Summary
非侵襲的ACL損傷は、マウスの心的外傷後変形性関節症(PTOA)を開始するための信頼性が高く、臨床的に関連性のある方法です。また、この傷害法では、プロテアーゼ活性化可能な近赤外プローブおよび蛍光反射イメージングを用いて、損傷後早期の関節におけるプロテアーゼ活性を in vivo で定量することができます。
Abstract
前十字靭帯(ACL)断裂や半月板断裂などの外傷性関節損傷は、通常、損傷後10〜20年以内に外傷後変形性関節症(PTOA)を引き起こします。PTOAの病因を理解するには、関節損傷によって開始される初期の生物学的プロセス(炎症、マトリックスメタロプロテアーゼ(MMP)、カテプシンプロテアーゼ、骨吸収など)を理解することが非常に重要です。しかし、これらの生物学的プロセスの in vivo 測定の選択肢はほとんどなく、侵襲的な外科的技術または注射を使用してOAを開始すると、初期の生物学的応答が交絡する可能性があります。PTOAの研究では、市販の近赤外プロテアーゼ活性化プローブと蛍光反射イメージング(FRI)を組み合わせて使用し、マウスの非侵襲的圧迫誘発性ACL損傷後の in vivo でのプロテアーゼ活性を定量化しました。この非侵襲的なACL損傷法は、臨床的に関連する損傷条件を綿密に再現し、皮膚や関節包を破壊しないため、完全に無菌的です。これらの損傷法とイメージング法の組み合わせにより、外傷性関節損傷後の複数の時点でのプロテアーゼ活性の経時変化を研究することができます。
Introduction
変形性関節症は、米国で何百万人もの人々が罹患している広範な健康問題です1。心的外傷後変形性関節症(PTOA)は、前十字靭帯(ACL)の断裂、半月板損傷、関節内骨折などの関節損傷によって引き起こされるOAのサブセットです2。PTOAに分類される症候性OA患者の割合は少なくとも12%であり3、この病因は通常、特発性OAよりも若い集団に影響を及ぼします4。OAのマウスモデルは、はるかに短いタイムライン(ヒトの10〜20年と比較して、マウスモデルでは4〜12週間)で疾患の病因と潜在的なOA治療を調査するための重要なツールです。しかし、マウスでOAを開始する方法は、一般的にACL切断5,6、内側半月板5,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16の除去または不安定化、またはその2つの組み合わせなどの侵襲的な外科的技術を含む 17,18,19は、臨床的に関連する損傷状態を再現しません。また、手術モデルは関節包の破壊により関節の炎症を悪化させ、変形性関節症の進行を加速させる可能性があります。
非侵襲的膝損傷マウスモデルは、損傷後の早い段階で生物学的および生体力学的変化を研究する機会を提供し、より臨床的に関連性のある結果をもたらす可能性があります20。私たちの研究室は、マウスの前十字靭帯(ACL)断裂を誘発するために、単一の外部から加えられた脛骨圧迫過負荷を使用する非侵襲的損傷モデルを確立しました21、22、23、24。この非侵襲的傷害法は、皮膚や関節包を破壊することなく、無菌関節傷害を引き起こすことができる。
蛍光反射画像法(FRI)は、特定の波長の赤外光で対象物を励起し、別の波長で放出される反射光を定量化する光学イメージング法です。市販のプロテアーゼ特異的プローブを動物モデルに注入し、FRIを使用して膝関節などの特定の部位におけるプロテアーゼ活性を定量化することができます。この方法は、炎症などの生物活性のin vivo検出に広く使用されています。このアプリケーションに使用されるプローブは、関連するプロテアーゼに遭遇するまで蛍光消光されます。これらのプロテアーゼは、プローブ上の酵素切断部位を破壊し、その後、近赤外蛍光シグナルを生成します。これらのプローブとこのイメージング法は、癌25,26,27,28およびアテローム性動脈硬化症29,30,31,32の研究で広く検証および使用されており、私たちのグループは、炎症およびマトリックス分解のマーカーを測定するための筋骨格系の研究にそれらを使用しています23,24,33。
非侵襲的関節損傷とin vivo FRIおよびプロテアーゼ活性化プローブを組み合わせることで、外傷性関節損傷後の炎症とプロテアーゼ活性を追跡する独自の能力が得られます。この分析は、損傷後数時間または数分後に行うことができ、同じ動物を複数回評価して、関節内のプロテアーゼ活性の経時変化を研究することができます。重要なことに、このイメージング方法は、皮膚と関節包の破壊により、関節内からの信号を混乱させる蛍光信号が生じるため、OAの外科的モデルと組み合わせると実行できない可能性があります。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
記載されているすべての手順は、カリフォルニア大学デービス校の施設動物管理および使用委員会によって承認されています。本研究では、生後3ヶ月の雄のC57BL/6Jマウスを使用しました。
1.非侵襲性前十字靭帯損傷
注:外部から加えられた圧縮荷重によって生じるACL損傷は、人間のACL損傷の状態を厳密に再現するシンプルで再現可能な方法です。このプロトコルは、市販のロードフレーム機器( 材料表を参照)用に書かれていますが、同様のシステムにも適合させることができます。
