit des hauteurs de disque après chargement dans le groupe pathologique comparé au groupe témoin. Ce protocole est fiable pour simuler l’inflammation et la dégénérescence d’IVD et peut être encore élargi pour élargir son champ d’application.

Introduction

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La lombalgie (LBP) peut affecter des personnes de tous âges et est l’une des principales causes d’invalidité dans le monde1,2,3. Le coût total associé au LBP dépasse 100 milliards de dollars par an4,5. La dégénérescence symptomatique du disque intervertébral (IVD) (IDD), une condition caractérisée par l’inflammation et la dégradation des tissus, est une cause majeure de LBP6,7. Plus précisément, la DDI est caractérisée par une dégradation progressive de la matrice extracellulaire (ECM) de l’IVD, induite et déclenchée par de multiples facteurs qui conduisent à une pathologie accélérée, à des troubles neurologiques et, éventuellement, à une invalidité. En outre, idd est associé à la libération de cytokines proinflammatory, biomécanique de colonne vertébrale altérée, angiogenèse, et l’ingrowth de nerf, qui augmente la sensation de douleur, tout à fait causer chronique LBP (discopathie active)6,8. À ce jour, les options de traitement comprennent la discectomie et la fusion subséquente des vertèbres adjacentes, l’implantation d’une prothèse de DDIV ou des approches non chirurgicales, telles que des anti-inflammatoires non stéroïdiens, des opioïdes et des relaxants musculaires pour les patients atteints de DDI9. Les deux options thérapeutiques standard actuelles, chirurgicales et non chirurgicales, ne sont que partiellement efficaces et ne parviennent pas à résoudre le problème biologique sous-jacent9,10. La discopathie dégénérative à un stade précoce est caractérisée par une réponse initiale des tissus inflammatoires, en particulier une augmentation de l’expression11du facteur-alpha de nécrose tumorale (TNF-alpha). Ces changements précoces de disque se produisent principalement au niveau cellulaire sans perturber l’architecture de disque et pourraient précédemment être imités par insuffisance nutritionnelle dans des conditions pro-inflammatoires12. Par conséquent, une simulation précise de la situation in vivo pour étudier ces mécanismes de dégénérescence et trouver des cibles thérapeutiques appropriées est cruciale. De plus, pour ces simulations de propriétés moléculaires, l’environnement de charge mécanique des disques joue un rôle clé dans les changements pathologiques et physiologiques des IDIV. Par conséquent, la combinaison de ces approches nous permettrait d’avancer d’un pas en avant pour imiter le microenvironnement complexe des IDIV in vivo. Il n’y a actuellement aucune étude considérant l’aspect du chargement dynamique avec le cadre pro-inflammatoire et nutritionnel au meilleur de nos connaissances.

Bien que les grands modèles animaux permettent d’enquêter sur les interactions in vivo pertinentes potentielles, ils sont coûteux et exigent beaucoup de travail. En outre, étant donné que l’utilisation de modèles animaux dans la recherche fait l’objet de controverses depuis longtemps, la réduction du nombre d’animaux nécessaires pour répondre à d’importantes questions de recherche est d’un grand intérêt. Enfin, il n’existe actuellement aucun modèle animal idéal pour imiter les IDD dans la recherche sur lesIDIV 13,14. Par conséquent, il est nécessaire d’établir un remplacement rentable et fiable, tel qu’un modèle de culture d’organes pour simuler les MDI et les processus inflammatoires et dégénératifs associés. Récemment, l’application du protocole actuel sur l’établissement d’un modèle proinflammatory et dégénératif de culture d’organe pour simuler la maladie de disque intervertébral de tôt-étape nous a permis pour étudier l’effet des drogues anti-inflammatoires dans la culture d’organe d’IDD15.

Ici, nous décrivons comment obtenir les disques intervertébraux bovins et induire l’état de la partie IDD par l’intermédiaire d’un microenvironnement catabolique et proinflammatory provoqué par l’injection intradiscal directe du facteur-alpha de nécrose tumorale (TNF-α) et du chargement dégénératif dans un bioréacteur dans de basses conditions nutritives moyennes. La figure 1 illustre le modèle expérimental et montre le bioréacteur utilisé pour simuler les conditions de charge dégénératives et physiologiques.

