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Indução e Manutenção da Anestesia

Overview

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidade de Notre Dame, IN

O Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório ("Guia") afirma que a avaliação da dor e o alívio são componentes integrais do cuidado veterinário de animais de laboratório. 1 A definição de anestesia é a perda de sentimento ou sensação. É um evento dinâmico que envolve mudanças na profundidade anestésico em relação ao metabolismo de um animal, estimulação cirúrgica ou variações no ambiente externo.

Principles

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O monitoramento preciso e constante da anestesia é necessário para manter com segurança a profundidade necessária para um procedimento. Os parâmetros a serem monitorados incluem frequência cardíaca, frequência respiratória, temperatura corporal e níveis de oxigênio no sangue. Para camundongos e ratos, nenhum desses parâmetros é facilmente monitorado devido ao pequeno tamanho do corpo desses animais. Como a frequência cardíaca em roedores é tão rápida, o estetoscópio normalmente usado para auscultação é inadequado para capturar uma frequência cardíaca precisa. O estetoscópio só pode ser usado para detectar a presença ou ausência de batimentos cardíacos. A frequência cardíaca normal para um rato é de 328-780 batidas por minuto, enquanto a taxa regular para um rato é de 250-600 batidas por minuto. As taxas respiratórias em roedores também são elevadas acima do que pode ser contado com precisão usando métodos visuais ou durante a auscultação. A taxa respiratória normal para um rato é de 90-220 respirações por minuto, e para o rato este valor é de 66-144 respira por minuto. Para verificar com precisão a frequência cardíaca e a frequência respiratória, é necessário equipamento de monitoramento eletrônico especializado. Os sensores são implantados cirurgicamente no animal, ou colocados externamente e interagem com a plataforma de monitoramento na qual o animal é colocado. 3,4

A causa mais comum de mortes relacionadas à anestesia em roedores é devido à hipotermia. Roedores têm uma alta proporção de superfície para massa corporal. Além disso, um animal anestesiado perde a capacidade de tremer para manter a temperatura corporal. Assim, o monitoramento da temperatura corporal e o calor suplementado, como uma almofada de aquecimento, são essenciais durante os procedimentos cirúrgicos de sobrevivência. A temperatura corporal normal para um rato é de 96,6-99,7°F (35,8-37,4°C)5 e para um rato é de 96,6-99,5°F (35,9-37,5°C). 5 A maioria dos termômetros foi projetada para animais maiores e modelada após as usadas para humanos. Os termômetros de mercúrio foram largamente substituídos por versões digitais e eletrônicas. Embora os termômetros digitais e eletrônicos tenham sido documentados como precisos quando usados retaridamente, oralmente e no ouvido, seu tamanho é inadequado para pequenos roedores. Sondas retais projetadas especificamente para ratos e ratos estão disponíveis comercialmente, e seu uso é incentivado.

Os níveis de oxigenação sanguínea são usados para avaliar a absorção adequada de oxigênio dos pulmões, resultando na concentração apropriada de oxigênio no sangue arterial de um roedor. O monitoramento da captação de oxigênio também monitora indiretamente a respiração e a ventilação, pois revela se há inspiração adequada de oxigênio e expiração de gases residuais. A frequência cardíaca também está implicada na oxigenação do sangue, pois uma diminuição na frequência cardíaca resultará em uma redução nos níveis de oxigênio, o que poderia causar perfusão inadequada do sangue. 6

O objetivo do anestesista é imobilizar e aliviar adequadamente todas as sensações de dor para um animal com a menor dose ou concentração de anestesia. Avaliar adequadamente a profundidade da anestesia é necessário para alcançar esse objetivo. Há quatro estágios de anestesia e quatro planos dentro do estágio cirúrgico da anestesia. Durante a primeira etapa, o animal fica desorientado. Na segunda fase, há uma fase de excitação com uma taxa de respiração irregular, incluindo a respiração segurando algumas cepas de camundongos e ratos. O reflexo de direita - que é a capacidade de reverter quando colocado em uma posição dorsal - também é perdido.

