Introduction
L' hémorragie de l' AVC a été observé chez plus de 8% des patients qui souffrent de douleurs neuropathiques, appelé à la douleur post-accident vasculaire cérébral central (CPSP). 1-3 PCSP peut résulter d' un dysfonctionnement somatosensoriel, induisant ainsi l' hypersensibilité et l' allodynie. 4 Cependant , les mécanismes physiopathologiques de dysfonctionnement somatosensoriel dans PCSP demeurent incertaines. Par exemple, la perte de sensations somatiques résultant de désafférentation neuronale dans la région hémorragique cérébral. Hyperalgésie peut être provoquée par l'hyperexcitabilité des neurones nociceptifs centraux ou désinhibition central, 5, 6 , mais les substrats neuronaux qui sont impliqués dans les symptômes PCSP restent inconnus. Certaines études ont suggéré que le préfrontal dorsolatéral cortex (DPFC), rostrale cortex cingulaire antérieur (ACC), amygdale, hippocampe, grise périaqueducale (PAG), medulla ventromédian rostrale, et leurs liens avec l'autre médiation traitement nociceptive. 7 supplémentairesly, cortex préfrontal médian (CPFm) circuits -amygdala se sont révélés être impliqués dans la perception liée à la douleur. 8 Les données sur les mécanismes physiopathologiques de PCSP sont diverses, et l'activation de substrats neuronaux dans PCSP a besoin un examen plus approfondi.
[14 C] -Iodoantipyrine (IAP) absorption est utilisé pour observer indirectement le débit sanguin cérébral régional (DSCr), en supposant une relation entre l' activité cérébrale et CBF. Bien que [14 C] -IAP ne peut évaluer l' activité du cerveau en temps réel, telles que l' imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf), il présente plusieurs avantages. Par exemple, [14 C] -IAP est adapté pour mesurer spontanément se produire des événements du cerveau au cours d' états pathologiques. 9 En outre, [14 C] -IAP absorption est mesurée sans anesthésie. Il en coûte également moins que d'autres méthodes d'imagerie, y compris l'IRMf et la tomographie par émission de positons (TEP). La [14 C] -IAP méthode a été proposée pour être approprié pour measuring douleur spontanée (par exemple PCSP) qui est induite par des lésions du noyau de base ventrale (VB) du thalamus. 9
Le présent protocole décrit comment effectuer la [14 C] -IAP méthode pour évaluer l'implication des substrats neuronaux de PCSP qui est induite par des lésions de la VB du thalamus dans un modèle animal. La technique offre un moyen de déterminer les mécanismes physiopathologiques qui sous-tendent les symptômes PCSP aux niveaux comportementaux et neuronaux.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Le protocole de la présente étude a reçu l'approbation de l'Academia Sinica Institutional Animal Care et Comité d'utilisation à Taiwan.
1. Préparations des animaux
- Obtenir des rats mâles Sprague-Dawley (environ 3-400 g). Maintenir les rats dans une salle climatisée (21 - 22 ° C, 50% d'humidité) sous 12 h 12 h cycle lumière / / obscurité (lumières allumées à 08h00) avec un accès libre à la nourriture et de l'eau.
2. Procédure expérimentale
- Permettre à tous les rats de s'adapter à l'environnement dans leurs cages à domicile pour 1 semaine avant les expériences. Au cours de l'adaptation, effectuer le von Frey et des tests plantaires pour établir des lignes de base.
- von Frey test
- Placez le rat dans une enceinte acrylique (30 cm × 30 cm × 80 cm) pendant 30 min à l'habitation.
- Obtenir filaments von Frey (filament no 11 -. 20) qui ont la même longueur, mais des diamètres différents pour fournir une gammedes forces de 2 à 100 g.
- Pour évaluer le seuil de retrait de la patte dans la patte arrière du rat, utiliser des filaments de von Frey pour stimuler le centre des pattes arrière à travers un orifice de filet sur la plaque acrylique à 5 min intervalles intertrial. Pour enregistrer la pression maximale appliquée, utilisez les filaments dans l' ordre croissant, de bas en haut, jusqu'à ce que la pression maximale appliquée est enregistrée. 10
- Lorsque les rats présentent une réponse de retrait de la patte à la stimulation, enregistrer le nombre de filaments. Déterminer la réponse de retrait dans ce procès selon le stimulus le plus bas.
