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마취 유도 및 유지

Overview

출처: 케이 스튜어트, RVT, RLATG, CMAR; 발레리 A. 슈뢰더, RVT, RLATG. 노틀담 대학교, IN

실험실 동물의 관리 및 사용에 대한 가이드 ("가이드") 통증 평가 및 완화는 실험실 동물의 수의 치료의 필수적인 구성 요소라고 명시. 1 마취의 정의는 느낌이나 감각의 손실입니다. 그것은 동물의 신진 대사에 관하여 마취 깊이에 있는 변경을 관련시키는 역동적인 사건, 외과 자극, 또는 외부 환경의 변이에 관하여 관련시입니다.

Principles

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마취의 정밀하고 일정한 모니터링은 절차에 필요한 깊이를 안전하게 유지하는 데 필요합니다. 모니터링할 매개 변수는 심박수, 호흡속도, 체온 및 혈중 산소 수준을 포함한다. 쥐와 쥐의 경우, 이러한 매개 변수 중 어느 것도 이 동물의 작은 신체 크기로 인해 쉽게 모니터링되지 않습니다. 설치류의 심박수가 너무 빠르기 때문에 일반적으로 유황에 사용되는 청진기는 정확한 심박수를 캡처하기에 적합하지 않습니다. 청진기는 심장 박동의 존재 또는 부재를 감지하는 데만 사용할 수 있습니다. 마우스의 일반 심박수는 분당 328-780비트이며, 쥐의 일반 심박수는 분당 250-600비트입니다. 설치류의 호흡 속도는 시각적 방법을 사용하거나 공성 중에 정확하게 계산할 수 있는 것 이상으로 상승됩니다. 마우스의 정상적인 호흡률은 분당 90-220 호흡이며, 쥐의 경우 이 값은 분당 66-144호흡입니다. 심박수와 호흡 속도를 정확하게 확인하려면 특수 전자 모니터링 장비가 필요합니다. 센서는 외과적으로 동물에 이식되거나 외부에 배치되며 동물이 배치되는 모니터링 플랫폼과 상호 작용합니다. 3,4

설치류에 있는 마취 관련 죽음의 일반적인 원인은 저체온증 때문입니다. 설치류는 체질량 비율에 대한 높은 표면적을 가지고 있습니다. 또한 마취 된 동물은 체온을 유지하기 위해 떨고있는 능력을 잃습니다. 따라서, 체온 모니터링 및 가열 패드와 같은 보충 열은 생존 수술 시 필수적이다. 마우스의 정상 체온은 96.6-99.7°F(35.8-37.4°C)5이며 쥐의 경우 96.6-99.5°F(35.9-37.5°C)입니다. 5 대부분의 온도계는 더 큰 동물을 위해 설계되었으며 인간에게 사용되는 온도계를 모델링했습니다. 수은 온도계는 주로 디지털 및 전자 버전으로 대체되었습니다. 디지털 및 전자 온도계는 구두로 사용하거나 귀에 사용할 때 정확하다고 문서화되었지만, 작은 설치류에는 크기가 부적절합니다. 마우스와 쥐를 위해 특별히 설계된 직장 프로브는 시판되고, 그들의 사용은 권장됩니다.

혈액 산소 화 수준은 설치류의 동맥 혈액에 있는 산소의 적당한 집중결과로 폐에서 적당한 산소 조리를 평가하기 위하여 이용됩니다. 산소 통풍을 모니터링하는 것은 또한 산소와 폐가스의 만료에 대한 적절한 영감이 있는지 를 알 수 있으므로 호흡과 환기를 간접적으로 모니터링합니다. 심박수는 또한 혈액의 산소화에 연루됩니다, 심박수에 있는 감소는 혈액의 부적당한 관류를 일으키는 원인이 될 수 있는 산소 수준에 있는 감소 귀착될 것이기 때문에. 6

마취제의 목표는 마취의 가장 낮은 복용량 또는 농도를 가진 동물에 대한 모든 통증 감각을 적절하게 고정하고 완화하는 것입니다. 이 목표를 달성하기 위해서는 마취의 깊이를 적절히 평가하는 데 필요합니다. 마취의 수술 단계 안에 마취의 4 단계 및 4개의 비행기가 있습니다. 1단계 동안 동물은 방향 감각을 잃게 됩니다. 2단계에서는 일부 마우스와 쥐 균주에 호흡을 잡는 것을 포함하여 불규칙한 호흡률을 가진 흥분 단계가 있습니다. 바로 반사-즉 등대 위치에 배치 할 때 롤오버 할 수있는 기능입니다 - 또한 손실됩니다.

