Introduction
Plantecellevegg er en dynamisk struktur. Voksende celler er omgitt av en primær cellevegg, den organisasjon som gjør det mulig for cellene å ekspandere. Celler som slutter å vokse innskudd et mer rigid sekundær vegg som forbedrer den mekaniske støtte av anlegget. Begge cellevegger er sammensatt av cellulose-mikrofibriller innleiret i en matriks av polysakkarider med ulike strukturer (f.eks, hemicellulose og pektin) som varierer på tvers av forskjellige utviklingsstadiet og vev 1,2. Cellulose blir syntetisert som kjeder av (1,4) -β-D-glukan som er tett innrettet for å danne microfibril av en krystallinsk struktur. Amorf cellulose refererer til regionene hvor glukan kjedene er mindre bestilt. Forholdet mellom de krystallinske og de amorfe domenene er en parameter tenkt å påvirke de mekaniske egenskapene til celleveggen, ved å tilveiebringe mekanisk styrke og viskoelastiske egenskap, henholdsvis tre. Flere fremgangsmåter har værtutviklet for å oppdage og kvantifisere de to formene for cellulose arrangement, blant dem røntgendiffraksjon og krysspolarisering / magisk vinkel spinne solid-state NMR 4. Røntgendiffraksjon kan anvendes for å bestemme andelen av krystallinske versus amorfe cellulose domener i prøven 5. En alternativ metode benytter fraksjonering av celleveggen innhold i syre-uløselig og syre-løselig materiale, for å skille mellom krystallinske og amorfe cellulose eller andre polymerer, henholdsvis. I denne tilnærmingen, er inkorporering av merket glukose ([14C] glukose) som benyttes for å kvantifisere cellulose 6,7. Disse fremgangsmåter krever store volumer av plantemateriale for hele organ analyser, i beste fall, og dermed er ikke tilstrekkelig følsomme for vev-spesifikk variasjon i celleveggstrukturen. Visualisering av cellulose-mikrofibriller på celle oppløsning kan oppnås på levende bilde studier kombinert med fluorescerende fargestoffer 8,9, som kan identifisere endringer iorienteringen av cellulose mikrofibriller. Imidlertid er disse fargestoffer ikke anvendes for kvantifisering, de er ikke spesifikke for krystallinsk cellulose og kan forstyrre den normale struktur av celleveggen 8. Polscope er en avbildningsteknikk som er avhengig av evnen til krystallinsk cellulose for å splitte lysstråler og retardere en del av lyset 10. Lys retardasjon er sterkest for mikrofibriller som ligger vinkelrett på retningen av lys forplantning. For mikrofibriller med lik orientering, jo høyere grad av krystallinitet, det større lyset retardance 11. Derfor er polscope brukt til å studere både de relative nivåer og orientering av cellulose mikrofibrillene.
Røtter utviser lineær vekst, i løpet av hvilke celler som kommer fra stamcelle nisje, på spissen av roten, gjennomgår en serie av celledelinger, før de raskt utvide 12. Cellene som omfatter roten utvides i en ensrettet (anisotrop)måte, som diktert av lavmolekylære aliserte hormoner som påvirker egenskapene til celleveggen 13. Differensial svar på hormoner, i tid og rom, et middel for å sikre vekst 14 balanserte organ. Følgelig kan høy oppløsning analyse av celleveggstrukturen gir viktig informasjon som er nødvendig for å forstå sammenhengen mellom celletype-spesifikke responser på hele organveksten. Her rapporterer vi gjennomføring av polscope å studere vev-spesifikk akkumulering av krystallinsk cellulose i Arabidopsis røtter, som observert i høy kvalitet anatomiske deler. Denne metoden har nylig oppdaget celletype-spesifikk akkumulering av krystallinsk cellulose som reaksjon på romlig perturbasjon av hormonell aktivitet 15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Plantevekst
- Surface sterilisere frø.
- Steril frø (opp til 30 mg) ved våt eller tørr metode. Som et eksempel, for tørr steriliseringsmetode, tilsett 1 ml is-HCl 37% i 50 ml blekemiddel, i et begerglass i en lukket eksikkator i minst 4 timer og opp til over natten. Utfør dette trinnet i en kjemisk hette.