O estágio três é o estágio cirúrgico da anestesia. No Plano I, os reflexos palpebral e engolidor estão ausentes. Reflexos laríngeos e corneais são perdidos no Plano II. Com os planos I e II, não há amnésia ou efeitos analgésicos; assim, o animal deve chegar ao Plano III antes do início de um procedimento cirúrgico. O plano III cria paralisia dos músculos intercostais que resulta em respiração diafragmática. Embora inicialmente no Plano III haja apenas analgesia parcial, ela progride para completar amnésia e analgesia à medida que o nível de anestesia se aprofunda. É neste nível que o animal é totalmente anestesiado para um procedimento cirúrgico. No Plano IV, o animal foi overdose e pode seguir rapidamente para o Estágio IV.

À medida que o nível de anestesia se aprofunda ainda mais, há complicações que podem resultar na morte do animal. No Estágio IV há paralisia completa tanto dos músculos intercostal quanto do diafragma, que causa apneia grave. Isso resulta em parada respiratória, paralisia medular, colapso vasomotor e, finalmente, morte. As pupilas dilatam, permanecendo fixas em dilatação enquanto os músculos relaxam.

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Procedure

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A escolha adequada dos anestésicos para cirurgia e outros procedimentos potencialmente dolorosos deve ser determinada por um veterinário. Isso se baseia em inúmeros aspectos, incluindo a extensão e duração do procedimento, a espécie e a cepa, a idade e o estado fisiológico do animal.

Anestésicos estão disponíveis como inalantes ou injetáveis. A anestesia cirúrgica pode ser realizada usando uma combinação de anestésicos injetáveis e inaulantes. 2

1. Indução da anestesia ininhada

A anestesia ininhada inclui isoflurano, sevoflurano e desflurano, com isoflurano sendo usado mais comumente. Esses anestésicos são usados com mais frequência porque, com eles, é mais fácil controlar a profundidade da anestesia. A indução da anestesia usando anestésicos de inalação pode ser realizada com um frasco de sino ou uma câmara de indução que é instalada em um vaporizador de precisão.