3단계는 마취의 수술 단계입니다. 비행기 I에서, 팔페브랄과 삼키는 반사 신경은 결석. 후두와 각막 반사신경은 비행기 II에서 손실됩니다. 비행기 I와 II, 기억 상 실 증 또는 진통제 효과; 따라서, 동물은 외과 적 수술의 시작 전에 비행기 III에 도달해야합니다. 비행기 III는 횡격막 호흡을 초래하는 늑간 근육의 마비를 만듭니다. 처음에는 비행기 III에는 부분적인 진통만 있지만 마취 수준이 깊어짐에 따라 기억 상실과 진통을 완료합니다. 이 수준에서 동물은 외과 수술을 위해 완전히 마취됩니다. 비행기 IV에서, 동물은 과다 복용하고 단계 IV에 신속하게 segue 수 있습니다.

마취 수준이 더욱 깊어짐에 따라 동물의 죽음을 초래할 수있는 합병증이 있습니다. 단계 IV에는 늑간 근육과 격막의 완전한 마비가 있어 심한 무호흡증을 유발합니다. 이로 인해 호흡기 정지, 수질 마비, 혈관 운동 붕괴, 그리고 마침내 사망합니다. 근육이 이완되는 동안 동공은 팽창하여 팽창에 고정되어 있습니다.

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Procedure

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수술 및 기타 잠재적으로 고통스러운 절차에 대한 마취제의 적절한 선택은 수의사에 의해 결정되어야합니다. 이것은 절차의 범위 및 기간, 종 및 긴장, 나이 및 동물의 생리 상태를 포함하여 수많은 양상을 기반으로합니다.

마취제는 흡입제 또는 주사용으로 사용할 수 있습니다. 외과 마취는 주사용 및 흡입 마취제의 조합을 사용하여 달성 될 수있다. 2

1. 흡입제 마취 유도

흡입제 마취는 이소플루란, 세보플루란 및 데플루란을 포함하며, 이소플루란이 가장 일반적으로 사용되고 있습니다. 이 마취제는 마취의 깊이를 제어하는 것이 더 쉽기 때문에 더 자주 사용됩니다. 흡입 마취를 이용한 마취의 유도는 정밀 기화기에 장착된 벨 항아리 또는 유도 챔버로 수행될 수 있다.