- Spre sterile frø på plater med 0,8% plante agar i 0.5x Murashige & Skoog (MS) medium. Pakk platene med Parafilm eller porøs tape og dekk med aluminiumsfolie.
- Oppbevar platene ved 4 ° C i 1 - 4 dager for å fremme ensartet spiring.
- Overfør platene til et vekstkammer egnet for dyrking av frøplanter Arabidopsis. Plasserer platene vertikalt for å opprettholde rotvekst på toppen av agarmedium og for å hindre inntrengning.
- Overfør frøplanter til fiksativ 7 dager etter spiring (DAG).
2. Fiksering
- Forbered 50 ml Richardson løsning;n ved å blande like volumer av 1% Boraks (buffer middel), 1% metylen blå og 1% Azure (histologiske farvestoffer) i dobbeltdestillert vann. Filtrer gjennom en sprøyte Driven 0,22 um PVDF filterenhet før bruk.
- Forbered 50 ml fiksativ: 1,25% glutaraldehyd i 0,05 M natriumkakodylat (buffering agent).
Merk: Disse materialene er giftige og må håndteres i en kjemisk hette. - Tilsett 100 ul av Richardson-oppløsning (se 2.1) til fikseringsløsning (se 2.2) for å oppnå den endelige fikseringsløsning.
- Mark hver brønn av en 6-brønns plate med tilsvarende prøvenavnet.
- Legg 2 - 3 ml endelig fikseringsløsning (se 2.3) inn i brønnene, slik at spirene, en gang overført, vil være full dekning i væske.
- Nøye å overføre, ved hjelp av tang, opp til 10 frøplanter til hver brønn. Tett platene ved hjelp av Parafilm. Oppbevar ved 4 ° C, i mørket, i minst én natt, og opp til en uke.
3. Dehydrering
- <li> Dehydrate frøplanter. Overføre dem mellom brønnene av nye 6-brønns plater, som inneholder økende konsentrasjoner av etanol, som beskrevet her: 10% etanol i 15 min; 30% etanol i 15 min; 50% etanol i 15 min; 70% etanol i 15 min; 85% etanol i 15 min; 95% etanol i 15 min; 95% etanol ved 4 ° C natten over, ved minimum. Håndtak frøplanter ved nøye å gripe dem av deres cotyledons, foret med plast pinsett.
4. Infiltrasjon
- Forbered infiltrasjon medium. Blande innholdet av en pose av den historesin settet aktivatoren med 50 ml basisk harpiks væske sett i en liten glassflaske. Rør med magnet i 20 min. Infiltrasjon medium kan holdes ved 4 ° C i et par uker.
- Mark hver brønn av en ny 6-brønns plate med tilsvarende prøvenavn og fyll med 2 - 3 ml av infiltrasjon medium.
- Overfør frøplantene fra 95% etanol-løsning for å infiltrasjon medium ved hjelp av tang. Pass på at spirene er fully dekket av mediet.
- Oppbevar ved 4 ° C i minst 4 dager, for å sikre maksimal penetrasjon inn i plantevevet.
5. Block Forberedelse
- Plassere små etiketter, blyant-merket med prøvenavnet inne hver brønn for å bygge muggsopp.
- Forbered innstøpningsmediet ved tilsetning av 1 ml herder til 15 ml infiltrering medium (se 4.1). Ikke forsøk å forberede et volum mindre enn 15 ml, for å unngå Polymerisasjon problemer.
- Fylle halvparten av hver brønn i formen med 200 ul innstøpningsmediet og dekkes med et overliggende film stykke skåret til formen form, men til en størrelse 1 mm større på hver side. Inkuber ved romtemperatur i minst 2 timer, for å tillate polymeriseringen. Ikke overstige 5 timer.
- Fremstille en ytterligere batch av innstøpningsmediet (se 5.2) og holder på is, for å unngå polymerisasjon mens rotspissene blir anordnet i formen.