  1. Jarra de sino
    1. Equipamento: Um pote de sino ou frasco de profanação com uma plataforma perfurada de cerâmica ou plástico, uma bola de algodão, um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano), e um capuz de fumaça ventilado ao ar livre.
    2. Preparação
      1. Use o frasco de sino sob um capô, e não no banco, para evitar a exposição de pessoal a gases anestésicos.
      2. Monte o pote de sino com a plataforma na parte inferior, criando um espaço entre a parte inferior do frasco e a plataforma. Isso é necessário para evitar que o animal entre em contato com anestésico líquido.
      3. Usando luvas de nitrito ou outras luvas impermeáveis, saturar a bola de algodão com anestésico.
      4. Coloque a bola de algodão sob a plataforma no pote do sino.
      5. Fixar a tampa no pote do sino para evitar a fuga do vapor anestésico.
    3. Indução
      1. Coloque o animal no pote do sino deslizando a tampa para um lado.
      2. Uma vez que o animal esteja no frasco, será necessário observar sua atividade e respiração para determinar a profundidade da anestesia.
      3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
      4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, deslize a tampa para um lado, deixando um espaço suficiente para permitir a introdução de uma mão. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente do frasco do sino.
  2. Vaporizadores de precisão
    Vaporizadores de precisão podem ser usados com uma câmara de indução ou uma máscara facial. A máquina anestésico deve ser inspecionada antes de cada procedimento. O anestésico adequado deve ser adicionado se os níveis estiverem baixos. O sistema de limpeza deve ser verificado para garantir que os gases de resíduo sejam totalmente removidos. Para sistemas passivos de anestesia de gás residuais, o recipiente de limpeza deve ser pesado para determinar se ainda é eficaz. Geralmente, um aumento de peso de 50 gramas acima do peso inicial é o ponto em que o recipiente é gasto.
    1. Equipamento
      1. Uma câmara de indução, um vaporizador de precisão, uma unidade de coleta de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
    2. Preparação
      1. Monte a câmara de indução de tal forma que a entrada seja do vaporizador e a saída seja para o sistema de limpeza de gás residuais.
    3. Indução
      1. Coloque o animal na câmara de indução. Algumas câmaras têm uma tampa deslizante, e outras têm uma tampa articulada que trava.
      2. Uma vez que o animal está na câmara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 3-4 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo.
      3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
      4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, lave a câmara com oxigênio antes de remover o animal para evitar a exposição do pessoal a gases anestésicos. Se a câmara de indução for colocada em um capô de fumaça, não é necessário lavar com oxigênio para limpar o anestésico da câmara antes da abertura.
      5. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente da câmara.
  3. Máscara facial
    1. O equipamento inclui um cone ou máscara de nariz de roedor, um vaporizador de precisão, uma unidade de limpeza de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurano, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
    2. Preparação
      1. Monte o cone do nariz ou máscara de tal forma que a entrada seja do vaporizador, e a saída é para o sistema de limpeza de gás de resíduo.
      2. As máquinas anestésicos de roedores geralmente têm um alternador para mudar a entrega de vapor anestésico da câmara de indução para o cone ou máscara do nariz do roedor. Certifique-se de que está devidamente configurado para a entrega anestésico do cone do nariz.
    3. Indução
      1. Como os gases anestésicos têm um cheiro desagradável, muitos animais se oporão a serem mascarados por indução. O método preferido é usar a caixa de indução seguida de manutenção com o cone do nariz. Uma vez que o nariz ou rosto do animal esteja firmemente na máscara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 5 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo e um aumento na luta do animal.
      2. É imprescindível que o animal seja monitorado para respiração, pois uma compreensão muito firme durante a indução pode resultar em asfixia.
      3. Assim que o animal começa a relaxar, o nariz ou a face podem ser ajustados no cone ou máscara do nariz, e a entrega anestésico é reduzida a um nível de manutenção de 1,5-0,5 para isoflurano uma vez que o relaxamento completo é alcançado.

2. Indução de anestesia usando anestésicos injetáveis

Anestésicos injetáveis são principalmente uma mistura de cetamina e sedativos ou relaxantes musculares.

As combinações comuns são: 1) Coquetel de roedores, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml), acepromazina (10 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); 2) cetamina/xilazina 2:1, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); e 3) ketamina/xilazina Mouse Mix, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl). Ao usar o combo cetamina/xilazina, o reforço só deve ser feito com cetamina, não xilazina, devido à meia-vida dessas drogas.

A combinação de cetamina com sedativos e/ou relaxantes musculares precisa ser preparada como uma solução de estoque a partir da qual doses individuais podem ser extraídas. Os agentes devem ser precisamente medidos e diluídos com soro fisiológico estéril para garantir que as doses adequadas sejam administradas aos animais. Como a cetamina é uma substância controlada, a quantidade usada das garrafas deve ser notada em um "Registro controlado de drogas", e as misturas devem ter "Troncos de Substâncias Controladas" individuais. Ao preparar misturas, adicione a cetamina lentamente à garrafa, pois tende a espumar se injetada com força. Uma garrafa estéril de 20 ml é usada para a mistura. As garrafas devem ser devidamente rotuladas com o nome dos compostos, a data mista, a data de validade, o número do lote de cetamina (por ser uma substância controlada) e a dosagem sugerida. A data de validade pode ser determinada até a data do que o ingrediente expira (depende das regras/diretrizes da instalação/estado). Para um registro preciso de cetamina, tanto a garrafa vazia quanto a garrafa cheia devem ser pesadas. Em seguida, os pesos devem ser registrados no rótulo da mistura e na folha de registro de substâncias controladas individual que é preparada para cada garrafa. Armazene misturas de cetamina em uma área escura e controlada pela temperatura para manter a potência.