  1. 벨 항아리
    1. 장비: 세라믹 또는 플라스틱 천공 플랫폼, 면공, 액체 마취제 (이소플루란, 세보플루란 또는 데플루란)가있는 벨 항아리 또는 탈수 항아리 및 야외로 배출된 연기 후드.
    2. 준비
      1. 마취 가스에 대한 인력의 노출을 피하기 위해 벤치가 아닌 후드 아래에 벨 항아리를 사용합니다.
      2. 벨 항아리를 하단에 있는 플랫폼으로 조립하여 항아리 바닥과 플랫폼 사이의 공간을 만듭니다. 이것은 동물이 액체 마취제와 접촉하는 것을 방지하기 위하여 필요합니다.
      3. 니트릴 장갑이나 기타 불침투성 장갑을 착용하고 마취로 면공을 포화시합니다.
      4. 면공을 플랫폼 아래에 벨 항아리에 놓습니다.
      5. 마취 증기의 탈출을 방지하기 위해 종 항아리에 뚜껑을 고정합니다.
    3. 유도
      1. 뚜껑을 한쪽으로 밀어 서 종 항아리에 동물을 배치합니다.
      2. 동물이 항아리에 들어가면 마취의 깊이를 결정하기 위해 그 활동과 호흡을 관찰해야합니다.
      3. 동물은 마취에 노출되어 효과가 있습니다.
      4. 동물이 완전히 마취되면 뚜껑을 한쪽으로 밀어 손을 도입 할 수있는 충분한 공간을 남깁니다. 마취된 동물의 꼬리, 스크러프 또는 몸을 잡고 벨 항아리에서 부드럽게 제거합니다.
  2. 정밀 기화기
    정밀 기화기는 유도 챔버 또는 페이스 마스크와 함께 사용할 수 있습니다. 마취 기계는 각 절차 전에 검사해야 합니다. 레벨이 낮은 경우 적절한 마취제를 추가해야 합니다. 폐가스가 완전히 제거되었는지 확인하기 위해 청소 시스템을 점검해야 합니다. 수동 폐기물 가스 마취 시스템의 경우 청소 캐니스터를 계량하여 여전히 효과적인지 확인해야 합니다. 일반적으로, 시작 무게 위의 50 그램의 무게의 증가는 캐니스터가 소비되는 지점입니다.
    1. 설비
      1. 유도 챔버, 정밀 기화기, 폐 가스 청소 장치(수동 또는 활성) 및 액체 마취제(이소플루란, 세보플루란 또는 데플루란)은 사용 중인 기화기의 종류에 의해 결정됨).
    2. 준비
      1. 입력이 기화기로부터이고 출력이 폐가스 청소 시스템에 있도록 유도 챔버를 조립한다.
    3. 유도
      1. 동물을 유도실에 넣습니다. 일부 챔버는 슬라이딩 뚜껑을 가지고 있으며, 다른 챔버는 래치 힌지 뚜껑이 있습니다.
      2. 동물이 챔버에 들어가면 산소 흐름이 시작되고 정밀 기화기는 이소플루란을 위한 3-4유도 수준에서 켜지립니다. 마취 전달 수준이 낮아지면 유도 시간이 길어집니다.
      3. 동물은 마취에 노출되어 효과가 있습니다.
      4. 동물이 완전히 마취되면 마취 가스에 대한 인력 노출을 방지하기 위해 동물을 제거하기 전에 산소로 챔버를 플러시하십시오. 유도 챔버가 연기 후드에 놓이면, 산소로 세척하는 것은 개구부 전에 챔버에서 마취제를 제거할 필요가 없습니다.
      5. 마취된 동물의 꼬리, 스크러프 또는 몸을 잡고 챔버에서 부드럽게 제거합니다.
  3. 안면 마스크
    1. 장비에는 설치류 코 콘 또는 마스크, 정밀 기화기, 폐 가스 청소 장치(수동 또는 활성) 및 액체 마취제(이소플루란, 세보플루란 또는 데플루란)이 포함되어 있습니다.
    2. 준비
      1. 코 콘또는 마스크를 조립하여 입력이 기화기로부터 이고 출력은 폐가스 청소 시스템에 있다.
      2. 설치류 마취 기계는 종종 흡입 챔버에서 설치류 코 콘 또는 마스크로 마취 증기 전달을 전환하는 토글이 있습니다. 코 콘 마취 전달을 위해 이것이 제대로 설정되어 있는지 확인하십시오.
    3. 유도
      1. 마취 가스는 불쾌한 냄새가 나기 때문에 많은 동물들이 유도를 위해 가면을 쓴 것에 반대할 것입니다. 바람직한 방법은 인덕션 박스를 사용하고 코 콘을 사용하여 유지보수하는 것입니다. 동물의 코나 얼굴이 마스크에 단단히 고정되면 산소 흐름이 시작되고 정밀 기화기가 이소플루란의 유도 수준 인유도 수준 인5에서 켜지립니다. 마취 성 전달 수준이 낮아지면 유도 시간이 길어지고 동물에 의한 어려움이 증가합니다.
      2. 유도 중에 너무 단단히 파악하면 질식될 수 있으므로 동물이 호흡을 모니터링하는 것이 필수적입니다.
      3. 동물이 이완되기 시작하자마자 코나 얼굴을 코 콘이나 마스크로 조정할 수 있으며, 마취 전달은 완전한 이완이 이루어지면 이소플루란의 유지 보수 수준인 1.5-0.5로 감소된다.

2. 주사용 마취제를 사용하여 마취를 유도합니다.

주사용 마취제는 주로 케타민과 진정제 또는 근육 이완제의 혼합물입니다.

일반적인 조합은: 1) 설치류 칵테일, 케타민으로 구성 (100 mg/ml), 자일라진 (20 mg/ml), 아세 프로 마진 (10 mg/ml), 멸균 식염수 (0.9% NaCl); 2) 케타민/자일라진 2:1, 케타민 (100 mg/ml), 자일라진 (20 mg/ml), 멸균 식염수 (0.9% NaCl); 및 3) 케타민/자일라진 마우스 믹스는 케타민(100 mg/ml), 자일라진(20 mg/ml), 멸균 식염수(0.9% NaCl)로 구성된다. 케타민/자일라진 콤보를 사용할 때, 증폭은 케타민으로만 이루어져야 하며, 자일라진은 이 약품의 반감기로 인해 이루어져야 합니다.

진정제 및 /또는 근육 이완제와 케타민의 조합은 개별 복용량을 그릴 수있는 주식 솔루션으로 준비해야합니다. 에이전트는 동물에게 적절한 복용량을 투여할 수 있도록 멸균 식염수로 정확하게 측정하고 희석되어야 합니다. 케타민은 규제 물질이기 때문에 병에서 사용되는 양은 "통제 된 약물 로그"에 주목해야하며 혼합물에는 개별 "통제 물질 로그"가 있어야합니다. 혼합물을 준비할 때, 케타민을 병에 천천히 추가하면 힘으로 주입하면 거품을 냅니다. 멸균 스토퍼 20ml 병은 혼합물에 사용됩니다. 병은 화합물의 이름으로 제대로 표시 해야 합니다., 혼합 된 날짜, 만료 날짜, 케타민 로트 번호 (그것은 통제 물질으로), 그리고 제안 된 복용량. 만료 날짜는 곧 만료될 성분의 날짜에 따라 결정될 수 있습니다(시설/상태의 규칙/지침에 따라 다름). 케타민의 정확한 기록 보관을 위해 빈 병과 채워진 병을 모두 계량해야합니다. 그런 다음, 가중치는 혼합물의 라벨과 각 병에 대해 준비되는 개별 조절 물질 로그 시트에 기록되어야 합니다. 케타민 혼합물을 온도 조절이 어두운 부위에 저장하여 효능을 유지합니다.