- Répéter la même procédure immédiatement, pour un total de trois fois de suite sur le même rat. Convertir le nombre de filaments dans la force correspondante (en grammes) et de la moyenne des valeurs.
- Plantar test
- Placez le rat dans un plexiglas boîte transparente (divisée en quatre cadres, 80 cm x 30 cm x 15 cm) pendant 30 min à l'habitation.
- Utilisez un infFaisceau rared pour stimuler le centre de la patte arrière à travers une plaque de verre. Réglez l'intensité de la lumière infrarouge pour obtenir une latence moyenne d'environ 10 secondes de réponse de retrait de la patte. Procéder à un essai en appuyant sur une touche qui active la source de lumière infrarouge et démarre une minuterie à l'état solide numérique. Manipuler la durée du faisceau de lumière infrarouge.
- Notez la durée de la lumière infrarouge lorsque les rats présentent une réponse de retrait de la patte. La plus longue durée ne doit pas dépasser 20 secondes dans chaque essai pour éviter des dommages aux tissus. Utiliser un intervalle entre les essais d'au moins 5 minutes pour éviter la stimulation successive.
- Répétez le test avec trois essais pour les pattes arrière gauche et droite, et calculer la moyenne pour chaque patte arrière pour chaque rat.
- Chirurgie collagénase Lesion
- Anesthetize le rat avec 4% d'isoflurane jusqu'à ce que la perte de la réponse toe-pincement et les réponses somatiques à des stimuli chirurgicaux se produisent. Maintenir l'anesthésie avec 1,5 à 2% isoflurane pendant toute la durée de l'intervention chirurgicale.
- Placez le rat dans un dispositif stéréotaxique avec un coussin chauffant simple à maintenir la température corporelle à 36,5 à 37,5 ° C. Appliquer la crème pour les yeux sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
- Rasez la fourrure avec une tondeuse électrique stérilisées, et faire une incision lisse (environ 2-2,5 cm) avec un scalpel le long de la ligne médiane du cuir chevelu. Nettoyer la peau et le crâne avec une alternance providence iode et une solution d'alcool à 75% pour la désinfection. Au cours de la phase chirurgicale, utiliser 75% d'alcool pour stériliser tous les appareils, les outils, et le plan de travail pour maintenir des conditions stériles. Avant cela, tous les matériaux chirurgicaux doivent être stérilisés dans un autoclave à vapeur.
- Utilisez les gants et des instruments stériles, et percer un petit trou (de 3 mm de diamètre) dans le crâne avec une perceuse électrique au cours de la VB (y compris ventrale noyau postéro thalamique [VPM] et ventrale noyau thalamique postéro [VPL]) du thalamus (3.0 -3,5 mm postérieur, latéral 3,0-3,5 mmà bregma, et 5,5-5,8 mm de profondeur de la surface du crâne).
- Micro-injection 0,5 pi de solution saline normale ou 0,125 U de type 4 solution de collagénase dans le contrôle et les groupes expérimentaux, respectivement.
- Gardez l'aiguille d'injection en place pour 5 minutes supplémentaires pour permettre la diffusion de la drogue.
- Utilisez ciment dentaire pour combler le trou dans le crâne, et suturer l'incision. Après la suture de l'incision, appliquer les anesthésiques analgésiques locaux (lidocaïne pommade) sur la plaie, et les retourner à leurs cages à domicile.
- Après la chirurgie, maison seuls les rats dans des cages en plastique jusqu'à ce qu'ils maintiennent décubitus sternale, et garde au chaud jusqu'à ce récupéré de l'anesthésie.
- Tests comportementaux après récupération chirurgicale
- Après 7 jours de récupération de la chirurgie, répétez les procédures dans les sections 2.2 et 2.3 pour la phase de test. Effectuer les tests de comportement pendant 4 semaines, tout en surveillant l'état de santé et de développement des animaux.