  1. Preparação do Coquetel de Roedores
    1. O equipamento para preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, uma seringa de 12 cc, Agulhas de 22 g x 1", 1,8 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 1,8 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, 0,6 cc de acepromazina injetável 10 mg/ml, 15,8 cc de soro fisiológico estéril para injeção e um rótulo anestésico.
    2. Elas desenhe 15,8 cc de soro fisiológico e injete na garrafa. Use a seringa de 12 cc e uma seringa de 3 cc e elimine bolhas de ar para medições precisas.
    3. Adicione a cetamina, xilazina e acepromazina à garrafa.
  2. Indução do Coquetel de Roedores
    1. Em geral, o Coquetel de Roedores é usado para anestesia de rato. Devido à variação em resposta ao Coquetel de Roedores em ratos adultos, é melhor usado em ratos com menos de 5 semanas de idade. O Coquetel de Roedores pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação, especialmente em ratos.
    2. O Coquetel de Roedores é geralmente dado aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters Rodent Cocktail a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
    3. Esta solução só é dada intraperitonealmente. Se injetado intramuscularmente, pode haver uma reação severa no tecido.
  3. Preparação de cetamina/xilazina 2:1
    1. O equipamento para a preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, agulhas de 22 g x 1", 10 cc de ketamina injetável 100 mg/ml, 5 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, uma garrafa de 20 ml estéril e um rótulo anestésico.
    2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa.
  4. Indução
    1. A cetamina/xilazina 2:1 é usada para anestesia para ratos, podendo ser usada em conjunto com anestesia por inalação.
    2. A cetamina/xilazina 2:1 é geralmente dada a partir de uma dose de 0,3 cc e aumentada em 0,02 cc com eventos anestésicos subsequentes. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
    3. A cetamina/xilazina 2:1 só é dada intramuscularmente.
  5. Preparação de ketamina/mistura de rato de xilazina
    1. O equipamento Ketamine/xilazine Mouse Mix necessário para a preparação da solução anestéstica inclui seringas de 3 cc, Agulhas de 22 g x 1", 3,6 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 0,4 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, salina estéril de 16 cc (0,9% NaCl), uma garrafa estéril de 20 ml e um rótulo anestésico.
    2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa, fazendo uma solução 9:1 de cetamina à xilazina.
    3. Adicione o soro fisiológico à garrafa, resultando em uma mistura de 1:4 de cetamina/xilazina 9:1 à solução salina.
  6. Indução de cetamina/mistura de rato de xilazina
    1. O ketamina/xilazina mouse Mix também pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação.
    2. A mistura de rato de cetamina/xilazina é geralmente dada aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters ketamina/xilazine Mouse Mix a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
    3. A mistura de rato de cetamina/xilazina pode ser dada intraperitoneally.

3. Avaliação da anestesia

A profundidade anestésico pode ser avaliada testando a resposta a vários estímulos. O movimento voluntário resultará de estímulos físicos do corpo. Consulte a Tabela 1 para obter uma lista de métodos físicos utilizados para avaliação de profundidade anestésica.