  1. 설치류 칵테일 준비
    1. 마취 용액의 준비를위한 장비에는 3 cc 주사기를 포함, a 12 cc 주사기, 22 g x 1" 바늘, 1.8 cc 의 케타민 주사용 100 mg/ml, 1.8 cc 의 자일라진 주사용 20 mg/ml, 0.6 cc of acepromazine 주사용 10 mg/ml, 15.8 cc의 멸균 식염수 주입, 및 aa테스.
    2. 멸균 식염수 15.8 cc를 끌어서 병에 주입하십시오. 12cc 주사기와 3cc 주사기를 사용하고 정확한 측정을 위해 기포를 제거합니다.
    3. 케타민, 자일라진, 아세프로마진을 병에 넣습니다.
  2. 설치류 칵테일 유도
    1. 일반적으로 설치류 칵테일은 마우스 마취에 사용됩니다. 성인 쥐의 설치류 칵테일에 대한 반응의 변화로 인해 5 주 미만의 쥐에서 가장 잘 사용됩니다. 설치류 칵테일 흡입 마취와 함께 사용할 수 있습니다., 특히 쥐에서.
    2. 설치류 칵테일은 일반적으로 다음과 같은 계산을 사용하여 무게에 따라 마우스에게 주어집니다 : (BW x 10) - 50 = 마이크로 리터 설치류 칵테일이 주어집니다. 이것은 긴장, 나이 및 건강 상태에 따라 변화할 것입니다.
    3. 이 솔루션은 단지 간복구로만 제공됩니다. 근육질로 주입하는 경우 조직에 심각한 반응이 있을 수 있습니다.
  3. 케타민/자일라진 제제 2:1
    1. 마취 용액의 제조 장비에는 3 cc 주사기, 22 g x 1" 바늘, 케타민 주사용 10cc 100 mg/ml, 자일라진 주사용 20 mg/ml 5cc, 멸균 스토퍼 20ml 병 및 마취 라벨이 포함됩니다.
    2. 병에 케타민과 자일라진을 넣습니다.
  4. 유도
    1. 케타민/자일라진 2:1은 쥐마취에 사용되며 흡입 마취와 함께 사용될 수 있다.
    2. 케타민/자일라진 2:1은 일반적으로 0.3cc의 투여량에서 시작하여 후속 마취 이벤트와 함께 0.02cc 증가한다. 이것은 긴장, 나이 및 건강 상태에 따라 변화할 것입니다.
    3. 케타민/자일라진 2:1은 근육질로만 제공됩니다.
  5. 케타민/자일라진 마우스 믹스 준비
    1. 마취 용액의 제조에 필요한 케타민 /자일라진 마우스 믹스 장비에는 3 cc 주사기를 포함, 22 g x 1" 바늘, 3.6 cc 의 케타민 주사용 100 mg/ml, 0.4 cc 의 자일라진 주사용 20 mg/ml, 16 cc 멸균 식염수 (0.9% NaCl), 멸균 스토퍼 20 ml 병, 마취 라벨.
    2. 병에 케타민과 자일라진을 추가하여 자일라진에 9:1 케타민용 액수를 만듭니다.
    3. 병에 식염수를 추가하여 케타민 /자일라진 9:1을 식염수에 1:4 혼합물로 만들어 보세요.
  6. 케타민/자일라진 마우스 믹스 유도
    1. 케타민/자일라진 마우스 믹스는 흡입 마취와 함께 사용될 수도 있다.
    2. 케타민/자일라진 마우스 믹스는 일반적으로 중량에 따라 마우스에 주어지며, 다음과 같은 계산을 사용하여 다음과 같은 계산을 사용하여: (BW x 10) - 50 = 마이크로리터 케타민/자일라진 마우스 믹스가 주어질 것이다. 이것은 긴장, 나이 및 건강 상태에 따라 변화할 것입니다.
    3. 케타민/자일라진 마우스 믹스는 인트라테톤으로 주어질 수 있다.

3. 마취 평가

마취 깊이는 다양한 자극에 대한 반응을 테스트하여 평가될 수 있다. 자발적인 운동은 신체의 물리적 자극에서 유래할 것입니다. 마취 깊이 평가에 활용된 물리적 방법 목록은 표 1을 참조하십시오.