- Anesthetize le rat avec 4% d'isoflurane, et maintenir la température du corps à 36,5 à 37,5 ° C avec un coussin chauffant simple.
- Avec un scalpel, couper deux trous (cm de diamètre 2 chacun) sur la ligne médiane de la partie dorsale des forelimbs et l'intersection de la partie ventrale de l'épaule gauche et la cavité thoracique, respectivement.
- Dissocier la peau et le muscle avec une paire de ciseaux entre les deux trous.
- Branchez une extrémité du PE- 50 tubes (20 cm de longueur) à la veine jugulaire externe à travers le trou ventral. Branchez l'extrémité terminale du même PE- 50 tubes au trou dorsale, et apposer sur la peau.
- Utiliser une seringue pour injecter une solution saline dans la veine jugulaire pour vérifier que le PE- 50 tubesne soit pas obstrué.
- Suturer l'incision, et injecter les rats avec 6 mg / kg de gentamicine (par voie intrapéritonéale).
- Rincer le tube tous les deux jours après l'intervention chirurgicale avec 0,3 ml de solution saline à 0,9%, suivie de 0,1 ml de sérum physiologique avec 20 U / ml d'héparine.
- Une semaine après l'étape 2.6, répétez les étapes 2.2-2.3 pour confirmer que le comportement est stable par rapport à l'étape 2.5 après la récupération chirurgicale.
- Placer le rat dans une cage au repos pendant 5 - 10 min pour l'adaptation.
- L'utilisation d'un séparateur, connectez PE- 50 tube à deux seringues de 1 ml. Remplir une seringue avec une solution saline normale et remplir l'autre avec [14 C] -IAP solution (125 uCi / kg dans un volume de 0,3 - 0,5 ml).
- Injecter le radiotraceur dans la veine jugulaire externe, et remplacer la seringue avec une autre seringue remplie avec du chlorure de potassium 3 M.
- Dix secondes après la inj radiotracerection, injecter 3 M de chlorure de potassium sous une surdose de isoflurane, et sacrifier les animaux selon les méthodes d'euthanasie standard (c. -à- isoflurane d'un vaporisateur pendant 50 min) sur la base des lignes directrices de l'Academia Sinica Institutional Animal Care et Comité d'utilisation à Taiwan.
- Après 1 min, exposer le crâne, et couper le muscle restant. En utilisant rongeurs, décoller la surface dorsale du crâne du cerveau. Coupez les côtés du crâne en utilisant Rongeurs. Ensuite, à l'aide d'une spatule, couper les bulbes olfactifs et les connexions nerveuses le long de la surface ventrale du cerveau, et retirer le cerveau.
- Utilisez température optimale de coupe (OCT) composé de geler le cerveau dans de la glace sèche et méthylbutane (environ -55 ° C). Stocker le tissu cérébral dans un congélateur. 11, 12
- Orienter le tissu dans un microtome avec le cerveau postérieur vers le bas. Utilisez un cryostat pour découper le cerveau en 20 &# 181; sections m d'épaisseur.
- Placer les tranches de cerveau sur des lames de microscope dans un cryostat à -20 ° C, avec un intervalle de 240 um entre chaque tranche.
- Placez les lames de microscope et cinq papiers filtres standard avec la radioactivité graduée dans des cassettes d'exposition pendant 3 jours à -20 ° C. En fonction de la séquence des tranches de cerveau, disposer les lames de microscope de haut en bas. Enfin, placer les papiers filtres dans le fond des cassettes. 12
- Retirez l'écran de phosphore à partir des cassettes d'exposition, et d' utiliser un imageur mode variable à lire l'écran de phosphore et de générer des images pour montrer [14 C] -IAP absorption pour les tranches de cerveau.