Método Procedimento Resposta
Beliscão do dedo do dedo do Estenda a perna e isole a teia entre os dedos dos pés. Esta área é firmemente beliscada usando as unhas ou fórceps atraumáticas. Um reflexo positivo é indicado pela retração da perna ou pela retirada do pé. O animal não está em um plano cirúrgico de anestesia se houver movimento de perna ou corpo, vocalização ou aumento acentuado de respirações.
Pinça de cauda A ponta da cauda é beliscada usando os dedos ou fórceps atraumáticas. Uma reação positiva é indicada por contração ou movimento da cauda. O animal não está em um plano cirúrgico de anestesia se houver movimento da cauda, vocalização ou aumento acentuado das respirações.
Beliscão de ouvido Usando os dedos ou fórceps atrauáticos, aperte a ponta do pinna. Uma reação positiva é balançar a cabeça ou o movimento dos bigodes para a frente. Se houver movimento da cabeça, bigodes, vocalização ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano cirúrgico de anestesia.
Reflexo palpebral Usando uma ponta de dedo, toque no canthus medial (canto interno) do olho. Um reflexo positivo é indicado por um piscar de olhos em resposta ao toque nas pálpebras. Se houver movimento das pálpebras, bigodes ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano cirúrgico de anestesia.
Reflexo corneal Usando um aplicador de ponta de algodão, toque suavemente na córnea (globo ocular). Uma resposta positiva é indicada por um piscar de olhos. Se houver movimento das pálpebras, bigodes ou aumento acentuado das respirações, o animal não está em um plano suficientemente profundo de anestesia cirúrgica.

Mesa 1. Métodos de estímulo físico para avaliar a profundidade anestésico. 2

Também devem ser utilizados indicadores fisiológicos como frequência cardíaca, frequência respiratória, pressão arterial, cor da membrana mucosa e tempo de recarga capilar. Embora observações gerais possam ser úteis para detectar alterações na taxa respiratória dos animais, para utilizar a frequência cardíaca ou pressão arterial para avaliação de profundidade, é necessário equipamento especializado. Se um eletrocardiograma estiver disponível, a taxa e a força dos batimentos cardíacos podem ser medidas. Para medir a pressão arterial, há uma variedade de dispositivos que são instalados sobre a cauda ou mesmo sobre todo o corpo. Os estímulos físicos descritos na Tabela 1 causarão um aumento em todos esses três parâmetros.

A cor das membranas mucosas, olhos, orelhas, boca, nariz, ânus e, em menor grau, as patas e cauda são observadas para mudanças. As áreas devem ser rosadas, indicando respiração adequada e função cardíaca. Quando o animal se move para a anestesia estágio IV, as respirações cessam, resultando em cianose indicada por uma cor azul ou cinza para as membranas mucosas e pele circundante.

O tempo de recarga capilar é definido como a quantidade de tempo necessário para a cor retornar a uma cama capilar externa depois de ter sido branqueada pela aplicação da pressão sobre a área. Um pau aplicador ou um dedo é pressionado sobre as gengivas, pinna ou camas de unha dos animais anestesiados. O número de segundos que leva para a área branca voltar a uma cor rosa não deve ser superior a 1-2 segundos. Um tempo de recarga prolongado sugere uma redução na frequência cardíaca ou força das contrações cardíacas, indicando que o animal pode ser muito profundamente anestesiado e perto da morte.

É importante utilizar vários parâmetros diferentes para avaliar a profundidade anestésica. Usar o mesmo dedo do dedo ou ouvido para pitadas repetidas irá dessensibilizar a área, e a resposta será reprimida e não dará uma avaliação precisa da profundidade anestésico. Use locais alternativos para avaliações de pinça dos dedos e ouvidos. A profundidade anestésico deve ser reavaliada a cada 10-30 minutos durante a cirurgia. 2

Estudos têm demonstrado que há alterações cardiorrespiratórias em um animal anestesiado. Enquanto anestesiados com drogas injetáveis, os animais experimentam uma taxa respiratória estável; no entanto, demonstram variabilidade na produção cardíaca. A resposta aos anestésicos injetáveis tem sido relatada variando muito entre diferentes cepas, portanto é difícil padronizar a dosagem. 7 Agentes ininhalantes tendem a diminuir a taxa respiratória, mas têm um impacto menor no sistema cardiovascular. Como a dosagem da anestesia ininhada é facilmente ajustada ao longo da duração do procedimento, muitas vezes é o método preferido.