메서드 절차 응답
발가락 핀치 다리를 확장하고 발가락 사이에 웨빙을 분리합니다. 이 영역은 손톱이나 외상성 집게를 사용하여 단단히 꼬집습니다. 긍정적 인 반사는 다리의 후퇴 또는 발의 철회에 의해 표시됩니다. 동물은 다리 또는 신체 운동, 발성, 또는 호흡의 현저한 증가가있는 경우 마취의 수술 평면에 없습니다.
꼬리 핀치 꼬리 끝은 손가락이나 외상성 집게를 사용하여 꼬집습니다. 긍정적 인 반응은 꼬리의 경련이나 움직임에 의해 표시됩니다. 동물은 꼬리의 움직임이있는 경우 마취의 수술 평면에 있지 않습니다, 발성, 또는 호흡의 현저한 증가.
귀 핀치 손가락이나 외상성 집게를 사용하여 피나 끝을 꼬집습니다. 긍정적인 반응이 수염의 머리 나 움직임을 앞으로 흔들고 있다. 머리, 수염, 발성 또는 호흡의 현저한 증가가있는 경우, 동물은 마취의 수술 비행기에 있지 않습니다.
팔페브랄 반사 손가락 끝을 사용하여 눈의 내측 캔투스 (내부 모서리)를 터치합니다. 양수 반사는 눈꺼풀을 만지는 반응으로 깜박임으로 표시됩니다. 눈꺼풀, 수염, 또는 호흡의 현저한 증가의 움직임이있는 경우, 동물은 마취의 수술 비행기에 없습니다.
각막 반사 면팁 어플리케이터를 사용하여 각막(안구)을 부드럽게 만드십시오. 긍정적인 응답은 깜박임으로 표시됩니다. 눈꺼풀, 수염, 또는 호흡의 현저한 증가의 움직임이있는 경우, 동물은 외과 마취의 충분히 깊은 평면에 있지 않습니다.

표 1. 마취 깊이를 평가하기 위한 물리적 자극 방법. 2

심박수, 호흡속도, 혈압, 점막 색상 및 모세관 리필 시간과 같은 생리적 지표도 사용되어야 합니다. 일반적인 관측은 동물의 호흡속도의 변화를 감지하고, 심박수 또는 심도 평가를 위한 혈압을 활용하는 데 유용할 수 있지만, 특수 장비가 요구된다. 심전도를 사용할 수 있는 경우 심장 박동의 속도와 강도를 측정할 수 있습니다. 혈압을 측정하기 위해 꼬리 또는 몸 전체에 장착되는 다양한 장치가 있습니다. 표 1에 설명된 물리적 자극은 이러한 세 매개 변수 모두의 증가를 야기한다.

점막, 눈, 귀, 입, 코, 항문 및 더 적은 범위까지의 발과 꼬리의 색상이 변화를 관찰합니다. 지역은 적당한 호흡 및 심장 기능을 나타내는 분홍색이어야 합니다. 동물이 단계 IV 마취로 이동하면 호흡이 중단되어 청색 또는 회색 으로 점막과 주변 피부로 표시됩니다.

모세관 리필 시간은 영역에 압력의 적용에 의해 희게 된 후 외부 모세관 침대로 돌아가는 색상에 걸리는 시간의 양으로 정의된다. 어플리케이터 스틱 또는 손가락은 마취 동물의 잇몸, 피나 또는 네일 침대에 누른다. 희게 된 영역이 분홍색색으로 돌아가는 데 걸리는 초 수는 1-2초 이상이어야 합니다. 연장된 리필 시간은 동물이 너무 깊이 마취되고 죽음에 가까워질 수 있다는 것을 나타내는 심장 박동 또는 심장 수축의 강도감소를 시사합니다.

여러 가지 매개 변수를 사용하여 마취 깊이를 평가하는 것이 중요합니다. 반복 된 핀치에 대해 동일한 발가락이나 귀를 사용하면 영역을 둔감하게하고 응답이 억압되고 마취 깊이에 대한 정확한 평가를 제공하지 않습니다. 발가락 및 귀 핀치 평가에 대 한 대체 사이트를 사용 합니다. 마취 깊이는 수술 내내 매 10-30 분마다 재평가되어야합니다. 2

연구 결과는 마취한 동물에 있는 심폐 변경이 있다는 것을 보여주었습니다. 주사용 약물로 마취하는 동안, 동물은 안정적인 호흡 속도를 경험한다. 그러나, 그들은 심장 출력에 가변성을 보여줍니다. 주사용 마취제에 대한 반응은 다른 균주 마다 크게 변화하는 것으로 보고되어 있으므로 복용량을 표준화하기가 어렵습니다. 7 흡입제 에이전트는 호흡 속도를 감소하는 경향이 있지만 심혈관 시스템에 미치는 영향이 적습니다. 흡입제 마취의 투여가 절차 기간 내내 쉽게 조절되기 때문에 종종 바람직한 방법입니다.

