Introduction
Växtcellväggen är en dynamisk struktur. Växande celler är omgivna av en primär cellvägg, som organisationen tillåter celler att expandera. Celler som upphör att växa insättning en styvare sekundära väggen som förbättrar den mekaniska stöd av anläggningen. Båda cellväggarna är sammansatta av cellulosa mikrofibriller inbäddade i en matris av polysackarider med olika strukturer (t.ex. hemicellulosa och pektin) som varierar över olika utvecklingsstadium och vävnader 1,2. Cellulosa syntetiseras som kedjor av (1,4) -β-D-glukan som är tätt inriktade för att bilda den mikrofibrill av en kristallin struktur. Amorf cellulosa hänvisar till de regioner där glukan kedjorna mindre beställt. Förhållandet mellan de kristallina och de amorfa domänerna är en parameter tänkas påverka de mekaniska egenskaperna hos cellväggen, genom att tillhandahålla mekanisk hållfasthet och viskoelastiska egenskap, respektive 3. Flera metoder harutvecklats för att detektera och kvantifiera de två formerna av cellulosa arrangemang bland dem röntgendiffraktion och korspolarisation / magisk vinkel spinning solid-state NMR fyra. Röntgendiffraktion kan användas för att bestämma andelen av kristallint kontra amorfa cellulosa domäner i provet 5. En alternativ metod använder fraktionering av cellväggen innehåll i syraolösligt och syralösligt material, för att skilja mellan de kristallina och amorfa cellulosa eller andra polymerer, respektive. I detta tillvägagångssätt, är inkorporering av märkt glukos ([14 C] glukos) används för att kvantifiera cellulosa 6,7. Dessa metoder kräver stora volymer av växtmaterial för hela analyser organ, i bästa fall, och därmed är otillräckligt känsliga för vävnadsspecifika variationen i cellväggsstruktur. Visualisering av cellulosa mikrofibriller på cellulär upplösning kan uppnås i levande studier imaging kombination med fluorescerande färgämnen 8,9, som kan identifiera förändringar iorienteringen av cellulosa mikrofibriller. Emellertid är dessa färgämnen används inte för kvantifiering, är de inte specifika för kristallin cellulosa och kan störa den normala strukturen av cellväggen 8. Polscope är en bildteknik som bygger på förmågan hos kristallin cellulosa att dela ljusstrålar och fördröja en del av ljuset 10. Lätt utvecklingsstörning är starkast för mikrofibriller som ligger vinkelrätt mot ljusets utbredningsriktning. För mikrofibriller med liknande inriktning, desto högre grad av kristallinitet, desto större ljushämmande 11. Därför är polscope används för att studera både de relativa nivåerna och orientering av cellulosa mikrofibriller.
Rötter uppvisar linjär tillväxt, under vilken celler med ursprung i stamcellsnischen, på spetsen av roten, genomgå en serie celldelningar, innan de snabbt expandera 12. Cellerna som utgör roten expandera i en enkelriktad (anisotropisk)sätt, såsom dikteras av små molekyler signalering hormoner som påverkar egenskaperna hos cellväggen 13. Differential svar på hormoner, i tid och rum, ger ett medel för att säkerställa ett väl avvägt organ tillväxt 14. Därför kan hög upplösning analys av cellväggsstruktur ger viktig information som är nödvändig för att bättre förstå sambandet mellan cell typspecifika svar på hela organtillväxt. Här rapporterar vi att genomföra polscope att studera vävnadsspecifika ansamling av kristallin cellulosa i Arabidopsis rötter, som observerats i högkvalitativa anatomiska sektioner. Denna metod har nyligen avslöjats celltyp-specifik ackumulering av kristallin cellulosa som svar på fysisk störning av hormonell aktivitet 15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Växternas tillväxt
- Yta sterilisera frön.
- Sterilisera frön (upp till 30 mg) genom våt eller torr metod. Som ett exempel, för torrsteriliseringsmetod, tillsätt 1 ml iskall 37% HCl i 50 ml blekmedel, i en glasbägare i en sluten torkapparat under minst 4 h och upp till över natten. Utför detta steg i en kemisk huva.
- Sprid sterila frön på plattor med 0,8% växt agar i 0,5x Murashige & Skoog (MS) medium. Wrap plattor med Parafilm eller porös tejp och täck med aluminiumfolie.