Figure 1
Figure 1: Illustration de la configuration expérimentale. A: queue bovine; B: disques intervertébraux bovins disséqués ; C: transfert du disque sur une plaque de puits avec milieu de culture ; D: chargement de la simulation dans un bioréacteur ; E: technique d’injection intradiscal; F: IVD après injection de PBS/trypan colorant bleu pour révéler la distribution. IDD : dégénérescence de disque intervertébral. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Protocol

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Les expériences ont été réalisées à l’aide de queues de bovins obtenues dans des abattoirs locaux. Les matières biologiques utilisées dans la présente étude sont extraites de la chaîne alimentaire et ne nécessitent aucune approbation éthique en droit suisse et européen.

1. Dissection du disque intervertébral bovin

  1. Rincez soigneusement toute la queue avec de l’eau du robinet pour enlever la saleté et les poils à la surface.
    REMARQUE: Avec des extrémités distales intactes, un maximum de 9 IVD (coccygageal 1-9) par queue peut être utilisé pour les expériences en fonction de la taille souhaitée des IVDs. Compte tenu du diamètre souhaité entre 15-20 mm, nous avons utilisé 12 queues bovines avec 5 IDIV par queue pour les expériences.
  2. Plongez toute la queue dans une boîte contenant une solution de bétadine à 1% pendant 10 min. Séchez brièvement la queue avec de la gaze stérile et placez-la sur un rideau stérile.
    REMARQUE: Pendant la dissection du disque, humidifier les queues avec de la solution de Ringer de gaze mouillée pour prévenir la déshydratation. Conservez les queues (ou les segments restants) enveloppées dans de la gaze humide jusqu’à ce que toute la procédure de dissection soit terminée.
  3. Utilisez un scalpel (no 20) pour enlever les tissus mous aussi complètement que possible de la colonne vertébrale caudale afin de faciliter l’identification des IDIV. Retirez les processus épineux et transversaux des vertèbres avec une pince d’enlèvement des os.
    REMARQUE: Sélectionnez les IDIV avec le diamètre souhaité. Des IDIV d’un diamètre compris entre 15 et 20 mm ont été utilisés dans l’étude actuelle.
  4. Couper transversalement avec une pince osseuse à travers le milieu de chaque corps vertébral pour obtenir des segments de mouvement individuels. Mettez des segments de mouvement dans une boîte de Petri avec de la gaze mouillée avec la solution de Ringer.
  5. Localisez l’IDIV et la vertèbre par palpation et en déplaçant doucement les segments de mouvement. Faire deux coupes parallèles avec la scie à bande dans la plaque de croissance des IDIV, une de chaque côté de l’IVD. Identifier l’emplacement de la plaque de croissance en touchant et en trouvant le site convexe de la partie osseuse de la plaque d’extrémité (dure) adjacente au disque (mou) avec une distance de sécurité d’environ 0,5-1 mm de l’IVD vers la vertèbre. Assurez-vous que la lame de la scie à bande est refroidie avec la solution de Ringer tout en coupant les vertèbres.
  6. Transférer les IVD dans une boîte de Petri propre avec de la gaze propre mouillée avec la solution de Ringer.
    REMARQUE: La gaze doit être humidifiée et pas trop humide pour éviter le gonflement des IDIV,
  7. Utilisez la lame du scalpel pour gratter le corps vertébral (os rouge / rose), la plaque de croissance (cartilage blanc), laissez la plaque d’extrémité intacte (jaune-rose). Rendez les deux surfaces planes et parallèles pour la procédure de chargement. Transférer les IVD grattés dans une boîte de Petri fraîche avec de la gaze mouillée avec la solution de Ringer.
    REMARQUE: Portez un gant de cotte de mailles pour protéger la main tout en tenant l’IVD et en grattant.
  8. Mesurez la hauteur et le diamètre du disque avec un étrier. Nettoyez les caillots sanguins dans l’os des vertèbres avec la solution de Ringer à l’aide d’un système de lavage par jet.
  9. Transférer les IDIV dans des tubes en plastique de 50 mL, un IDIV par tube. Ajouter 25 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) + 10 % de pénicilline/streptomycine (P/S) par IVD et laisser trembler pendant 15 min sur un agitateur orbital à température ambiante.
  10. Aspirer le surnageant et ajouter 10 mL de PBS + 1% P/S par IVD pendant 2 min pour rincer les IVDs.