Analyse 3. Données
- Après l'étape 2.9.4, ajuster les images à l'aide de la statistique Parametric Mapping (SPM) et le logiciel ImageJ. Reconstruire toutes les images à l'aide des sections en série coronales. Lisser et normaliser les images selon un modèle de cerveau de rat de référence.12, 13
- Pour les évaluations quantitatives, mesurer la région d'intérêt (ROI) des images du cerveau en utilisant le logiciel ImageJ pour déterminer l'intensité du signal de pixel, et utiliser un logiciel statistique pour l'analyse. 12, 13
- Pour étudier les liens entre les différents noyaux cérébraux, utiliser MATLAB logiciel d'analyse de corrélation pour afficher le rapport de la radioactivité dans une matrice de corrélation interrégionale, et de visualiser les matrices comme des cartes de couleur. Enfin, utilisez un logiciel Pajek pour l' analyse de réseau. 12, 13
- Utilisez 2 × 5 dans les deux sens d'analyse mixte de variance (ANOVA), avec le groupe et semaines en tant que facteurs, de comparer la durée de tolérance à la chaleur dans le test plantaire et force mécanique dans le test von Frey dans les groupes fictifs et PCSP au départ et semaines 1 - 5. Utiliser un 2 × 31 ANOVA à deux voies pour mesurer le taux de radioactivité selon le groupe et la zone du cerveau. Le cas échéant, procéder à la différence Honnêtement significative de Tukey (HSD) de tests post hoc. Calcorrélation cule Pearson coefficients pour évaluer les corrélations entre toutes les zones du cerveau sélectionnées dans le simulacre et les groupes PCSP.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
La figure 1A représente la chronologie expérimentale. Les rats ont été assignés à l'imposture et les groupes PCSP pour les tests de comportement (c. -à- von Frey essai et plantaire test). Le premier jour de l'expérience a servi de base, et des tests ont été répétés aux semaines 1 - 5. PE-50 cathétérisme a été réalisée dans la veine jugulaire externe à la semaine 4. Héparine (20 U / ml, 0,1 ml / jour) a été injecté au cours semaine 4 et 5. Cinq minutes après l'injection d'héparine, [14 C] a été injecté -IAP, suivi 10 secondes plus tard par une surdose d'anesthésique au sacrifice. Une minute plus tard, les rats ont été décapités et des tranches de cerveau octobre enrobées ont été effectuées. La Figure 1B représente les rats dans un dispositif chirurgical stéréotaxique, les sites canule d'implantation, et le plan histologique des coupes de cerveau sur la base d' un rat atlas du cerveau. La figure 1C montre le trou de droite de la veine jugulaire externe en rouge, l'emplacement du tube PE- 50, etmontage expérimental final.
La figure 2A montre des tranches de cerveau qui ont été exposés dans les cassettes. L'écran de substance fluorescente a été analysée à l'aide d'un imageur en mode variable. Échantillon et données standard pour les tranches de cerveau ont ensuite été analysées. La figure 2B montre les courbes autoradiographiques standard. Le panneau de gauche montre la relation entre l' intensité de l' image (pixel / mm 2) et le nombre de radioactivité par minute (CPM), donnant ainsi l'équation linéaire prédite suivante: Y = 44.542X + 196.24. Le panneau de droite montre que la résolution (pixel / mm 2) a été amélioré que le temps d' une exposition accrue (en jours). La résolution optimale a été observée le jour 4.
La figure 3A montre le montage expérimental pour le test plantaire, qui évalue la douleur thermique. Le groupe CPSP a montré une diminution significative du seuil de retrait de la patte
La figure 4A montre les ROIs dans un atlas anatomique. L'analyse de retour sur investissement a montré que l' activation du cortex infralimbic (IL), le cortex prélimbique (PRL) et cingulaire zone de cortex 1 (Cg1) était significativement plus élevée dans le groupe PCSP dans l'hémisphère droit, à l'exception du VB (figure 4B) .
Les différences dans les corrélations inter-régionales de DSCr ont été observées entre les groupes PCSP et faux dans l'hémisphère droit (figure 4C). La matrice (Z-st Fisheratistics) de toutes les régions a été analysée en utilisant la corrélation de Pearson. Figure 4C montre des différences dans les corrélations inter-régionales de l'implication des substrats neuronaux dans le groupe CPSP. substrats neuronaux liés à la douleur ont été déterminés en analysant les différences dans les corrélations inter-régionales de DSCr. Les lignes rouges dans la figure 4D indiquent des corrélations positives significatives, et les lignes bleues indiquent des corrélations négatives significatives.