- 荷重フレーム装置と互換性のあるソフトウェア( 材料表を参照)を開き、既存の制御ファイルを選択するか、新しいファイルを作成します。
- アクチュエータの電源を入れます。
- キャリブレーションメニューで、ロードセルの力の読み取り値を参照し、アクチュエータの変位を 0に設定します。
- 酸素中の1%〜4%吸入イソフルランを使用してマウスに麻酔をかけ、つま先のつまむときや尾のつまむときに動物が完全に麻酔されるようにします。.
- マウスをプラットフォーム上でうつ伏せの位置に置きます。下腿を2つの荷重固定具の間に垂直に配置します(図1)( 材料表を参照)。足を上部の固定具の切り欠きに、膝を下部の固定具のカップに合わせます。
- 下部固定具の高さを手動で調整して、1〜2 Nの予圧を適用し(コンピューター画面でリアルタイムで監視)、止めネジを締めて位置を保持します。予圧は、傷害荷重をかける前に脚を正しい位置に保持するために必要です。
- 目標力(~12-15 N)または目標変位(~1.5-2.0 mm)に単一の圧縮荷重を加えます。
注:より遅い負荷速度(~1 mm/s)で負荷をかけると、より高いレベルのリアルタイム監視と制御が可能になりますが、ACLの剥離が失敗する可能性があります。より速い負荷速度(~200 mm/s)を適用すると、中物質ACL損傷を引き起こす可能性が高くなります22。脛骨骨折またはその他の過度の損傷が発生したと判断された場合は、動物が麻酔から回復する前に、IACUCが承認した方法を使用して動物を安楽死させます。- ソフトウェア制御ファイルで荷重率を設定し、力-変位データを使用して確認します。
注:脛骨圧迫荷重中の骨折は、骨折力(~20 N)がACL損傷力よりもかなり高いため、通常は問題になりません。ただし、これは触診で監視する必要があり、画像(すなわち、X線)を使用して、脛骨骨折が発生していないことを確認できます。
- ソフトウェア制御ファイルで荷重率を設定し、力-変位データを使用して確認します。
- 損傷は通常、音(「カチッ」または「クランチ」)と力-変位プロットで識別可能な力の解放で示されます(図1C)。より遅い負荷速度を使用する場合は、損傷直後に圧縮負荷を停止して、さらなる負荷や他の関節組織への損傷を防ぎます。
注:ACL損傷は、通常、体重に応じて8〜15Nで発生します34。予想される前十字靭帯損傷力よりも大きな目標力を設定することが重要です。 - 前部-後部引き出しテスト35,36または関節不安定性の同等の評価を使用して、ACL損傷を確認します。
- 動物の体重依存的な用量(例:.、0.05-0.1 mg / kg SCまたはブプレノルフィンのIP、 材料表を参照)を損傷後のマウスに投与し、所属機関IACUCによって推奨および承認された期間と用量を使用します。
注:NSAIDは、損傷後のPTOAの進行を変化させる可能性があるため、研究の特定の目的である場合を除き、この損傷モデルでNSAIDを疼痛管理に使用することは推奨されません。
2. FRIイメージングのための動物調製
注:光学イメージングの場合、動物の毛皮(特に暗い毛皮)は光の遮断、吸収、散乱に非常に効果的であるため、イメージングする前に膝関節の周囲から毛皮をできるだけ取り除く必要があります。脱毛クリームは、通常、バリカンよりも脱毛に効果的です。ヌードマウスや無毛マウスは、毛皮を脱ぐ必要はありません。ただし、最も一般的に使用されるマウス系統(C57BL/6など)では、毛の除去が必要です。可能であれば、イメージングの前に低蛍光精製食品をマウスに与えてください。標準的なマウスチャウにはクロロフィルが含まれており、約700 nmの波長で自家蛍光を発し、近赤外FRIシステムからのデータ収集に影響を与える可能性があります。
- 酸素中の1%〜4%吸入イソフルランでマウスを麻酔します。マウスをできるだけ加熱パッドの上に置き、目の刺激を防ぐために眼軟膏を塗ります。
- 綿棒を使用して、膝関節の周りのマウスの脚の前(頭蓋)に脱毛クリーム( 材料表を参照)を塗布します。
- クリームを~1分間放置してから、ワイプを使用して脚からクリームと毛皮を取り除きます。必要に応じて繰り返します。
- 膝関節が完全に露出し、その部分を覆う毛皮がなくなったら、アルコールワイプで脚をきれいにして、残っている脱毛クリームを取り除きます。
注:脱毛クリームは、研究全体を通して同じマウスに複数回使用できますが、これらの塗布は、皮膚の不必要な刺激を防ぐために、少なくとも1週間の間隔を空ける必要があります。
3. プローブ溶液の調製
- 必要に応じて、蛍光活性化プローブを製造元の指示に従って滅菌1xリン酸緩衝生理食塩水(PBS)で希釈します。市販のプローブのバイアル1本( 材料表を参照)には、通常、0.15 mLの1x PBS中に20 nmolが含まれています。バイアル内の溶液を希釈するには、1x PBS 1.35 mL を添加し、1x PBS 1.5 mL で 20 nmol を混合します。