마취 유도 및 유지 보수는 어떤 형태의 외과 적 수술을 받는 실험실 동물의 수의학 치료의 필수적인 구성 요소를 형성합니다. 마취의 목표는 동물을 적절하게 고정하고 모든 통증 감각을 완화하는 것입니다. 유도 외에도 절차 전반에 걸쳐 정확한 마취 깊이를 안전하게 유지하기 위해서는 정밀하고 일정한 모니터링이 필요합니다.

이 비디오에서는 먼저 설치류 마취 수준과 1 단계달성을 목표로 해야 하는 단계에 대해 간략하게 논의할 것입니다. 다음으로, 우리는 다른 유도 및 유지 보수 방법, 동물이 항상 원하는 마취 단계에 있는지 확인하는 다양한 방법, 그리고 마지막으로 다양한 목적을 위해 다른 마취제를 사용하는 몇 가지 실제 실험을 검토 할 것입니다.

먼저 레벨을 논의해 봅시다. 마취의 4 단계와 단계 3 또는 수술 단계 내에서 4 개의 비행기가 있습니다.

1단계 동안 동물은 방향 감각을 잃게 됩니다. 2단계는 불규칙한 호흡률과 오른쪽 반사의 손실로 표시됩니다. 3단계 중 1단계에서는 팔페브랄과 삼키는 반사신경이 없습니다. 비행기 2 동안 후두와 각막 반사 신경이 손실됩니다. 이 시점까지, 마취는 기억 상실증 또는 진통을 유발하지 않았습니다.

기억 상실증과 진통이 부분적으로 완료되는 것은 비행기 3에서, 동물은 외과 수술을 위해 완전히 마취된다. 비행기 3또한 늑간 근육의 마비에 의해 표시, 이는 얕은 호흡횡격막 호흡귀착. 비행기 4에서, 동물은 과다 복용하고 호흡 정지를 일으키는 원인이 될 수 있는 늑간 근육과 격막 둘 다의 완전한 마비가 있는 4 단계로 빨리 진행할 수 있고, 궁극적으로 죽음으로 이끌어 낼 수 있습니다.

마취제는 흡입제 또는 주사용으로 사용할 수 있으며 수의사가 수행 절차에 사용할 것을 결정해야 합니다. 이 선택은 다음과 같은 다양한 측면을 기반으로 합니다: 절차의 범위와 기간, 종 및 긴장, 나이 및 동물의 생리적 상태.

일반적으로 사용되는 흡입제 마취제의 클래스는 이소플루란, 세보플루란 및 데스플루란과 같은 화합물을 포함한다. 이러한 화합물은 마취 깊이를 쉽게 제어 할 수 있습니다. 흡입 마취제를 관리하기 위해 선택할 수있는 장비에는 몇 가지 옵션이 있습니다.

선택 사항 중 하나는 마취 가스에 대한 인력 노출을 피하기 위해 벤치가 아닌 후드 아래에 사용해야 하는 벨 항아리입니다. 항아리 의 바닥과 플랫폼 사이의 공간을 만드는 세라믹 또는 플라스틱 천공 플랫폼항아리를 조립합니다. 다음으로, 불침투성 장갑을 착용하는 동안 마취제로 면공을 포화시키고 플랫폼 아래에 배치하여 항아리 바닥에 놓습니다. 그런 다음 즉시 뚜껑을 고정하여 마취 증기의 탈출을 방지합니다. 동물을 배치하려면 뚜껑을 한쪽으로 밀어 동물을 소개하고 즉시 고정하십시오. 그 다음에, 마취의 깊이를 결정하기 위해 활성 및 호흡을 관찰하고, 효과를흡입제에 동물을 노출. 플랫폼은 장벽 역할을하며 동물이 액체 마취제와 직접 접촉하는 것을 방지합니다.

벨 항아리에 대한 대안은 산소 탱크에 연결된 정밀 기화기 기계와 함께 사용되는 유도 챔버입니다. 첫 번째 단계는 기화기가 액체 마취제의 적절한 양으로 채워지도록하는 것입니다. 다음으로, 폐기물 가스 청소 시스템을 확인합니다. 일반적으로 사용되는 수동 시스템인 경우 캐니스터의 무게를 측정하여 여전히 효과적인지 확인합니다. 일반적으로 시작 무게 위의 50 그램의 증가는 캐니스터가 소비되는 지점입니다. 다음 단계는 유도 챔버를 조립하는 것입니다. 입력이 기화기에서 나온지 확인하고 출력은 폐가스 청소 시스템에 있습니다.

먼저 동물을 유도실에 넣고 뚜껑을 고정합니다. 동물이 챔버에 들어가면 먼저 분당 1 리터의 속도로 산소 흐름을 시작한 다음 이소플루란의 유도 수준으로 정밀 기화기 설정을 조정하십시오. 종 항아리처럼 동물을 마취에 노출하여 효과를 냅니다. 동물이 완전히 마취되면 동물을 부드럽게 제거하기 전에 이소플루란을 끄면 산소로 챔버를 씻어 냅니다. 이것은 마취 가스에 대한 인력 노출을 방지하기 위한 것입니다.