Figure 1. Experimental Chronologie de lesioning l'ventral Basal Nucleus (VB) du thalamus à Provoquer Post-Stroke Central Pain (CPSP) et Injecter [14 C] -IAP. (A) lésions noyaux basales ventrales pour induire le CPSP pour les évaluations et les injections de [14 C] -IAP comportementaux pour mesurer l'activation de substrats neuronaux qui sont impliqués dans PCSP. (B) Emplacement du VB. (C) [14 C] -IAP injections. Barre d' échelle = 1 mm. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Courbes standard autoradiographiques. (A) Exemple de courbes standards ont été obtenus pour différents temps d'exposition et de résolutions d'image. (B) de la courbe standard de l' intensité de l' image et CPM et courbe standard de résolution temporelle et l' exposition. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une plus grande version de ce chiffre.
Figurer 3. Le Test Plantaire (Thermal Pain) et von Frey Test (douleur mécanique) ont été menées dans les groupes Sham et PCSP à Baseline et Semaines 1 - 5. (A) rats PCSP présentait un seuil de retrait inférieur de la patte dans le test plantaire ( à- dire, moins de tolérance à la chaleur) par rapport aux rats sham, indiquant une plus grande douleur thermique. (rats B) de PCSP présentait un seuil inférieur de retrait de la patte dans le test von Frey par rapport aux rats sham, ce qui indique une plus grande douleur mécanique. SEM, l'erreur standard de la moyenne. Astérisques vert (*) indiquent une différence significative par rapport au groupe témoin. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4. ROI Analyse et Relation entre Inter-RCorrélations EGIONAL Entre Neural Substrats impliqués dans CPSP. (A) les zones du cerveau ont été déterminés et analysés par la formulation du rapport. (B) Le ROIs dans l'IL, PRL, Cg1 et VB étaient significativement différents dans l'hémisphère droit. (C) Analyse de DSCr dans les zones du cerveau sélectionnées. (D) corrélations inter-régionales entre les régions du cerveau. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dans les tests de comportement, le groupe PCSP présentait des réductions du seuil de retrait de la patte dans le test de la douleur thermique et force mécanique dans le test von Frey à l' inclusion et les semaines 1 -. 5. Les résultats étaient compatibles avec une étude précédente 14
La [14 C] -IAP méthode repose sur l'intensité de pixel des images du cerveau pour l'analyse quantitative des différentes tranches de cerveau. Pour évaluer les données des images du cerveau, l'intensité du signal de pixel a été défini. Dans la présente étude, le signal de fond de l'environnement a été défini comme 25,811 à 46,979 CPM. Le signal de la [14 C] -IAP 0,001 uCi papier filtre a été défini comme 42 CMP. L'intensité du signal de pixel était <0,001 uCi servant de l'intensité d'arrière-plan. L'intensité de pixels de cinq papiers filtres a été déterminée à 0,001, 0,01, 0,1 et 10 uCi, servant de pixel d'échelle de gris pour chacune des images du cerveau. [14 C] a montré la radioactivité -IAP apcorrélation ositive avec une intensité de pixel et de la radioactivité compter sur une échelle logarithmique. Par conséquent, la procédure peut être suivie pour l'étalonnage de la [14 C] -IAP radioactivité au pixel d' intensité.
Lors de l' exécution du [14 C] -IAP protocole expérimental, certains points doivent être pris en considération. Par exemple, la veine jugulaire externe peut se bloquer et les expérimentateurs ont besoin pour assurer la perméabilité du PE- 50 tubes avec de l'héparine chaque jour. En outre, l'emplacement des sites de lésion peut parfois être déplacé, ce qui entraîne des symptômes PCSP non significatifs. Avant les injections, la précision des sites d'injection et des emplacements par rapport à la bregma doit être confirmée. L'angle et le volume de chaque injection doivent également être déterminés avec précision.