- Skjær hver rot spissen under en dissekere omfang ved hjelp av skalpell og svært nøye posisjon it: vertikalt for tverrgående partier eller horisontalt lengdesnitt på ca 2 - 3 mm fra støpeformen periferien. Fyll formen helt med blokkering løsning og cover med en overhead film. Legg merke til at den blokkerende løsning vil krympe svakt når den er polymerisert.
- Oppbevares ved romtemperatur i 2 timer som minimum.
- For å tørke blokkene, plasserer i en eske med tørr silikagel og la ved romtemperatur natten over, ved minimum.
6. Seksjonering
- Forbered glass kniver fra glass stenger med en kniv maker. Bruk glasskniver for vev seksjonering. Skjær glasstav til en firkant og deretter kutte diagonalt for å produsere to kniver, ved hjelp av en diamant scoring verktøyet.
- § blokker i 2 - 3 mikrometer bredde skiver, ved hjelp av en seksjonerings maskin. Plasser stykker på en glassplate, på toppen av destillert vanndråper og plasserer lysbildet på en varmeblokk satt til lav varme (50-60 ° C) inntil vannet fordamper.
- Fortynn Richardson-løsning (se 2.1) til 0,2% av den opprinnelige løsningen og bruker 1 ml av den til å dekke skiver. Sted på varmeblokk i 5 sek og vaskes deretter med destillert vann.
- Tørk lysbildet på en varm plate. Observere under et dissekerende omfang og merke på baksiden av sleiden med en markør, for å indikere posisjonen til skiver av interesse, for å lette deres senere identifikasjon under mikroskopet.
- Tilsett 100 monteringsmedium og dekke med et dekkglass.
8. Image Acquisition
- Plasser dekket lysbildet som inneholder de grunn seksjoner under et lysmikroskop utstyrt med Polscope system egnet til å skaffe retardance informasjon og en polarisator / interferens optisk filter (figur 1 AD).
- Velg forstørrelse som tillater klar visualisering av hele prøven (f.eks 40X i denne studien) og fokusere mikroskope på et tomt felt som inneholder blokk delen, men ingen rot delen. Prøv å finne en ren region uten kviser. Bruk denne regionen til å sette bakgrunnen.
- Sett imaging system og programvare parametere: Still utvalg til 17 nm. Påfør "Auto Exposure" og få bakgrunnsbildet fra det tomme feltet (se 8.2). En bakgrunnsbilde er brukt per eksperiment.
9. Polscope Analyse av Cellulose Microfibril Orientering
- Analyse av lengdesnitt.
- Plasser et lysbilde som inneholder lengdesnitt under mikroskopet og få en retardance bilde av den. Fokus mikroskopet på en rot delen av interesse. Gi et nytt filnavn.
- Ta et abrio bilde (bilde med utviklingshemning informasjon) gjennom «Live Abrio" -vinduet. Være sikker på å fange opp en del som inneholder celleveggen, som kan identifiseres av farget cellulose løper langs periferien av cellen, som vist i figur 2C.
- Bildeanalyse.
- Dobbeltklikk på den aktuelle bildet i bildebunken. Velg "Orientering Pseudo farge" i "Skjerminnstillinger" -kategorien.
- For å estimere cellulose microfibril vinkel, stemmer overens med tilsvarende skyggen av celleveggen til den i fargehjulet.
MERK: fargehjulet i figur 2C reflekterer den langsomme akse for lys som ligger langs den microfibril som angir retningen langs den lange aksen av mikrofibrillene. Vinkelen av cellulose mikrofibriller er vinkelen angis av fargen og den lange aksen av cellen. For eksempel viser elongating celle i det innfelte cyan farge, skråstilt med omtrent 90 ° i forhold til lengdeaksen av cellene. - For å kvantifisere den gjennomsnittlige microfibril vinkel i celleveggen, bruk "retardance og Azimuth Stamp" verktøy fra verktøylinjen i programvaren. Mens du velger verktøyet, pek og klikk på regionen av interesse i den oppnådde bildet.