注:希釈後、マウス1匹あたり0.15 mLを注入すると、1バイアルで10匹のマウスをイメージングできます。 - 最小速度(~2000 rpm)で溶液を30秒間ボルテックスして、プローブが溶液に溶解していることを確認してから、短時間遠心分離してすべての液体が蓋から出ていることを確認します。
注:溶液は、光から保護された場所で2〜8°Cで最大12か月間保存できます。
4.後眼窩注入
注:この手順の詳細については、Yardeni et al.を参照してください37。
- 酸素中の1%〜4%吸入イソフルランを使用してマウスに麻酔をかけ、鼻を鼻錐形にしてマウスを横向きにします。
- プローブ溶液の注入には~29Gのインスリンシリンジを使用します(ステップ3で調製)。
- 光に当たらないように、使用前にシリンジを覆ってください。
- 注射を投与する場合:
- 眼の内側(涙腺)に注射し、シリンジの斜角が眼に向かって傾いていることを確認します。.右利きの人の場合は、動物を右に向けてマウスの右目に注射することをお勧めします。
- 注射を打たない手で、目の周りの皮膚をそっと引き戻して頭を安定させ、目を突出させます。
- シリンジをマウスの本体と平行に傾けます。
- シリンジが硬い抵抗に達するまで、シリンジを目を越えて静かに進めます。このポイントを超えてプッシュしようとしないでください。
- プローブ溶液を眼窩後洞にゆっくりと注入し、針をゆっくりと眼窩から引き抜きます。針で溶液が出なければ、注射は成功です。
- 生理食塩水または眼軟膏を注射した眼に塗布します。
注:イメージングプローブに付属のドキュメントに基づくと、最適なイメージング時間は通常、プローブ溶液の注入後1〜2日です。可能であれば、初期時間スクリーニングを行い、特定のアプリケーションごとに最適なイメージング時間を決定することをお勧めします。マウスは約7日以内に注入されたプローブを代謝し、その後、追加の時点が必要な場合は、新しい用量のプローブ溶液を注入する必要があります。
5. 蛍光反射イメージング
注意: このセクションの手順は、市販の光学イメージングシステムに固有のものです( 材料表を参照)。同様のイメージングは、同等のシステムでも実行できます。
- 酸素中の1%〜4%の吸入イソフルランでマウスを麻酔し、鼻を鼻錐形にして動物を仰臥位でイメージングシステムに入れます。
- 膝が空中でわずかに尖るように、下肢を伸ばしてマウスを配置します(足をテープで留める必要がある場合があります)。すべての動物に一貫したポジショニングを使用することが重要です。
- イメージングシステムコンピュータで互換性のあるソフトウェア( 材料表を参照)を開きます。「取得コントロールパネル」が表示されます。
- システムをウォームアップするには、[ 初期化 ]をクリックし、温度ライトが緑色に変わるまで待ちます。
- [ イメージングウィザード]をクリックし、[イメージングウィザード]ウィンドウが表示されることを確認します。
- [フィルターペア]をクリックし、設定が[落射照明]になっていることを確認してから、[次へ]を押します。
- 正しい励起/発光設定を選択するには、プルダウンリストから目的のプローブを見つけます。正しいプローブが見つからない場合は、名前「Input Ex/Em」を見つけ、使用するプローブの特性に基づいて、励起ピークと発光ピークの値を手動で入力します(たとえば、励起ピークには675と入力し、発光ピークには720と入力します)。「 次へ」をクリックします。
- 「被写体撮影」で マウス を選択します。「露出パラメータ」で、「 自動設定 」がチェックされ、「 蛍光灯 」と 「写真 」オプションが選択されていることを確認します。「視野」のチェックリストで D-22.6cm を選択します。 [次へ] を押します。
- イメージング設定は、「取得コントロールパネル」の右側のパネルで確認および変更できます。すべての設定が正しいことを確認し、[ Acquire Sequence] ボタンを押します。画像が表示されたら、画像の露出が適切であることを確認します。そうでない場合は、露光時間の設定を変更し、もう一度 [Acquire Sequence ] をクリックします。
- 画像を解析するには、白黒画像上の各膝関節に一定のサイズの関心領域(ROI)円を配置します(これにより、蛍光シグナルの領域に基づく偏った配置が防止されます)。
- 各膝関節の総放射効率および/または平均放射効率を計算します。反対側の脚でも放射効率が計算される場合は、負傷した脚の放射効率測定値を反対側の脚の放射効率測定値で割ってデータを正規化します。
注:すべての膝に一貫した面積を持つ関心領域を使用すると、総放射効率と平均放射効率の両方が同様の結果になります。異なるサイズの関心領域を使用する場合は、平均放射効率を使用することをお勧めします。損傷した関節からの放射効率データを、損傷していない反対側の膝からのデータで正規化することで、異なる動物間のプローブ注入量と送達効率の違いを説明するための内部制御が提供されます。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