2. Culture et chargement des IDIV

  1. Transférer des disques dans des chambres d’IVD et ajouter un milieu de culture d’IVD (milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM, 4,5 g/L de DMEM à haute teneur en glucose pour le groupe physiologique et 2 g/L de DMEM à faible teneur en glucose pour le groupe pathologique) + 1 % P/S + 2 % de sérum de veau fœtal + 1 % d’ITS (contient 5 μg/mL d’insuline, 6 μg/mL de transferrine et 5 ng/mL d’acide séléneux) + 50 μg/mL d’ascorbate-2-phosphate + 1 % d’acide aminé non essentiel + 50 μg/mL d’agent antimicrobien pour les cellules primaires) et placez-les dans un incubateur à 37 °C, 85 % d’humidité et 5 % deCO2.
  2. Culture des disques pendant 4 jours au sein d’un système bioréacteur selon des groupes expérimentaux16. Dans le groupe pathologique, maintenir des conditions de charge dégénératives à 0,32-0,5 MPa, 5 Hz pendant 2 h/jour. Dans le groupe témoin physiologique, utilisez un protocole de chargement de 0,02-0,2 MPa, 0,2 Hz pendant 2 h/jour.
    NOTA : Placer les IDIV dans des chambres contenant 5 mL de milieu IDIV pendant les procédures de chargement. Le volume dépend de la taille des chambres de chargement du bioréacteur. Entre les procédures de chargement, placez les IDIV dans des plaques de six puits avec 7 mL de milieu de culture IVD pour une récupération de gonflement libre.
  3. Pour analyser les changements de hauteur du disque pendant la période expérimentale, mesurer la hauteur du disque avec un étrier après dissection IVD (ligne de base), puis quotidiennement après la période de gonflement libre et après la charge dynamique pendant la durée expérimentale.

3. Injection intradiscal de facteur-alpha de nécrose tumorale (TNF-α)

  1. Directement après le premier cycle de chargement dynamique le jour 1, placez les IDIV dans une boîte de Petri en position verticale et stabilisez les IDIV avec une pince à épiler.
  2. Injecter du TNF-α recombinant (100 ng dans 70 μL de PBS par IVD) avec une aiguille d’insuline de calibre 30 dans le tissu pulpeux du noyau du groupe pathologique17. Injecter lentement à une vitesse d’environ 70 μL en 1 min.
  3. Après l’injection, tirez la seringue à mi-chemin dans l’IDIV et tirez sur le piston de la seringue pour créer un vide qui empêche la solution injectée de fuir vers l’arrière, avant de retirer complètement l’aiguille et la seringue de l’IDIV.
    NOTA : Effectuer une expérience pilote en injectant du PBS contenant du colorant bleu trypan pour évaluer la distribution de la solution injectée après le chargement et la culture pendant la nuit.