MERK: Denne will resultat i visningen av vinklene (azimuth) i grader (Figur 2C). - I en alternativ åpen tilgang polarisert lys bildeanalyse programvare, lunsj "Pol-Analyzer" plugin fra plugin menyen. I den nye åpnet vinduet, velg "Birefringence" fanen og åpne og deretter lagre bakgrunnsfilen og bildefilen.
- I bildevinduet, velg "Specs." og justere 'ROI pikselstørrelse "(bruk 5 piksler for denne studien). I "Specs." vinduet, velg "Vis verdiene i resultattabellen".
- Bruk polygonverktøyet til å markere regionen av interesse i bildevinduet. Velg "Orientering Lines" for å få orientering av cellulose microfibril.
MERK: Dette vil resultere i visning av vinkler (azimuth) i grader.
NB: Den gjennomsnittlige vinkel beregnes ved en av de to metoder bør deretter normalisert til posisjoneringen av roten snitt langs sleiden. For å korrigere for avvik fraden horisontale posisjoneringen av hele roten snitt langs sleiden, kvantifisere den gjennomsnittlige microfibril vinkelen på cellevegg som flankerer i cellen langs lengdeaksen (det vil si vinkelrett på delen og langs rotvekst aksen, figur 2C). Denne vinkelen er 180 ° når roten seksjonen er nøyaktig plassert langs lysbildet. For beregning av microfibril vinkel, trekker gjennomsnittet målt microfibril vinkelen på flankecelleveggen fra 180 °. Tilsett resulterte differansen til den gjennomsnittlige målte microfibril vinkel av celleveggen som ligger flatt på lysbildet.
10. Polscope Analyse av krystallinsk cellulose Opphopning
- Bruk tverr (kryss) seksjoner. Legg merke til at krystallinsk cellulose akkumulering kan bare sammenlignes mellom celler når deres cellulose-mikrofibriller er innrettet på et tilsvarende vinkel (som bestemt i 9).
- Dobbeltklikk på den aktuelle bildet i bildebunken. Velg "Pseudo farge "i" Skjerminnstillinger fanen ".
- For å måle retardance. Zoome inn på bildet. Velg "Region" og merke alle regioner av interesse. Flytt til "målinger" -fanen og "Kopier til utklippstavlen" alle verdier.
- Overføre dataene til Excel og trekke ut nødvendig informasjon (gjennomsnittlig regionen retardance). Normaliserer dataene.
MERK: For å ta hensyn til forskjeller i tykkelse mellom skiver, uttrykker de verdier i forhold til en bestemt cellevegg kant i lysbildet. For å normalisere, dele den gjennomsnittlige retardance svarende til celleveggen av interesse ved den gjennomsnittlige hemming av en annen cellevegg i det samme bildet. For eksempel ble den ytre epidermal celleveggen normalisert til den indre kortikale celleveggen i vårt studium.
- Overføre dataene til Excel og trekke ut nødvendig informasjon (gjennomsnittlig regionen retardance). Normaliserer dataene.
- Gjenta målinger i minst 3 deler per rot, med minimum 3 røtter per prøve.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi studerer effekten av celletypespesifikke responser til brassinosteroids (BRS), ved hjelp av Arabidopsis roten som modell organ 15-17. Når BR reseptoren BRI1 er målrettet, i bakgrunnen av bri1 mutant, til en undergruppe av epidermale celler som kalles non-hårcellene (figur 2A, B), hemmer det enveis celle utvidelse av nabocellene, og hel-rotvekst 15. Polscope analyse ble utført for å vise mekanismen bak denne inhibering. Langsgående deler av rot innhentet fra villtype og fra linjer som uttrykker BRI1 i ikke-hårceller bare, viste tilsvarende orientering av cellulose-mikrofibriller (figur 2C, D, og som forklart i 9.2.3), som muliggjør sammenligning av den relative akkumulering av krystallinske cellulose i meristematic og forlengelse celler, ved hjelp av tverrsnitt tatt fra disse sonene (figur 2E, F). Denne analysen viste en correlation mellom BRI1 ekspresjon i ikke-hårceller og lokal opphoping av krystallinsk cellulose. Oppfølging Forsøkene viste at mild inhibering av cellulose-syntase ved lave konsentrasjoner av isoxaben senket nivå av krystallinsk cellulose i disse cellene, som i sin tur, delvis gjenopprettede veksthemning, ved å fremme ensrettet celle ekspansjon og rot lengde 15.