- Lagra plattorna vid 4 ° C under 1 - 4 dygn för att främja likformig groning.
- Överför plattorna till en tillväxtkammare lämpar sig för odling Arabidopsis plantor. Placera plattorna vertikalt för att bibehålla rottillväxt ovanpå agarmediet och för att förhindra penetration.
- Överför plantor till fixativ 7 dagar efter groning (DAG).
2. Fixering
- Förbered 50 ml Richardson Solution genom att kombinera lika volymer av 1% Borax (buffertmedel), 1% metylenblått och 1% Azure (histologiska färgämnen) i dubbeldestillerat vatten. Filtrera genom en spruta Driven 0,22 um PVDF filterenhet före användning.
- Förbered 50 ml fixativ: 1,25% glutaraldehyd i 0,05 M natriumcacodylat (buffertmedel).
Obs: Dessa material är giftiga och måste hanteras i en kemisk huva. - Tillsätt 100 pl av Richardson-lösning (se 2,1) till fixeringslösning (se 2,2) för att erhålla den slutliga fixeringslösning.
- Mark varje brunn i en 6-brunnsplatta med motsvarande provnamn.
- Placera 2 - 3 ml slutlig fixering lösning (se 2.3) i brunnarna, så att plantorna, en gång överförts, kommer att vara helt täckt av vätska.
- Försiktigt överföra, med hjälp av pincett, upp till 10 plantor till varje brunn. Täta plåtarna med Parafilm. Lagra vid 4 ° C, i mörker, under åtminstone en natt, och upp till en vecka.
3. Dehydratisering
- <li> Torka plantor. Överföra dem mellan brunnar i nya 6-brunnars plattor, innehållande ökande koncentrationer av etanol, som listas här: 10% etanol under 15 min; 30% etanol under 15 min; 50% etanol under 15 min; 70% etanol under 15 min; 85% etanol under 15 min; 95% etanol under 15 min; 95% etanol vid 4 ° C, över natt, vid minimum. Hantera plantor genom att försiktigt ta tag dem av deras kotyledoner, helst med plast pincett.
4. Infiltration
- Förbereda infiltration medium. Blanda innehållet i en påse i historesin kit aktivator med 50 ml Basic harts flytande kit i en liten glasflaska. Rör om med magnet under 20 minuter. Infiltration mediet kan hållas vid 4 ° C under några veckor.
- Markera varje brunn av en ny 6-brunnar med motsvarande provnamn och fyll med 2 - 3 ml infiltration medium.
- Överföra plantorna från 95% etanollösning till infiltration mediet med användning av pincett. Se till att plantorna är fully täcks av mediet.
- Förvara vid 4 ° C under åtminstone 4 dagar, för att säkerställa maximal inträngning i växtvävnader.
5. Block Framställning
- Placera små etiketter, penna markerade med provnamn, i varje brunn för att bädda formar.
- Förbered inbäddning medium genom att tillsätta 1 ml härdare till 15 ml infiltration medium (se 4.1). Försök inte att förbereda en volym mindre än 15 ml, för att undvika polymerisations frågor.
- Fyll hälften av varje brunn i formen med 200 pl bädda medium och täck med en överliggande filmstycke skärs till formen form, men till en storlek 1 mm större på varje sida. Inkubera vid rumstemperatur under åtminstone 2 h, för att medge polymerisation. Inte överstiger 5 timmar.
- Förbered en ytterligare sats bädda medium (se 5.2) och hålla på is, för att undvika polymerisation medan root tips arrangeras i formen.
- Skär varje rot spets under en dissekera omfattning med hjälp av skalpell och mycket noggrant läge It: vertikalt för tvärgående sektioner eller horisontellt för längdsnitt, vid ca 2-3 mm från form periferi. Fylla formen fullständigt med blockerande lösningen och täck med en överliggande film. Notera att den blockerande lösningen kommer att krympa något när den polymeriseras.
- Förvara vid rumstemperatur i 2 h, vid minimum.
- Att torka block, placera i en låda med torr kiselgel och låt stå i rumstemperatur över natten, åtminstone.
6. Sektione
- Förbered glasknivar från glasstavar med en knivmakare. Använd glasknivar för vävnadssnittning. Skär glasstav i en fyrkant och sedan klippa torget diagonalt för att producera två knivar, med hjälp av en diamant scoring verktyg.