生後3ヶ月の雄のC57BL/6Jマウスの下肢に1回の圧縮力(損傷までは1mm/s)を加えたところ、すべてのマウスでACL損傷が一貫して誘発された。膝損傷時の平均圧縮力は約10Nでした(図1)。
FRI解析では、非侵襲的ACL損傷を受けたマウスの損傷した関節において、損傷後7日目にプロテアーゼ活性が有意に高いことが示されました(図2)。膝関節のFRI分析は、ラット35、36、38で以前に報告されたものと同様に、非侵襲的ACL損傷の直後に膝関節の外科的再手術を受けたマウスでも行われました。この解析では、再回復手術を受けたマウスでは、損傷後2週間と4週間の両方で手術を受けなかったマウスよりもかなり大きな蛍光シグナルが示されました。これらのデータは、侵襲的な外科的処置が関節内のプロテアーゼ活性の分析を混乱させる可能性があることを示唆しています。
図1:非侵襲的ACL損傷のセットアップと損傷中の力-時間プロット。 (A、B) マウスの下腿はシステム内で垂直に配置され、足首は上部の固定具の切り欠きに配置され、膝関節は下部の固定具の浅いカップに配置されます。下部の固定具は、手動で1〜2 Nの予圧を加えた後、止めネジで所定の位置にロックされます。 (C)約9 NでのACL損傷を示す力-変位プロット。 この 図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:マウスの膝関節におけるプロテアーゼ活性を検出する蛍光反射イメージング。 (A,B)無傷マウス(A)と負傷マウス(B)後の代表画像。(C)非侵襲的前十字靭帯損傷の1週間後の無傷マウスと負傷マウスの両膝関節の平均放射効率。損傷した関節は、対側関節や損傷していないマウスの関節と比較して、平均放射効率が43%高かった。(D)非侵襲的に損傷したマウスと関節再形成手術も受けた損傷マウスの正規化された総放射効率(R / L)。損傷後1〜4週間で、反対側の関節と比較して、損傷した関節で~30%〜80%高い放射効率が観察されました。.対照的に、外科手術の関節は、対側関節と比較して4週目に~300%高い放射効率を示し、手術の顕著な交絡効果を示唆しています。**P < 0.01です。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
このプロトコルは、マウス20,21,24,33にACL損傷を誘発するための再現性のある非侵襲的な方法を確立し、厳密に説明しています。このシンプルで効率的な傷害法は、わずか数分で実施できるため、PTOAのハイスループット研究が容易になります。この傷害方法は、人間のACL損傷に関連する損傷条件も厳密に再現します。マウスにOAを誘導するために使用される外科的方法は、損傷後の関節におけるプロテアーゼ活性の経時的変化および大きさを測定するためのin vivoイメージング法の使用を妨げる可能性がある。対照的に、非侵襲的OAマウスモデル(20でレビュー)とFRIを組み合わせることで、損傷後のマウス膝関節のプロテアーゼ活性をin vivoでイメージングするための独自の機能が提供されます。
損傷後の炎症反応は、OAの進行において非常に重要です。しかし、関節の炎症を分析するために使用される方法は、通常、高価で時間がかかり、破壊的です。例えば、逆転写ポリメラーゼ連鎖反応(RT-PCR)やRNAseqなどの技術を用いて、関節全体、個々の組織、または単一細胞の幅広い遺伝子を定量することができます。ただし、この方法では、マウスを安楽死させて、負傷した膝関節と損傷していない膝関節を獲得する必要があります。これらのマウスは、プロテアーゼ応答のピーク時の早い時点(すなわち、傷害後3〜14日)およびOAがより重篤な時期(すなわち、傷害後4〜6週間)の後の時点など、複数の時点で分析することはできない。対照的に、FRIと非侵襲的関節損傷を組み合わせることで、in vivoでマウスの膝関節の複数の時点でプロテアーゼ活性を分析する能力が得られます39。これにより、同じマウスの縦断的解析が可能になり、FRIはRT-PCRやRNAseqよりも比較的低コストの結果になります。さらに、複数のプローブまたはターゲットを異なる波長で同時にイメージングできるため、異なる目的で複数の結果を得ることができます。FRIを使用して関節内のプロテアーゼ活性を測定しても、OAの進行中に発生するすべての炎症過程の厳密な定量化は得られませんが、この方法によって提供されるin vivoおよび縦断的データは、関節損傷後の炎症性プロテアーゼ活性の大きさと時間経過を追跡するのに役立ちます。
プロテアーゼ活性のFRIイメージングに使用される蛍光活性化プローブ溶液は、静脈内投与(IV)する必要があります。マウスに静脈注射を行う最も一般的な方法は、尾静脈注射と眼窩後注射です。眼窩後注射は、尾静脈注射よりも簡単に実行でき、必要な注入量を容易にすることがよくあります。文献はまた、眼窩後送達が、尾静脈注射と比較して薬物送達または有効性に差を及ぼさずに、マウスへのストレスが少ない可能性があることを示している40。これらの知見は、FRIイメージング用の蛍光活性化プローブ溶液の注入には、後眼窩注入が適していることを示唆している。