4. Expression génique

  1. Récoltez les IDIV le jour 4. Recueillir le tissu pulpeux du noyau (NP) (partie gélifiante au milieu de la MIIV) avec un poinçon de biopsie. Recueillir l’anneau externe fibreux (AF) avec une lame de scalpel (No.20).
    REMARQUE: Pour la référence de référence au jour 0, recueillir des tissus immédiatement après la dissection pour l’extraction de l’ARN.
  2. Utilisez la quantité de tissu NP ou AF nécessaire pour l’analyse de l’expression génique, selon le plan expérimental.
    REMARQUE: Pour les présentes expériences, environ 150 mg de tissu ont été utilisés. Le rapport entre la solution d’isolement de l’ARN et la masse tissulaire doit être d’au moins 2 mL par 100 à 150 mg de tissu pour une extraction efficace.
  3. Digérer le tissu NP ou AF avec la solution de digestion (0,2% de pronase dans DMEM, filtre stérilisé) et incuber pendant 1 h à 37°C sous agitation magnétique18.
  4. Congeler instantanément les échantillons de tissus à l’aide d’azote liquide et pulvériser en une poudre fine. Diviser la poudre tissulaire pulvérisée également en deux tubes de 2 mL contenant chacun 1 mL de thiocyanate de guanidine et de phénol dans une solution de monophase (solution d’isolement de l’ARN).
  5. Effectuer l’homogénéisation dans des tubes de 2 mL contenant la solution d’isolement d’ARN et la poudre tissulaire pulvérisée. Homogénéiser la poudre tissulaire 5x avec une bille en acier inoxydable de 8 mm et un tissue-lyzer à 30 Hz pendant 3 min. Centrifuger à 12 000 x g,4 °C pendant 10 min et transférer le surnageant dans un tube frais. Les surnageants peuvent être conservés à -80 °C pendant au moins un mois.
  6. Ajouter 0,1 mL de 1-bromo-3-chloropropane (BCP) par 1 mL de solution d’isolement d’ARN et agiter vigoureusement pendant 15 s. Conserver le mélange obtenu à température ambiante sur un agitateur orbital pendant 15 min et centrifuger à 12 000 x g pendant 15 min à 4 °C.
    REMARQUE: L’ARN reste exclusivement dans la phase aqueuse supérieure.
  7. Transférer la phase aqueuse dans un tube frais et précipiter l’ARN avec 0,25 mL d’isopropanol et 0,25 mL de solution à forte précipitation de sel par 1 mL de solution d’isolement d’ARN utilisée pour l’homogénéisation initiale. Conserver les échantillons à température ambiante pendant 15 min sur un agitateur orbital et centrifuger à 12 000 x g pendant 8 min à 4 °C.
    REMARQUE: Alternativement, utilisez la méthode d’extraction de l’ARN basée sur une colonne qui conduit généralement à une pureté d’ARN plus élevée mais à un rendement en ARN plus faible.
  8. Retirer le surnageant et laver la pastille d’ARN avec 1 mL d’éthanol à 75 % par 1 mL de solution d’isolement d’ARN utilisée pour l’homogénéisation initiale. Centrifuger à 7 500 x g pendant 5 min à 4 °C.
  9. Retirez le lavage à l’éthanol et brièvement la pastille d’ARN sèche à l’air pendant 3 à 5 min. Dissoudre l’ARN dans 20 μL d’eau traitée au diéthylpyrocarbonate (DEPC) en faisant passer la solution plusieurs fois à travers une pointe de pipette et en incubant pendant 10 à 15 min à 55-60 °C.
  10. Mesurer l’absorbance à 230 nm, 260 nm et 280 nm (A230, A260 et A280 respectivement). A260 de 1,0 correspond à 40 μg/mL d’ARN. Un rapport A260/A280 de 1,6-1,9 est attendu, tandis que la contamination entraîne un rapport A260/A280 de <1,6.
  11. Préparer un mélange de réaction par transcriptase inverse (RT) pour un volume de réaction de 20 μL. Le mélange contient un mélange d’enzymes RT, un inhibiteur de la ribonucléase, une protéine auxiliaire, des amorces, des dNTPs, du MgCl2,de l’eau sans RNase et 0,4 μg d’échantillon d’ARN.
  12. Centrifuger brièvement les tubes RT pour mélanger tous les composants au fond du tube.
  13. Placez les échantillons dans l’instrument thermocycleur. Sélectionnez le programme approprié pour le RT. Exécutez le RT pendant 10 min à 25 °C, suivi de l’étape de transcription inverse pendant 120 min à 42 °C et de l’inactivation de la transcriptase inverse pendant 5 min à 85 °C, en la refroidissant à 4 °C à la fin.
  14. Diluer l’ADNc résultant avec du tampon d’acide tris(hydroxyméthyl)aminométhane (tris)-éthylènediaminetétraacétique (EDTA) (TE) (tris 10 mM avec 1 mM d’EDTA) à une concentration finale de 0,4 μg d’ARN utilisée pour la RT par solution d’ADNc à 100 μL. Conserver les échantillons d’ADNc à -20 °C.
  15. Effectuer une réaction en chaîne de la polymérase (PCR) en temps réel à l’aide d’un volume de réaction de 10 μL. Le volume de réaction contient le mélange maître (contenant de l’ADN polymérase, de l’uracile-ADN glycosylase, des dNTPs avec dUTP, des composants tampons passifs et optimisés), l’amorce avant 45 μM, l’amorce inverse 45 μM, la sonde 12,5 μM (contenant un colorant rapporteur lié à l’extrémité 5' de la sonde, un liant de rainure mineur à l’extrémité 3' de la sonde et un quencher non fluorescent à l’extrémité 3' de la sonde) , 2 μL d’ADNc et d’eau traitée au DEPC.
  16. Exécuter un témoin endogène (RPLP0) pour la quantification relative avec la méthode 2-ΔΔCT 19.
  17. Ajoutez des exemples en double et exécutez un contrôle sans modèle en ajoutant TE-buffer au lieu de cDNA. Exécuter la PCR aux conditions standard (2 min à 50 °C, 10 min à 95 °C, 40 cycles de 15 s à 95 °C et 1 min à 60 °C).
  18. Effectuer une quantification relative des cibles d’ARNm en suivant la méthode de TDM comparative. La quantité d’ARNm normalisée à l’échantillon de base est calculée comme 2-ΔΔCT, tandis que ΔΔCT est la différence entre le ΔCT (CT cible - CT contrôle endogène) de l’échantillon et ΔCT (CT cible et CT contrôle endogène) de l’échantillon de base.