- Avsnitt block till 2 - 3 um bredd skivor, med en snittmaskin. Placera skivor på en glasskiva, ovanpå destillerat vattendroppar och placera bilden på ett värmeblock satt till låg värme (50-60 ° C), tills vattnet avdunstar.
- Späd Richardson lösning (se 2.1) till 0,2% av den ursprungliga lösningen och använda 1 ml till att omfatta skivor. Placera på värmeblock under 5 sekunder och sedan tvätta med destillerat vatten.
- Torka bilden på en värmeplatta. Observera under dissekera omfattning och markera baksidan av bilden med en markör för att indikera positionen för segment av intresse, för att underlätta deras senare identifiering under mikroskop.
- Tillsätt 100 pl av monteringsmedium och täck med ett täckglas.
8. Image Acquisition
- Placera den täckta objektglaset innehåller rotsektionerna under ett ljusmikroskop utrustat med Polscope system lämpligt för att erhålla hämmande förmåga information och en polarisator / interferens optiska filtret (figur 1 AD).
- Välj förstoring som möjliggör tydlig visualisering av hela provet (t.ex. 40X i denna studie) och fokusera mikroskope på ett tomt fält som innehåller blocksektion men ingen rotsektionen. Försök att hitta en ren region utan fläckar. Använd denna region för att ställa in bakgrunden.
- Ställ in bildsystem och mjukvaruparametrar: Ställ in intervallet till 17 nm. Applicera "Auto Exposure" och få bakgrundsbild från det tomma fältet (se 8.2). En bakgrundsbild används per experiment.
9. Polscope Analys av cellulosa mikrofibrill Orientering
- Analys av längdsektioner.
- Placera en bild som innehåller längdsnitt under mikroskop och få en hämmande bild av det. Fokusera mikroskop på en rot avsnitt av intresse. Ge ett nytt filnamn.
- Fånga en Abrio bild (bilden med retardation information) genom "Live Abrio" fönstret. Var noga med att fånga en sektion som innefattar cellväggen, som kan identifieras genom den färgade cellulosan som löper längs periferin av cellen, såsom visas i fig 2C.
- Bildanalys.
- Dubbelklicka på den aktuella bilden i bildstapeln. Välj "Orientering Pseudo färg" under fliken "Bildskärmsinställningar".
- För att uppskatta cellulosa mikrofibrill vinkel, matchar motsvarande nyans av cellväggen som i färghjulet.
OBS: Färghjulet i figur 2C återspeglar den långsamma axeln av ljus som ligger längs mikrofibrill som indikerar riktningen längs den långa axeln av mikrofibriller. Vinkeln av cellulosa mikrofibriller är den vinkel som anges av färgen och den långa axeln av cellen. Till exempel, den förläng cellen i infällda bilden visar cyan färg, lutas med omkring 90 ° mot den långa axeln av cellerna. - För att kvantifiera den genomsnittliga mikrofibrill vinkel i cellväggen, använd "hämmande och Azimuth Stamp" verktyget i verktygsfältet i programmet. Vid val av verktyg, peka och klicka på området av intresse i den erhållna bilden.
OBS: Denna Will resulterar i visningen av vinklarna (azimut) i grader (figur 2C). - I en alternativ öppen tillgång polariserat ljus bildanalys programvara, lunch "Pol-Analyzer" plugin från plugin-menyn. I det nya öppnade fönstret, välj "Dubbelbrytning" -fliken och öppna och sedan spara bakgrundsfilen och bildfilen.
- I bildfönstret, välj "Specs." och justera "ROI pixelstorlek" (använd 5 pixlar för denna studie). I "specifikationer." fönster, välj "Visa värden i resultattabellen".
- Använd verktyget Polygon för att markera regionen av intresse i bildfönstret. Välj "Orientering Lines" för att erhålla orienteringen av cellulosa mikrofibrill.
OBS: Detta kommer att resultera i displayen av vinklarna (sidvinkel) i grader.
OBS: Den genomsnittliga vinkeln beräknas genom en av de två metoder bör sedan normaliseras mot positioneringen av infästningssektionen utmed gejden. För att korrigera för avvikelser frånden horisontella positioneringen av hela roten sektion längs sliden, kvantifiera den genomsnittliga mikrofibrill vinkel av cellväggen som flankerar cellen längs dess längdaxel (det vill säga vinkelrätt mot sektionen och längs rottillväxt axeln, figur 2C). Denna vinkel är 180 ° när roten sektionen är korrekt placerade längs bilden. För att beräkna mikrofibrill vinkel, subtrahera den genomsnittliga uppmätta mikrofibrill vinkeln på flankerande cellväggen från 180 °. Lägga till resulte skillnaden till den genomsnittliga uppmätta mikrofibrill vinkel av cellväggen som ligger platt på objektglaset.