A indução e manutenção da anestesia forma um componente integral do cuidado veterinário de animais de laboratório submetidos a qualquer forma de procedimento cirúrgico. O objetivo da anestesia é imobilizar adequadamente o animal e aliviar todas as sensações de dor. Além da indução, é necessário um monitoramento preciso e constante para manter com segurança a profundidade anestésico correta durante todo o procedimento.

Neste vídeo, vamos primeiro discutir brevemente os níveis de anestesia de roedores e que estágio um deve visar alcançar. Em seguida, revisaremos os diferentes métodos de indução e manutenção, várias maneiras de garantir que o animal esteja sempre na fase anestéstica desejada, e finalmente alguns experimentos do mundo real envolvendo o uso de diferentes anestésicos para fins variados.

Vamos começar discutindo os níveis. Há quatro estágios de anestesia e quatro planos dentro do estágio três ou do estágio cirúrgico.

Durante a primeira etapa, o animal fica desorientado. A segunda etapa é marcada por uma taxa respiratória irregular e perda do reflexo de direito. No plano um do estágio três, os reflexos palpebrais e engolindo estão ausentes. Durante o avião dois, os reflexos laríngeos e corneais são perdidos. Até agora, o anestésico não induziu amnésia ou analgesia.

É no plano três que amnésia e analgesia progride de parcial para completa, e o animal é totalmente anestesiado para um procedimento cirúrgico. O plano três também é sinalizado pela paralisia dos músculos intercostais, o que resulta em respiração diafragmática que é respiração rasa. No plano quatro, o animal foi overdose e pode prosseguir rapidamente para o estágio quatro, onde há paralisia completa de ambos os músculos intercostais e diafragma, que pode causar parada respiratória, e, finalmente, levar à morte.

Os anestésicos estão disponíveis como inalatório ou injetável, e um veterinário deve decidir o que usar para que o procedimento seja realizado. Essa escolha baseia-se em inúmeros aspectos, incluindo: a extensão e duração do procedimento, a espécie e a cepa, a idade e o estado fisiológico do animal.

A classe de anestésicos ininhantes comumente usados inclui compostos como Isoflurane, Sevoflurane e Desflurane. Estes compostos permitem um controle fácil da profundidade da anestesia. Existem algumas opções em equipamentos que se pode escolher para administrar anestésicos inalinhantes.

Uma das escolhas é um pote de sino, que deve ser usado sob o capô - e não no banco - para evitar a exposição pessoal aos gases anestésicos. Monte o frasco com uma plataforma perfurada de cerâmica ou plástico, criando um espaço entre a parte inferior do frasco e a plataforma. Em seguida, enquanto usa luvas impermeáveis, saturar uma bola de algodão com anestésico e colocá-la sob a plataforma para que ela repouse no fundo do frasco. Em seguida, proteja imediatamente a tampa para evitar a fuga do vapor anestésico. Para colocar o animal, deslize a tampa para um lado, introduza o animal e fixe-o imediatamente. Na sequência, observe a atividade e as respirações para determinar a profundidade da anestesia, e exponha o animal ao inalador a efeito. Note que a plataforma serve como uma barreira e evita que o animal entre em contato direto com o anestésico líquido.

Uma alternativa ao frasco de sino é uma câmara de indução usada em conjunto com uma máquina vaporizadora de precisão conectada a um tanque de oxigênio. O primeiro passo é garantir que o vaporizador seja preenchido com a quantidade adequada do anestésico líquido. Em seguida, verifique o sistema de limpeza de gás de resíduos. Se for o sistema passivo comumente utilizado, então pese o recipiente para determinar se ele ainda é eficaz. Geralmente um aumento de 50 gramas acima do peso inicial é o ponto em que o recipiente é gasto. O próximo passo é montar a câmara de indução. Certifique-se de que a entrada é do vaporizador e a saída é para o sistema de limpeza de gás de resíduo.