5. Quantification de la teneur en protéines dans le milieu IVD

  1. Prélever le milieu conditionné par les échantillons d’IDIV pour mesurer la teneur en protéines dans le milieu. Effectuer un dosage immunoenzymatique (ELISA) selon le protocole de la protéine cible.
  2. L’interleukine bovine-8 (IL-8) est quantifiée par le kit ELISA IL8 anti-bovin conformément aux instructions du fabricant.

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Representative Results

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La charge dégénérative dans le milieu à faible teneur en glucose combinée à l’injection de TNF-α a provoqué une augmentation significative de l’expression génique des marqueurs pro-inflammatoires interleukine 6 (IL-6) et interleukine 8 (IL-8) par rapport au groupe témoin physiologique dans les cellules NP après 4 jours de culture(Figure 2). En revanche, nous n’avons pas observé de changements significatifs pour les gènes pro-inflammatoires interleukine 1β (IL-1β) et TNF-α dans les cellules NP (données non présentées). En outre, les conditions dégénératives de culture n’ont pas changé l’expression du gène d’IL-6 et d’IL-8 en cellules d’AF.

Figure 2
Figure 2: Niveaux d’expression génique dans les tissus du noyau pulpeux (NP) et de l’anneau fibreux (FA). Ceux-ci ont été mesurés après 4 jours de culture dans un état physiologique ou pathologique de culture, normalisé à la ligne de base (jour 0). Moyennes ± intervalle de confiance à 95 % n=8, **p<0,01. Ce chiffre a été modifié de20. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Conformément aux résultats de l’expression génique, la teneur en protéines IL-8 dans le milieu a montré une augmentation marquée après 2 jours et 4 jours par rapport à l’état physiologique(Figure 3). Cependant, les mesures au jour 3 (après gonflement libre ou chargement) n’ont révélé aucune différence significative entre les groupes d’étude, bien que les résultats indiquent des valeurs plus élevées pour le groupe dégénératif.

Figure 3
Figure 3: Quantification de la libération de la protéine pro-inflammatoire IL-8 dans le milieu de culture ivd après culture de gonflement libre (FS) et charge dynamique (Charge). Les résultats sont présentés comme les concentrations d’origine en ng/mL dans le milieu sans normalisation. Moyenne ± intervalle de confiance à 95 %, n =8, **p<0,01. Ce chiffre a été modifié de20. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Les changements de hauteur du disque (DH) normalisés à la DH après dissection sont illustrés à la figure 4. Considérant que les réductions de DH après chargement ont indiqué des valeurs plus élevées (c.-à-d., plus de réduction de hauteur) pour le groupe dégénératif comparé aux groupes physiologiques, aucune différence dans des gains de hauteur de disque après la période de libre-gonflement n’a été vue entre les groupes d’étude. Ceci a indiqué que la différence dans des changements de hauteur de disque entre le groupe pathologique et physiologique était plus haute après la procédure de chargement. En outre, les différences étaient moins prononcées après 1 jour comparé aux mesures sur les jours 2 et 3, indiquant un effet progressif des conditions dégénératives et inflammatoires.

Figure 4
Figure 4: Changements de hauteur du disque normalisés aux valeurs de base (après dissection). Intervalle de confiance moyen ± 95 %. FS: libre-gonflement. N=10, ***p<0,001. Ce chiffre a été modifié de20. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Discussion

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Nous avons ici fourni un protocole détaillé pour simuler l’IVDD dégénératif et inflammatoire. Ce protocole peut être appliqué pour des examens détaillés des voies inflammatoires menant aux effets destructeurs sur le disque. De plus, le protocole peut aider à déterminer des cibles thérapeutiques prometteuses impliquées dans la progression de la maladie.