10. Polscope Analys av kristallin cellulosa ackumulering
- Använd de tvärgående (tvär) sektioner. Observera att kristallin cellulosa ackumulation bara kan jämföras mellan celler när deras cellulosa mikrofibriller är i linje med en liknande vinkel (bestämd i 9).
- Dubbelklicka på den aktuella bilden i bildstapeln. Välj "Pseudo färg "i" "fliken Bildskärmsinställningar.
- För att mäta hämmande. Zooma in på bilden. Välj "Region" och markera alla områden av intresse. Gå till "mätningar" -fliken och "Kopiera till klipp" alla värden.
- Överföra data till Excel och extrahera information som krävs (betyda regionen hämmande). Normaliserar data.
OBS: För att ta hänsyn till skillnader i tjocklek mellan skivor, uttrycka värden i förhållande till en specifik cellvägg kant i bilden. För att normalisera, dela den genomsnittliga hämmande motsvarar cellväggen av intresse med den genomsnittliga hämmande effekt för en annan cellvägg i samma bild. Till exempel, var den yttre epidermal cellväggen normaliserad till den inre kortikala cellväggen i vår studie.
- Överföra data till Excel och extrahera information som krävs (betyda regionen hämmande). Normaliserar data.
- Upprepa mätningar under minst 3 sektioner per rot, med ett minimum av 3 rötter per prov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi studerar effekten av cell typspecifika svar på brassinosteroids (BRS), med hjälp av Arabidopsis rot som en modell organ 15-17. När BR-receptor BRI1 riktas, i bakgrunden av bri1 mutant, till en delmängd av epidermala celler som kallas icke-hårceller (Figur 2A, B), hämmar det enkelriktade cell expansion av angränsande celler, och hel-rottillväxt 15. Polscope analys utfördes för att avslöja mekanismen bakom denna inhibering. Längdsnitt av roten erhållits från vildtyp och från ledningarna uttrycker BRI1 i icke-hårcellerna bara visade liknande orientering av cellulosa mikrofibriller (Figur 2C, D, och som förklaras i 9.2.3), som gör det möjligt att jämföra den relativa ansamling av kristallint cellulosa i meristematiska och förlängning celler, med hjälp av tvärsnitt tagna från dessa zoner (figur 2E, F). Denna analys visade ett correlation mellan BRI1 uttryck i icke-hårceller och lokal ansamling av kristallin cellulosa. Uppföljande experiment visade att milda hämningen av cellulosa-syntas genom låga koncentrationer av isoxaben sänkte nivån av kristallin cellulosa i dessa celler, vilket i sin tur, delvis restaurerade tillväxtinhibering genom att främja ensriktad cellexpansion och rotlängd 15.
Figur 1:. Mikroskopi med polariserat ljus System Polscope systemet består av ett ljusmikroskop (A), utrustad med en CCD digitalkamera (B), analysator och en grön flytande kristall belägen på toppen av dess ljuskälla (C) (D). Abrio programvara användes för bildtagning och analys. klicka här to se en större version av denna siffra.