Limitations des images du cerveau doivent également être pris en considération. Distorsions des images du cerveau peuvent se produire après l'exposition des tranches de cerveau dans les cassettes à un écran luminescent. Le cerveau imagements doivent être normalisées à un atlas du cerveau standard en utilisant un programme d'analyse d'image pour éviter les distorsions potentielles dans les images du cerveau. En outre, les différents isotopes peuvent donner des résultats différents en raison de leurs différents mécanismes et action. Par exemple, le métabolite et le mécanisme d'action de [18F] -fludeoxyglucose (FDG) sont semblables au glucose. Par conséquent, le [18F] -FDG images ont été montrés être similaire à la voie du métabolisme du glucose. En outre, la demi-vie de [18F] FDG est courte; Par conséquent, il doit être combiné avec du PET pour générer les images. [201 Tl] est adapté pour évaluer la perfusion myocardique du flux sanguin en utilisant un seul photon tomographie d' émission. Par conséquent, le choix d'un isotope approprié pour évaluer des images du cerveau est importante.
L'application de la [14 C] -IAP méthode pour évaluer l' activation du cerveau en CPSP est moins coûteux que d' autres techniques de cartographie du cerveau (par exemple, TEP et IRMf). Til [14 C] -IAP méthode est adaptée aux événements qui se produisent spontanément, mais il ne peut pas être utilisé pour la cartographie du cerveau en temps réel. Le procédé est différent des autres techniques de cartographie du cerveau, tels que le PET et IRMf. En outre, le présent [14 C] protocole -IAP peut mesurer des changements subtils dans DSCr en toute condition pathologique.
La [14 C] -IAP procédé peut être utilisé pour tester les voies de la douleur classiques, tels que le faisceau spino - thalamique (STT), le thalamus médian (MT) -ACC, et des circuits neuronaux CPFm-amygdale. L'activation de chacune de ces voies impacts les autres. L'activation de ces voies dans CPSP a été détaillée dans notre précédent article 12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à dévoiler.
Acknowledgments
La présente étude a été soutenue par des subventions du Conseil national de la science au Dr Bai-Chuang Shyu (NSC 99-2320-B-001-016-MY3, NSC 100-2311-B-001-003-MY3 et NSC 102-2320- B-001-026-MY3). Ce travail a été mené à l'Institut des sciences biomédicales, qui a reçu un financement de l'Academia Sinica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic: | |||
| Isoflurane | Halocarbon Products Corporation | NDC 12164-002-25 | 4% |
| Surgery | |||
| homeothermic blanket system | Harvard Apparatus | Model 50–7079 | body temperature were maintained at 36.5 - 37.5 °C. |
| 10 µl micro syringe | Hamilton | 80008, Model 1701SN | injected with collagenase |
| polyethylene-50 tubing | Becton, Dickinson and Company | 427411 | catheterized into external jugular vein |
| 1 c.c syringe | Terumo Medical Products | SS-01T | injected with 14C-IAP and saline. |
| saline (Sodium Chloride 0.9 gm) | Taiwan Biotech Co., LTD. | 100-130-0201 | To flush the tube |
| Drugs | |||
| type 4 collagenase | Sigma | C5138-500MG | 0.125 U |
| Gentamicin | Sigma | G1264-250MG | 6 mg/kg |
| Heparin | Sigma | H9399 | 20 U/ml; 0.1 ml/day |
| 14C-iodoantipyrine (IAP) | PerkinElmer | NEC712 | 125 mCi/kg in 300 ml of 0.9% saline |
| Potassium chloride | Merck | 1.04936.1000 | 3 M |
| Behavior system: | |||
| von Frey esthesiometer | Fabrication Enterprises, Inc. | Baseline Tactile Monofilaments 12-1666 | mechanical hyperalgesia was assessed by measuring the withdrawal response to a mechanical stimulus |
| plantar test apparatus | IITC Life Science | IITC 390G Plantar Test | Thermal hyperalgesia was assessed by measuring the hind paw withdrawal latency in response to radiant heat. |
| Brain slice: | |||
| Optimal Cutting Temperature compound | Sakura Fintek Inc | 4583 | embedded the brain |
| dry ice | frozen in dry ice/methylbutane (approximately −55 °C) | ||