Nous avons récemment montré que le TNF-α recombinant humain pouvait induire une inflammation dans les cellules NP bovines et humaines21,ce qui est conforme à d’autres études dans le domaine confirmant que le TNF-α peut être utilisé pour la simulation de l’inflammation dans les cellules IVD22,23. Dans la présente étude, une dose de 100 ng TNF-α par IVD a été employée pour induire l’inflammation. Cette dose a montré une induction efficace de marqueurs inflammatoires lorsqu’elle est appliquée en combinaison avec une charge dégénérative et une nutrition limitée15,20. Dans une étude récente utilisant le TNF-α comme seul facteur d’initiation de la dégénérescence des IDIV, un seuil de 100 ng de TNF-α/cm3 de volume discique a été déterminé comme dose efficace pour l’induction de changements inflammatoires et dégénératifs dans l’IVD21. On lui suggère que la dose de TNF-α utilisée pour induire l’inflammation devrait être normalisée au volume du disque pour des effets reproductibles. En outre, il convient de s’assurer qu’il y a une bonne distribution du matériel d’injection dans l’IDIV et que cette injection sera suffisamment reproductible dans les expériences ultérieures. Comme la pression d’injection peut varier d’un individu à l’autre, il peut y avoir différentes distributions du matériel parmi les mêmes groupes d’étude dans différentes expériences. Une approche que nous avons choisie pour examiner la distribution égale était l’utilisation d’injections de bleu trypan dilué de PBS. Il est recommandé de normaliser la technique d’injection, par exemple, avec des pompes d’injection et des taux d’injection prédéfinis et reproductibles. Comme indiqué précédemment, une seule piqûre d’aiguille avec des aiguilles de calibre 22, de calibre 25 ou de calibre 30 dans l’IDIV n’a pas provoqué d’effet interagissant avec les résultats de l’étude20,21,24,25. Il est recommandé de considérer la taille du disque pour le volume de la substance à injecter et pour la taille de l’aiguille utilisée pour l’injection. En outre, il est recommandé d’utiliser une seule injection pour éviter d’induire des effets dégénératifs potentiels causés par de multiples injections annulaires21,26.

Certaines limites du modèle actuel doivent être corrigées. Le chargement des IDIV nécessite l’accès à des bioréacteurs, qui ne sont actuellement pas largement disponibles dans de nombreux laboratoires travaillant sur les IDIV. Cependant, le besoin de modèles précliniques de dégénérescence des IDIV augmente. Les modèles de culture d’organes apportent des avantages éthiques en réduisant le besoin de modèles animaux, et l’investissement ponctuel sur les coûts des bioréacteurs pourrait être abordable compte tenu de la reproductibilité de la stimulation dégénérative et des réductions des coûts associés aux expériences sur les animaux. Néanmoins, certaines interactions in vivo, telles que le rôle du système immunitaire, ne peuvent pas être simulées avec le modèle de culture d’organe fourni. De plus, la mesure des signaux nerveux et l’évaluation de la douleur qui serait possible dans les modèles animaux ne peuvent actuellement pas être prises en compte avec le modèle actuel. Certaines préoccupations ont été soulevées quant à savoir si les propriétés mécaniques des IDIV de la queue pourraient être comparables à celles des IDIV humains, car la position verticale de la colonne vertébrale est unique chez les humains28. Les propriétés anatomiques et moléculaires des IDIV de la queue bovine, telles que la densité cellulaire, le manque de cellules notochordales, la composition biochimique29,30et les propriétés mécaniques des IDIV caudaux bovins, telles que l’amplitude de mouvement dans la flexion, l’extension, la torsion et la flexion31, sont très similaires aux IDIV humains. Notamment, les IDIV humains font l’objet de plus en plus d’attention récemment pour les modèles de cultured’organes 28. Les IDIV cadavériques humains dans les modèles ex vivo sont considérés comme très efficaces car ils peuvent éviter les différences d’espèces qui sont plus pertinentes cliniquement32. Contrairement aux queues de DDIV bovines obtenues dans les abattoirs, cela nécessiterait la transplantation d’IDIV humains 24 h post mortem et, par conséquent, une approbation éthique suivant les lois locales sur la transplantation d’organes28. La présente méthode peut également être facilement adaptée à d’autres espèces.