Figur 2: Polscope Analys av cellväggs sammansättning. (A) Tvärsnitt av Arabidopsis primära roten visar radiella organisation av dess ingående vävnader. Av dessa epidermal icke-hårceller (N); hårcellerna (H) och cortex (C) är markerade. Bar, 10 pm. (B) konfokalmikroskopi bilder av rötter som uttrycker BRI1-GFP riktade till icke-hårceller. Vit, PI färgning som markerar celler, grön, BRI1-GFP uttryck. Bar, 20 pm. (C) Longitudinella sektioner av rötter som erhållits från vildtyp och från växter som uttrycker BRI1 i icke-hårceller. Vinkeln av cellulosa mikrofibriller (dvs vinkeln mellan färg och celllängdaxel, vilket återspeglar den långa axeln av roten) är likartad mellan de två linjerna. Cellväggen flankerar cellen längs dess long axeln är omgiven; vinkelmarkering representerar det skuggade cellväggen som mäts. Bar, 50 um. (D) Kvantifiering av cellulosa mikrofibrill vinkel i epidermal cellväggar. Notera den höga variationen av vinklarna som förekommer i meristematiska celler (dvs meristematisk zon, MZ) jämfört med celler i övergångszonen (TZ), vilket avspeglas i boxdiagram. Den liknande genomsnittliga cellulosa mikrofibrill vinkel mellan vildtyp och växter som uttrycker BRI1 i icke-hårceller möjliggör jämförelse av kristallin ansamling cellulosa i celler av deras motsvarande utvecklingszonen. Den genomsnittliga vinkel i varje prov indikeras av en röd linje. (EF) Tvär rotsektionerna av samma växt bakgrunder, som visas i ljushämmande läge. Färgskalan representerar ljus hämmande effekt för 0-17 nm. Sektioner motsvarande till meristem (E) och töjning (F) zoner visas. Bar, 50 | j, m. Den yttre epidermal cellväggen och inrekortikala cellväggen inringade. (G) Kvantifiering av hämmande värden som beräknats från de polscope bilderna. Värden uttrycks som förhållandet mellan hämmande förmåga mellan den yttre epidermal cellväggen och det inre kortikala cellväggen. Notera att den höga avsättning av kristallin cellulosa i icke-hårceller i rader som uttrycker BRI1 i endast dessa celler. Medelvärde + SE; 40 <n <600; (**) P <0,01; (***) P <0,001 i ett två-tailed t-test. Figuren antogs och ändras från 15. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här presenterar vi en metod för bestämning av ackumulering av kristallin cellulosa i de olika vävnader som bildar de Arabidopsis rötter, under bibehållande av anatomisk information. Som sådan, ger det ett ytterligare steg mot att förstå tillväxtprocesser i växter på en cellulär upplösning. Denna metod kan även tillämpas för att studera ytterligare växtarter och organ.
Ett antal punkter måste beaktas vid tillämpning av metoden. Först, kristallin cellulosa ackumulering i ett givet rotsektion kan jämföras mellan vävnader, bland sektioner från olika genotyper och bland behandlingar om orienteringen av deras cellulosa mikrofibriller är liknande. Cellulosa mikrofibriller orientering bestäms i längdsnitt som innehåller en yta av cellväggen 18. Därför, den serie av längsgående sektioner, som omfattar olika vävnader i rötterna, från yttre till inre flesta som aktiverar analysär av den cellulosa mikrofibriller orientering i olika vävnader, vid en given utvecklingsstadium. I det visade exemplet, de meristematiska cellerna i överhuden har ett brett spektrum av cellulosa mikrofibriller orienteringar med en genomsnittlig cellulosa mikrofibriller vinkel av 140 °, medan de förlängning cellerna i överhuden har en mer organiserad struktur, med en genomsnittlig cellulosa mikrofibriller vinkel av 120 °. Dessa mätningar liknade mellan vildtyp och mutant av intresse, varigenom en säker jämförelse av deras relativa ansamling kristallin cellulosa, i motsvarande celltyper och utvecklingsområdet.
För det andra kan variation i bredden av de olika sektionerna att påverka nivåerna av ljushämmande förmåga uppmätta. Detta kringgås här genom att normalisera de råa hämmande förmåga mätningar av vävnaden av intresse (epidermala celler) till hämmande förmåga mätning av en annan vävnad (cortex celler). De normaliserade värdena are jämförs sedan (se figur 2E-G).
Slutligen, tvärsektioner längs roten, fånga olika utvecklingszoner. Identifiering av dessa zoner i tvärsnittet är viktig för tolkningen av data. Förlust av den yttersta sido rot cap cellagret i sektionen innefattar en enkel zon markör. I allmänhet, celler börjar sin snabba expansion när den äldsta cellen i den laterala roten cap genomgår programmerad celldöd, varefter, de oskyddade epidermis blir det yttersta vävnaden 19.