FRIの分解能は、他のいくつかのイメージング技術と比較して比較的低いですが、定量的結果は、OA進行中の炎症性プロテアーゼ応答の経時的変化と大きさに関する十分な情報を提供することができます。この手法の限界は、組織の自家蛍光が結果に影響を与える可能性があることですが、この問題は、実験前に綿密な計画(プローブの種類、マウスの系統、動物の配置など)で解決できます。他の前臨床画像法(microPET、microSPECT、microCT、MRIなど)とは異なり、FRIは、光の透過深度が限られているため、マウスとヒトのサイズが大きく異なるため、臨床画像モダリティに直接変換することはできません。しかし、げっ歯類モデルを用いた前臨床試験では、膝関節は皮膚に近く、軟部組織の被覆は最小限に抑えられています。したがって、FRIはマウスの膝関節におけるプロテアーゼ活性を検出するための有効なツールです。
結論として、非侵襲的ACL損傷は、マウスでPTOAを開始するための簡単で再現性のある方法を提供します。また、この傷害法は、プロテアーゼ活性化プローブおよび蛍光反射イメージングの使用を容易にし、OA進行中のマウス関節における炎症性プロテアーゼ活性の経時的変化および大きさをin vivoで測定します。今後の研究では、これらの技術と市販されている複数の近赤外蛍光活性化プローブを使用して、年齢、性別、遺伝的背景の異なるマウスのOA進行メカニズムを調べたり、関節損傷後のOA進行を遅らせたり予防したりするための潜在的な治療法を評価したりする可能性があります。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
著者は何も開示していません。
Acknowledgments
この出版物で報告された研究は、国立衛生研究所の一部である国立関節炎および筋骨格系皮膚疾患研究所によって、賞番号R01 AR075013の下で支援されました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10x Phosphate-Buffered Saline | Tissue Protech | PBS01-32R | or equivalent |
| Air Anesthetia System | Isoflurane vaporizor with induction chamber and nose cone | ||
| Buprenorphine | Analgesic post-injury | ||
| Depilatory Cream | Veet | B001KYPZ4G | or equivalent |
| Fixtures | Custom-made knee fixture, ankle fixture, and platform | ||
| IVIS Spectrum | Perkin Elmer | 124262 | Can also use comparable optical imaging system |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Corporation | 06-666 | or equivalent |
| Living Image software | Perkin Elmer | ||
| Materials testing systems | TA Instruments | Electroforce 3200 or equivalent | |
| ProSense680 | Perkin Elmer | NEV10003 | Can also use other probes such as OsteoSense, MMPSense, Cat K, AngioSense, etc. |
| Sterile Syringe with Needle | Spectrum Chemical Mfg. Corp. | 550-82231-CS | Covidien 1 mL TB Syringe with 28 G x 1/2 in. Needle, Sterile or equivalent |
| Uniaxial load cell | TA Instruments | 20 N capacity | |
| Vortex-Genie 2 | Scientific Industries, Inc. | SI-0236 | or equivalent |
| WinTest software | TA Instruments | compatible with Electroforce 3200 |
References
- Deshpande, B. R., et al. Number of persons with symptomatic knee osteoarthritis in the us: impact of race and ethnicity, age, sex, and obesity. Arthritis Care & Research (Hoboken. 68 (12), 1743-1750 (2016).