Un avantage majeur de la technique par rapport à d’autres méthodes de cultures ex vivo est la combinaison de l’injection intradiscal, des conditions pathologiques de milieu, et la charge préjudiciable pour simuler le stade précoce des disques dégénératifs mieux. Walter et coll.23 ont utilisé le TNF-alpha dans le milieu des IDIV bovins chargés dynamiquement au lieu de l’injection dans les IDIV et ont montré un transport accru du TNF-alpha du milieu dans le noyau pulpeux par rapport au fibreux annulaire, ce qui est conforme à nos résultats. Comme nous avons cherché à simuler les premiers stades de l’IDD, qui se produit au niveau cellulaire sans perturbations majeures de l’architecture des disques12,nous avons choisi les concentrations de TNF-alpha basées sur des études de culture d’organes précédentes utilisant du TNF-alpha dans le milieu pour simuler les premiers stades de l’IDD12,22,23. L’utilisation d’autres stimulants inflammatoires et des concentrations plus élevées de TNF-alpha a pu être testée pour simuler l’état dégénératif désiré de disque selon la question d’étude. Des concentrations plus élevées de TNF-alpha peuvent mieux compenser le manque de rétroactions systémiques de régulation immunitaire présentes pendant la dégénérescence discale comme proposé par Ponnappan et al.12 L’utilisation de conditions moyennes préjudiciables avec un faible taux de glucose a été basée sur des travaux antérieurs montrant que la limitation nutritionnelle des milieux et l’exposition au TNF-alpha imitent les caractéristiques de changement moléculaire qui sont disponibles dans l’état de dégénérescence discale précoce12,27. Ainsi, l’approche combine les preuves fournies par des études précédentes dans un modèle ex vivo de culture d’organe de discopathie dégénérative précoce.

Ce protocole peut être encore amélioré de plusieurs manières. La durée et l’étendue de la période de chargement et de gonflement libre peuvent être choisies en fonction du plan d’étude souhaité. Les effets à long terme des stimulations inflammatoires ou dégénératives sur la dégénérescence discale sont d’un intérêt clinique élevé et peuvent être accomplis avec le protocole actuel. Nous n’avons utilisé que des gènes sélectionnés considérés comme très pertinents pour l’état précoce de laDDI 11. Une validation supplémentaire de ce modèle pourrait inclure une évaluation élargie des gènes et des protéines, telles que les approches omiques. Par conséquent, d’autres facteurs inflammatoires pourraient être étudiés en combinaison avec la charge dégénérative, en fonction de l’état dégénératif souhaité. Par exemple, il a été démontré que les injections de lipopolysaccharide stimulent l’inflammation dans l’IVD33. Une comparaison de différents stimulants inflammatoires peut être accomplie avec le protocole actuel pour trouver le stimulant inflammatoire le plus approprié pour la question désirée d’étude. Nous avons évalué les changements des marqueurs inflammatoires sélectionnés (IL-6, IL-8), des marqueurs anabolisants (aggrecan, collagène), et des marqueurs cataboliques (métallopeptidases de matrice, une désintégrine et des protéinases métalliques avec des motifs de thrombospondine) avec le protocole actuel20. Comme l’ensemble du profil d’expression génique pourrait changer, les examens futurs pourraient inclure des techniques de séquençage de l’ARN de nouvelle génération pour déterminer de nouveaux biomarqueurs pour le diagnostic de la dégénérescence discale et des cibles thérapeutiques pour une intervention biologique précoce. En outre, d’autres méthodologies, telles que l’histologie, la coloration immunohistochimique, les mesures biochimiques des composants extracellulaires de la matrice (tels que les glycosaminoglycanes, les GAGs) et les tests de compression dynamique peuvent être effectuées pour analyser plus avant les propriétés biologiques, biochimiques et biomécaniques des IDIV avec le modèle actuel. Une autre méthode analytique possible serait d’analyser séparément l’impact sur les tissus AF et NP externes en utilisant bCol1a1, Col1a2, CD146, SM22α et MKX comme marqueurs d’expression génique pour l’AF externe34,35. Le Spine Research Interest Group lors de la réunion annuelle 2014 du SRO à la Nouvelle-Orléans a recommandé les marqueurs phénotypiques NP sains suivants: HIF-1alpha, GLUT-1, rapport aggrecan / collagène II >20, Shh, Brachyury, KRT18/19, CA12 et CD2436. Les gènes marqueurs NP bBrachyury/T et bSecreted frizzled-related protein 2 étaient les plus convaincants séparant NP du tissu interne et externe d’AF dans l’IVD bovin34. En outre, la teneur en sGAG du NP aurait été significativement plus élevée que celle du AF34externe.