Fig. 1: polarisert lysmikroskopi system Polscope systemet består av et lysmikroskop (A), utstyrt med et CCD-kamera (B), analysator og en grønn flytende krystall plassert på toppen av sin lyskilde (C) (D). Abrio programmet ble brukt for bilde oppkjøpet og analyse. klikk her to vise en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Polscope Analyse av Cell-Wall sammensetning. (A) Tverrsnitt av Arabidopsis primære roten viser radial organisering av sine bestanddeler vev. Av disse er de ikke-epidermal hårceller (N); hårcellene (H) og cortex (C) er merket. Bar, 10 mikrometer. (B) konfokalmikroskopi bilder av røtter uttrykker BRI1-GFP rettet mot ikke-hårceller. Hvit, PI flekker som markerer celler, Green, BRI1-GFP uttrykk. Bar, 20 mikrometer. (C) Langsgående deler av røtter innhentet fra villtype og fra planter som uttrykker BRI1 i ikke-hårceller. Vinkelen av cellulose mikrofibriller (dvs. vinkelen mellom fargen og cellen lengdeakse, noe som reflekterer den lange aksen av roten) er lik mellom de to linjene. Det cellevegg som flankerer i cellen langs sin long aksen er omkranset; vinkelmerket representerer det skraverte celleveggen som måles. Bar, 50 um. (D) Kvantifisering av cellulose microfibril vinkel i epidermal celleveggene. Legg merke til stor variasjon av vinklene som er tilstede i meristematic celler (dvs. meristematic sone, MZ) sammenlignet med celler i overgangssonen (TZ), som reflekteres av boksplottet. Den tilsvarende gjennomsnittlig cellulose microfibril vinkelen mellom villtype og planter uttrykke BRI1 i ikke-hårceller muliggjør sammenligning av krystallinsk cellulose akkumulering i cellene sine tilsvarende utviklingssone. Den gjennomsnittlige vinkel i hver prøve er angitt med en rød linje. (EF) Tverrgående bakenforliggende deler av de samme plante bakgrunn, som er vist i lys retardance modus. Fargeskalaen representerer lys retardance fra 0-17 nm. Seksjoner som tilsvarer den meristem (E) og forlengelse er vist (F) soner. Bar, 50 mikrometer. Den ytre epidermal cellevegg og indrekortikale celleveggen er omsluttet. (G) Kvantifisering av de retardance verdier beregnet fra polscope bildene. Verdier er uttrykt som forholdet mellom hemming mellom den ytre epidermal celleveggen og den indre kortikale celleveggen. Legg merke til at den høye deponering av krystallinsk cellulose i ikke-hårcellene i linjer som uttrykker BRI1 i disse cellene bare. Mean + SE; 40 <n <600; (**) P <0,01; (***) P <0,001 i en to-halet t-test. Figuren ble vedtatt og modifisert fra 15. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her presenterer vi en fremgangsmåte for bestemmelse av akkumuleringen av krystallinsk cellulose i de forskjellige vev som utgjør de Arabidopsis røtter, og samtidig opprettholde anatomisk informasjon. Som sådan gir den et ytterligere skritt i retning av å forstå vekstprosesser i planter på et cellulært oppløsning. Denne fremgangsmåten kan også anvendes for studium av flere plantearter og organer.