마취 유도를 위한 또 다른 방법은 정밀 기화기에 연결된 코 콘 또는 안면 마스크를 통해서입니다. 그러나 마취가스는 불쾌한 냄새가 있기 때문에 동물은 유도를 위해 가려지는 것을 반대할 수 있습니다. 또한 너무 단단히 파악하기 때문에 질식을 일으킬 위험이 있습니다. 따라서, 바람직한 방법은 유도 상자 또는 종항아리를 사용하여 마취를 유도하는 데 코 콘을 이용한 유지보수에 선행된다. 더 자주, 조립체는 콘과 유도 챔버 모두 유도 챔버에서 코 콘으로 마취 증기 전달을 전환하는 사이에 토글과 동일한 기화기에 연결되어 그 반대의 경우도 마찬가지입니다. 챔버에서 동물을 마취 한 후 콘에 얼굴을 고정하고 튜브의 토글을 전환하여 가스 흐름을 코 콘으로 리디렉션합니다. 호흡을 모니터링하고 동물이 완화되어 있음을 확인한 후 마취제를 유지 보수 수준인 0.5 - 1.5 %로 줄입니다. 또한 각막 건조를 방지하기 위해 안과 연고를 눈에 적용하십시오.

주사용 마취제의 경우, 케타민과 다른 진정제 또는 자일라진 및/또는 아세프로마진을 포함한 근육 이완제의 혼합물. 다른 조합은 이러한 화합물을 사용하여 제조 될 수있다. 일반적으로 사용되는 비율은 아래 텍스트를 참조하십시오. 케타민은 통제 물질이므로 사용되는 양은 통제 약물 로그에 주목해야하며 혼합물에는 개별 제어 물질 로그가 있어야합니다. 동물의 종, 나이 및 건강 상태에 따라 마취제의 혼합물 및 투여량이 선택되고 용액이 복구또는 근육질로 주입될 수 있다. 일반적으로, 주사 및 흡입 마취는 외과 마취를 달성하기 위하여 조합에서 이용됩니다.

이제 마취를 유도하는 방법을 알고 있으므로 마취 심도 평가에 대해 알아 봅시다. 설치류에는 여러 가지 방법이 있습니다.

일반적으로 사용되는 방법은 발가락 핀치입니다. 동물의 다리를 확장하고 발가락 사이에 웨빙을 분리합니다. 그런 다음 손톱이나 외상성 집게를 사용하여 영역을 단단히 꼬집습니다. 긍정적 인 반사는 다리의 후퇴 또는 발의 철회에 의해 표시됩니다. 또 다른 방법은 꼬리 끝에서 수행 된 꼬리 핀치입니다. 경련이나 꼬리 움직임에 의해 긍정적인 반응이 입증됩니다. 피나 끝을 꼬집을 수도 있고, 머리가 흔들리거나 수염의 움직임이 앞으로 나오면 동물은 마취의 수술 비행기에 있지 않습니다.

마취 깊이를 확인하기 위해 눈꺼풀을 만지는 응답으로 깜박임으로 표시된 팔페브랄 반사를 유도하기 위해 내측 칸투스 또는 눈의 내부 모서리를 만질 수도 있습니다. 눈꺼풀, 수염, 또는 호흡의 현저한 증가가 있더라도 동물은 마취의 수술 평면에 있지 않습니다.

마지막으로, 장갑을 낀 손가락이나 면에 젖은 어플리케이터로 각막을 만져 각막 반사를 확인할 수 있습니다. 긍정적인 응답은 깜박임으로 표시됩니다.

마취 깊이를 평가하기 위해 사이트 간에 번갈아 가며 하는 것이 중요합니다. 반복 된 핀치에 대해 동일한 발가락이나 귀를 사용하면 영역을 둔감하게하고 응답이 억압되고 마취 깊이에 대한 정확한 평가를 제공하지 않습니다.

이러한 물리적 자극 평가 방법 외에도 심박수, 호흡속도, 혈압, 점막 색상 및 모세관 리필 시간을 포함한 생리적 지표도 모니터링해야 합니다. 일반적인 관측은 호흡속도의 변화를 감지하는 데 유용할 수 있지만, 심층 평가를 위해 심박수를 활용하는 한편, 심전도와 같은 특수 장비가 사용될 수 있다. 혈압을 측정하기 위해 꼬리 또는 몸 전체에 장착 할 수있는 다양한 장치가 있습니다. 점막, 눈, 귀, 입, 코, 항문, 발 및 꼬리의 색상은 마취 깊이를 나타낼 수 있습니다. 이 지역은 적당한 호흡 과 심박수를 건의하는 분홍색이어야 합니다.