- Carbone, A., Rodeo, S. Review of current understanding of post-traumatic osteoarthritis resulting from sports injuries. Journal of Orthopaedic Research. 35 (3), 397-405 (2017).
- Thomas, A. C., Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Palmieri-Smith, R. M.
- Wang, L. J., Zeng, N., Yan, Z. P., Li, J. T., Ni, G. X. Post-traumatic osteoarthritis following ACL injury. Arthritis Research & Therapy. 22 (1), 57 (2020).
- Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
- Kamekura, S. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis Cartilage. 13 (7), 632-641 (2005).
- Ma, H. L., et al. Osteoarthritis severity is sex dependent in a surgical mouse model. Osteoarthritis Cartilage. 15 (6), 695-700 (2007).
- Malfait, A. M., et al. ADAMTS-5 deficient mice do not develop mechanical allodynia associated with osteoarthritis following medial meniscal destabilization. Osteoarthritis Cartilage. 18 (4), 572-580 (2010).
- Yang, S., et al. Hypoxia-inducible factor-2alpha is a catabolic regulator of osteoarthritic cartilage destruction. Nature Medicine. 16 (6), 687-693 (2010).
- Moodie, J. P., Stok, K. S., Muller, R., Vincent, T. L., Shefelbine, S. J. Multimodal imaging demonstrates concomitant changes in bone and cartilage after destabilisation of the medial meniscus and increased joint laxity. Osteoarthritis Cartilage. 19 (2), 163-170 (2011).
- Li, J., et al. Knockout of ADAMTS5 does not eliminate cartilage aggrecanase activity but abrogates joint fibrosis and promotes cartilage aggrecan deposition in murine osteoarthritis models. Journal of Orthopaedic Research. 29 (4), 516-522 (2011).
- Shapiro, F., Glimcher, M. J. Induction of osteoarthrosis in the rabbit knee joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 147, 287-295 (1980).
- Meacock, S. C., Bodmer, J. L., Billingham, M. E.
- Armstrong, S. J., Read, R. A., Ghosh, P., Wilson, D. M. Moderate exercise exacerbates the osteoarthritic lesions produced in cartilage by meniscectomy: a morphological study. Osteoarthritis Cartilage. 1 (2), 89-96 (1993).
- Pastoureau, P., Leduc, S., Chomel, A., De Ceuninck, F. Quantitative assessment of articular cartilage and subchondral bone histology in the meniscectomized guinea pig model of osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 11 (6), 412-423 (2003).