För närvarande, är metoder som ger en cellulär upplösning mått på förhållandet av den kristallina kontra de amorfa cellulosa domänerna saknas. I själva verket är detta också en begränsning av den metod som presenteras här. Dock är dess förmåga att kommunicera ansamling av kristallin cellulosa i sig ett betydande framsteg, så höga relativa nivåer av kristallin cellulosa sannolikt gör en merrobust cellväggen med ökad draghållfasthet. Utveckling av högupplösta verktyg för att exakt bestämma sammansättningen cellväggen vid sidan av sina mekaniska egenskaper förblir en framtida utmaning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Murashige & Skoog (MS) | Duchefa | M0221 | |
| Borax | LOBA CHEMIE | 6038 | |
| Methylene blue | Sigma | M-9140 | |
| Azure | Sigma | 861065 | |
| Syringe Driven 0.22 mm PVDF Filter | MILLEX-GV | ||
| Glutaraldehyde | EMS | 16220 | |
| Sodium Cacodylate | Sigma | C-0250 | |
| Leica kit historesin | Leica | 7022 18 500 | |
| embedding molds | Agar Scientific | AGG3530 | |
| film 100 µ P.P.C. | www.Jolybar.com | overhead film | |
| Knivemaker | LKB | 7800 | |
| Ultratome III | LKB | 8800 | Ultratome |
| Shandon immumount | Thermo | 9990402 | mounting medium |
| light microscope | Nikon | Eclipse 80i | |
| Abrio imaging system | CRI | Abrio imaging system | |
| Abrio V2.2 software | CRI | Abrio V2.2 software | |
| Open access polarized light image analysis software | OPS | OpenPolScope | http://www.openpolscope.org/ |
References
- Cosgrove, D. J.
- Wolf, S., Hematy, K., Hofte, H. Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol. 63, 381-407 (2012).
- Mazeau, K., Heux, L. Molecular Dynamics Simulations of Bulk Native Crystalline and Amorphous Structures of Cellulose. J. Phys. Chem. B. 107, 2394-2403 (2003).
- Zhao, H., et al. Studying cellulose fiber structure by SEM, XRD, NMR and acid hydrolysis. Carbohydr Polym. 68, 235-241 (2007).
- Fujita, M., et al. Cortical microtubules optimize cell-wall crystallinity to drive unidirectional growth in Arabidopsis. Plant J. 66, 915-928 (2011).
- Peng, F., et al. Fractional separation and structural features of hemicelluloses from sweet sorghum leaves. Bioresources. 7, (2012).
- Xu, S. L., Rahman, A., Baskin, T. I., Kieber, J. J. Two leucine-rich repeat receptor kinases mediate signaling, linking cell wall biosynthesis and ACC synthase in Arabidopsis. Plant Cell. 20, 3065-3079 (2008).
- Anderson, C. T., Carroll, A., Akhmetova, L., Somerville, C. Real-Time Imaging of Cellulose Reorientation during Cell Wall Expansion in Arabidopsis Roots. Plant Physiol. 152, 787-796 (2010).
- Baskin, T. I., Beemster, G. T., Judy-March, J. E., Marga, F. Disorganization of cortical microtubules stimulates tangential expansion and reduces the uniformity of cellulose microfibril alignment among cells in the root of Arabidopsis. Plant Physiol. 135, 2279-2290 (2004).
- Iyer, K. R. K., Neelakantan, P., Radhakrishnan, T. Birefringence of native cellulosic fibers. I. Untreated cotton and ramie. J. Polym. Sci. A-2: Polymer Physics. 6, 1747-1758 (1968).
- Abraham, Y., Elbaum, R. Quantification of microfibril angle in secondary cell walls at subcellular resolution by means of polarized light microscopy. New Phytol. 197, 1012-1019 (2013).
- Petricka, J. J., Winter, C. M., Benfey, P. N.
- Vanstraelen, M., Benkova, E. Hormonal Interactions in the Regulation of Plant Development. Annu Rev Cell Dev Biol. , (2012).
- Singh, A. P., Savaldi-Goldstein, S. Growth control: brassinosteroid activity gets context. J Exp Bot. 66, 1123-1132 (2015).
- Fridman, Y., et al. Root growth is modulated by differential hormonal sensitivity in neighboring cells. Genes Dev. 28, 912-920 (2014).
- Vragovic, K., et al. Translatome analyses capture of opposing tissue-specific brassinosteroid signals orchestrating root meristem differentiation. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 923-928 (2015).
- Hacham, Y., et al. Brassinosteroid perception in the epidermis controls root meristem size. Development. 138, 839-848 (2011).
- Gu, Y., et al. Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 12866-12871 (2010).
- Fendrych, M., et al. Programmed cell death controlled by ANAC033/SOMBRERO determines root cap organ size in Arabidopsis. Curr Biol. 24, 931-940 (2014).