모세관 리필 시간을 확인하려면 마취 된 동물의 정점을 누르고 희게 된 영역이 분홍색 색으로 돌아가는 데 걸리는 초를 계산합니다. 1초에서 2초 이상이어야 합니다. 연장된 리필 시간은 동물이 너무 깊이 마취되고 죽음에 가까워질 수 있다는 것을 나타내는 심장 박동 또는 심장 수축의 강도감소를 건의합니다. 마취에서 동물을 제거 한 후, 그들은 지속적으로 주택 지역에서 모니터링하지 않는 한, 마취에서 복구 될 때까지 주택 시설로 반환해서는 안된다.

이제 우리는 설치류 마취 유도 및 유지 보수의 원리와 절차를 배웠으니, 오늘날 생물 의학 연구에서 마취제의 빈번한 응용 프로그램을 살펴 볼 수 있습니다.

아마 설치류 마취에 대 한 가장 일반적인 사용은 수술 전 과 동안. 예를 들면, 여기에서 연구원은 두뇌에 있는 응고 대형에 기인한 치기의 모형을 개발하고 싶었습니다. 이를 달성하기 위해, 그들은 마우스의 마취를 유도한 다음 얇은 창을 만들기 위해 두개골을 뚫었습니다. 그리고 동물이 여전히 진정되는 동안, 이 과학자들은 감광성 염료를 순환에 주입했습니다. 다음으로, 그들은 두개골 혈관에 응고의 형성을 일으키는 드릴 된 두개골을 통해 레이저의 도움으로 사진 활성화를 유도.

설치류 마취가 필요한 또 다른 예는 생리학적 분석을 수행하기위한 것입니다. 예를 들어, 과학자들은 종종 마취 된 동물에 심전도 전극을 사용하여 심장 활동을 모니터링합니다. 또는 초음파 프로브를 사용하여 다이어프램 이동 속도를 결정하여 호흡 속도를 보다 정확하게 정량화합니다.

마지막으로, 마취의 사용은 자궁 실험에서 생존을 미리 알릴 때 필수입니다. 예를 들어, 자궁 에서 전분 --임신한 여성이 마취되는 방법, 발달 배아를 노출시키기 위해 절개가 만들어지고, 전극은 주입된 유전 물질의 배아 세포 섭취를 유도하는 데 사용된다.

당신은 마취 관리 및 유지 보수에 JoVE의 비디오를 보았다. 설치류 마취는 이러한 광범위한 생물학적 실험의 실행을 용이하게하기 때문에 모든 과학자는 실험 전반에 걸쳐 올바른 마취 깊이를 유도하고 유지하는 기술을 보유하는 것이 필수적입니다. 언제나처럼, 시청주셔서 감사합니다!

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수술마취제의 적절한 사용, 또는 다른 잠재적으로 고통스러운 절차, 동물의 웰빙뿐만 아니라, 또한 절차 중에 수집 된 과학적 데이터의 무결성에 대한 뿐만 아니라 중요합니다. 적절한 마취 연대를 선택하는 데 중요한 많은 변수가 있습니다. 마취의 깊이는 밀접하게 모니터링되어야한다, 각 개별 동물은 약물에 다르게 반응 할 수 있기 때문에. 적절한 마취및 신중한 모니터링을 사용하면 동물의 통증과 최소한의 생리적 변화없이 고통스러운 절차를 수행 할 수 있습니다.

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References

  1. Institute for the Laboratory Animal Research. 2011. Guide for the care and use of laboratory animals, 8th ed. Washington (DC): National Academies Press.
  2. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., and Inomata, T. 2015. Vital signs during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64(1). 57-64.
  3. Kent Scientific Corporation. Retrieved from https://www.kentscientific.com/products/productView.asp?productID=6468&Mouse_Rat=CODA+High+Throughput&products=MouseSTAT%AE+Pulse+Oximeter+%26+Heart+Rate+Monitor+Module (accessed 10/15/15)
  4. Szczepan B et al. Intraoperative Physiological Monitoring in Rodent Surgical Research. Retrievd from https://www.alnmag.com/article/2012/10/intraoperative-physiological-monitoring-rodent-surgical-research  (accessed 10/15/15)
  5. Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia. Laboratory Animal Medicine, 2nd ed. Ed Fox, J. G., Anderson, L. C., Loew, F. M., and Quimby, F. W. 2002. Academic Press. San Diego, CA.
  6. Ho, David et al. 2011. Heart Rate and Electrocardiography Monitoring in Mice. Current protocols in mouse biology. 1: 123-139. PMC. Web. 15 Sept. 2016.
  7. Smith, W. 1993. Responses of laboratory animals to some injectable anaethetics. Laboratory Animals. 27. 30-39.

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