| methylbutane | Sigma | M32631-1L | frozen in dry ice/methylbutane (approximately −55 °C) |
| Cryostat | Leica Biosystems Nussloch GmbH, Germany | Leica CM1850 | Coronal brain slice were sectioned on this machine. |
| Data analyze | |||
| exposure cassettes with a phosphor screen | Amersham Biosciences | 20 cm x 25 cm | The slices were dried on glass slides and placed alongside five standard filter papers with graded radioactivity. All of the slides were exposed to the cassettes at −20 °C. |
| γ-counter | Beckman Coulter | Beckman LS 6500 Liquid Scintillation Counter | To measure the radioactivity count of the filter papers. |
| Typhoon 9410 Variable Mode Imager | GMI, Inc. | WS-S9410 | To read phosphor screen which was exposed by brain slice |
| Statistical Parametric Mapping (SPM) | Wellcome Centre for Neuroimaging | version 8 | all of the brains were averaged to create the final brain template. To determine significant differences between the images in these two groups, the images were derived by subtracting the sham group from the CPSP group. |
| ImageJ | http://imagej.nih.gov/ij | version 1.46 | Adjacent sections were aligned both manually and using Stack- Reg, an automated pixel-based registration algorithm in ImageJ software. All of the original three-dimensionally reconstructed brains were smoothed and normalized to the reference rat brain model. |
| Matlab | MathWorks | version 2009b | used Pearson correlation coefficients to examine the relationships between the CPSP and sham groups. An inter-regional correlation matrix was calculated across animals from each group. |
| Pajek | http://Pajek.imfm.si/ | version 3.06 | Graphical theoretical analysis was performed on networks defined by the above correlation matrices using Pajek software. |
References
- Finnerup, N. B. A review of central neuropathic pain states. Curr Opin Anaesthesiol. 21 (5), 586-589 (2008).
- Andersen, G., Vestergaard, K., Ingeman-Nielsen, M., Jensen, T. S.
- Chen, B., Stitik, T. P., Foye, P. M., Nadler, S. F., DeLisa, J. A. Central post-stroke pain syndrome: yet another use for gabapentin? Am J Phys Med Rehabil. 81 (9), 718-720 (2002).
- Greenspan, J. D., Ohara, S., Sarlani, E., Lenz, F. A. Allodynia in patients with post-stroke central pain (CPSP) studied by statistical quantitative sensory testing within individuals. Pain. 109 (3), 357-366 (2004).
- Klit, H., Finnerup, N. B., Jensen, T. S. Central post-stroke pain: clinical characteristics, pathophysiology, and management. Lancet Neurol. 8 (9), 857-868 (2009).
- Kumar, G., Soni, C. R. Central post-stroke pain: current evidence. J Neurol Sci. 284 (1-2), 10-17 (2009).
- Denk, F., McMahon, S. B., Tracey, I.
- Ji, G., et al. Cognitive impairment in pain through amygdala-driven prefrontal cortical deactivation. J Neurosci. 30 (15), 5451-5464 (2010).
- Jungehulsing, G. J., et al. Levetiracetam in patients with central neuropathic post-stroke pain: a randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Eur J Neurol. 20 (2), 331-337 (2013).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53, 55-63 (1994).
- Jay, T. M., Luciqnani, G., Crane, A. M., Jehle, J., Sokoloff, L. Measurement of local cerebral blood flow with [14C]iodoantipyrine in the mouse. J Cereb Blood Flow Metab. 8 (1), 121-129 (1988).
- Lu, H. C., Chang, W. J., Kuan, Y. H., Huang, A. C., Shyu, B. C. A [14C]iodoantipyrine study of inter-regional correlations of neural substrates following central post-stroke pain in rats. Mol Pain. 11 (1), (2015).
- Wang, Z., et al. Functional brain activation during retrieval of visceral pain-conditioned passive avoidance in the rat. Pain. 152, 2746-2756 (2011).
- Wasserman, J. K., Koeberle, P. D. Development and characterization of a hemorrhagic rat model of central post-stroke pain. Neuroscience. 161 (1), 173-183 (2009).
![Mesures autoradiographiques de [<sup> 14</sup> C] -Iodoantipyrine dans le cerveau de rat Après post-AVC Central Douleur](https://cloudfront.jove.com/CDNSource/teasers/53947.jpg)