En conclusion, ce nouveau modèle de culture d’organes de DDIV pro-inflammatoires et dégénératifs fournit des conditions pertinentes pour simuler la DCI à un stade précoce dans un microenvironnement 3D très pertinent. Certes, le protocole actuel peut être modifié davantage en fonction des objectifs de l’investigateur. De plus, notre modèle est capable de réduire le nombre d’animaux d’étude nécessaires et reflète donc totalement les principes 3R de réduction, de remplacement, d’affinement.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par la Fondation AO et AOSpine International. Babak Saravi a reçu le soutien de la Fondation allemande de la colonne vertébrale et de la Fondation allemande de l’arthrose. Gernot Lang a été soutenu par le Berta-Ottenstein-Programme for Advanced Clinician Scientists, Faculté de médecine, Université de Fribourg, Allemagne.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1-Bromo-3-chloropropane(BCP) Sigma-Aldrich, St. Louis, USA B9673
Ascorbate-2-phosphate Sigma-Aldrich, St. Louis, USA A8960
Band saw Exakt Apparatebau, Norderstedt, Germany model 30/833
Betadine Munndipharma, Frankfurt, Germany
Bovine IL-8 Do.it-Yourself ELISA Kingfisher Biotech, St. Paul, USA DIY1028B-003
Corning ITS Premix Corning Inc., New York, USA 354350
DMEM high glucose Gibco by life technologies, Carlsbad, USA 10741574
DMEM low glucose Gibco by life technologies, Carlsbad, USA 11564446
Ethanol for molecular biology Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 09-0851
Fetal Bovine Serum (FBS) Gibco by life technologies, Carlsbad, USA A4766801
Non-essential amino acid solution Gibco by life technologies, Carlsbad, USA 11140050
Penicillin/Streptomycin(P/S) gibco by life technologies, Carlsbad, USA 11548876
Phosphate Buffer Solution, tablet Sigma-Aldrich, St. Louis, USA P4417
Pronase Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 10165921001
Primocin InvivoGen, Sandiego, USA ant-pm-05
Pulsavac Jet Lavage System Zimmer, IN,USA
TissueLyser II Quiagen, Venlo, Netherlands 85300
Streptavidinn-HRP Kingfisher Biotech, St. Paul, USA AR0068-001
Superscript VILO Invitrogen by life Technologies, Carlsbad, USA 10704274
cDNA Synthesis Kit Applied Biosystems by life technologies 10400745
TaqMan Universal Master Mix Applied Biosystems by life technologies
TNF-alpha, recombinant human protein R&D systems, Minnesota, USA 210-TA-005
TRI Reagent Molecular Research Center, Cincinnati, USA TR 118
Tris-EDTA buffer solution sigma-Aldrich, St. Louis, USA 93283
Gene bIL-6 Applied Biosystems by life technologies Custom made probes Primer fw (5′–3′) TTC CAA AAA TGG AGG AAA AGG A
Primer rev (5′–3′) TCC AGA AGA CCA GCA GTG GTT
Probe (5′FAM/3′TAMRA) CTT CCA ATC TGG GTT CAA TCA GGC GATT
Gene bIL8 Applied Biosystems by life technologies Bt03211906_m1
Gene bTNF-alpha Applied Biosystems by life technologies Custom made probes Primer fw (5′–3′) CCT CTT CTC AAG CCT CAA GTA ACA A
Primer rev (5′–3′) GAG CTG CCC CGG AGA GTT
Probe (5′FAM/3′TAMRA) ATG TCG GCT ACA ACG TGG GCT ACC G
GENE bIL1beta Applied Biosystems by life technologies Custom made probes Primer fw (5′–3′) TTA CTA CAG TGA CGA GAA TGA GCT GTT
Primer rev (5′–3′) GGT CCA GGT GTT GGA TGC A
Probe (5′FAM/3′TAMRA) CTC TTC ATC TGT TTA GGG TCA TCA GCC TCA A
RPLP0 Applied Biosystems by life technologies Bt03218086_m1

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References

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