Et antall punkter må tas i betraktning ved anvendelse av fremgangsmåten. Først, krystallinsk cellulose-akkumulering i en gitt rot seksjon kan sammenlignes mellom vev, blant seksjoner fra forskjellige genotyper og blant behandlinger dersom orienteringen av deres cellulose mikrofibriller er lik. Cellulose-mikrofibriller orientering bestemmes i lengdesnitt inneholdende den ene side av celleveggen 18. Derfor er den rekke langsgående seksjoner, som dekker forskjellige vev av røttene, fra det ytre til det indre mest seg, aktiverer analyser av cellulose-mikrofibriller orientering i de forskjellige vev, ved en gitt utviklingsstadiet. I det eksempel som er vist her, er meristematic celler i overhuden har et bredt spekter av cellulose mikrofibriller orienteringer med en gjennomsnittlig cellulose-mikrofibriller vinkel på 140 °, mens forlengelse celler i overhuden har en mer organisert struktur, med en gjennomsnittlig cellulose-mikrofibriller vinkel 120 °. Disse målingene var lik mellom villtype og mutant av interesse, og dermed gir en trygg sammenligning av deres relative krystallinsk cellulose akkumulering, i tilsvarende celletyper og utviklingssone.
For det andre, kan variasjonen i bredden av de forskjellige delene påvirke nivåene av lys retardance målt. Dette blir omgått her ved å normalisere den rå retardance målinger av vev av interesse (epidermale celler) til den retardance måling av en forskjellig vev (cortex-celler). De normaliserte verdier are så sammenlignet (se figur 2E-G).
Til slutt, tverrgående seksjoner langs roten, fange ulike utviklingssoner. Identifikasjon av disse soner i tverrsnittet er viktig for tolkningen av dataene. Tap av den ytterste lateral rot hetten cellelag i seksjonen omfatter en enkelt sone markør. Generelt er celler som starter sin raske ekspansjon når den eldste celle av den laterale rot hetten undergår programmert celledød, hvoretter, blir de ubeskyttede epidermis den ytterste vev 19.
For tiden er metoder som gir et cellulært oppløsning mål på forholdet mellom den krystallinske versus de amorfe cellulose domenene mangler. Faktisk er dette også en begrensning av fremgangsmåten presentert her. Imidlertid dens evne til å kommunisere det akkumuleringen av krystallinsk cellulose og for seg er et betydelig fremskritt, da høye relative nivåer av krystallinsk cellulose sannsynlig gjengir en merrobust cellevegg med øket strekkfasthet. Utviklingen av høy oppløsning verktøy for å nøyaktig bestemme sammensetningen celleveggen ved siden av de mekaniske egenskaper er fortsatt en utfordring framover.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Murashige & Skoog (MS) | Duchefa | M0221 | |
| Borax | LOBA CHEMIE | 6038 | |
| Methylene blue | Sigma | M-9140 | |
| Azure | Sigma | 861065 | |
| Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter | MILLEX-GV | ||
| Glutaraldehyde | EMS | 16220 | |
| Sodium Cacodylate | Sigma | C-0250 | |
| Leica kit historesin | Leica | 7022 18 500 | |
| embedding molds | Agar Scientific | AGG3530 | |
| film 100 µ P.P.C. | www.Jolybar.com | overhead film | |
| Knivemaker | LKB | 7800 | |
| Ultratome III | LKB | 8800 | Ultratome |
| Shandon immumount | Thermo | 9990402 | mounting medium |
| light microscope | Nikon | Eclipse 80i | |
| Abrio imaging system | CRI | Abrio imaging system | |
| Abrio V2.2 software | CRI | Abrio V2.2 software | |
| Open access polarized light image analysis software | OPS | OpenPolScope | http://www.openpolscope.org/ |
References
- Cosgrove, D. J.
- Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).
- Mazeau, K., Heux, L. Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose. J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).
- Zhao, H., et al. Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis. Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).
- Fujita, M., et al. Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis. Plant J. 66, 915-928 (2011).
- Peng, F., et al. Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves. Bioresources. 7, (2012).
- Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis. Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).
- Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots. Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).
- Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis. Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).
- Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie. J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).
- Abraham, Y., Elbaum, R. Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy. New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).
- Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N.
- Vanstraelen, M., Benkova, E. Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development. Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).
- Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. Growth control: brassinosteroid activity gets context. J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).
- Fridman, Y., et al. Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells. Genes Dev. 28, 912-920 (2014).
- Vragovic, K., et al. Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).
- Hacham, Y., et al. Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size. Development. 138, 839-848 (2011).
- Gu, Y., et al. Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).
- Fendrych, M., et al. Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis. Curr Biol. 24, 931-940 (2014).