- Wancket, L. M., et al. Anatomical localization of cartilage degradation markers in a surgically induced rat osteoarthritis model. Toxicologic Pathology. 33 (4), 484-489 (2005).
- Karahan, S., Kincaid, S. A., Kammermann, J. R., Wright, J. C. Evaluation of the rat stifle joint after transection of the cranial cruciate ligament and partial medial meniscectomy. Comparative Medicine. 51 (6), 504-512 (2001).
- Kamekura, S., et al. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society. 13 (7), 632-641 (2005).
- Jones, M. D., et al. In vivo microfocal computed tomography and micro-magnetic resonance imaging evaluation of antiresorptive and antiinflammatory drugs as preventive treatments of osteoarthritis in the rat. Arthritis & Rheumatology. 62 (9), 2726-2735 (2010).
- Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 23 (10), 1627-1638 (2015).
- Christiansen, B. A., et al. Musculoskeletal changes following non-invasive knee injury using a novel mouse model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 20 (7), 773-782 (2012).
- Lockwood, K. A., Chu, B. T., Anderson, M. J., Haudenschild, D. R., Christiansen, B. A. Comparison of loading rate-dependent injury modes in a murine model of post-traumatic osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Research. 32 (1), 79-88 (2014).
- Satkunananthan, P. B., et al. In vivo fluorescence reflectance imaging of protease activity in a mouse model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 22 (10), 1461-1469 (2014).
- Hsia, A. W., et al. Post-traumatic osteoarthritis progression is diminished by early mechanical unloading and anti-inflammatory treatment in mice. Osteoarthritis Cartilage. 29 (12), 1709-1719 (2021).
- Zhang, H., et al. Biochromoendoscopy: molecular imaging with capsule endoscopy for detection of adenomas of the GI tract. Gastrointestinal Endoscopy. 68 (3), 520-527 (2008).
- Gounaris, E., et al. Live imaging of cysteine-cathepsin activity reveals dynamics of focal inflammation, angiogenesis, and polyp growth. PLoS One. 3 (8), e2916 (2008).
- Sheth, R. A., Mahmood, U. Optical molecular imaging and its emerging role in colorectal cancer. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 299 (4), G807-G820 (2010).
- Clapper, M. L., et al. Detection of colorectal adenomas using a bioactivatable probe specific for matrix metalloproteinase activity. Neoplasia. 13 (8), 685-691 (2011).
- Nahrendorf, M., et al. Dual channel optical tomographic imaging of leukocyte recruitment and protease activity in the healing myocardial infarct. Circulation Research. 100 (8), 1218-1225 (2007).
- Jaffer, F. A., et al. Optical visualization of cathepsin K activity in atherosclerosis with a novel, protease-activatable fluorescence sensor. Circulation. 115 (17), 2292-2298 (2007).
- Jaffer, F. A., Libby, P., Weissleder, R. Optical and multimodality molecular imaging: insights into atherosclerosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (7), 1017-1024 (2009).
- Razansky, D., et al. Multispectral optoacoustic tomography of matrix metalloproteinase activity in vulnerable human carotid plaques. Molecular Imaging and Biology. 14 (3), 277-285 (2012).
- Hsia, A. W., et al. Osteophytes and fracture calluses share developmental milestones and are diminished by unloading. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 699-710 (2018).
- Blaker, C. L., Little, C. B., Clarke, E. C. Joint loads resulting in ACL rupture: Effects of age, sex, and body mass on injury load and mode of failure in a mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 35 (8), 1754-1763 (2017).
- Murata, K., et al. Controlling joint instability delays the degeneration of articular cartilage in a rat model. Osteoarthritis Cartilage. 25 (2), 297-308 (2017).
- Murata, K., et al. Controlling Abnormal joint movement inhibits response of osteophyte formation. Cartilage. 9 (4), 391-401 (2018).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S.
- Kokubun, T., et al. Effect of changing the joint kinematics of knees with a ruptured anterior cruciate ligament on the molecular biological responses and spontaneous healing in a rat model. The American Journal of Sports Medicine. 44 (11), 2900-2910 (2016).
- Bhatti, F. U., et al. Characterization of non-invasively induced post-traumatic osteoarthritis in mice. Antioxidants (Basel). 11 (9), 1783 (2022).
- Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Laboratory Animals (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