Para começar, coloque o animal na câmara de indução e proteja a tampa. Uma vez que o animal esteja na câmara, primeiro inicie o fluxo de oxigênio à taxa de 1 litro por minuto, e depois ajuste a configuração do vaporizador de precisão para um nível de indução de 3-4 % para isoflurane. Como o pote de sino, exponha o animal ao anestésico para efeito. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, lave a câmara com oxigênio desligando o isoflurane antes de remover suavemente o animal. Isto é para evitar a exposição do pessoal a gases anestésicos.

Outro método para indução de anestesia é através do cone do nariz ou da máscara facial também conectada ao vaporizador de precisão. No entanto, como os gases anestésicos têm um cheiro desagradável, os animais podem se opor a serem mascarados para indução. Além disso, há também o risco de causar asfixia por causa da apreensão muito firme. Portanto, o método preferido é usar a caixa de indução ou o frasco de sino para induzir anestesia seguida de manutenção com o cone do nariz. Na maioria das vezes, a montagem é tal que o cone e a câmara de indução estão conectados ao mesmo vaporizador com um alternador no meio para alternar a entrega de vapor anestésico da câmara de indução para o cone do nariz e vice-versa. Depois de anestesiar o animal na câmara, fixar seu rosto no cone, e alternar o alternador na tubulação para redirecionar o fluxo de gás para o cone do nariz. Monitore a respiração e após confirmar que o animal está relaxado, reduza o anestésico a um nível de manutenção de 0,5 a 1,5 %. Além disso, aplique pomada oftalmômica nos olhos para evitar a secagem da córnea.

Para anestésicos injetáveis, uma mistura de cetamina e outros sedativos ou relaxantes musculares, incluindo Xylazine e/ou Acepromazina. Diferentes combinações podem ser preparadas usando esses compostos. Consulte o texto abaixo para obter razões comumente usadas. Observe que a cetamina é uma substância controlada e, portanto, a quantidade utilizada deve ser notada no Registro controlado de drogas e as misturas devem ter seus troncos de substâncias controladas individuais. Dependendo da espécie, idade e estado de saúde do animal, a mistura e a dose do anestésico são selecionados e a solução pode ser injetada intraperitoneal ou intramuscularmente. Normalmente, anestésicos de injeção e inalação são usados em combinação para alcançar anestesia cirúrgica.

Agora que você sabe como induzir anestesia, vamos aprender sobre avaliação de profundidade anestésico, que é importante monitorar a cada 10-30 minutos para garantir que o animal não seja prejudicado durante o procedimento. Existem vários métodos para fazê-lo em roedores.

Um método comumente usado é o pinça do dedo do dedo do dedo. Estenda a perna do animal e isole a teia entre os dedos dos pés. Em seguida, belisque firmemente a área usando as unhas ou fórceps atraumáticas. Um reflexo positivo é indicado pela retração da perna ou pela retirada do pé. Outro método é a pinça traseira realizada na ponta da cauda. Uma reação positiva é demonstrada por contração ou movimento da cauda. Você também pode beliscar a ponta do pinna, e se houver tremor da cabeça ou o movimento dos bigodes para a frente, então o animal não está no plano cirúrgico da anestesia.

Para verificar a profundidade da anestesia, pode-se também tocar o canthus medial ou o canto interno do olho para provocar o reflexo palpebral - indicado por um piscar de olhos em resposta ao toque das pálpebras. Mesmo que haja movimento das pálpebras, bigodes ou aumento acentuado das respirações, o animal não está no plano cirúrgico da anestesia.

Por fim, pode-se verificar o reflexo da córnea tocando a córnea com o dedo enluvado ou um aplicador de ponta de algodão. Uma resposta positiva é indicada por um piscar de olhos.

É importante alternar entre os locais para avaliar a profundidade anestésico. Usar o mesmo dedo ou ouvido para pitadas repetidas irá dessensibilizar a área e a resposta será reprimida e não dará uma avaliação precisa da profundidade anestésico.

Além desses métodos de avaliação de estímulos físicos, deve-se também monitorar os indicadores fisiológicos, incluindo a frequência cardíaca, frequência respiratória, pressão arterial, cor da membrana mucosa e tempo de recarga capilar. Embora observações gerais possam ser úteis para detectar alterações na frequência respiratória, para utilizar a frequência cardíaca para avaliação de profundidade, equipamentos especializados como eletrocardiograma podem ser usados. Para medir a pressão arterial, há uma variedade de dispositivos que podem ser instalados sobre a cauda ou até mesmo sobre todo o corpo. A cor das membranas mucosas, olhos, orelhas, boca, nariz, ânus, patas e cauda também pode indicar profundidade anestésico. Essas áreas devem ser rosadas, sugerindo respiração adequada e frequência cardíaca.

Para verificar o tempo de recarga capilar, pressione o pinna dos animais anestesiados e conte o número de segundos que leva para a área branca voltar a uma cor rosa. Isso não deve ser mais do que 1 a 2 segundos. Um tempo de recarga prolongado sugere uma redução na frequência cardíaca ou força da contração cardíaca, indicando que o animal pode ser muito profundamente anestesiado e perto da morte. Após a retirada do animal da anestesia, eles não devem ser devolvidos ao conjunto habitacional até serem recuperados da anestesia, a menos que sejam continuamente monitorados na área habitacional.

Agora que aprendemos os princípios e procedimentos de indução e manutenção de anestesia de roedores, vamos olhar para algumas das aplicações frequentes de anestésicos em pesquisas biomédicas hoje em dia.

Provavelmente o uso mais comum para anestesia de roedores é antes e durante a cirurgia. Por exemplo, aqui os pesquisadores queriam desenvolver um modelo de derrame causado pela formação de coágulos no cérebro. Para conseguir isso, eles induziram anestesia em camundongos e, em seguida, perfuraram o crânio para criar uma janela fina. E enquanto o animal ainda estava sedado, esses cientistas injetaram um corante fotossensível na circulação. Em seguida, induziram a fotoativação com a ajuda de um laser através do crânio perfurado para causar a formação de um coágulo na vasculatura craniana.

Outro exemplo em que a anestesia de roedores é necessária é para a realização de análises fisiológicas. Por exemplo, os cientistas geralmente usam eletrodos ECG em animais anestesiados para monitorar a atividade cardíaca. Ou eles usam sondas de ultrassom para determinar a taxa de movimento do diafragma para quantificar com mais precisão a taxa respiratória.

Por fim, o uso da anestesia é obrigatório ao pré-formar a sobrevivência em experimentos uteronômes. Por exemplo, na eletroporação uterá-- método em que uma fêmea grávida é anestesiada, uma incisão é feita para expor os embriões em desenvolvimento, e eletrodos são usados para induzir a absorção celular embrionária do material genético injetado.

Você acabou de assistir o vídeo de JoVE sobre administração e manutenção de anestesia. Uma vez que a anestesia dos roedores facilita a execução de uma gama tão ampla de experimentos biológicos, é imperativo que todo cientista possua a habilidade de induzir e manter a profundidade anestéstica correta durante um experimento. Como sempre, obrigado por assistir!

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O uso adequado de anestésicos para cirurgia, ou outros procedimentos potencialmente dolorosos, é crucial não apenas para o bem-estar do animal, mas também para a integridade dos dados científicos coletados durante o procedimento. Existem muitas variáveis que contribuem para a escolha do regimento anestésico apropriado. A profundidade da anestesia deve ser monitorada de perto, pois cada animal individual pode responder de forma diferente à droga. Com o uso do anestésico adequado e monitoramento cuidadoso, procedimentos dolorosos podem ser realizados sem dor e mínimas alterações fisiológicas no animal.

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